JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

عرض هو بروتوكول لإنتاج أنواع مختلفة من الآفات العصب المتوسط (MN) وإصلاح في الفئران. بالإضافة إلى ذلك، يوضح البروتوكول كيفية تقييم الانتعاش الوظيفي للعصب باستخدام العديد من الاختبارات السلوكية غير الباضعة والقياسات الفسيولوجية.

Abstract

الهدف الرئيسي من هذا التحقيق هو إظهار كيفية إنشاء وإصلاح أنواع مختلفة من آفات العصب المتوسط (MN) في الفئران. وعلاوة على ذلك، يتم تقديم طرق مختلفة لمحاكاة العلاج الطبيعي بعد الجراحة. يتم استخدام استراتيجيات موحدة متعددة لتقييم الانتعاش الحركي والحسي باستخدام نموذج MN من آفة الأعصاب الطرفية وإصلاحها ، مما يسمح بمقارنة سهلة للنتائج. يتم تضمين العديد من الخيارات لتوفير بيئة تشبه العلاج الطبيعي بعد الجراحة للفئران التي خضعت لإصابات MN. وأخيرا، توفر الورقة طريقة لتقييم استرداد MN باستخدام العديد من الاختبارات غير الغازية (أي اختبار استيعاب، اختبار وخز دبوس، اختبار المشي سلم درجة، اختبار تسلق الحبل، وتحليل مسار المشي)، والقياسات الفسيولوجية (التصوير الشعاعي بالأشعة تحت الحمراء، الإلكترونيوروروميغرافيا، تقييم قوة المرن، والمرن كاربي شعاعي تحديد الوزن العضلي). ومن ثم، يبدو هذا النموذج مناسبا بشكل خاص لتكرار سيناريو سريري، مما يسهل استقراء النتائج للنوع البشري.

على الرغم من أن العصب الوركي هو العصب الأكثر دراسة في أبحاث الأعصاب الطرفية، وتحليل الفئران MN يقدم مزايا مختلفة. على سبيل المثال ، هناك انخفاض في حدوث الانقباضات المشتركة والتشويه التلقائي للأطراف المصابة في دراسات الآفات MN. وعلاوة على ذلك، لا تغطي MN من قبل الجماهير العضلية، مما يجعل تشريحها أسهل من ذلك من العصب الوركي. بالإضافة إلى ذلك ، لوحظ انتعاش MN في وقت أقرب ، لأن MN أقصر من العصب الوركي. أيضا، MN لديه مسار مواز للعصب الزندي في الذراع. وبالتالي ، يمكن استخدام العصب الزندي بسهولة كالكسب غير المشروع للأعصاب لإصلاح إصابات MN. وأخيرا، يقع MN في الفئران في الطرف الأمامي، أقرب إلى الطرف العلوي البشري. في البشر ، والطرف العلوي هو موقع معظم الآفات العصبية الطرفية.

Introduction

تحدث آفات الأعصاب الطرفية بانتظام نتيجة للصدمة أو العدوى أو التهاب الأوعية الدموية أو المناعة الذاتية أو الأورام الخبيثة و/أو العلاج الإشعاعي1،2. لسوء الحظ، إصلاح الأعصاب الطرفية لا تزال تقدم نتائج لا يمكن التنبؤ بها سريريا ومخيبة للآمال في كثير من الأحيان3,4. هناك إجماع واسع النطاق على أن هناك حاجة إلى أبحاث أساسية ومترجمة كبيرة لتحسين احتمال المتضررين4،5،6،7.

يظهر الفئران MN أوجه تشابه كبيرة مع أن من البشر8,9 (الشكل 1). ينشأ هذا العصب من الضفيرة البشية في المنطقة الإبطية ، وينحدر إلى الجانب المتوسط من الذراع ، ويصل إلى الكوع ، وتفرع إلى غالبية العضلات في المقصورة البطنية للساعد. تصل MN إلى اليد ، حيث تُحَدَر عضلات thenar وأول عضلات ينشبى بالإضافة إلى جزء من جلد يد الجرذ9 (الشكل 1).

باستخدام الفئران MN، فمن الممكن لتكرار على نحو كاف الآفات العصبية الطرفية في البشر10،11،12. هذا العصب لديه العديد من المزايا البحثية المحتملة بالنسبة للعصب الوركي المستخدمة عادة. لأن MN يقع في الجزء الأمامي من الفئران (أقرب إلى الأطراف العليا البشرية)، يمكن أن تتلف تجريبيا مع تأثير أصغر بكثير على رفاهية الفئران، بالمقارنة مع العصب الوركي، الذي يبطن جزءا كبيرا من الطرف الحوضي13. بالإضافة إلى ذلك ، في البشر معظم الآفات السريرية تحدث في الطرف العلوي ، والذي يتوافق مع طرف الفأر الأمامي10،11،12،14،15،16.

هذه الورقة تبين كيفية إنتاج أنواع مختلفة من الآفات MN في الفئران. وعلاوة على ذلك، يتم تقديم طرق مختلفة لمحاكاة العلاج الطبيعي بعد الجراحة. وأخيراً، يتم وصف اختبارات لتقييم الانتعاش الوظيفي للMN. هناك العديد من الاستراتيجيات الموحدة المتاحة لتقييم الانتعاش الحركي والحسي باستخدام نموذج MN من آفة الأعصاب الطرفية وإصلاحها ، مما يسمح بمقارنة سهلة للنتائج. نموذج MN مناسب بشكل خاص لتكرار السيناريو السريري ، مما يسهل استقراء النتائج للنوع البشري.

Protocol

وقد وافقت اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها واللجنة الأخلاقية في كلية الطب بجامعة نوفا، لشبونة، البرتغال (08/2012/CEFCM) على جميع الإجراءات المتعلقة بالمواد الحيوانية.

1. متوسط جراحة الأعصاب

ملاحظة: اتبع تقنية العقيم أثناء الجراحة. استخدام أدوات الحماية الشخصية (PPE) وارتداء ثوب جراحي معقم17. الأوتوكلاف جميع الأدوات الجراحية المطلوبة قبل الجراحة (انظر جدول المواد).

  1. استخدم فئران ويستار التي يبلغ عمرها 12 أسبوعًا. قم بتزويدهم بطعام الإعلانية والمياه مع 12 ساعة دورات داكنة فاتحة 7 أيام قبل الجراحة. قبل التخدير، قم بوزن الجرذ لتحديد كمية التخدير المطلوبة.
  2. حقن الفئران بحقن داخل البيرينيتونية لخليط من الكيتامين (40-80 ملغم/كغ من وزن الجسم) وxylazine (5-10 ملغم/كغ من وزن الجسم). تحقق من عمق التخدير من خلال عدم الاستجابة لقرصة إصبع القدم وعن طريق مراقبة معدل التنفس في جميع أنحاء الإجراء بأكمله18،19. توفير مسكن إضافي إذا لوحظ معدل تنفسية أكثر من 110 دورة / دقيقة أو استجابة المحرك لقرص إصبع القدم18،20.
  3. حقن 1 ملغ / كجم من ميلوكسيكام تحت الجلد لتوفير مسكن وقائي20،21.
  4. لتجنب كشط القرنية أثناء الجراحة، ضعي هلام العيون على كلتا العينين.
  5. استخدام كريم إزالة الشعر لإزالة الشعر على الجانب المتوسط على اليمين. بمجرد الانتهاء من ذلك، يغسل مع المالحة الدافئة لإزالة كريم17.
  6. وضع الفئران في موقف supine على وسادة التدفئة. تطبيق فرك اليود أو الكلورهيكسيدين الجراحية القائمة على موقع العملية. اتركه لمدة 15 سنة على الأقل ثم امسحه بالإيثانول. كرر التطبيق 3x. تأكد من أن الفرك على اتصال مع الجلد لمدة 2 دقيقة على الأقل قبل الشروع في الجراحة.
    ملاحظة: اتصل بسلطة مكافحة العدوى في وحدة البحث الخاصة بك للحصول على بروتوكولات بديلة لمنع العدوى في الموقع الجراحي19.
  7. انحني المنطقة الجراحية17.
    ملاحظة: تنفيذ جميع الإجراءات في ظل ظروف معقمة صارمة19.
  8. غرس الجلد في الجانب المتوسط من الذراع اليمنى والمنطقة الصدرية إلى الطائرة اللفافية العميقة ، باستخدام شفرة مشرط رقم 15. تكي بعناية أي الأوعية النزيف باستخدام cautery الكهربائية.
  9. تقسيم بعناية اللفافة brachial، الذي يقدم على أنها غمد أبيض تغطي العضلات، وذلك باستخدام ثيرموكتوتيري أو زوج من مقص حادة، مع الحرص على عدم تلف الهياكل الوعائية والعصبية في الجانب الأوساطي من الذراع.
  10. فتح زوج من مقص بصراحة تحت الإدراج الطرفي للعضلات الصدرية الرئيسية، من أجل ندف هذه العضلات بعيدا عن الشريان الإبطائي الكامنة والوريد، وكذلك من الفروع الطرفية للضفيرة brachial.
  11. تقسيم إدخال العضلات الصدرية الرئيسية مع cautery الكهربائية. فضح وقسم العضلات الصدرية طفيفة.
  12. تشريح بصراحة MN من الأوعية brachial ومن العصب الزندي بدءا من المنطقة الإبطية حتى الكوع. وهذا يسمح بالتعرض للفروع الطرفية المختلفة للضفيرة brachial ، وهي الوسيط ، والزندي ، وشعاعي ، والأعصاب الإبطانية والعضلية(الشكل 2).
  13. فصل مجموعات تجريبية مختلفة كما هو موضح أدناه.
    1. إنشاء مجموعة الشام من خلال تشريح فقط MN.
    2. إنشاء مجموعة سحق عن طريق ضغط MN في الجزء الأوسط من الذراع لمدة 15 ق باستخدام عدد 5 ملقط الجراحة المجهرية، أو أداة مماثلة22،23.
    3. إنشاء مجموعة الختان باستخدام زوج من مقص الجراحة المجهرية لاستئصال شريحة 10 مم طويلة من الجزء المركزي من MN في الذراع. Ligate الجذع القريب من العصب مع غرزة النايلون 8/0 لمنع نمو محورعصبي.
    4. إنشاء مجموعة الكسب غير المشروع باستخدام 10 مم طويلة الجزء من MN وصفها في الخطوة الأخيرة وتناوب عليه 180 درجة. خياطة جذوعها القريبة والبعيدة من MN مقطعة إلى الكسب غير المشروع العصب باستخدام قطع 10/0 غرز النايلون.
  14. إغلاق جرح الجلد باستخدام انقطاع 5/0 غرز النايلون10،24.
  15. توفير مسكن اتبعد العملية الجراحية مع 7 مل من الاسيتامينوفين بنكهة الكرز مختلطة مع 43 مل من مياه الصنبور25 للحصول على تركيز 4.48 ملغ / مل في زجاجات المياه البلاستيكية 50 مل المتاحة للفئران الإعلانية libitum لمدة 3 أيام25.

2- الإسكان والعلاج الطبيعي

  1. السماح للفئران بملامسة أجهزة العلاج الطبيعي قبل 2-4 أسابيع من الجراحة، من أجل ضمان تكيف أسهل وأسرع مع إعدادات التمرين. تنفيذ التمارين باتباع الإجراءات المفصلة أدناه.
  2. مرة واحدة في اليوم، وضع كل الفئران داخل مجال العلاج الطبيعي الفردية، وبعد ذلك وضع الكرة في غرفة مع عدد قليل من العقبات. اسمح للفئران بالبحث واستكشف الغرفة بحرية لمدة نصف ساعة.
  3. منزل الفئران بشكل فردي في أقفاص الانفرادي مع المدمج عجلات الجري لمساعدتهم على ممارسة.
  4. تشكيل مجموعات من 4-5 الحيوانات وإيواء هذه المجموعات في أقفاص شخصية. تخصيص الأقفاص من خلال بما في ذلك سلالم، والحبال، وعجلات الجري، وغيرها من العناصر الغنية بالبيئة.
  5. إعادة الفئران الفردية إلى أقفاص شخصية في اليوم التالي للجراحة.
  6. استئناف تمارين العلاج الطبيعي بعد 3 أيام من الجراحة.

3. الاختبارات الوظيفية

  1. قبل أسبوع واحد من البدء في إجراء الاختبارات الوظيفية ، تعرف على الفئران بيعامل الطعام لاستخدامها كتعزيز إيجابي. توفير هذه التعزيزات بعد الانتهاء بنجاح من كل اختبار، قبل وبعد الجراحة. بعد فترة التدريب الأولية التي تبلغ 3 أسابيع، استأنف جميع الاختبارات بعد أسبوع واحد من الجراحة.
  2. إجراء الاختبارات في المساء، عندما تكون الفئران بشكل طبيعي أكثر نشاطا. استئناف الاختبارات بعد أسبوع واحد من الجراحة.
  3. أداء اختبار استيعاب عن طريق وضع الفئران على شبكة ورفعه من ذيله، والسماح لها الاستيلاء على الشبكة مع forepaws لها11،26. تعيين درجة "إيجابية" إذا كان الجرذ يمكن الاستيلاء على الشبكة مع كل من الالأمامية. تعيين درجة "سلبية" إذا كان الجرذ لا يمكن الاستيلاء على الشبكة مع مخلب المصاب.
    ملاحظة: يشير اختبار الاستيعاب الإيجابي إلى أن المكون الحركي للMN يعمل16،27.
  4. تنفيذ اختبار وخز دبوس28,29.
    1. جعل منصة بلاستيكية مع 4 ملم × 4 ملم نمط الشبكة المربعة. تقديم الدعم لهذه الشبكة مع إطار معدني طويل 21 سم.
    2. ضع الجرذ على المنصة وغطي الشبكة بصندوق بلاستيكي شفاف مقاس 15.5 سم × 15.5 سم× 11 سم. انتظر لبضع دقائق حتى تهدأ الأنشطة العادية (على سبيل المثال، الاستمالة الاستكشافية والرئيسية).
    3. بدء الاختبار عندما يكون الجرذ ثابتًا ويقف على الكفوف الأربعة.
    4. مع مساعدة من مرآة، إدراج مقياس الهزال (على سبيل المثال، عدد 4 فون فراي الشعر مع قوة الانحناء من 25 ز) من خلال شبكة وكزة الجانب البفار من البالخان في إقليم الجلد من MN(الشكل 1). كرر التقييم 5x على كل مخلب بدلا من ذلك، الانتظار بضع ثوان بعد كل تقييم.
    5. تحقق من الانحناء من فون فراي خيوط30 للتقييم الصحيح. تسجيل الردود الانسحاب على النحو التالي: "0" لأي استجابة الانسحاب، "1" إذا كان الجرذ يزيل ببطء مخلب من خيوط، "2" إذا كان الجرذ يستجيب بسرعة إلى التحفيز ويزيل مخلب أو يلعق مخلب.
      ملاحظة: إذا لوحظ حدوث التّصيّاب والعض للخيوط تكرار المحفزات، لأنّ هذه الاستجابات تُعتبر غامضة.
  5. دورات تدريبية
    ملاحظة: تدريب الفئران يوميا لمدة 3 أسابيع قبل إجراء الجراحة في المساء في بيئة الإضاءة المنخفضة. ويوصى دورات تدريبية خاصة لتسلق حبل، سلم درجة، واختبارات المسارات المشي. ويمكن القيام بذلك في الترتيب المعروض من قبل، بدءا من اختبار تسلق الحبل، سلم درجة، وأخيرا اختبار مسارات المشي. السماح لنفس الحيوان بضع دقائق من الراحة قبل اختبار جديد.
    1. خلال الأسبوع الأول، ضع الجرذ على الثلث الأخير من السلم/ الحبل/الممر، بالقرب من مدخل الصندوق. شرط الحيوان للتحرك نحو فتح مربع عن طريق لمس بلطف و / أو سحب غيض من ذيله. توفير علاج الطعام للفئران بمجرد دخوله إلى الصندوق، مما يسمح له ببعض الثواني من الراحة قبل تكرار الاختبار. كرر ذلك 5x كل يوم لمدة 5 أيام.
    2. خلال الأسبوع الثاني، ضع الحيوان على الثلث الثاني من السلم / الحبل / الممر كرر الخطوات في 3.5.1.
    3. خلال الأسبوع الثالث، ضع الجرذ في الجزء السفلي من السلم / الحبل / الممر، على الجانب الآخر من مدخل الصندوق. كرر الخطوات في 3.5.1، ولكن فقط مكافأة الحيوان عندما يكمل الاختبار بشكل صحيح.
  6. إجراء اختبار درجة سلم.
    ملاحظة: يتم استخدام هذا الاختبار لتقييم قوة الطرف الأمامي، والانطلاق، ووضع، والتنسيق31.
    1. ضع الجرذ في الجزء السفلي من السلم (120 سم × 9 سم × 2 سم مع 18 خطوة 1.5 سم سميكة، متباعدة 4 سم عن بعضها البعض) وتلمس بلطف ذيل الجرذ. تأكد من وضع السلم بميل 10 درجات ويؤدي إلى فتحة 13.20 سم × 11 سم على صندوق خشبي داكن 31.5 سم × 35 سم × 35 سم.
    2. بدء الموقت مرة واحدة يبدأ الجرذ تسلق السلم ووقف جهاز ضبط الوقت مرة واحدة مشنف ة الجرذ يعبر مدخل مربع.
    3. سجل الوقت وكرر الاختبار 3x، كل فصل على الأقل من قبل فاصل زمني 1 دقيقة.
  7. تسلق الحبل
    ملاحظة: يتم استخدام هذا الاختبار لتقييم قوة التماهي، والتي تعتمد على MN الاسترداد32.
    1. وضع الجرذ في الجزء السفلي من الحبل وإقناعه لتسلق عن طريق لمس بلطف ذيله. بدء الموقت مرة واحدة يبدأ الحيوان التسلق ووقفها في اللحظة التي يعبر فيها مخطي الفئران مدخل المنصة.
    2. لكل اختبار، سجل الوقت الذي استغرقه الصعود إلى المنصة وعدد زلات من مخلب الجرحى في حين أن الجرذ يصعد الحبل. النظر في الاختبار صالح إذا كان الحيوان لا يتردد أثناء المهمة أو لا يتوقف عن التسلق. تزويد الجرذ بوجبة خفيفة بعد أداء المهمة بشكل صحيح.
    3. سجل الوقت وكرر الاختبار 3x، كل فصل على الأقل من قبل فاصل زمني 1 دقيقة.
  8. مسارات المشي
    ملاحظة: يتم استخدام هذا الاختبار لتقييم استرداد المحرك الأمامي33،34.
    1. قم بإعداد جهاز يتكون من ممشى محصور طوله 16.5 سم في الارتفاع × 8.7 سم في العرض × 43 سم في الطول. تأكد من أن يؤدي ذلك إلى فتحة مستطيلة 8.8 سم × 8.2 سم في أحد جدران خشبية سوداء مقاس 23 سم × 36 سم × 28 سم مربع. وتشمل باب انزلاق عمودي لإغلاق مدخل مربع بسرعة. وتشمل أعلى قابلة للإزالة لاستخدامها لاسترجاع الفئران33،34.
    2. ضع قطعة من ورق الرسم البياني على أرضية الممر. الاستيلاء على الفئران من ذيله والسماح لها عقد فرشاة اللوحة غارقة في الأزرق الميثيلين. وضع الجرذ عند مدخل الممر لجعله يمشي داخل منطقة الجزاء. قم بإزالة ورق الرسم البياني من أرضية الممر وكرر الاختبار حتى يتم الحصول على انطباع تمثيلي جيد لكلا الالأمامية.
    3. من المطبوعات التي تم الحصول عليها، حدد واحدة مع واضحة مطبوعات مخلب متتالية، وتصويرها في شكل tiff أو jpeg، وقياس المعلمات التالية باستخدام برنامج الوصول المفتوح فيجي35.
      ملاحظة: أولاً، معايرة كل صورة باستخدام العلامات في ورق الرسم البياني(تحليل | تعيين مقياس) ثانيا، تحويل كل صورة إلى تنسيق 8 بت(صورة | نوع | 8 بت). بعد ذلك، استخدم أداة التحديد المستطيلة لتحديد طباعة مخلب. اقتصاص هذا الجزء من الصورة(صورة | المحاصيل). في كل صورة، قم بتمييز البصمات الكفوية وإزالة الخلفية عن طريق تحديد الصورة(صورة | ضبط | العتبة).
      1. قياس عامل الموقف عن طريق قياس منطقة انطباع مخلب. استخدم أداة التحديد المستطيلة لتحديد طباعة مخلب واضغط على التحكم + M.
      2. قياس عامل طول الطباعة عن طريق قياس أطول طول لانطباع الكفوف (للخطوات 3.8.3.2-3.8.3.6، استخدم أداة اختيار الخط المستقيم لاختيار النقطتين الأكثر بعدًا واضغط على التحكم + M).
      3. قياس عامل انتشار الإصبع عن طريق قياس أوسع عرض من الانطباع مخلب.
      4. قياس عامل انتشار الإصبع المتوسط عن طريق قياس أوسع عرض بين الإصبعين الثاني والثالث.
      5. قياس طول خطوة من خلال قياس المسافة بين النقاط المتجانسة من الانطباعات مخلب المتعاقبة على جانب معين.
      6. قياس قاعدة الدعم عن طريق قياس المسافة المتعامدة بين الجزء المركزي من انطباع الكفو واتجاه الحركة29،33،36.
        ملاحظة: تنفيذ آخر قياسين في اثنين من أزواج من الانطباعات مخلب الثنائية المتتالية التمثيلية33.

4- القياسات الفسيولوجية

  1. التصوير بالأشعة تحت الحمراء (IRT)37،38،39.
    1. تأكد من أن درجة حرارة الغرفة التي سيتم إجراء القياسات فيها تتراوح بين 18 درجة مئوية و25 درجة مئوية باستخدام مقياس حرارة حراري رقمي عادي بدقة حرارة 0.1 درجة مئوية. تأكد من عدم وجود مصادر حرارة كبيرة (مثل أجهزة الكمبيوتر أو الثلاجات).
    2. تكييف الفئران عن طريق جلبها إلى غرفة التقييم 2 ساعة قبل التقييم. قبل بدء التجربة، قم بتجريب الجرذ كما هو موضح أعلاه (الخطوات 1.3-1.6) أو اتباع بروتوكول المؤسسة. تحقق من عدم وجود استجابة لقرصة إصبع القدم قبل بدء التجربة.
    3. قم بتشغيل الكاميرا الحرارية بالأشعة تحت الحمراء 15 دقيقة قبل الاستحواذ ولا تقم بإيقاف تشغيلها أثناء التقييمات. تعيين المعلمة البذّة للكاميرا لتتناسب مع جلد الجرذ (=0.98)37،40،41.
    4. ضع الجرذ على دورسوم على سطح نظيف ومستقر مع إسفنجة البولي إيثيلين. ضمان عدم وجود مواد عاكسة وغيرها من المصادر المحتملة للقطع الأثرية. إصلاح الالأمامية بعناية في التأنيب مع الشريط الغراء الوجه المزدوج. أدخل ميزان حرارة رقمي بطول 2 سم داخل المستقيم لمراقبة درجة حرارة الجرذ الوسطى أثناء جميع التقييمات.
    5. عقد الكاميرا الحرارية في زاوية 90 درجة و 30 سم المسافة من الفئران. ركز الكاميرا على جسم الحيوان بأكمله الحصول على ثلاث صور التصوير الشعاعي بالأشعة تحت الحمراء متباعدة 30 ق بعيدا.
    6. نقل الصور الحرارية المكتسبة إلى جهاز كمبيوتر وتحليلها باستخدام برامج التحليل. تحديد درجة حرارة سطح البلتار لكلا الالأمامية باستخدام منطقة مستطيلة ثابتة ذات أهمية (على سبيل المثال، 9 × 11 بكسل) في منطقة البلتار في MN، على سبيل المثال في وسط أول وسادة قدم ميتاكاربال(الشكل 1). باستخدام برنامج أدوات FLIR المجاني ، حدد الثيرموغرافيا عن طريق النقر المزدوج عليه. على شريط الأدوات اليسرى حدد الزر"إضافة أداة قياس مربع"ورسم مستطيل من 9 * 11 بكسل على منطقة البلطار من كل من الالأمامية. أثناء ضبط المستطيل يمكن تأكيد بُعده بالبكسل. أداء ذلك على كل من الالأمامية. على الجانب الأيمن من الصورة العثور على درجات الحرارة القصوى والدنيا والمتوسطة.
    7. على عائد الاستثمار الذي تم رسمه مسبقًا ، انقر فوق الحق وحدد التصدير. ثم يتم تصدير متوسط، الحد الأقصى، والحد الأدنى من درجات الحرارة، فضلا عن مصفوفة من درجات الحرارة من العائد على الاستثمار إلى وثيقة .csv. ويمكن استكشاف هذه البيانات في وقت لاحق باستخدام برامج تحليل البيانات.
  2. تقييم الإلكترون يوروروميوغرافي (ENMG)
    1. قم بإعداد محفز كهربائي. الشريط زوج من الإبر الوخز بالإبر المتاح (0.25 ملم × 25 ملم) مع مقاومة لا تذكر [<1 Ο]) و 25 ملم بينهما لخلق أقطاب كهربائية للتحفيز. الآن قم بتوصيل المحفز والقطب بوحدة اكتساب البيانات لأخذ الإشارات الواردة وتحويلها إلى إشارات رقمية يمكن معالجتها باستخدام برنامج الكمبيوتر.
    2. إجراء التقييمات في نفس الغرفة، ودائما تحت نفس الظروف البيئية الخاضعة للرقابة42،43،44. قرصة الكُرَبَة لضمان أن الفئران هي عميق المنقوص قبل البدء في الحصول على البيانات.
      ملاحظة: التخدير العميق له أهمية قصوى لتقليل التباين المرتبط بالحركات الطوعية التلقائية و/ أو غير الطوعية من قبل الفئران43.
    3. كشف MN على كلا الجانبين تحت المجهر الجراحي كما هو موضح في الخطوات 1.8-1.13. استخدم شفرة مشرط رقم 15 لإطالة شقوق البراتشيال في الساعدين مع شق خط وسطي بالبطن.
    4. فضح الجانب السطحي من العضلات التسامي flexordigitum عن طريق فصل بصراحة اللفافة antebrachial النائية باستخدام مقص القزحية. أدخل الإبرة الأرضية في عضلة الفيانتورز الرباعية في الطرف الخلفي الأيسر لتوصيل قابس إشارة الأرض.
    5. تبدأ مع الالأمامية اليمنى ووضع أقطاب التسجيل في البطن العضلات flexor digitorum من الكبوب ة من الكبو والقطب التحفيز يقرب من موقع الآفة في MN. بلل هذه الأقطاب الكهربائية مع المالحة.
    6. تأكد من تعيين البرنامج على النحو التالي: منفذ إدخال القناة 1 (CH1) - المحفز إلى 0-10 V؛ وقناة ميناء الإدخال 2 (CH2) - EMG إلى 30-1,000 هرتز. ابدأ باختيار سعة تحفيز ية تبلغ 10 مللي فولت وسجل إمكانات عمل العضلات المركبة CMAPs معدل عينة 50 كيلو هرتز لمدة 40,000 مللي ثانية زيادة تدريجية في سعة التحفيز في 10 mV خطوات حتى تصل إلى 2,000 مللي فولت. كرر الشيء نفسه للمخلب الأيسر42،43،44.
      ملاحظة: يتم تضخيم الإشارة إلى 1000 x وتصفيتها باستخدام نطاق 30-1000 هرتز. يتم تعيين إخراج التحفيز لنبض واحد مع مدة 1 مللي ثانية42،43،44.
    7. افتح الملف المسجل في برنامج جهاز التسجيل.
      ملاحظة: بشكل افتراضي، ستظهر الشاشة نوافذ السحب في الأعلى باللون الأحمر، ونبضات المحفز، وأدناه باللون الأزرق مسجل ENMGs. يسمح انزلاق شريط التمرير الأفقي أسفل مقياس الوقت بتصور السجل الكامل. الأداتان الرئيسيتان ، أداة التكبير وأداة I-Beam ، على الجانب الأيمن السفلي من اللوحة. باستخدام Zoom أداةالتكبير ، فمن الممكن لتحسين التصور من CMAPs واستكشاف الرسومات. لضمان ملاءمة جيدة على شاشة التصور، قد يكون من الضروري ضبط الشاشة بعد التكبير. للقيام بذلك، حدد العرض| أشكال الموجات على مقياس تلقائي. تسمح أداة I-beam باختيار مناطق محددة من الرسوم البيانية وأداء القياسات المطلوبة. على رأس الرسوم البيانية، هناك ثلاث نوافذ صغيرة حيث يتم عرض القياسات. P-P يظهر متوسط قيمة السعة للمنطقة المحددة بالفولت (سواء في سجل المحفز أو في ENMGs)، في حين تعرض Delta-T الفاصل الزمني لهذا التحديد.
    8. قياس المعلمات من إمكانات عمل العضلات المركبة (CMPAs ، الموضحة في الجدول 1)باستخدام أدوات القياس الهومونيموس من قابس البرنامج في "صندوق الأدوات للتصنيف غير الخاضع للإشراف لـ MUAPs وإمكانات العمل في EMG"45.
    9. لكل الفئران، وتحديد الحد الأدنى من قيمة الجهد التحفيز ية التي بعد ذلك لا يزيد سعة CMAPs أكثر من ذلك. تبدأ من التحفيز 0.05 mV، وإعطاء المحفزات المتزايدة المتعاقبة في الفولتية الإضافية من 0.05 mV.
    10. تطبيق التحفيز 20٪ فوق هذا الجهد من أجل الحصول على قيمة تحفيز فوق ماكسيمال.
    11. بعد تحديد القيمة الأخيرة وتطبيق التحفيز المقابل، قم بتسجيل معلمات CMAPs التالية.
  3. تقييم قوة المرونة
    1. استخدام نفس الأقطاب المحفزة والتحفيز لتحفيز التيار الكهربائي MN كما هو الحال في الخطوة 4.2. تعيين قناة الإدخال CH1 كمحفز (0-10 V) وإعدادات الإخراج لمدة المحفزات من 30 ثانية مع نبضات من 1 مللي ثانية وتردد 1 هرتز. ربط مقياس دينامومتر، مع دقة d = 0.001 N إلى جهاز كمبيوتر.
      ملاحظة: يمكن الحصول على التصور في الوقت الحقيقي للبيانات عن طريق بناء قطعة من القوة في كل مرة (N /s) باستخدام البرنامج المثبت سابقا على الكمبيوتر والمرتبطة دينامومتر46.
    2. ضع الجرذ كما هو موضح في الخطوة 4.1.4. ضع حلقة خياطة حريرية 5/0 من خلال المساحة الانسية الثانية لكلا الالأمامية. إرفاق حلقة خياطة إلى هوك دينامومتر والصدارة الانحياز مع دينامومتر دون وضع ضغط مفرط على خط خياطة.
    3. إصلاح مخلب كونتربينب مع الشريط لتجنب تدخلات الحركة زائفة في قراءات دينامومتر.
    4. تعيين دينامومتر إلى الصفر عن طريق النقر على زر الصفر.
    5. ضبط المحفز لتحفيز السعة فوق القصوى من 1.5 V عن طريق ضبط عقدة الجهد.
    6. على جهاز الكمبيوتر، افتح البرنامج AFH-01. فتح فاصل"الجهاز"وحدد الجهاز FH5. إنشاء ملف جديد("القياسات1"هو الاسم الذي يطلق بشكل افتراضي) وإعادة تسمية الملف.
    7. وضع القطب على الجزء القريب من MN، انقر على اللعب في الجزء السفلي من البرنامج، وسجل سحب على دينامومتر لمدة 30 s.
    8. استيراد القيم التي تم الحصول عليها إلى برنامج تحليل البيانات. احسب قيم القوة القصوى والمتوسط والمنطقة الموجودة تحت المنحنى (AUC) للرسم البياني الزمني للقوة x لكل تقييم.
    9. كرر للمخلب الأيسر.
  4. وزن العضلات
    1. القتل الرحيم الفئران تحت التخدير العام exsanguination47،48.
    2. حصاد مرن كاربي شعاعي العضلات من كلا الساعدين، تشريح العضلات من أصلها حتى إدراج وتر الذهول، وذلك باستخدام شفرة مشرط رقم 15.
    3. وزن العضلات مع مقياس الدقة9،49.

النتائج

تم تقسيم ما مجموعه 34 فئرانًا عشوائيًا إلى المجموعات التالية: الشام (n = 17) والختان (n = 17) وترقيع الأعصاب (n = 10) للعملية. جميع الفئران نجت من الجراحة وفترة ما بعد الجراحة دون أحداث. بعد أسبوع واحد من الجراحة ولمدة 100 يوم لاحقة ، خضعت جميع الحيوانات للاختبارات الوظيفية المذكورة أعلاه مرة واحدة في الأسبوع. وفيما يلي وصف للنتائج التمثيلية لكل اختبار من هذه الاختبارات.

اختبار الاستيعاب

وكانت نسبة الجرذان ذات الاستجابة الإيجابية في اختبار الاستيعاب هي الأعلى بالنسبة لمجموعة الشام. هذه القيمة زادت تدريجيا مع مرور الوقت في الفئران من سحق ومجموعات الكسب غير المشروع الأعصاب (الشكل 3).

دبوس وخز اختبار

الفئران من مجموعة الشام كان أفضل الدرجات في اختبار وخز دبوس التراكمي بالنسبة للفئران من مجموعة الكسب غير المشروع العصب. وكان كل من عشرات أفضل من الفئران في مجموعة الختان (الشكل 4).

سلم تشغيل اختبار

كانت سرعة الفئران في اختبار تشغيل السلم أعلى في مجموعة الشام منها في الفئران التي تعرضت لآفة MN. من بين هذا الأخير ، كان وقت تشغيل السلم يميل إلى الانخفاض بمرور الوقت ، بالتوازي مع استرداد MN(الشكل 5).

اختبار الحبل

وكما هو الحال في اختبار تشغيل السلم، كان الوقت الذي استغرقته الجرذان لتسلق الحبل أقصر في مجموعة الشام مقارنة بالجماعات التي أصيبت فيها الحركة الوطنية. زادت سرعة الفئران في هذا الاختبار عندما سمح MN لاسترداد(الشكل 6).

تحليل مسار المشي

تحليل مسارات المشي تميل إلى إظهار التغيرات في مورفولوجيا بصمات مخلب(الشكل 7). وكانت هذه التغييرات في كثير من الأحيان أكثر وضوحا في إصابات سحق مما كانت عليه في الآفات العصبية مجزأة50.

التصوير الشعاعي بالأشعة تحت الحمراء

كان التصوير الشعاعي مفيدًا عند فحص اختلافات درجة الحرارة بين الالأمامية في أول 30 يومًا بعد الجراحة. وكانت الاختلافات في درجة الحرارة أكثر وضوحا في الفئران مع MN أكثر تضررا، كما هو الحال في تلك من مجموعة الختان (الشكل 8 والشكل 9).

تصوير إلكتروني يوروروميغرافيا

يلخص الجدول 1 الأهمية البيولوجية لقياسات التصوير الإلكتروني الأوروبي، ويقدم نتائج تمثيلية لمختلف المجموعات التجريبية. لوحظت أنماط مختلفة مع الإلكترونيوروروميغرافيا. كان CMAP العادي نموذجيًا لفأر من مجموعة الشام ، في حين ارتبط CMAP متعدد المراحل بدرجة متغيرة من آفة MN ، كما هو الحال في سحق ومجموعات الكسب غير المشروع العصبي (الشكل 10). وفي مجموعة الختان، لم يلاحظ أي من هذه الأفرقة.

قوة المرونة في المعصم

وبالنظر إلى أن مرونة المعصم تعتمد بشكل رئيسي على MN، تم استخدام هذا الاختبار لتقييم انتعاش المحرك في أراضي هذا العصب. كانت قوة الانثناء المعصم الأقرب إلى الوضع الطبيعي عندما كان الانتعاش القصوى(الشكل 11).

وزن العضلات والمورفولوجيا

الوزن والمورفولوجيا من العضلات شعاعي الكارب المرن كانت تعتمد على الانتعاش MN, كما هو مُرص هذه العضلات حصرا من قبل MN9,10. وهكذا، لوحظ الوزن الطبيعي والمورفولوجيا في مجموعة الشام. ولوحظ فقدان الوزن والتروفيس العضلات في سحق, الكسب غير المشروع الأعصاب, ومجموعات الختان (الشكل 12).

figure-results-4003
الشكل 1: التمثيل التخطيطي لتشريح العصب الوسيط للجرذ.
(1)أصل وإنهاء العصب المتوسط في دماغ الفئران (المنطقة الخضراء = منطقة المحرك الرئيسي؛ المنطقة الزرقاء = المنطقة الحسية الأولية). (2)المقطع العرضي من الحبل الشوكي في مستوى الجزء C7؛ (3)العصب الاكسيسيلي؛ (4)العصب العضلي؛ (5)العصب الشعاعي؛ (6)العصب المتوسط؛ (7)العصب الزل؛ (8)فرع البحر الطيل من الذراع؛ (9)فرع البحر الطيل للساعد؛ (10)الشريان الاكسيسيلي؛ (11)الشريان البراشي؛ (12)الشريان المتوسط؛ (13)الشريان الشعاعي السطحي؛ (14)الشريان الزندي؛ (15)فرع المحرك من العصب المتوسط للعضلات بوناطور تيرز؛ (16)فرع المحرك من العصب المتوسط لالعضلات شعاعي الكارب المرن؛ (17)فرع المحرك من العصب المتوسط إلى العضلات السطحية الرقمية المرنة؛ (18)فرع موتور من العصب المتوسط إلى العضلات profundus الرقم المرن؛ (19)الفرع الحسي للعصب المتوسط إلى منطقة ثنار؛ (20)شريان البمار المشترك للمسافة البينية الأولى؛ (21)الشريان الرقمي الشعاعي بالماهار من الرقم الأول؛ (22)فرع المحرك من العصب المتوسط للعضلات thenar; (23)قوس الشريان بالمار؛ (24)شعاعي بالمزار العصب الرقمي من الرقم الأول؛ (25)أولنار بالمازار العصب الرقمي من الرقم الأول؛ (26)شريان البمار المشترك للمسافة البينية الثالثة؛ (27)فروع موتور من الأقسام الطرفية للعصب المتوسط إلى العضلات القطنية الثلاثة الأولى؛ (28)أولنار بالمازار الأعصاب الرقمية من الأرقام الثانية والثالثة والرابعة؛ (29)أولنار بالمار الشرايين الرقمية إلى الرقمين الرابع والخامس؛ (30)الأعصاب الرقمية شعاعية البفار من الأرقام الثانية والثالثة والرابعة؛ (31)الشريان الرقمي الشعاعي بالماهار من الرقم الخامس؛ (32)منطقة الجلد من العصب المتوسط في الالأمامية (منطقة المعلّمة الزرقاء). يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-6377
الشكل 2: صورة للطرف الأمامي الأيمن للفأر تظهر التشريح الجراحي للعصب الوسيط في مناطق الذراع والإبطان.
Cr, cranial; لي ، وسائط يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-6806
الشكل 3: النسبة المئوية للفئران التي لديها اختبار فهم إيجابي في المجموعة التجريبية المختلفة على مدى فترة 100 يوم بعد الجراحة. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-7233
الشكل 4: تقييم Nociception باستخدام نتائج اختبار وخز دبوس تراكمية في المخلب الذي تم تشغيله تم تطبيعه إلى مخلب كونترأضلاع في المجموعات التجريبية المختلفة.
تمثل القضبان الرأسية فواصل ثقة بنسبة 95%. تشير الخطوط الأفقية في الجزء العلوي من الشكل إلى اختلافات ذات دلالة إحصائية بين المجموعات التجريبية، ***p<0.001. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-7846
الشكل 5: متوسط السرعة في اختبار تشغيل السلم في المجموعات التجريبية المختلفة.
تمثل القضبان الرأسية فواصل ثقة بنسبة 95%. تشير العلامات النجمية في الجزء العلوي من الشكل إلى اختلافات ذات دلالة إحصائية بين المجموعات، *p<0.001. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-8372
الشكل 6: متوسط سرعة التسلق في اختبار الحبل في مجموعات الشام والختان.
تمثل القضبان الرأسية فواصل ثقة بنسبة 95%. تظهر العلامات النجمية في الجزء العلوي من الشكل اختلافات ذات دلالة إحصائية بين المجموعات، *p<0.05؛ ** p<0.01. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-8914
الشكل 7: معلمات مسار المشي في المجموعات التجريبية المختلفة.
يتم التعبير عن القيم على الطرف الذي يتم تشغيله كنسب مئوية من الوسائل التي يتم تطبيعها إلى الطرف المقابل. (أ)عامل الموقف؛ (ب)طول الطباعة؛ (C)عامل انتشار الإصبع؛ (د)عامل انتشار الإصبع المتوسط؛ (ه)طول خطوة؛ (و)قاعدة الدعم. تمثل القضبان الرأسية فواصل ثقة بنسبة 95%. تشير الخطوط الأفقية في الجزء العلوي من الشكل إلى اختلافات ذات دلالة إحصائية بين المجموعات التجريبية. D30، D60، D90 = 30، 60، و 90 يوما بعد الجراحة، * p <0.05; **p<0.01; p<0.001. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-9820
الشكل 8: متوسط الفرق في درجة الحرارة المسجل بواسطة التصوير الشعاعي بالأشعة تحت الحمراء.
تمثل قطع المساحة المربعة فرق درجة الحرارة بين منطقة البمار للعصب الوسيط على الجانب التشغيلي (الجانب الأيمن) والجانب المقابل (يسار) في مجموعات الشام (n = 17) والختان (n = 17) ، *p <0.05؛ ** p<0.01. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-10427
الشكل 9: نمط التصوير الشعاعي بالأشعة تحت الحمراء النموذجي لكائن من مجموعة الختان خلال أول 45 يومًا بعد الجراحة. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-10840
الشكل 10: الأنماط النموذجية لإمكانات عمل العضلات المركبة (CMAPs) من الحيوانات من مجموعات شام والأعصاب الكسب غير المشروع 90 يوما بعد الجراحة. Please click here to view a larger version of this figure.

figure-results-11350
الشكل 11: تقييم قوة مرونة المعصم على كل من الالأمامية 90 يوما بعد الجراحة في مجموعات تجريبية مختلفة.
تم تقييم قوة المرونة في المعصم باستخدام المنطقة تحت المنحنى (AUC) على مدى فترة زمنية 30 ق واستخدام التحفيز فوق الكزازي. تشير الخطوط الرأسية إلى فواصل ثقة بنسبة 95%. الخطوط الأفقية في الجزء العلوي من الشكل تسلط الضوء على الاختلافات الهامة إحصائيا بين المجموعات، ** ف<0.01. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-12037
الشكل 12: فليكسمور كاربي شعاعي الوزن العضلي والمظهر العياني بعد 100 يوم من الجراحة.
(أ)قطع المؤامرات مربع تصور تطبيع المرن كاربي شعاعي الوزن العضلي في مجموعات تجريبية مختلفة، ** ف < 0.01؛ p<0.001. (ب)صور للعضلات على الجانبين الأيمن والأيسر في مجموعات شام وإكسسيسون التجريبية. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

المعلمهأهمية المعلمةمجموعة الشاممجموعة الختانمجموعة NG
عتبة التحفيز العصبي (٪ )تقييم تجديد الأعصاب، حيث أن هناك الحد الأدنى من الألياف العصبية اللازمة لإنتاج إما CMAP أو تقلص العضلات مرئية12 281.63 ± 271.655359.98 ± 3466.522108.12 ± 2115.13
عتبة تحفيز المحرك (٪ )تقييم تجديد الأعصاب، حيث أن هناك الحد الأدنى من الألياف العصبية اللازمة لإنتاج إما CMAP أو تقلص العضلات مرئية12 462.52 ± 118.911694.10 ± 503.241249.50 ± 503.24
زمن الوصول (في المائة)تقييم سرعة التوصيل العصبي في أسرع الألياف العصبية ، وهذا يعني أكبر ألياف المائل44 113.55 ± 25.04N/A132.80 ± 69.95
سرعة النقل العصبي العضلي (٪ )تقييم سرعة التوصيل العصبي في أسرع الألياف العصبية ، وهذا يعني أكبر ألياف المائل44 92.01 ± 20.88N/A91.30 ± 26.51
سعة CMAPs (٪ )تقييم عدد وحدات المحركات المتكاملة34 110.63 ± 45.66N/A41.60 ± 24.84
مدة CMAPs (٪ )تقييم تزامن التعصيب العضلي ، والذي يعتمد على درجة إعادة التداخلية العضلية وmyelination من الألياف الحركية الداخلية44،45 101.12 ± 23.92N/A151.06 ± 54.52
NG، الكسب غير المشروع للأعصاب
CMAPs،مركب قدرات عمل العضلات.
N/A،غير قابل للتطبيق
يتم التعبير عن كافة المعلمات كنسب مئوية من متوسط القيم المخالفة.
يتم التعبير عن المتغيرات الرقمية كمتوسط الانحراف المعياري ± .

الجدول 1: تقييم الإلكترون الأوروبي في نهاية التجربة.

Discussion

تقدم هذه الورقة بروتوكولًا لإنشاء أنواع مختلفة من آفات MN وإصلاحها في الفئران. بالإضافة إلى ذلك ، فإنه يوضح كيفية تقييم الانتعاش الوظيفي لهذا العصب باستخدام العديد من الاختبارات السلوكية غير الغازية والقياسات الفسيولوجية.

وتجدر الإشارة إلى أن العديد من الاختبارات الوظيفية الموصوفة في هذه الورقة ، وهي اختبار تشغيل السلم واختبار الحبل ، تعتمد بشكل كبير على استعداد الجرذ لأداء المهمة مع توقع الحصول على مكافأة الغذاء51،52،53. تجدر الإشارة إلى أن سلالات الفئران معينة أكثر قابلية للتدريب وأداء استنساخي في هذا النوع من الاختبارات51،52،53. على سبيل المثال، لويس الفئران أداء ضعيف في هذه الاختبارات على حد سواء في مرحلة التدريب وبعد ذلك51،52،53.

يجب أن يسمح إسكان الفئران بحرية واسعة في الحركة بالاتفاق مع سلوكهم الاستكشافي الطبيعي ، بالإضافة إلى السماح للحيوانات التجريبية بالاطلاع على بعض العناصر الموجودة في الاختبارات الوظيفية19. ولذلك، تظهر أشكال مختلفة من السكن تسمح بحرية أعلى في التنقل. يتم تخصيص الأقفاص الكبيرة مع عناصر التخصيب التي يتم استخدامها لاحقًا في الاختبارات الوظيفية (على سبيل المثال ، الحبال والسلالم).

يمكن القول، هذه العناصر التخصيب وكذلك الأقفاص مع عجلات تشغيل مدمجة ومجالات التدريب الفردية توفير شكل من أشكال العلاج الطبيعي بعد الجراحة مماثلة لتلك المقدمة للمرضى الإنسان تعمل على الجهاز العصبي المحيطي10.

بشكل ملحوظ ، على الرغم من أن بعض المؤلفين يدعون إلى تشريح الأنسجة تحت الجلد واللفافة العضلية بصراحة أو عن طريق القطع النظيف مع مشرط رقم 15 ، يوصى باستخدام الحرارة عند تشريح هذه الهياكل لتقليل خطر ورم دموي بعد الجراحة.

تجدر الإشارة إلى أنه تم وضع العديد من الاختبارات لاختبار جوانب مختلفة من إصلاح الأعصاب الطرفية في الفئران ، وهي التجديد المحوري ، وإعادة الإحياء المستهدف ، والانتعاش الوظيفي ، وبعضها خارج نطاق هذه الدراسة29،54،5555،56. على سبيل المثال ، يتم استخدام التحليل الحركي29،36،55 والتقييم الهسمورمتر29،36،57 على نطاق واسع من قبل مؤلفين متعددين. بالإضافة إلى ذلك، العديد من هذه الاختبارات تنطوي على اختلافات لتحقيق أقصى قدر من الكفاءة و / أو الاستنساخ54. على سبيل المثال، يمكن تقييم علم الألزميد الميكانيكي (أي تقييم الاستجابات للمحفزات الميكانيكية المؤلمة) نوعياً باستخدام خيوط فون فراي معينة، كما هو موضح في هذه الورقة، أو باستخدام خيوط فون فراي الأقوى تباعاً، أو حتى استخدام الأجهزة الإلكترونية التي تطبق ضغوطاً متزايدة حتى يتم ملاحظة استجابة سحب30،,54.

وبالمثل، على الرغم من أن العديد من المؤلفين استخدام تحليل مسار المشي لتقييم إصلاح العصب الأمامي في الفئران، ويقول مؤلفون آخرون أن آفات MN واحد تفشل في كثير من الأحيان لإنتاج تغييرات قابلة للاستنساخ في pawprints10،58،59. وعلاوة على ذلك، ذكر البعض أن هذه التغييرات قد لا تكون متناسبة مع استعادة العضلات10,60. مع الأخذ في الاعتبار، دعا بعض الباحثين إلى استخدام تحليل مسار المشي في الالأمامية أساسا عند تقييم الانتعاش بعد سحق آفات نيف بدلا من بعد إعادة بناء الأعصاب مجزأة10،50،61.

يستخدم على نطاق واسع اختبار التمسك لتقييم استعادة المحرك للعضلات التي تسيطر عليها MN16,27. لضمان توحيد واستنساخ البيانات التي تم الحصول عليها مع هذا الاختبار، يوصى بتطبيق اختبار الاستيعاب باستخدام المنهجية الراسخة التي اقترحها برتيلي وآخرون16. ومع ذلك، يختلف البروتوكول الحالي في أنه لا شل بشكل روتيني مخلب كونترترافيل لمنع الإجهاد لا مبرر له11،27. تجدر الإشارة أيضا إلى أن المؤلفين الآخرين، بعد شل مخلب غير مصاب، تقييم كمي اختبار استيعاب باستخدام دينامومتر أو مقياس27،56. ومع ذلك ، قد يتأثر هذا التقييم الكمي بالقوة التي يطبقها الباحث على ذيل الجرذ26. وعلاوة على ذلك، فمن الصعب التمييز بين القوة التي تولدها العضلات المرن الرقمية (الداخلية فقط من قبل MN في الفئران والكائن من اختبار استيعاب9)من القوة التي تنتجها flexors المعصم، والتي تشمل الزنجار الفاتن الكارب الذي يتلقى innervation من العصب الزندي9،10،27. من أجل محاولة للتحايل على هذه التحيزات المحتملة، يستخدم هذا البروتوكول مقياس ترتيبي مشابه لمقياس مجلس البحوث الطبية المستخدمة عادة لتصنيف قوة العضلات في البشر10،11،62. بدلا من ذلك، وصف مؤلفون آخرون تقييمًا مفصلًا للفهم باستخدام تحليل الفيديو ونظام تسجيل يستند إلى الفيديو11،63.

عيب محتمل من استخدام MN بالمقارنة مع العصب الوركي هو أن كمية أكبر من المعلومات المتاحة بشأن العصب الأخير. وهذا بدوره يمكن أن يجعل مقارنة البيانات التي تم الحصول عليها مع MN مع تلك التي من الأعمال التجريبية السابقة أكثر صعوبة46،48،64. بالإضافة إلى ذلك، أصغر حجم MN بالمقارنة مع العصب الوركي يجعل التلاعب الجراحي أكثر تحديا8،12،27،56،65.

على عكس المنهجية الموصوفة في هذه الورقة، يمكن إجراء تقييم الإلكترونيوروروميغرافيباستخدام أقطاب احتكارية عبر الجلد وضعت في الذراع ومناطق ثنار51. على الرغم من كونها أقل الغازية، وهذا الأسلوب يحمل خطر الارتباك المحتملة بسبب إمكانية تحفيز العصب الزندي في منطقة الذراع9،51.

يتفق معظم المؤلفين على أن ليس كل الاختبارات المستخدمة في الفئران توفر نتائج متوافقة ، حيث يعتمد إصلاح الأعصاب الطرفية على مجموعة معقدة من العوامل ، تتألف من بقاء الخلايا العصبية ، واستطالة المحاور والتقليم ، ومتشابك ، واستعادة ناجحة للأعضاء الحسية والوحدات الحركية ، ولدونة الدماغ7،10،50،66،67.

وأخيرا، تجدر الإشارة إلى أن التحذير الهام من نماذج القوارض هو أن الأعصاب الطرفية الفئران هي أقرب بكثير إلى أعضائها نهاية ولها مناطق أصغر بكثير عبر المقطع من الهياكل البشرية المتجانسة. ومع ذلك ، فإن هذا الفرق في الحجم يضمن بيانات تجريبية أسرع في القوارض ، ومن المتوقع أن تكون النتائج العامة الأفضل في الفئران بالمقارنة مع البشر68. في الواقع، العديد من المؤلفين يحذرون من أنه يجب استخدام الرعاية عند محاولة استقراء البيانات التجريبية التي تم الحصول عليها في إصلاح الأعصاب الطرفية باستخدام القوارض للبشر7,69. تعتبر نماذج الرئيسيات أكثر قابلية للمقارنة70. ومع ذلك، يرتبط استخدامها مع القيود الأخلاقية واللوجستية والميزانية المزعجة71.

على الرغم من أن العصب الوركي هو العصب الأكثر استخداما في أبحاث الأعصاب الطرفية، والفئران MN يقدم مزايا متعددة. على سبيل المثال ، ترتبط آفات MN بإصابة أصغر من الانقباضات المشتركة والتشويه التلقائي للمخلب المصاب11،12،16،56. بشكل ملحوظ، استئصال تلقائي بعد استئصال العصب الوركي يصيب 11-70٪ من الفئران. وهذا قد يجعل التقييمات الحالية مثل مؤشر الوركي المستحيل14. وهذا بدوره يجعل تقدير عدد الحيوانات المطلوبة للحصول على قوة إحصائية معينة مرهقة15.

وبالإضافة إلى ذلك، كما MN أقصر من العصب الوركي، لوحظ انتعاش الأعصاب عاجلا58،72،7373،74،75،76. وعلاوة على ذلك، لا تغطي MN من قبل الجماهير العضلية، مما يجعل تشريحها أسهل من الناحية الفنية من ذلك من العصب الوركي16. بالإضافة إلى ذلك، MN لديه مسار مواز للعصب الزندي في الذراع. وبالتالي، يمكن بسهولة استخدام العصب الزندي ككسب غير مشروع للأعصاب لإصلاح إصابات MN. وأخيرا ، في البشر ، تحدث معظم آفات الأعصاب الطرفية في الطرف العلوي ، مما يدعم استخدام هذا العصب في الفئران77،78.

يمكن القول، القوارض هي الحيوانات التجريبية الأكثر استخداما في عالم إصلاح الأعصاب الطرفية48،79. كما هو مبين، وMN الفئران هو نموذج مناسب من آفة الأعصاب الطرفية وإصلاح. في الواقع ، هناك استراتيجيات موحدة متعددة متاحة لتقييم الانتعاش الحركي والحسي ، مما يسمح بمقارنة أسهل للنتائج36،46،60،80،81،82. العديد من هذه الأساليب غير باضعة، مما يسمح للتقييم اليومي.

وعلاوة على ذلك، العلاج الطبيعي هو جزء من مستوى الرعاية للمرضى الذين يتعافون من إصابات الأعصاب الطرفية. كما هو موضح في هذه الورقة ، هناك استراتيجيات متعددة لتوفير بيئة تشبه العلاج الطبيعي بعد الجراحة للفئران المقدمة لإصابات MN4،5. وبالتالي ، فإن هذا النموذج مناسب بشكل خاص لتكرار السيناريو السريري ، مما يسهل استقراء النتائج للنوع البشري12،27،48،56،58،83.

كما هو مبين في هذه الورقة، تتوفر استراتيجيات موحدة متعددة لتقييم الانتعاش الحركي والحسي في نموذج MN للفأر. وغالبية هذه الإجراءات هي إجراءات غير باضعة، مما يسمح بإجراء تقييم متكرر. وعلاوة على ذلك، كما معظم الآفات العصبية المحيطية في الأنواع البشرية تحدث في الطرف العلوي، إعدادات العلاج الطبيعي التجريبيالمذكورة يمكن أن تحاكي على نحو أكثر ملاءمة الانتعاش في السياق السريري. يمكن القول إن هذا يمكن أن يسهل استقراء النتائج للنوع البشري ، مما يزيد من التحقق من استخدام هذا العصب في الفئران.

Disclosures

وليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

حصل ديوغو كاسال على منحة من برنامج التعليم الطبي المتقدم، الذي يرعاه فونداساو كالوست غولبنكيان، وفونداساو شامباليود، ومينيسيريريو دا ساودي إي فونداساو بارا سيينسيا إي تكنولوغيا، البرتغال. ويعرب المؤلفان عن امتنانهما الشديد للسيد فيليبي فرانكو على الرسم التوضيحي في الشكل 1. ويود المؤلفان أن يشكرا المساعدة التقنية التي تقدم بها السيد ألبرتو سيفيرينو في تصوير الفيديو وتحريره. وأخيراً، يود صاحبا البلاغ أن يشكرا السيدة سارة ماركيز على مساعدتها في جميع الجوانب اللوجستية المتعلقة باقتناء الحيوانات وصيانتها.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
AcetaminophenAmazonhttps://www.amazon.com/Childrens-Tylenol-grape-flavor-ages/dp/B0051VVVZG
Acland clampsFine Science Tools00398 Vhttp://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf
Acland Single Clamps B-1V (Pair)Fine Science Tools396http://www.merciansurgical.com
Biogel Surgical GlovesMedex Supply30465https://www.medexsupply.com
BSL AnalysisBIOPAC Systemshttps://www.biopac.com/
Castroviejo needle holdersFine Science Tools12565-14http://s-and-t.ne
Clamp applicatorFine Science ToolsCAF-4http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Constante voltage stimulatorBIOPAC SystemsSTM200https://www.biopac.com/product/constant-voltage-stimulator-unipolar-pulse/
Cutasept skin disinfectantBode Chemiehttp://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php
Dafilon 10-0G1118099http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816
Derf Needle Holders 12 cm TCFine Science Tools703DE12http://www.merciansurgical.com
Dry heat sterilizerQuirumed2432http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores
DynamometerSAUTERFH5https://www.sauter.eu/shop/en/measuring-instruments/force-measurement/FH-S/
Electroneuromiography setupBIOPAC SystemsMP36https://www.biopac.com/product/biopac-student-lab-basic-systems/
Ethilon 5-0W1618http://www.farlamedical.co.uk/
FLIR SoftwareFLIR
Graeffe forceps 0.8 mm tips curvedFine Science Tools11052-10http://www.finescience.de
Graph paperAmbar
Heat Lamp HL-1Harvard Apparatus727562https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613
Heparin Sodium Solution (Heparin LEO 10000IU/ml)Universal Drugstorehttp://www.universaldrugstore.com/medications/Heparin+LEO/10000IU%2Fml
High-Temperature CauteryFine Science ToolsAA03http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp
Homeothermic Blanket System with Flexible ProbeHarvard Apparatus507220Fhttps://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613
Infrared cameraFLIRE6http://www.flir.eu/instruments/e6-wifi/
Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine)Fine Science Tools7973http://www.millermedicalsupplies.com
Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUTFine Science ToolsEA7613-11http://www.merciansurgical.com
Ketamine hydrochloride/xylazine hydrochloride solutionSigma- AldrichK113https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/k113?lang=pt&region=PT
Lacri-lube Eye Ointment 5gExpress ChemistLAC101Fhttp://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html
Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUTFine Science ToolsEA7652-14http://www.merciansurgical.com
MeloxicamRecropharmaMobichttps://www.recropharma.com/product-pipeline/meloxicam
Methylene Blue solutionSigma- Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/catalog/product
Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108Fine Science ToolsJF-5http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109Fine Science ToolsJFA-5bhttp://www.merciansurgical.com
Micro retractorFine Science ToolsRS-6540http://www.finescience.de
Micro Scissors Round Handles 15 cm StraightFine Science Tools67http://www.merciansurgical.com
Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124Fine Science ToolsD-5a.2http://www.merciansurgical.com
Monosyn 5-015423BRhttp://www.mcfarlanemedical.com.au/15423BR/SUTURE-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php
Normal saline for irrigationHospira, Inc.0409-6138-22http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&fq=contentType%3AProducts
Operating microscopeLeica Surgical Microsystemshttp://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/
Skin Skribe Surgical Skin MarkerMoore Medical31456https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/&PG=CTL&CS=HOM&FN=ProductDetail&PID=1740&spx=1
SnacksVersele-LagaComplete Crock-Berryhttp://www.versele-laga.com/en/complete/products/complete-crock-berry
Straight mosquito forcepFine Science Tools91308-12http://www.finescience.de
Surgical drapesBarrier800430http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/
Veet Sensitive Skin Hair Removal Cream Aloe Vera and Vitamin E 100 mlVeethttp://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/

References

  1. Lad, S. P., Nathan, J. K., Schubert, R. D., Boakye, M. Trends in median, ulnar, radial, and brachioplexus nerve injuries in the United States. Neurosurgery. 66 (5), 953-960 (2010).
  2. Murovic, J. A. Upper-extremity peripheral nerve injuries: a Louisiana State University Health Sciences Center literature review with comparison of the operative outcomes of 1837 Louisiana State University Health Sciences Center median, radial, and ulnar nerve lesions. Neurosurgery. 65 (4), 11-17 (2009).
  3. Dy, C. J., Isaacs, J., Dy, C. J., Isaacs, J. . American Society for Surgery of the Hand surgical anatomy: nerve reconstruction Vol. 1. , (2017).
  4. Trehan, S. K., Model, Z., Lee, S. K. Nerve Repair and Nerve Grafting. Hand Clinics. 32 (2), 119-125 (2016).
  5. Boyd, K. U., Fox, I. K., Mackinnon, S. E. . Nerve surgery Vol. 1. , 75-100 (2015).
  6. Geuna, S., et al. Update on nerve repair by biological tubulization. Journal of Brachial Plexius Peripheral Nerve Injury. 9 (1), 3 (2014).
  7. Sulaiman, W., Gordon, T. Neurobiology of peripheral nerve injury, regeneration, and functional recovery: from bench top research to bedside application. Ochsner Journal. 13 (1), 100-108 (2013).
  8. Angelica-Almeida, M., et al. Brachial plexus morphology and vascular supply in the wistar rat. Acta Medica Portuguesa. 26 (3), 243-250 (2013).
  9. Bertelli, J. A., Taleb, M., Saadi, A., Mira, J. C., Pecot-Dechavassine, M. The rat brachial plexus and its terminal branches: an experimental model for the study of peripheral nerve regeneration. Microsurgery. 16 (2), 77-85 (1995).
  10. Casal, D., et al. Reconstruction of a 10-mm-long median nerve gap in an ischemic environment using autologous conduits with different patterns of blood supply: A comparative study in the rat. PLoS One. 13 (4), 0195692 (2018).
  11. Stößel, M., Rehra, L., Haastert-Talini, K. Reflex-based grasping, skilled forelimb reaching, and electrodiagnostic evaluation for comprehensive analysis of functional recovery-The 7-mm rat median nerve gap repair model revisited. Brain and Behavior. 7 (10), 00813 (2017).
  12. Manoli, T., et al. Correlation analysis of histomorphometry and motor neurography in the median nerve rat model. Eplasty. 14, 17 (2014).
  13. Ronchi, G., et al. The Median Nerve Injury Model in Pre-clinical Research - A Critical Review on Benefits and Limitations. Frontiers in Cellular Neuroscience. 13, 288 (2019).
  14. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  15. Charan, J., Kantharia, N. D. How to calculate sample size in animal studies. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).
  16. Bertelli, J. A., Mira, J. C. The grasping test: a simple behavioral method for objective quantitative assessment of peripheral nerve regeneration in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 58 (1-2), 151-155 (1995).
  17. Casal, D., et al. A Model of Free Tissue Transfer: The Rat Epigastric Free Flap. Journal of Visualized Experiments. (119), e55281 (2017).
  18. Bertens, A. P. M. G., Van Zuthphen, L. F., Baumas, V., Beymen, A. C. Anaesthesia, analgesia and euthanasia. Principles of Laboratory Animal Science. , 277-311 (2001).
  19. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. Journal of Visualized Experiments. (47), e2586 (2011).
  20. Lee-Parritz, D. Analgesia for rodent experimental surgery. Israel Journal of Veterinary Medicine. 62 (3), 74 (2007).
  21. Roughan, J. V., Flecknell, P. A. Evaluation of a short duration behaviour-based post-operative pain scoring system in rats. European Journal of Pain. 7 (5), 397-406 (2003).
  22. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments. (60), e3606 (2012).
  23. Ronchi, G., et al. Functional and morphological assessment of a standardized crush injury of the rat median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 179 (1), 51-57 (2009).
  24. Matsumine, H., et al. Vascularized versus nonvascularized island median nerve grafts in the facial nerve regeneration and functional recovery of rats for facial nerve reconstruction study. Journal of Reconstructive Microsurgery. 30 (2), 127-136 (2014).
  25. Mickley, A. G., Hoxha, Z., Biada, J. M., Kenmuir, C. L., Bacik, S. E. Acetaminophen Self-administered in the Drinking Water Increases the Pain Threshold of Rats (Rattus norvegicus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 45 (5), 48-54 (2006).
  26. Mandillo, S., et al. Reliability, robustness, and reproducibility in mouse behavioral phenotyping: a cross-laboratory study. Physiological Genomics. 34 (3), 243-255 (2008).
  27. Papalia, I., Tos, P., Stagno d'Alcontres, F., Battiston, B., Geuna, S. On the use of the grasping test in the rat median nerve model: a re-appraisal of its efficacy for quantitative assessment of motor function recovery. Journal of Neuroscience Methods. 127 (1), 43-47 (2003).
  28. Costa, L. M., Simoes, M. J., Mauricio, A. C., Varejao, A. S. Chapter 7: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part IV-kinematic gait analysis to quantify peripheral nerve regeneration in the rat. International Reviews in Neurobiology. 87, 127-139 (2009).
  29. Geuna, S., Varejao, A. S. Evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration. Journal of Neurosurgery. 109 (2), 360-362 (2008).
  30. Howard, R. F., Hatch, D. J., Cole, T. J., Fitzgerald, M. Inflammatory pain and hypersensitivity are selectively reversed by epidural bupivacaine and are developmentally regulated. Anesthesiology. 95 (2), 421-427 (2001).
  31. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  32. Thallmair, M., et al. Neurite growth inhibitors restrict plasticity and functional recovery following corticospinal tract lesions. Nature Neuroscience. 1 (2), 124-131 (1998).
  33. Brown, C. J., et al. Self-evaluation of walking-track measurement using a Sciatic Function Index. Microsurgery. 10 (3), 226-235 (1989).
  34. Hruska, R. E., Kennedy, S., Silbergeld, E. K. Quantitative aspects of normal locomotion in rats. Life Science. 25 (2), 171-179 (1979).
  35. Ferreira, T., Rasband, W. ImageJ user guide. ImageJ/Fiji. 1, 155-161 (2012).
  36. Dijkstra, J. R., Meek, M. F., Robinson, P. H., Gramsbergen, A. Methods to evaluate functional nerve recovery in adult rats: walking track analysis, video analysis and the withdrawal reflex. Journal of Neuroscience Methods. 96 (2), 89-96 (2000).
  37. Ludwig, N., Formenti, D., Gargano, M., Alberti, G. Skin temperature evaluation by infrared thermography: Comparison of image analysis methods. Infrared Physics & Technology. 62, 1-6 (2014).
  38. Bennett, G. J., Ochoa, J. L. Thermographic observations on rats with experimental neuropathic pain. Pain. 45 (1), 61-67 (1991).
  39. Wakisaka, S., Kajander, K. C., Bennett, G. J. Abnormal skin temperature and abnormal sympathetic vasomotor innervation in an experimental painful peripheral neuropathy. Pain. 46 (3), 299-313 (1991).
  40. Muntean, M. V., et al. Using dynamic infrared thermography to optimize color Doppler ultrasound mapping of cutaneous perforators. Medical Ultrasonography. 17 (4), 503-508 (2015).
  41. Shterenshis, M. Challenges to Global Implementation of Infrared Thermography Technology: Current Perspective. Central Asian Journal of Global Health. 6 (1), 289 (2017).
  42. Wilbourn, A. J., Mackinnon, S. E. . Nerve surgery Vol. 1. , 59-74 (2015).
  43. Wu, Y., Martínez, M. &. #. 1. 9. 3. ;. M., Balaguer, P. O., Turker, H. . Electrodiagnosis in New Frontiers of Clinical Research. , (2013).
  44. Werdin, F., et al. An improved electrophysiological method to study peripheral nerve regeneration in rats. Journal of Neuroscience Methods. 182 (1), 71-77 (2009).
  45. Sedghamiz, H., Santonocito, D. Unsupervised Detection and Classification of Motor Unit Action Potentials in Intramuscular Electromyography Signals. 2015 E-health and Bioengineering Conference IEEE. , 1-6 (2015).
  46. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  47. Carstens, E., Moberg, G. P. Recognizing pain and distress in laboratory animals. Ilar Journal. 41 (2), 62-71 (2000).
  48. Tos, P., et al. Chapter 4: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part I-experimental models. International Reviews in Neurobiology. 87, 47-79 (2009).
  49. Galtrey, C. M., Fawcett, J. W. Characterization of tests of functional recovery after median and ulnar nerve injury and repair in the rat forelimb. Journal of the Peripheral Nervous System. 12 (1), 11-27 (2007).
  50. Giusti, G., et al. Return of motor function after segmental nerve loss in a rat model: comparison of autogenous nerve graft, collagen conduit, and processed allograft (AxoGen). Journal of Bone and Joint Surgery American. 94 (5), 410-417 (2012).
  51. Stossel, M., Rehra, L., Haastert-Talini, K. Reflex-based grasping, skilled forelimb reaching, and electrodiagnostic evaluation for comprehensive analysis of functional recovery-The 7-mm rat median nerve gap repair model revisited. Brain and Behavior. 7 (10), 00813 (2017).
  52. Nikkhah, G., Rosenthal, C., Hedrich, H. J., Samii, M. Differences in acquisition and full performance in skilled forelimb use as measured by the 'staircase test' in five rat strains. Behavioral Brain Research. 92 (1), 85-95 (1998).
  53. Whishaw, I. Q., Gorny, B., Foroud, A., Kleim, J. A. Long-Evans and Sprague-Dawley rats have similar skilled reaching success and limb representations in motor cortex but different movements: some cautionary insights into the selection of rat strains for neurobiological motor research. Behavioral Brain Research. 145 (1-2), 221-232 (2003).
  54. Navarro, X. Functional evaluation of peripheral nerve regeneration and target reinnervation in animal models: a critical overview. European Journal of Neuroscience. 43 (3), 271-286 (2016).
  55. Costa, L. M., Simões, M. J., Maurício, A. C., Varejão, A. S. P. . International Review of Neurobiology. 87, 127-139 (2009).
  56. Ronchi, G., et al. Functional and morphological assessment of a standardized crush injury of the rat median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 179 (1), 51-57 (2009).
  57. Raimondo, S., et al. Chapter 5: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part II-morphological techniques. International Reviews in Neurobiology. 87, 81-103 (2009).
  58. Bontioti, E. K. M., Dahlin, L. B. Regeneration and functional recovery in the upper extermity of rats after various types of nerve injuries. Journal of the Peripheral Nervous System. 8, 159-168 (2003).
  59. Schönfeld, L. M., Dooley, D., Jahanshahi, A., Temel, Y., Hendrix, S. Evaluating rodent motor functions: Which tests to choose. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 83, 298-312 (2017).
  60. Urbancheck, M. S. Rat walking tracks do not reflect maximal muscle force capacity. Journal of Reconstructive Microsurgery. 15 (2), 143-149 (1999).
  61. Cudlip, S. A., Howe, F. A., Griffiths, J. R., Bell, B. A. Magnetic resonance neurography of peripheral nerve following experimental crush injury, and correlation with functional deficit. Journal of Neurosurgery. 96 (4), 755-759 (2002).
  62. Wang, Y., Sunitha, M., Chung, K. C. How to measure outcomes of peripheral nerve surgery. Hand Clinics. 29 (3), 349-361 (2013).
  63. Wang, H., Spinner, R. J., Sorenson, E. J., Windebank, A. J. Measurement of forelimb function by digital video motion analysis in rat nerve transection models. Journal of the Peripheral Nervous System. 13 (1), 92-102 (2008).
  64. Yanase, Y., Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. . Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. , 44-51 (2004).
  65. Barton, M. J., et al. Morphological and morphometric analysis of the distal branches of the rat brachial plexus. Italian Journal of Anatomy and Embryology. 121 (3), 240-252 (2016).
  66. Vincent, R., Slutsky, D. J., Hentz, V. R. Adult and obstetrical brachial plexus injuries. Peripheral Nerve Surgery: Practical applications in the upper extremity. , 299-317 (2006).
  67. Dahlin, L. B., Slutsky, D. J., Hentz, V. R. . Peripheral Nerve Surgery: Practical Applications in the Upper Extremity. , 1-22 (2006).
  68. Vargel, I., et al. A comparison of various vascularization-perfusion venous nerve grafts with conventional nerve grafts in rats. Journal of Reconstructive Microsurgery. 25 (7), 425-437 (2009).
  69. Grinsell, D., Keating, C. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
  70. Wang, D., et al. A simple model of radial nerve injury in the rhesus monkey to evaluate peripheral nerve repair. Neural Regeneration Research. 9 (10), 1041-1046 (2014).
  71. Casal, D., et al. Unconventional Perfusion Flaps in the Experimental Setting: A Systematic Review and Meta-Analysis. Plastic Reconstructive Surgery. 143 (5), 1003-1016 (2019).
  72. Bontioti, E. . End-to-side nerve repair. A study in the forelimb of the rat. , (2005).
  73. Bodine-Fowler, S. C., Meyer, R. S., Moskovitz, A., Abrams, R., Botte, M. J. Inaccurate projection of rat soleus motoneurons: a comparison of nerve repair techniques. Muscle Nerve. 20 (1), 29-37 (1997).
  74. Valero-Cabre, A., Navarro, X. H reflex restitution and facilitation after different types of peripheral nerve injury and repair. Brain Research. 919 (2), 302-312 (2001).
  75. Wall, P. D., et al. Autotomy following peripheral nerve lesions: experimental anaesthesia dolorosa. Pain. 7 (2), 103-111 (1979).
  76. Bertelli, J. A., Taleb, M., Saadi, A., Mira, J. C., Pecot-Dechavassine, M. The rat brachial plexus and its terminal branches: an experimental model for the study of peripheral nerve regeneration. Microsurgery. 16, 77-85 (1995).
  77. Wood, M. J., Johnson, P. J., Myckatyn, T. M., Mackinnon, S. E., Yee, A. . Nerve Surgery Vol. 1. , 1-40 (2015).
  78. Rosberg, H. E. Epidemiology of hand injuries in a middle-sized city in southern Sweden - a retrospective study with an 8-year interval. Scandinavian Journal of Plastic and Reconstructive Surgery and Hand Surgery. 38, 347-355 (2004).
  79. Gordon, T., Borschel, G. H. The use of the rat as a model for studying peripheral nerve regeneration and sprouting after complete and partial nerve injuries. Experimental Neurology. 287, 331-347 (2017).
  80. Bertelli, J. A., Ghizoni, M. F. Concepts of nerve regeneration and repair applied to brachial plexus reconstruction. Microsurgery. 26 (4), 230-244 (2006).
  81. Bertelli, J. A., Mira, J. C. Behavioural evaluating methods in the objective clinical assessment of motor function after experimental brachial plexus reconstruction in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 46, 203-208 (1993).
  82. Bertelli, J. A., Mira, J. C. The grasping test: a simple behavioral method for objective quantitative assessment of peripherla nerve regeneration in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 58 (1-2), 151-155 (1995).
  83. Ronchi, G., et al. Standardized crush injury of the mouse median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 188 (1), 71-75 (2010).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

158

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved