JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

הציג הוא פרוטוקול לייצר סוגים שונים של עצב החציוני (MN) נגעים ותיקון בחולדה. בנוסף, הפרוטוקול מראה כיצד להעריך את ההחלמה הפונקציונלית של העצב באמצעות מספר בדיקות התנהגותיות לא פולשנית ומדידות פיזיולוגית.

Abstract

המטרה העיקרית של החקירה הזאת היא להראות איך ליצור ולתקן סוגים שונים של העצב החציוני (MN) נגעים בחולדה. כמו-כן, מוצגות שיטות שונות להדמיית פיזיותרפיה. אסטרטגיות מרובות מתוקננת משמשות כדי להעריך את ההתאוששות מנוע וחישה באמצעות מודל MN של נגע העצבי היקפי ותיקון, ובכך מאפשר השוואה קלה של התוצאות. מספר אפשרויות כלולות לאספקת סביבה כמו פיזיותרפיה הניתוח לעכברושים שעברו פציעות MN. לבסוף, הנייר מספק שיטה כדי להעריך את ההתאוששות של MN באמצעות מספר בדיקות שאינן פולשני (כלומר, אוחז במבחן, מבחן הפין בדיקה, מבחן הליכה הסולם, מבחן טיפוס החבלים, ניתוח מסלול הליכה), ומדידות פיסיולוגיים (אינפרא אדום תרמוגרפיה, אלקטורגרפיה, גמישות הערכה, מכאן, מודל זה נראה מתאים במיוחד כדי לשכפל תרחיש קליני, הקלה על היווצרות התוצאות של המין האנושי.

למרות שעצב הירך הוא העצב הנלמד ביותר בחקר העצב ההיקפי, ניתוח החולדה מציג יתרונות שונים. לדוגמה, יש שכיחות מופחתת של כינון משותף והמשך של האיבר המושפע במחקרים של הנגע MN. יתרה מזאת, ה-MN אינו מכוסה בהמוני שרירים, והופך את הקרע שלו לקל יותר מזו של העצב השרירי. בנוסף, התאוששות MN נצפתה מוקדם יותר, כי ה-MN קצר יותר מעצב הירך. כמו כן, יש ל-MN נתיב מקביל לעצב הגומד בזרוע. מכאן, העצב האולמד ניתן להשתמש בקלות כמו שתל העצב לתיקון פציעות MN. לבסוף, MN בחולדות ממוקם forelimb, דומה הגפיים העליונות האנושית; בבני אדם, האיבר העליון הוא האתר של רוב נגעים העצב ההיקפית.

Introduction

נגעים עצביים היקפית להתרחש באופן קבוע כתוצאה של טראומה, זיהום, דלקת כלי דם, חסינות אוטומטית, ממאירות, ו/או הקרנות1,2. למרבה הצער, תיקון עצבי היקפי ממשיך להציג קלינית ומאכזבות לעתים קרובות תוצאות3,4. יש קונצנזוס נרחב כי מחקר בסיסי ומשמעותי בסיסיים עדיין יש צורך לשפר את האפשרות של אלה מושפעים4,5,6,7.

העכברוש מראה דמיון רב לזה של בני אדם8,9 (איור 1). שמקורם מקלעת הזרוע באזור השחי, העצב הזה יורד לתוך ההיבט האמצעי של היד, מגיע אל המרפק, ומסתעף לרוב השרירים בתא הגחוני של האמה. ה-MN מגיע אל היד, שם הוא innervates את השרירים האחרים ואת שני השרירים הlumbrical הראשונים, כמו גם חלק מעור היד של החולדה9 (איור 1).

באמצעות עכברוש MN, ניתן לשכפל בצורה כראוי נגעים עצביים היקפית בבני אדם10,11,12. לעצב זה יש כמה יתרונות מחקר פוטנציאליים ביחס לעצב בשימוש העצבי הגיד. מכיוון ש-MN ממוקם בפורליהבייט של חולדות (בדומה לגפיים העליונות האנושיות), ניתן לפגוע בניסויים עם השפעה קטנה הרבה יותר על רווחתם של החולדה, לעומת העצב הinnervates, המהווה חלק ניכר מאיבר אגן הירכיים13. בנוסף, אצל בני אדם הנגעים הקליניים ביותר מתרחשים הגפיים העליונות, אשר מתאים החולדה של העכברוש10,11,12,14,15,16.

נייר זה מראה כיצד לייצר סוגים שונים של נגעים MN בחולדה. יתר על כן, דרכים שונות לדמות פיזיותרפיה הניתוח מוצגים. לבסוף, בדיקות להערכת התאוששות תפקודית של MN מתוארים. יש מספר אסטרטגיות סטנדרטיות זמין כדי להעריך את ההתאוששות מנוע החישה באמצעות מודל MN של הנגע ותיקון העצבים ההיקפית, ובכך מתיר השוואה קלה של תוצאות. מודל MN מתאים במיוחד לשכפול התרחיש הקליני, הקלה על היווצרות התוצאות למין האנושי.

Protocol

כל ההליכים הכרוכים בנושאי בעלי חיים אושרו על ידי טיפול בעלי חיים מוסדיים ולהשתמש ועדה אתית בבית הספר לרפואה של אוניברסיטת נובה, ליסבון, פורטוגל (08/2012/CEFCM).

1. ניתוח עצבי חציוני

הערה: עקוב אחר טכניקה אספטי במהלך הניתוח. השתמש בכלי הגנה אישיים (PPE) וללבוש שמלת כירורגי סטרילי17. הקלזו את כל כלי הניתוח הנדרשים לפני הניתוח (עיין בטבלת החומרים).

  1. השתמש בחולדות. וויסטאר בגיל 12 שבועות מספקים להם מזון ומים לילבינום עם 12 מחזורים בהירים וכהים 7 ימים לפני הניתוח. לפני ההרדמה, לשקול את החולדה כדי לקבוע את כמות ההרדמה הנדרשת.
  2. באמצעות הזרקה של שילוב של קטמין (40 – 80 מ"ג/ק"ג משקל גוף) ו-xylazine (5 – 10 מ"ג/ק"ג). בדוק את עומק ההרדמה על ידי חוסר תגובה לצביטה בבוהן ועל ידי התבוננות בקצב הנשימה לאורך ההליך כולו18,19. לספק כאבים נוספים אם שיעור הנשימה מעל 110 מחזורים/מינימום או מנוע התגובה צובט הבוהן הוא ציין18,20.
  3. הכנס 1 מ"ג/ק"ג של מלוקסיאם תת-עורי לספק משככי כאבים מונעת20,21.
  4. כדי למנוע שחיקה בקרנית במהלך הניתוח, החילו ג'ל אופטלמולוגי על שתי העיניים.
  5. השתמש בקרם להסרת שיער על מנת להסיר את השיער על ההיבט המדיאלי בצד ימין. פעם עשיתי, לשטוף עם תמיסת מלח חם כדי להסיר את השמנת17.
  6. הנח את החולדה במצב פרקדן על כרית חימום. החלת יוד או הכלקסאידין מבוסס לקרצף כירורגי על האתר הפעיל. להשאיר אותו לפחות 15. ואז לנגב עם אתנול חזור על היישום 3x. ודא שהקרצוף במגע עם העור למשך 2 דקות לפחות לפני שתמשיך בניתוח.
    הערה: פנה לרשות בקרת הזיהומים ביחידת המחקר שלך עבור פרוטוקולים חלופיים כדי למנוע זיהום באתר כירורגי19.
  7. . לעטוף את האזור הכירורגי17
    הערה: לבצע את כל ההליכים תחת תנאים מחמירים אספטי19.
  8. מימוש העור בהיבט האמצעי של הזרוע הימנית ואזור החזה למישור החברתי העמוק, באמצעות להב מספר 15 של אזמל. בזהירות לצרוב כל כלי דימום באמצעות קואטרי חשמלי.
  9. בזהירות לחלק את הזרוע fascia, אשר מציג כמו נדן לבנבן המכסה את השרירים, באמצעות התרמובית או זוג מספריים קהה, מטפלת לא לפגוע במבני הדם והעצבים בהיבט המדיאלי של היד.
  10. פתחו זוג מספריים במיומנות מתחת להכנסת הטרמינל של השריר הגדול ביותר, על מנת להקניט את השריר הזה מעורק הבית והווריד המשמשים כבסיס, כמו גם מענפי הטרמינל של מקלעת הרכמאל.
  11. חלק את החדרת השריר הגדול ביותר של הפקאליס עם קואטרי חשמלי. לחשוף ולפרק את השריר הפקציץ הקטן.
  12. מבתר במיומנות את ה-MN מכלי הזרוע ומעצב הגומד החל מאזור השחי עד המרפק. הדבר מאפשר חשיפה של ענפי הטרמינל השונים של מקלעת הרכמאל, כלומר החציון, האולנאר, הרדיאלי, השחי והעצבים הmusculocutaneous (איור 2).
  13. הפרד קבוצות נסיוניות שונות כמתואר להלן.
    1. צור את קבוצת הדמה רק על-ידי מבתר את ה-MN.
    2. ליצור את הקבוצה למחוץ על ידי דחיסת MN בחלק האמצעי של הזרוע עבור 15 s באמצעות מלקחיים מספר 5 מיקרוניתוחים, או מכשיר דומה22,23.
    3. צור את קבוצת הכריתה באמצעות זוג מספריים של מיקרו-ניתוחים כדי לבלו קטע באורך 10 מ"מ מהחלק המרכזי של ה-MN בזרוע. ליגייט הגדם הטוב ביותר של העצב עם תפר ניילון 8/0 כדי למנוע צמיחה סיבי.
    4. צור את קבוצת השתלים באמצעות המקטע 10 מ"מ-טווח של MN המתואר בצעד האחרון וסובב אותו 180 °. תפר הטוב ביותר ואת גדמי המרוחק של MN מנות לשתל העצבים באמצעות הפריעו 10/0 תפרים ניילון.
  14. לסגור את פצע העור באמצעות הפריעו 5/0 ניילון תפרים10,24.
  15. לספק כאבים שלאחר הניתוח עם 7 מ ל של דובדבן בטעם של דובדבנים מעורבב עם 43 mL של מים ברז25 כדי לקבל ריכוז של 4.48 Mg/ml ב 50 ml בקבוקי מים פלסטיק שנעשו זמין חולדות libitum לספירה עבור 3 ימים25.

2. דיור ופיזיותרפיה

  1. אפשר לחולדות ליצור קשר עם מנגנוני הפיזיותרפיה 2 – 4 שבועות לפני הניתוח, כדי להבטיח הסתגלות קלה ומהירה יותר להגדרות התרגיל. בצע את התרגילים על-ידי ביצוע ההליכים המפורטים להלן.
  2. פעם ביום, מניחים כל חולדה בתוך כדור פיזיוטרפיה פרטני, ולאחר מכן מניחים את הספרה בחדר עם מספר מכשולים. תן לעכברוש לambulate ולחקור את החדר בחופשיות במשך חצי שעה.
  3. הבית חולדות בנפרד בכלובים בבידוד עם משולבים גלגלי ריצה כדי לסייע להם להתעמל.
  4. קבוצות של 4 – 5 בעלי חיים ובתים אלה קבוצות בכלובים אישית. התאמה אישית של הכלובים על-ידי כלילת סולמות, חבלים, גלגלי ריצה ורכיבים אחרים המעשירים את הסביבה.
  5. החזר חולדות בודדות לכלובים מותאמים אישית יום אחרי הניתוח.
  6. המשך תרגילי פיזיותרפיה 3 ימים לאחר הניתוח.

3. בדיקות פונקציונליות

  1. שבוע לפני תחילת לבצע את המבחנים תפקודית, להכיר את החולדות עם המזון מתייחס לשמש חיזוק חיובי. לספק חיזוק זה לאחר השלמת מוצלחת של כל בדיקה, לפני ואחרי הניתוח. לאחר תקופת ההכשרה הראשונית של 3 שבועות, לחדש את כל הבדיקות 1 שבוע לאחר הניתוח.
  2. לערוך את המבחנים בערב, כאשר החולדות פעילים יותר באופן טבעי. חדש בדיקות 1 שבוע לאחר הניתוח.
  3. לבצע את הבדיקה האוחז על ידי הצבת עכברוש על הרשת ולהרים אותו בזנבו, ולתת לו לתפוס את הרשת עם כפות הרגליים שלה11,26. הקצאת ציון "חיובי" אם העכברוש יכול לתפוס את הרשת עם שתי הכפות הקדמי. הקצאת ציון "שלילי" אם העכברוש לא יכול לתפוס את הרשת עם כף היד הפצועה.
    הערה: מבחן האוחז בחיובי מעיד על כך שרכיב המנוע של ה-MN פועל16,27.
  4. לבצע מבחן סיכה שמוק28,29.
    1. לעשות פלטפורמה פלסטיק עם תבנית 4 מ"מ x 4 מ"מ ברשת מרובעת. מספקים תמיכה לרשת זו עם מסגרת מתכתית באורך 21 ס מ.
    2. מניחים את העכברוש על הפלטפורמה ולכסות את הרשת עם 15.5 ס"מ x 15.5 ס"מ x 11 ס"מ התיבה פלסטיק שקוף. המתן כמה דקות עד פעילות נורמלית (למשל, גישוש והטיפוח העיקרי) להתפוגג.
    3. להתחיל את המבחן כאשר העכברוש הוא נייח ועומד על ארבע כפות רגליו.
    4. בעזרת מראה, הכנס משטח אסתטי (למשל, מספר 4 פון פרי שיער עם כוח כיפוף של 25 גרם) דרך הרשת ולתקוע את ההיבט הקדמי של כף הרגל בשטח העור של MN (איור 1). חזור על ההערכה 5x על כל כפה לחילופין, מחכה כמה שניות לאחר כל הערכה.
    5. בדקו את כיפוףהפילמנט של פון פריי להערכה הנכונה. ציון תגובות הנסיגה כדלקמן: "0" עבור שום תגובה גמילה, "1" אם העכברוש לאט מסיר את הכף מן החוט, "2" אם העכברוש במהירות מגיב הגירוי ומסיר את כף היד או מלקק את הכף.
      הערה: אם האמבולציה ונשיכת הפילמנט נצפו שוב על הגירוי, מכיוון שאלה נחשבים לתגובות דו-משמעיים.
  5. הכשרת מפגשים
    הערה: הרכבת את העכברושים מדי יום למשך 3 שבועות לפני ביצוע הניתוח בשעות הערב בסביבה נמוכה. מפגשי ההדרכה מומלצים במיוחד לטיפוס החבלים, לסולמות ולמסלולי הליכה. אלה יכולים להיעשות בצו שהוצגו לפני, החל במבחן טיפוס החבל, הסולם הרים, ולבסוף מבחן שירים הליכה. הרשו לאותה חיה לנוח כמה דקות לפני מבחן חדש.
    1. במהלך השבוע הראשון, מניחים את החולדה על השליש האחרון של הסולם/החבל/המסדרון, קרוב לכניסה של התיבה. מצב בעל החיים לנוע לעבר תיבת פתיחה על ידי נגיעה בעדינות ו/או מושך את קצה זנבו. לספק לעכברוש ממתק מזון ברגע שהוא נכנס לקופסה, ומאפשר לו כמה שניות של מנוחה לפני שחוזר על המבחן. חזור על זה 5x כל יום עבור 5 ימים.
    2. במהלך השבוע השני, מניחים את החיה על השליש השני של הסולם/החבל/מסדרון חזור על הצעדים ב3.5.1.
    3. במהלך השבוע השלישי, מניחים את העכברוש על תחתית הסולם/החבל/מסדרון, בצד הנגדי של כניסת הקופסא. חזור על השלבים ב3.5.1, אך רק גמול לבעל החיים כאשר הוא משלים את הבדיקה בצורה נכונה.
  6. . בצעו את מבחן הדרגה בסולם
    הערה: מבחן זה משמש להערכת חוזק, צעידה, הצבת ותיאום31.
    1. מניחים את החולדה בתחתית הסולם (120 ס"מ x 9 ס"מ x 2 ס"מ עם 18 צעדים 1.5 ס"מ-עבה, במרווחים 4 ס מ בנפרד) ולגעת בעדינות את הזנב של העכברוש. ודא כי הסולם ממוקם על הנטייה של 10 ° ומוביל 13.20 ס"מ x 11 ס מ פתיחת על עץ כהה 31.5 ס"מ x 35 ס"מ x 35 cm box.
    2. הפעל את שעון העצר לאחר העכברוש מתחיל לטפס על הסולם ולעצור את טיימר ברגע חוטם של עכברוש חוצה את הכניסה של התיבה.
    3. הקלט את השעה וחזור על הבדיקה 3x, שכל אחד מהם מופרד לפחות במרווח של 1 דקות.
  7. טיפוס החבלים
    הערה: בדיקה זו משמשת להערכת כוח אוחז, התלוי בשחזור32MN.
    1. שים את העכברוש בתחתית החבל ולשכנע אותו לטפס על ידי נגיעה בעדינות זנבו. התחילו את הטיימר ברגע שהחיה מתחילה לטפס ולעצור אותו ברגע שחוטם החולדות חוצה את כניסת הרציף.
    2. עבור כל בדיקה, להקליט את הזמן שנלקח לטפס על הרציף ואת מספר התגיות של הפצע הפצוע בעוד החולדה מטפס במעלה החבל. שקול את המבחן בתוקף אם החיה לא תהסס במהלך המשימה או לא מפסיק לטפס. לספק את העכברוש עם חטיף לאחר ביצוע המשימה כראוי.
    3. הקלט את השעה וחזור על הבדיקה 3x, שכל אחד מהם מופרד לפחות במרווח של דקה אחת.
  8. מסלולי הליכה
    הערה: בדיקה זו משמשת להערכת מנוע forelimb התאוששות33,34.
    1. הגדר מנגנון המורכב של שביל מוגבל 16.5 ס"מ גובה x 8.7 ס"מ רוחב x 43 ס מ אורך. ודא כי זה מוביל מלבני 8.8 ס מ x 8.2 ס מ הפתיחה באחד הקירות של עץ שחור 23 ס"מ x 36 ס"מ x 28 ס"מ התיבה. כלול דלת הזזה אנכית כדי לסגור את כניסת התיבה במהירות. כלול למעלה נשלפת לשימוש לאחזור העכברוש33,34.
    2. הציבו פיסת נייר מהגרף על רצפת הפרוזדור. לתפוס את העכברוש בזנבו ולתת לו להחזיק מברשת ציור ספוגה בכחול מתילן. הצב את העכברוש בכניסה של המסדרון כדי להפוך אותו ללכת בתוך הקופסה. הסר את נייר הגרף מקומת הפרוזדור וחזור על הבדיקה עד שיתקבל רושם מייצג טוב של שני הכפות הקדמי.
    3. מתוך ההדפסות שהתקבלו, בחר אחד עם הדפסים ברורים רצופים מוקדם, לצלם אותם בפורמט tiff או jpeg, ולמדוד את הפרמטרים הבאים באמצעות תוכנת הגישה הפתוחה פיג'י35.
      הערה: ראשית, כיול כל תמונה באמצעות הסימונים בנייר הגרף (נתח | קביעת קנה מידה) שנית, המר כל תמונה לתבנית של 8 סיביות (תמונה | סוג | 8 סיביות). לאחר מכן, השתמש בכלי הבחירה המלבני כדי לבחור בטביעת כפה. חתוך חלק זה של התמונה (תמונה | חיתוך). בכל תמונה, האר את ההדפסים והסר את הרקע על-ידי סף התמונה (תמונה | כוונן | הסף).
      1. למדוד את מקדם העמידה על ידי מדידת אזור הרושם כפה. השתמש בכלי בחירה מלבנית כדי לבחור את הדפס כפה ולהקיש Control + M.
      2. מדוד את מקדם אורך ההדפסה על ידי מדידת האורך הארוך ביותר של התרשמות כפה (עבור שלבים 3.8.3.2 – 3.8.3.6, השתמש בכלי בחירת קו ישר לבחירת שתי הנקודות הרחוקות ביותר ולהקיש Control + M).
      3. למדוד את מקדם התפשטות האצבע על ידי מדידת הרוחב הרחב ביותר של הרושם כפה.
      4. מדדו את פקטור התפשטות האצבע המתווך על-ידי מדידת הרוחב הרחב ביותר בין האצבע השניה לשלישית.
      5. למדוד את אורך הפסיעה על ידי מדידת המרחק בין נקודות הומוולוגי של התרשמויות רצופות על צד נתון.
      6. למדוד את הבסיס של התמיכה על ידי מדידת המרחק הניצב בין החלק המרכזי של התרשמות כפה לכיוון התנועה29,33,36.
        הערה: בצעו את שתי המידות האחרונות בשני זוגות של התרשמויות דו-צדדיות ברציפות33.

4. מדידות פיזיולוגית

  1. אינפרא-אדום תרמוגרפיה (irt)37,38,39.
    1. ודא שטמפרטורת החדר בה תתבצע המדידות היא בין 18 ° צ'-25 ° צ' באמצעות הידרומטר דיגיטלי רגיל עם רזולוציה תרמית של 0.1 ° c. להבטיח כי אין מקורות חום משמעותיים (למשל, מחשבים או מקררים) נמצאים.
    2. Acclimate את החולדות על ידי הבאת אותם לחדר הערכה 2 h לפני ההערכה. לפני תחילת הניסוי, הללו את החולדה כמתואר לעיל (שלבים 1.3 – 1.6) או בעקבות פרוטוקול המוסד. בדוק את חוסר התגובה לצביטה בבוהן לפני תחילת הניסוי.
    3. הפעל את המצלמה התרמוגרפית אינפרא-אדום 15 דקות לפני הרכישה ואל תכבה אותה במהלך ההערכות. הגדר את הפרמטר של אמיסיביות של המצלמה כך שיתאים לעור העכברוש (ε = 0.98)37,40,41.
    4. מניחים את החולדה על הדוסום על משטח נקי ויציב עם ספוג פוליאתילן. ודא כי אין חומרים רפלקטיביים ומקורות אחרים אפשרי של חפצי אמנות. תקן את כפות הרגליים בזהירות גבון עם סרט דביק פנים כפול. הכנס מדחום דיגיטלי 2 ס מ בתוך הרקטום כדי לעקוב אחר הטמפרטורה המרכזית של החולדה במהלך כל ההערכות.
    5. החזיקו את המצלמה התרמוגרפית בזווית 90 ° ו 30 ס מ מהעכברוש. למקד את המצלמה על כל הגוף של החיה. השג שלוש תמונות התרמוגרפיה אינפרא-אדום בהפרש של 30 בנפרד.
    6. העבר את התרמוגרמות הנרכשים למחשב ונתח אותן באמצעות תוכנת ניתוח. להגדיר את הטמפרטורה של משטח plantar של שני כפות הרגליים באמצעות אזור מלבני קבוע של עניין (g., 9 x 11 פיקסלים) בשטח plantar של MN, למשל במרכז משטח כף הרגל הראשונה met,איור 1. באמצעות התוכנה חינם FLIR כלים, בחר את התרמוגרפיה על ידי לחיצה כפולה על זה. בסרגל הכלים השמאליים בחר את הלחצן "הוסף כלי מדידה של תיבת" ולצייר מלבן של 9 * 11 פיקסלים על אזור plantar של שתי הכפות הקדמי. בזמן התאמת המלבן ניתן לאשר את הממד שלו בפיקסלים. . בצעו את זה על שתי הרגליים בצד ימין של התמונה למצוא את הטמפרטורות המרבי, המינימלי והממוצע.
    7. במהלך ROI שנמשך בעבר, קליק ימני ובחר ייצוא. הטמפרטורות הממוצעות, המרביות והמינימליות, כמו גם מטריצה של טמפרטורות של ה-ROI מיוצאות לאחר מכן למסמך csv. נתונים אלה יכולים להיבדק במועד מאוחר יותר באמצעות תוכנה לניתוח נתונים.
  2. הערכה חשמלית (ENMG)
    1. הגדר מערכת חשמל. קלטת זוג של מחטים חד פעמיות (0.25 מ"מ x 25 מ"מ) עם עכבה זניחה [< 1 Ω]) ו 25 מ"מ ביניהם כדי ליצור אלקטרודות עבור הגירוי. כעת חבר את הגירוי ואת האלקטרודה ליחידת רכישת נתונים כדי לקחת את האותות הנכנסים ולהמיר אותם לאותות דיגיטליים שניתן לעבד עם תוכנת המחשב.
    2. בצע את ההערכות באותו חדר, ותמיד תחת אותם תנאים סביבתיים מבוקרים42,43,44. צבוט את כף היד כדי להבטיח כי החולדות מורדם עמוקות לפני תחילת רכישת נתונים.
      הערה: הרדמה עמוקה היא בעלת חשיבות עליונה כדי למזער שינויים הקשורים לתנועות התנדבותי ספונטנית ו/או בלתי רצוניות על ידי חולדות43.
    3. לחשוף את MN משני הצדדים מתחת למיקרוסקופ כירורגי כמתואר בשלבים 1.8 – 1.13. כדי להאריך את החתכים בזרועות. עם חתך באמצע הדרך החוצה
    4. לחשוף את ההיבט השטחית של הדיגיטלי כופף השרירים הוא שרירים על ידי הפרדת במיומנות הfascia על ידי באמצעות איריס מספריים. הכנס את המחט הקרקע בשריר השרירים הארבע-ראשי של הגפיים השמאליים לחבר את תקע האיתות.
    5. התחל עם כף הרגל הימנית ומניחים את אלקטרודות ההקלטה לתוך המקנויית כופף הרגליים הוא בטן השריר של כף הרגל ואת האלקטרודה האבובית לאתר הנגע ב-MN. . מויסטן את האלקטרודות האלה עם תמיסת מלח
    6. ודא שהתוכנה מוגדרת כדלקמן: יציאת קלט לערוץ 1 (CH1) – מסייע ל-0 – 10 וולט; ויציאת קלט ערוץ 2 (CH2)-EMG עד 30-1000 Hz. להתחיל על ידי בחירת משרעת גירוי של 10 mV ולהקליט את השריר המורכב פעולה פוטנציאל CMAPs שיעור לדוגמה של 50 kHz עבור משך של 40,000 ms. בהדרגה להגדיל את משרעת גירוי בשלבים 10 mV עד להגיע 2,000 mV. חזור על אותו הדבר עבור כפה שמאל42,43,44.
      הערה: האות מוגבר ל-1,000 x ומסונן באמצעות להקה של 30-1000 Hz. הפלט גירוי מוגדר עבור פעימה בודדת עם משך של 1 ms42,43,44.
    7. פתח את הקובץ המוקלט בתוכנת מכשיר ההקלטה.
      הערה: כברירת מחדל, המסך יראה חלונות גרירה על גבי אדום, פולסים גירוי, ומתחת כחול ENMGs מקליט. הזזת פס הגלילה האופקי מתחת לסרגל הזמן מאפשרת ויזואליזציה של הרשומה המלאה. שני הכלים העיקריים, כלי הזום והכלי בעלי האור , נמצאים בצד הימני התחתון של הפאנל. באמצעות Zoom כליזום, ניתן למטב את ההדמיה של cmaps ולחקור את הגרפיקה. כדי להבטיח התאמה טובה על מסך ההדמיה, ייתכן שיהיה צורך לכוונן את התצוגה לאחר התקרבות. לשם כך, בחר תצוגה| שינוי קנה מידה אוטומטי של צורות גל. הכלי i-קרן מאפשר את הבחירה של אזורים מסוימים של גרפים וביצועים של המידות הרצויות. בחלק העליון של הגרפים, קיימים שלושה חלונות קטנים שבהם מוצגים המידות. P-p מציג את ערך השרעת הממוצע של האזור שנבחר בולטים (הן ברשומת הגירוי והן ב-enmgs), בעוד ש -Delta-T מציגה את מרווח הזמן של הבחירה.
    8. למדוד את הפרמטרים מתוך הפוטנציאל פעולה השריר המורכב (CMPAs, המתואר בטבלה 1) באמצעות כלי המדידה המשלה מתוך התוכנה תקע "ארגז הכלים" עבור סיווג ללא השגחה של מוסיקה ופוטנציאלים פעולה ב-emg"45.
    9. עבור כל עכברוש, לקבוע ערך מינימלי של מתח גירוי לאחר אשר משרעת CMAPs לא להגדיל יותר. להתחיל מגירוי 0.05 mV, ולתת גירויים הגדלת רצופים של מתח מצטבר של 0.05 mV.
    10. החל גירוי של 20% מעל מתח זה כדי לקבל ערך גירוי מקסימלי.
    11. לאחר שהערך האחרון נקבע והגירוי המקביל הוחל, הקלט את הפרמטרים הבאים של CMAPs.
  3. הערכת כוח בגמישות
    1. השתמש באותו מגרה ואלקטרודות גירוי לחשמל לעורר את MN כמו בשלב 4.2. הגדר את ערוץ הקלט CH1 כמכוון (0 – 10 V) ואת הגדרות הפלט עבור גירוי משך הזמן של 30 עם פולסים של משך 1 ms ו-1 תדר Hz. קשר מדידת דינמיות, עם רזולוציה של d = 0.001 N למחשב.
      הערה: ניתן להשיג הדמיה בזמן אמת של נתונים על-ידי בניית מגרש של כוח בזמן (N/s) באמצעות התוכנה שהותקנה בעבר במחשב ומקושרתל46-דינמיות.
    2. מניחים את העכברוש כמתואר בשלב 4.1.4. מניחים לולאה 5/0 ממשי תפר באמצעות החלל השני interosseous של שני כפות הרגליים. הצמד את לולאת התפר לקרס של מד הלחץ והכפה הקדמי מיושר עם מדידת הדינמיות מבלי להוסיף לחץ מוגזם על קו התפר.
    3. כדי למנוע הפרעות תנועה. מזויפות בקריאות הדינמיות
    4. הגדר את מד הדינמיות לאפס על-ידי לחיצה על לחצן אפס .
    5. כוונן את מכוון הגירוי של משרעת הכסימלי של 1.5 V על-ידי התאמת קשר המתח.
    6. במחשב האישי, פתח את התוכנה AFH-01. פתח את המפריד "התקן" ובחר את ההתקן FH5. צור קובץ חדש ("Measurements1" הוא השם שניתן כברירת מחדל) ושנה את שם הקובץ.
    7. מניחים את האלקטרודה על החלק התחתון של MN, לחץ על המחזה בתחתית התוכנית, להקליט את המשיכה על מדידת הדינמיות עבור 30 s.
    8. יבא את הערכים שהתקבלו לתוכנת ניתוח נתונים. חישוב הערכים המרביים והממוצעים של הכוח והאזור שמתחת לעקומה (אוק) עבור גרף הזמן x החוזק עבור כל הערכה.
    9. . חזור על הרגל השמאלית
  4. משקל שרירים
    1. המתת חסד החולדות בהרדמה כללית על ידי דימוםה47,48.
    2. לקצור את השריר כופף שריר הקרינה משתי הזרועות, מנתח את השריר מהמקור שלו עד החדרת גיד המרוחק שלה, באמצעות להב מספר 15 סכין.
    3. שוקלים את השרירים. בקנה מידה מדויק9,49

תוצאות

סך של 34 חולדות חולקו באופן אקראי לקבוצות הבאות: שם (n = 17), כריתה (n = 17), ו השתלת עצבים (n = 10) עבור הפעולה. כל העכברושים שרדו את הניתוח והתקופה הפוסט-מבצעית ללא אירועים. שבוע לאחר הניתוח ולאחר 100 הימים הבאים, כל החיות עברו את המבחנים הפונקציונליים שתוארו לעיל פעם בשבוע. תוצאות הנציג של כל אחד מהבדיקות הללו מתוארות להלן.

אוחז במבחן

אחוז חולדות עם תגובה חיובית במבחן האוחז היה הגבוה ביותר עבור הקבוצה המזויף . ערך זה גדל בהדרגה לאורך זמן חולדות מן ההתאהבות ואת השתל העצבי קבוצות (איור 3).

בדיקת פינים שמוק

חולדות מהקבוצה המזויף היו הציונים הטובים ביותר במבחן פין מצטבר ביחס חולדות מקבוצת השתל עצב . לשניהם היו ציונים טובים יותר מאשר החולדות בקבוצת כריתה (איור 4).

מבחן ריצה הסולם

מהירות החולדות בסולם הריצה הייתה הגבוהה ביותר בקבוצה המזויף מאשר בחולדות שהוגשו לנגע של MN. בין היתר, הזמן להפעיל את הסולם נטו להצטמצם עם הזמן, מקבילים MN התאוששות (איור 5).

בדיקת חבל

כמו בסולם שפועל במבחן, הזמן שהעכברושים השתלטו על החבל היה קצר יותר בקבוצת הדמה בהשוואה לקבוצות בהן נפצע MN. מהירות החולדות במבחן זה גברה כאשר הותר ל-MN להתאושש (איור 6).

ניתוח מעקב הליכה

ניתוח מסלולי הליכה נטו להראות שינויים במבנה של הדפסים כפה (איור 7). שינויים אלה היו לעתים קרובות יותר מבוטא בריסוק פציעות מאשר נגעים עצביים העצב50.

התרמוגרפיה אינפרא-אדום

התרמוגרפיה הייתה שימושית בעת בחינת הבדלי טמפרטורה בין הכפות הראשונות ב -30 הימים הראשונים לאחר הניתוח. הבדלי הטמפרטורה היו בולטים יותר בחולדות בעלות הפציעה חמורה יותר, כגון אלה מקבוצת כריתה (איור 8 ואיור 9).

אלקטרונמאוגרפיה

טבלה 1 מסכמת את החשיבות הביולוגית של מדידות אלקטרומיוגרפיה, המספקות תוצאות מייצגות לקבוצות הנסיוניות השונות. דפוסים שונים נצפו עם אלקטוריוגרפיה. CMAP נורמלי היה אופייני של חולדה מהקבוצה המזויף , בעוד cmap פוליפאזית היה קשור לדרגת משתנה של הנגע של MN, כמו התאהבות בקבוצות השתלת עצבים (איור 10). בקבוצה כריתה , לא נצפו cmaps.

שורש כף היד חוזק

בהינתן ששורש כף היד תלוי בעיקר ב-MN, בדיקה זו שימש להערכת התאוששות מוטורית בטריטוריה זו של העצב. מפרק כף היד בחוזק היה הקרוב ביותר לנורמלי כאשר ההתאוששות הייתה מקסימלית (איור 11).

משקל שרירים ומורפולוגיה

המשקל והמבנה של השריר כופף השכל החישורי היו תלויים התאוששות mn, כמו שריר זה הוא innervated בלעדית על ידי MN9,10. כך, משקל רגיל ומורפולוגיה נצפו בקבוצת הדמה . הפסד של משקל והטורפיזם שרירים נצפתה בהתאהבות, השתלת עצביםוקבוצות כריתה (איור 12).

figure-results-3595
איור 1: ייצוג סכמטי של האנטומיה של העצב החציוני של החולדה.
(1) מוצא והפסקת העצב החציוני במוח העכברוש (אזור ירוק = אזור המנוע העיקרי; אזור כחול = אזור חושי ראשי). (2) חתך רוחבי של חוט השדרה ברמת C7; (3) עצב השחי; (4) Musculocutaneous עצב; (5) עצב מוקדי; (6) עצב החציון; (7) עצב הגומד; (8) הזרוע העורית המדילי של היד; (9) הענף האמצעי העורית של האמה; (10) העורק הראשי; (11) עורק ברכאל; (12) עורק חציוני; (13) עורק רדיאלי שטחי; (14) עורק אולנאר; (15) ענף מוטורי של העצב החציוני לשריר המאבחן; (16) ענף מוטורי של העצב החציוני השריר כופף השרירים הרדישורי; (17) ענף מוטורי של העצב החציוני לשריר כופף השרירים הסישורי; (18) ענף מוטורי של העצב החציוני בשריר כופף השרירים העמוק; (19) ענף חושי של העצב החציוני לאזור האחר; (20) העורק המשותף של פאלמאר של החלל הinterosseous הראשון; (21) העורק הדיגיטלי הרדיאלי של הספרה הראשונה; (22) ענף מוטורי של העצב החציוני של השרירים האחרים; (23) מיכל העורקים העורקי; (24) מוקדי העצב הדיגיטלי של הספרה הראשונה; (25) גומד העצב הדיגיטלי של הספרה הראשונה; (26) העורק המשותף של פאלמאר של החלל הinterosseous השלישי; (27) ענפי מנוע של חטיבות הטרמינל של העצב החציוני לשלושת השרירים הlumbrical הראשונים; (28) גומד עצבים דיגיטליים של הספרות השנייה, השלישית והרביעית; (29) אומד העורקים הדיגיטליים בספרות הרביעית והחמישית; (30) מוקדי העצבים הדיגיטליים של הספרות השנייה, השלישית והרביעית; (31) מוקדי העורקים הדיגיטליים של הספרה החמישית; (32) שטח העור של העצב החציוני בקדמת כף היד (אזור כחול מוצל). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-5858
איור 2: צילום של הזכות forelimb של החולדה מראה את האנטומיה כירורגית של העצב החציוני באזור הזרוע ואת בתים השחי.
Cr, גולגולת; . אני, המדילי, אנא לחץ כאן כדי לצפות בגירסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-6309
איור 3: אחוז חולדות עם מבחן האוחז חיובי בקבוצה ניסיוני שונים על פני תקופה של 100 ימים לאחר הניתוח. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-6716
איור 4: נוקטראקט הערכה באמצעות מבחן סיכה מצטבר התוצאות בדיקת הקדמי המופעל מנורמל הכפה הצלעות בקבוצות ניסיוני שונים.
פסים אנכיים מייצגים 95% מרווחי האמון. קווים אופקיים בחלק העליון של האיור מציינים הבדלים משמעותיים מבחינה סטטיסטית בין קבוצות נסיוניות, * * * p < 0.001. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-7295
איור 5: מהירות ממוצעת בסולם פועל במבחן בקבוצות הניסוי השונות.
פסים אנכיים מייצגים 95% מרווחי האמון. כוכביות בחלק העליון של האיור מציינות הבדלים משמעותיים מבחינה סטטיסטית בין קבוצות, * p < 0.001. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-7801
איור 6: מהירות הטיפוס הממוצעת במבחן החבלים בקבוצות הדמה והכריתה. Excision
פסים אנכיים מייצגים 95% מרווחי האמון. כוכביות בחלק העליון של הדמות להראות הבדלים משמעותיים סטטיסטית בין קבוצות, * p < 0.05; * * p < 0.01. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-8342
איור 7: מסלול הליכה פרמטרים בקבוצות ניסיוני שונים.
הערכים על האיבר המופעל מבוטאים כאחוזים של אמצעים המנורמלות לאיבר החוצה הצלעות. (א) גורם העמדה; (ב) אורך הדפסה; (ג) התפשטות האצבע פקטור; (ד) פקטור בינוני של התפשטות אצבע; (ה) אורך פסיעה; (ו) בסיס התמיכה. פסים אנכיים מייצגים 95% מרווחי האמון. קווים אופקיים בחלק העליון של האיור מציינים הבדלים משמעותיים מבחינה סטטיסטית בין קבוצות נסיוניות. D30, D60, D90 = 30, 60, ו 90 ימים לאחר הניתוח, * p < 0.05; * * p < 0.01; p < 0.001. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-9228
איור 8: הבדל טמפרטורה מתכוון רשום על ידי אינפרא אדום תרמית.
החלקות מייצגות את הפרש הטמפרטורה בין מחוז פאלמאר של העצב החציוני על הצד המופעל (צד ימין) והצד השני (משמאל) ב- התחזות (n = 17) וכריתה (n = 17) קבוצות, * p < 0.05; * * p < 0.01. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-9793
איור 9: דפוס התרמוגרפיה אופייני של בעל חיים מקבוצת כריתה במהלך 45 הימים הראשונים לאחר הניתוח. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-10195
איור 10: דפוסים טיפוסיים של פוטנציאל פעולה שרירים מורכבים (cmaps) מבעל חיים מן השתל המזויף והשרירים קבוצות 90 ימים לאחר הניתוח. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-10684
איור 11: הערכת שורש כף היד על הכוח בשני הכפות 90 ימים במהלך הניתוח בקבוצות נסיוניות שונות.
שורש כף היד הוערך באמצעות האזור מתחת לעיקול (ה-אוק) על פני תקופה של 30 s ובאמצעות גירוי supratetanic. קווים אנכיים מציינות 95% מרווחי האמון. קווים אופקיים בחלק העליון של הדמות להדגיש הבדלים משמעותיים בין קבוצות, * * p<0.01. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-11320
איור 12: כופף שרירים שחישורי משקל ומראה מאקרוסקופי 100 ימים לאחר הניתוח.
(א) מגרשים המתארים את משקל השריר המנורמל כופף שרירים בקבוצות נסיוניות שונות, * * p < 0.01; p < 0.001. (ב) תמונות של השרירים מצד ימין ושמאל בקבוצות הנסיוניות המתחזות והכריתה. Excision אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

פרמטרמשמעות פרמטרקבוצת שאםקבוצת כריתהקבוצת NG
סף גירוי נוירולוגי (%)הערכה של התחדשות העצב, כמו יש מספר מינימלי של סיבי עצב הנדרש כדי לייצר או CMAP או התכווצות שרירים גלויים12 281.63 ± 271.655359.98 ± 3466.522108.12 ± 2115.13
מנוע גירוי מוטורי (%)הערכה של התחדשות העצב, כמו יש מספר מינימלי של סיבי עצב הנדרש כדי לייצר או CMAP או התכווצות שרירים גלויים12 462.52 ± 118.911694.10 ± 503.241249.50 ± 503.24
השהיה (%)הערכה של מהירות הולכה עצבית בסיבי העצב המהיר ביותר, כי היא לומר את הסיבים מיאלואידית הגדול ביותר44 113.55 ± 25.04N/A132.80 ± 69.95
מהירות התמרה נוירו-מולקולרית (%)הערכה של מהירות הולכה עצבית בסיבי העצב המהיר ביותר, כי היא לומר את הסיבים מיאלואידית הגדול ביותר44 92.01 ± 20.88N/A91.30 ± 26.51
CMAPs משרעת (%)הערכת מספר היחידות הreinnervated מוטוריות34 110.63 ± 45.66N/A41.60 ± 24.84
מפות משך (%)הערכה של סנכרון של אינבציה שרירים, אשר תלויה בדרגת רינרבציה של שריר ומיאלונציה של innervating מנוע סיבים44,45 101.12 ± 23.92N/A151.06 ± 54.52
NG, השתלת עצבים
Cmaps, פוטנציאל פעולה שרירים מורכבים.
N/A, לא ישים
כל הפרמטרים מבוטאים כאחוזים מהערכים הממוצעים המצלעות.
משתנים מספריים מבוטאים כסטיית תקן ממוצעת של ± סטנדרטי.

שולחן 1: הערכה אלקטורמיויוגרפית בסוף הניסוי.

Discussion

נייר זה מציג פרוטוקול כדי ליצור סוגים שונים של נגעים MN ותיקון בחולדה. בנוסף, הוא ממחיש כיצד להעריך את ההתאוששות תפקודית של העצב הזה באמצעות מספר בדיקות התנהגותיות לא פולשנית ומדידות פיסיולוגיים.

בעיקר, כמה מבחנים פונקציונליים המתוארים במאמר זה, כלומר הסולם פועל מבחן הבדיקה חבל, תלויים באופן משמעותי על נכונות העכברוש לבצע את המשימה עם הציפייה של קבלת מזון גמול51,52,53. יש לציין כי זנים עכברוש מסוימים הם יותר קלה להכשרה וביצוע ביצועים מסוג זה של מבחנים51,52,53. לדוגמה, חולדות לואיס לבצע גרוע במבחנים אלה הן בשלב ההכשרה ולאחר מכן51,52,53.

דיור חולדה צריך לאפשר חופש תנועה מספיק בהסכמה עם ההתנהגות הניסיונית הטבעית שלהם, בנוסף לאפשר לבעלי חיים ניסיוניים להכיר כמה מהרכיבים הקיימים במבחנים הפונקציונליים19. לכן, מוצגים בצורות שונות של דיור המאפשר חופש תנועה גבוה יותר. הכלובים הגדולים מותאמים לרכיבי העשרה המשמשים מאוחר יותר במבחנים הפונקציונליים (למשל, חבלים וסולמות).

ניתנים לטעון, אלה מעשיר אלמנטים, כמו גם את הכלובים עם גלגלי ריצה משולבים ואת התחומים אימון הפרט לספק צורה של פיזיותרפיה הניתוח דומה לזה שהוצע לחולים אנושיים מופעל על מערכת העצבים ההיקפית10.

באופן משמעותי, למרות כמה מחברים עורכי דין מבתר את רקמות תת עורית ושרירים fasciae באופן מובהק או חיתוך נקי עם אזמל מספר 15, השימוש של התרמובית כאשר מבתר את המבנים האלה מומלץ למזער את הסיכון של שטף דם לאחר הניתוח.

יצוין כי בדיקות רבות כבר המציאו כדי לבדוק היבטים שונים של תיקון עצבי היקפי בחולדה, כלומר התחדשות סיבי, היעד התאוששות, ושחזור פונקציונלי, כמה מהם הם מעבר לטווח של מחקר זה29,54,55,56. לדוגמה, ניתוח קימטיות29,36,55 והערכת היסטרמומטרית29,36,57 מועסקים באופן נרחב על ידי סופרים מרובים. בנוסף, כמה מבחנים אלה כוללים וריאציות על מנת למקסם את היעילות ו/אוה54. לדוגמה, algisemetry מכנית (כלומר, הערכת התגובות גירויים כואבים מכני) ניתן להעריך בצורה איכותית באמצעות הפילמנט הנתון פון פריי, כפי שמתואר בעיתון הנוכחי, או למחצה באמצעות שימוש ברצף חזק יותר של פון פריי, או אפילו כמותית באמצעות30,54מכשירים אלקטרוניים להחיל לחצים הגוברת עד תגובת ה

באופן דומה, למרות מספר מחברים להשתמש בניתוח מסלול הליכה כדי להעריך את תיקון עצבי forelimb בחולדה, מחברים אחרים טוענים כי נגעים אחד MN לעתים קרובות להיכשל לייצר שינויים הנשתנים ב הדפסים10,58,59. יתר על כן, יש הצהיר כי שינויים אלה עשויים לא להיות פרופורציונלי שחזור שרירים10,60. הנושא הזה בראש, כמה חוקרים דגלו את השימוש בניתוח מסלול הליכה הקדמי בעיקר בעת הערכת התאוששות לאחר ריסוק הנגעים נווה ולא10אחרי שחזורהעצב הסגור 10,50,61.

המבדק משמש רבות להערכת ההתאוששות המוטורית של השרירים הנשלטים על-ידי ה-16בלבד,27. כדי להבטיח אחידות והשימוש בנתונים שהתקבלו עם בדיקה זו, החלת הבדיקה אוחז באמצעות מתודולוגיה מבוססת היטב המוצעים על ידי ברלי ואח '16 מומלץ. עם זאת, הפרוטוקול הנוכחי שונה בכך שהוא אינו משתק באופן שגרתי את כף היד הנכנסת כדי למנוע לחץ מופרז11,27. יש לציין כי מחברים אחרים, לאחר ששתק את הכפה הבלתי נפגעת, יש לאמוד את הבדיקה המחייבת באמצעות מדידת דינמיות או סולם27,56. עם זאת, הערכה כמותית זו עלולה להיות מושפעת מהכוח שהחוקר מתייחס לזנב החולדה26. יתר על כן, קשה להבדיל בין הכוח שנוצר על ידי השרירים כופף דיגיטלי (רק innervated על ידי MN בחולדה ומטרת מבחן האוחז9) מן הכוח המיוצר על ידי flexors פרק כף היד, הכוללים את כופף שחישורי גומדי אשר מקבל את האינבציה מעצב ulנאר9,10,27. כדי לנסות לעקוף את הביסים הפוטנציאליים האלה, פרוטוקול זה משתמש בקנה מידה סודר דומה לסולם מועצת המחקר הרפואי המשמש בדרך כלל חוזק שרירים כיתה בבני אדם10,11,62. לחילופין, מחברים אחרים תיארו הערכה מפורטת של האוחז בניתוח וידאו ומערכת הבקיע המבוססת על וידאו11,63.

חיסרון פוטנציאלי של שימוש ב-MN בהשוואה לעצב הגיד הוא שכמות מידע גדולה יותר זמינה לגבי העצב האחרון. זה, בתורו, יכול לעשות השוואה של נתונים שהושגו עם MN עם זה של עבודות ניסיוני הקודם יותר קשה46,48,64. בנוסף, את הגודל הקטן של MN לעומת העצב האוטומטי עושה מניפולציה כירורגית יותר מאתגר8,12,27,56,65.

בניגוד למתודולוגיה המתוארת במאמר זה, הערכה אלקטרואויוגרפיה חשמלית ניתן לבצע באמצעות אלקטרודות מונוסולריםעל מוצב בזרוע ואת אזורי51. למרות היותו פחות פולשני, שיטה זו נושאת את הסיכון של בלבול פוטנציאלי בשל האפשרות של גירוי של עצב הגומד באזור הזרוע9,51.

רוב המחברים מסכים כי לא כל הבדיקות המשמשות עכברוש לספק תוצאות concordant, כמו תיקון עצבי היקפי תלוי במערך מורכב של גורמים, המורכב הישרדות תא העצב, התארכות סיבי ו גיזום, synaptogenesis, לשחזר מוצלח של איברי החישה denervated ויחידות מנוע, הפלסטיות המוח7,10,50,66,67.

בסופו של דבר, יש לציין כי אזהרה משמעותית של מודלים מכרסמים היא העצבים היקפיים החולדה הם הרבה יותר קרוב לאיברים הקצה שלהם יש הרבה יותר החוצה אזורים בחתך מאשר מבנים אנושיים הומוולוגי. עם זאת, הבדל גודל זה מבטיח נתונים ניסיוני מהר יותר מכרסמים, ותוצאות הכוללת טוב יותר חולדות בהשוואה לבני אדם צפויים68. אכן, מספר מחברים להזהיר כי הטיפול חייב לשמש כאשר מנסים לשער נתונים ניסיוניים שהתקבלו תיקון עצבי היקפי באמצעות מכרסמים לבני אדם7,69. מודלים של פרימטים נחשבים. ליותר דומים70 אף על פי כן, השימוש שלהם קשור באילוצים מוקאתיים, לוגיסטיות ותקציב71.

למרות שעצב הירך הוא העצב הנפוץ ביותר בחקר העצב ההיקפי, העכברוש MN מציג יתרונות רבים. לדוגמה, הנגעים MN משויכים שכיחות קטנה יותר של משותף הקונבציה משותפת של כף היד המושפעת11,12,16,56. באופן משמעותי, כריתת האונה העוקבת אחר העצב העצבי הירך פוגעת ב -11 – 70% מחולדות. דבר זה עשוי להפוך את ההערכות הנוכחיות לבלתי אפשריות למדד האוטומטי14. זה, בתורו, עושה את ההערכה של מספר בעלי החיים הנדרשים להשיג כוח סטטיסטי נתון מסורבל15.

בנוסף, כמו MN הוא קצר יותר מאשר עצב הגיד, התאוששות העצב הוא ציין מוקדם יותר58,72,73,74,75,76. יתרה מזאת, ה-MN אינו מכוסה על ידי מיסות שרירים, מה שהופך את הניתוח שלו לקל יותר מאשר זה של עצב השריר16. בנוסף, יש ל-MN נתיב מקביל לעצב הגומד בזרוע. מכאן, העצב האולנאר יכול בקלות לשמש כשתל עצבי לתיקון מפציעות MN. לבסוף, אצל בני אדם, רוב הנגעים עצביים היקפית להתרחש בגפיים העליונות, אשר תומך עוד יותר את השימוש בעצב זה בחולדה77,78.

לטעון, מכרסמים הם בעלי חיים ניסיוניים הנפוצים ביותר בתחום של תיקון עצבי היקפי48,79. כמוצג, העכברוש MN הוא מודל נוח של הנגע ותיקון העצבים ההיקפית. למעשה, יש מספר אסטרטגיות סטנדרטיות זמין כדי להעריך את ההתאוששות מנוע וחישה, המתיר השוואה קלה יותר של תוצאות36,46,60,80,81,82. רבות מהשיטות הללו אינן פולשניות, ומאפשרות הערכה יומית.

יתר על כן, פיזיותרפיה היא חלק מרמת הטיפול של חולים התאוששות פציעות עצבים היקפית. כפי שמתואר במאמר זה, קיימות מספר אסטרטגיות כדי לספק סביבה מדומה של פיזיותרפיה לאחר חולדות שהוגשו לפציעות MN4,5. מכאן, מודל זה מתאים במיוחד כדי לשכפל את התרחיש הקליני, הקלה על התוצאות של המין האנושי12,27,48,56,58,83.

כפי שמוצג במאמר זה, אסטרטגיות סטנדרטיות מרובות זמינים כדי להעריך את ההתאוששות מנוע החישה במודל MN של החולדה. רוב אלה הם הליכים שאינם פולשנית, המאפשר הערכה תכופה. יתר על כן, כמו רוב הנגעים עצבי היקפי במין האנושי להתרחש בגפיים העליונות, הגדרות הפיזיותרפיה הנזכרת שהוזכרו יכול יותר לחקות התאוששות בהקשר הקליני. ניתן לטעון, זה יכול להקל על היווצרות של תוצאות המין האנושי, בנוסף לאימות השימוש של העצב הזה בחולדה.

Disclosures

. למחברים אין מה לגלות

Acknowledgements

דיוגו קאסאל קיבל מענק מהתוכנית לחינוך מתקדם לרפואה, אשר ממומן על ידי הפונדה Calouste Gulbenkian, fundação שצ, מיניריו דה Saúde e הדיווה הישנה, פורטוגל. המחברים מודים מאוד למר פיליפה פרנקו על האיור באיור 1. המחברים רוצים להודות לעזרה הטכנית של מר אלברטו סוסטינו בצילום ובעריכת הווידאו. לבסוף, המחברים רוצים להודות לגב שרה Marques על עזרתה בהיבטים הלוגיסטיים הנוגעים לרכישת בעלי חיים ואחזקה.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
AcetaminophenAmazonhttps://www.amazon.com/Childrens-Tylenol-grape-flavor-ages/dp/B0051VVVZG
Acland clampsFine Science Tools00398 Vhttp://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf
Acland Single Clamps B-1V (Pair)Fine Science Tools396http://www.merciansurgical.com
Biogel Surgical GlovesMedex Supply30465https://www.medexsupply.com
BSL AnalysisBIOPAC Systemshttps://www.biopac.com/
Castroviejo needle holdersFine Science Tools12565-14http://s-and-t.ne
Clamp applicatorFine Science ToolsCAF-4http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Constante voltage stimulatorBIOPAC SystemsSTM200https://www.biopac.com/product/constant-voltage-stimulator-unipolar-pulse/
Cutasept skin disinfectantBode Chemiehttp://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php
Dafilon 10-0G1118099http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816
Derf Needle Holders 12 cm TCFine Science Tools703DE12http://www.merciansurgical.com
Dry heat sterilizerQuirumed2432http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores
DynamometerSAUTERFH5https://www.sauter.eu/shop/en/measuring-instruments/force-measurement/FH-S/
Electroneuromiography setupBIOPAC SystemsMP36https://www.biopac.com/product/biopac-student-lab-basic-systems/
Ethilon 5-0W1618http://www.farlamedical.co.uk/
FLIR SoftwareFLIR
Graeffe forceps 0.8 mm tips curvedFine Science Tools11052-10http://www.finescience.de
Graph paperAmbar
Heat Lamp HL-1Harvard Apparatus727562https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613
Heparin Sodium Solution (Heparin LEO 10000IU/ml)Universal Drugstorehttp://www.universaldrugstore.com/medications/Heparin+LEO/10000IU%2Fml
High-Temperature CauteryFine Science ToolsAA03http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp
Homeothermic Blanket System with Flexible ProbeHarvard Apparatus507220Fhttps://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613
Infrared cameraFLIRE6http://www.flir.eu/instruments/e6-wifi/
Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine)Fine Science Tools7973http://www.millermedicalsupplies.com
Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUTFine Science ToolsEA7613-11http://www.merciansurgical.com
Ketamine hydrochloride/xylazine hydrochloride solutionSigma- AldrichK113https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/k113?lang=pt&region=PT
Lacri-lube Eye Ointment 5gExpress ChemistLAC101Fhttp://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html
Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUTFine Science ToolsEA7652-14http://www.merciansurgical.com
MeloxicamRecropharmaMobichttps://www.recropharma.com/product-pipeline/meloxicam
Methylene Blue solutionSigma- Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/catalog/product
Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108Fine Science ToolsJF-5http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109Fine Science ToolsJFA-5bhttp://www.merciansurgical.com
Micro retractorFine Science ToolsRS-6540http://www.finescience.de
Micro Scissors Round Handles 15 cm StraightFine Science Tools67http://www.merciansurgical.com
Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124Fine Science ToolsD-5a.2http://www.merciansurgical.com
Monosyn 5-015423BRhttp://www.mcfarlanemedical.com.au/15423BR/SUTURE-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php
Normal saline for irrigationHospira, Inc.0409-6138-22http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&fq=contentType%3AProducts
Operating microscopeLeica Surgical Microsystemshttp://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/
Skin Skribe Surgical Skin MarkerMoore Medical31456https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/&PG=CTL&CS=HOM&FN=ProductDetail&PID=1740&spx=1
SnacksVersele-LagaComplete Crock-Berryhttp://www.versele-laga.com/en/complete/products/complete-crock-berry
Straight mosquito forcepFine Science Tools91308-12http://www.finescience.de
Surgical drapesBarrier800430http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/
Veet Sensitive Skin Hair Removal Cream Aloe Vera and Vitamin E 100 mlVeethttp://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/

References

  1. Lad, S. P., Nathan, J. K., Schubert, R. D., Boakye, M. Trends in median, ulnar, radial, and brachioplexus nerve injuries in the United States. Neurosurgery. 66 (5), 953-960 (2010).
  2. Murovic, J. A. Upper-extremity peripheral nerve injuries: a Louisiana State University Health Sciences Center literature review with comparison of the operative outcomes of 1837 Louisiana State University Health Sciences Center median, radial, and ulnar nerve lesions. Neurosurgery. 65 (4), 11-17 (2009).
  3. Dy, C. J., Isaacs, J., Dy, C. J., Isaacs, J. . American Society for Surgery of the Hand surgical anatomy: nerve reconstruction Vol. 1. , (2017).
  4. Trehan, S. K., Model, Z., Lee, S. K. Nerve Repair and Nerve Grafting. Hand Clinics. 32 (2), 119-125 (2016).
  5. Boyd, K. U., Fox, I. K., Mackinnon, S. E. . Nerve surgery Vol. 1. , 75-100 (2015).
  6. Geuna, S., et al. Update on nerve repair by biological tubulization. Journal of Brachial Plexius Peripheral Nerve Injury. 9 (1), 3 (2014).
  7. Sulaiman, W., Gordon, T. Neurobiology of peripheral nerve injury, regeneration, and functional recovery: from bench top research to bedside application. Ochsner Journal. 13 (1), 100-108 (2013).
  8. Angelica-Almeida, M., et al. Brachial plexus morphology and vascular supply in the wistar rat. Acta Medica Portuguesa. 26 (3), 243-250 (2013).
  9. Bertelli, J. A., Taleb, M., Saadi, A., Mira, J. C., Pecot-Dechavassine, M. The rat brachial plexus and its terminal branches: an experimental model for the study of peripheral nerve regeneration. Microsurgery. 16 (2), 77-85 (1995).
  10. Casal, D., et al. Reconstruction of a 10-mm-long median nerve gap in an ischemic environment using autologous conduits with different patterns of blood supply: A comparative study in the rat. PLoS One. 13 (4), 0195692 (2018).
  11. Stößel, M., Rehra, L., Haastert-Talini, K. Reflex-based grasping, skilled forelimb reaching, and electrodiagnostic evaluation for comprehensive analysis of functional recovery-The 7-mm rat median nerve gap repair model revisited. Brain and Behavior. 7 (10), 00813 (2017).
  12. Manoli, T., et al. Correlation analysis of histomorphometry and motor neurography in the median nerve rat model. Eplasty. 14, 17 (2014).
  13. Ronchi, G., et al. The Median Nerve Injury Model in Pre-clinical Research - A Critical Review on Benefits and Limitations. Frontiers in Cellular Neuroscience. 13, 288 (2019).
  14. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  15. Charan, J., Kantharia, N. D. How to calculate sample size in animal studies. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).
  16. Bertelli, J. A., Mira, J. C. The grasping test: a simple behavioral method for objective quantitative assessment of peripheral nerve regeneration in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 58 (1-2), 151-155 (1995).
  17. Casal, D., et al. A Model of Free Tissue Transfer: The Rat Epigastric Free Flap. Journal of Visualized Experiments. (119), e55281 (2017).
  18. Bertens, A. P. M. G., Van Zuthphen, L. F., Baumas, V., Beymen, A. C. Anaesthesia, analgesia and euthanasia. Principles of Laboratory Animal Science. , 277-311 (2001).
  19. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. Journal of Visualized Experiments. (47), e2586 (2011).
  20. Lee-Parritz, D. Analgesia for rodent experimental surgery. Israel Journal of Veterinary Medicine. 62 (3), 74 (2007).
  21. Roughan, J. V., Flecknell, P. A. Evaluation of a short duration behaviour-based post-operative pain scoring system in rats. European Journal of Pain. 7 (5), 397-406 (2003).
  22. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments. (60), e3606 (2012).
  23. Ronchi, G., et al. Functional and morphological assessment of a standardized crush injury of the rat median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 179 (1), 51-57 (2009).
  24. Matsumine, H., et al. Vascularized versus nonvascularized island median nerve grafts in the facial nerve regeneration and functional recovery of rats for facial nerve reconstruction study. Journal of Reconstructive Microsurgery. 30 (2), 127-136 (2014).
  25. Mickley, A. G., Hoxha, Z., Biada, J. M., Kenmuir, C. L., Bacik, S. E. Acetaminophen Self-administered in the Drinking Water Increases the Pain Threshold of Rats (Rattus norvegicus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 45 (5), 48-54 (2006).
  26. Mandillo, S., et al. Reliability, robustness, and reproducibility in mouse behavioral phenotyping: a cross-laboratory study. Physiological Genomics. 34 (3), 243-255 (2008).
  27. Papalia, I., Tos, P., Stagno d'Alcontres, F., Battiston, B., Geuna, S. On the use of the grasping test in the rat median nerve model: a re-appraisal of its efficacy for quantitative assessment of motor function recovery. Journal of Neuroscience Methods. 127 (1), 43-47 (2003).
  28. Costa, L. M., Simoes, M. J., Mauricio, A. C., Varejao, A. S. Chapter 7: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part IV-kinematic gait analysis to quantify peripheral nerve regeneration in the rat. International Reviews in Neurobiology. 87, 127-139 (2009).
  29. Geuna, S., Varejao, A. S. Evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration. Journal of Neurosurgery. 109 (2), 360-362 (2008).
  30. Howard, R. F., Hatch, D. J., Cole, T. J., Fitzgerald, M. Inflammatory pain and hypersensitivity are selectively reversed by epidural bupivacaine and are developmentally regulated. Anesthesiology. 95 (2), 421-427 (2001).
  31. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  32. Thallmair, M., et al. Neurite growth inhibitors restrict plasticity and functional recovery following corticospinal tract lesions. Nature Neuroscience. 1 (2), 124-131 (1998).
  33. Brown, C. J., et al. Self-evaluation of walking-track measurement using a Sciatic Function Index. Microsurgery. 10 (3), 226-235 (1989).
  34. Hruska, R. E., Kennedy, S., Silbergeld, E. K. Quantitative aspects of normal locomotion in rats. Life Science. 25 (2), 171-179 (1979).
  35. Ferreira, T., Rasband, W. ImageJ user guide. ImageJ/Fiji. 1, 155-161 (2012).
  36. Dijkstra, J. R., Meek, M. F., Robinson, P. H., Gramsbergen, A. Methods to evaluate functional nerve recovery in adult rats: walking track analysis, video analysis and the withdrawal reflex. Journal of Neuroscience Methods. 96 (2), 89-96 (2000).
  37. Ludwig, N., Formenti, D., Gargano, M., Alberti, G. Skin temperature evaluation by infrared thermography: Comparison of image analysis methods. Infrared Physics & Technology. 62, 1-6 (2014).
  38. Bennett, G. J., Ochoa, J. L. Thermographic observations on rats with experimental neuropathic pain. Pain. 45 (1), 61-67 (1991).
  39. Wakisaka, S., Kajander, K. C., Bennett, G. J. Abnormal skin temperature and abnormal sympathetic vasomotor innervation in an experimental painful peripheral neuropathy. Pain. 46 (3), 299-313 (1991).
  40. Muntean, M. V., et al. Using dynamic infrared thermography to optimize color Doppler ultrasound mapping of cutaneous perforators. Medical Ultrasonography. 17 (4), 503-508 (2015).
  41. Shterenshis, M. Challenges to Global Implementation of Infrared Thermography Technology: Current Perspective. Central Asian Journal of Global Health. 6 (1), 289 (2017).
  42. Wilbourn, A. J., Mackinnon, S. E. . Nerve surgery Vol. 1. , 59-74 (2015).
  43. Wu, Y., Martínez, M. &. #. 1. 9. 3. ;. M., Balaguer, P. O., Turker, H. . Electrodiagnosis in New Frontiers of Clinical Research. , (2013).
  44. Werdin, F., et al. An improved electrophysiological method to study peripheral nerve regeneration in rats. Journal of Neuroscience Methods. 182 (1), 71-77 (2009).
  45. Sedghamiz, H., Santonocito, D. Unsupervised Detection and Classification of Motor Unit Action Potentials in Intramuscular Electromyography Signals. 2015 E-health and Bioengineering Conference IEEE. , 1-6 (2015).
  46. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  47. Carstens, E., Moberg, G. P. Recognizing pain and distress in laboratory animals. Ilar Journal. 41 (2), 62-71 (2000).
  48. Tos, P., et al. Chapter 4: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part I-experimental models. International Reviews in Neurobiology. 87, 47-79 (2009).
  49. Galtrey, C. M., Fawcett, J. W. Characterization of tests of functional recovery after median and ulnar nerve injury and repair in the rat forelimb. Journal of the Peripheral Nervous System. 12 (1), 11-27 (2007).
  50. Giusti, G., et al. Return of motor function after segmental nerve loss in a rat model: comparison of autogenous nerve graft, collagen conduit, and processed allograft (AxoGen). Journal of Bone and Joint Surgery American. 94 (5), 410-417 (2012).
  51. Stossel, M., Rehra, L., Haastert-Talini, K. Reflex-based grasping, skilled forelimb reaching, and electrodiagnostic evaluation for comprehensive analysis of functional recovery-The 7-mm rat median nerve gap repair model revisited. Brain and Behavior. 7 (10), 00813 (2017).
  52. Nikkhah, G., Rosenthal, C., Hedrich, H. J., Samii, M. Differences in acquisition and full performance in skilled forelimb use as measured by the 'staircase test' in five rat strains. Behavioral Brain Research. 92 (1), 85-95 (1998).
  53. Whishaw, I. Q., Gorny, B., Foroud, A., Kleim, J. A. Long-Evans and Sprague-Dawley rats have similar skilled reaching success and limb representations in motor cortex but different movements: some cautionary insights into the selection of rat strains for neurobiological motor research. Behavioral Brain Research. 145 (1-2), 221-232 (2003).
  54. Navarro, X. Functional evaluation of peripheral nerve regeneration and target reinnervation in animal models: a critical overview. European Journal of Neuroscience. 43 (3), 271-286 (2016).
  55. Costa, L. M., Simões, M. J., Maurício, A. C., Varejão, A. S. P. . International Review of Neurobiology. 87, 127-139 (2009).
  56. Ronchi, G., et al. Functional and morphological assessment of a standardized crush injury of the rat median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 179 (1), 51-57 (2009).
  57. Raimondo, S., et al. Chapter 5: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part II-morphological techniques. International Reviews in Neurobiology. 87, 81-103 (2009).
  58. Bontioti, E. K. M., Dahlin, L. B. Regeneration and functional recovery in the upper extermity of rats after various types of nerve injuries. Journal of the Peripheral Nervous System. 8, 159-168 (2003).
  59. Schönfeld, L. M., Dooley, D., Jahanshahi, A., Temel, Y., Hendrix, S. Evaluating rodent motor functions: Which tests to choose. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 83, 298-312 (2017).
  60. Urbancheck, M. S. Rat walking tracks do not reflect maximal muscle force capacity. Journal of Reconstructive Microsurgery. 15 (2), 143-149 (1999).
  61. Cudlip, S. A., Howe, F. A., Griffiths, J. R., Bell, B. A. Magnetic resonance neurography of peripheral nerve following experimental crush injury, and correlation with functional deficit. Journal of Neurosurgery. 96 (4), 755-759 (2002).
  62. Wang, Y., Sunitha, M., Chung, K. C. How to measure outcomes of peripheral nerve surgery. Hand Clinics. 29 (3), 349-361 (2013).
  63. Wang, H., Spinner, R. J., Sorenson, E. J., Windebank, A. J. Measurement of forelimb function by digital video motion analysis in rat nerve transection models. Journal of the Peripheral Nervous System. 13 (1), 92-102 (2008).
  64. Yanase, Y., Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. . Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. , 44-51 (2004).
  65. Barton, M. J., et al. Morphological and morphometric analysis of the distal branches of the rat brachial plexus. Italian Journal of Anatomy and Embryology. 121 (3), 240-252 (2016).
  66. Vincent, R., Slutsky, D. J., Hentz, V. R. Adult and obstetrical brachial plexus injuries. Peripheral Nerve Surgery: Practical applications in the upper extremity. , 299-317 (2006).
  67. Dahlin, L. B., Slutsky, D. J., Hentz, V. R. . Peripheral Nerve Surgery: Practical Applications in the Upper Extremity. , 1-22 (2006).
  68. Vargel, I., et al. A comparison of various vascularization-perfusion venous nerve grafts with conventional nerve grafts in rats. Journal of Reconstructive Microsurgery. 25 (7), 425-437 (2009).
  69. Grinsell, D., Keating, C. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
  70. Wang, D., et al. A simple model of radial nerve injury in the rhesus monkey to evaluate peripheral nerve repair. Neural Regeneration Research. 9 (10), 1041-1046 (2014).
  71. Casal, D., et al. Unconventional Perfusion Flaps in the Experimental Setting: A Systematic Review and Meta-Analysis. Plastic Reconstructive Surgery. 143 (5), 1003-1016 (2019).
  72. Bontioti, E. . End-to-side nerve repair. A study in the forelimb of the rat. , (2005).
  73. Bodine-Fowler, S. C., Meyer, R. S., Moskovitz, A., Abrams, R., Botte, M. J. Inaccurate projection of rat soleus motoneurons: a comparison of nerve repair techniques. Muscle Nerve. 20 (1), 29-37 (1997).
  74. Valero-Cabre, A., Navarro, X. H reflex restitution and facilitation after different types of peripheral nerve injury and repair. Brain Research. 919 (2), 302-312 (2001).
  75. Wall, P. D., et al. Autotomy following peripheral nerve lesions: experimental anaesthesia dolorosa. Pain. 7 (2), 103-111 (1979).
  76. Bertelli, J. A., Taleb, M., Saadi, A., Mira, J. C., Pecot-Dechavassine, M. The rat brachial plexus and its terminal branches: an experimental model for the study of peripheral nerve regeneration. Microsurgery. 16, 77-85 (1995).
  77. Wood, M. J., Johnson, P. J., Myckatyn, T. M., Mackinnon, S. E., Yee, A. . Nerve Surgery Vol. 1. , 1-40 (2015).
  78. Rosberg, H. E. Epidemiology of hand injuries in a middle-sized city in southern Sweden - a retrospective study with an 8-year interval. Scandinavian Journal of Plastic and Reconstructive Surgery and Hand Surgery. 38, 347-355 (2004).
  79. Gordon, T., Borschel, G. H. The use of the rat as a model for studying peripheral nerve regeneration and sprouting after complete and partial nerve injuries. Experimental Neurology. 287, 331-347 (2017).
  80. Bertelli, J. A., Ghizoni, M. F. Concepts of nerve regeneration and repair applied to brachial plexus reconstruction. Microsurgery. 26 (4), 230-244 (2006).
  81. Bertelli, J. A., Mira, J. C. Behavioural evaluating methods in the objective clinical assessment of motor function after experimental brachial plexus reconstruction in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 46, 203-208 (1993).
  82. Bertelli, J. A., Mira, J. C. The grasping test: a simple behavioral method for objective quantitative assessment of peripherla nerve regeneration in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 58 (1-2), 151-155 (1995).
  83. Ronchi, G., et al. Standardized crush injury of the mouse median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 188 (1), 71-75 (2010).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

158

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved