JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تم إنشاء نماذج الماوس الخاصة بالعظام البشرية المنتشرة في الكبد باستخدام تقنيات غرس العظام الجراحية مع قطعه الورم المشتقة من المريض وتقنيات حقن الابر مع الخلايا البشرية المستزرعة من سرطان الجلد البقري.

Abstract

في العقود الاخيره ، تم الاعتراف بشكل متزايد بالأورام الجلدة المزروعة بالمرض المشتقة من المريض أو خطوط الخلايا البشرية المثقفة كنماذج أكثر تمثيلا لدراسة السرطانات البشرية في الفئران ضعيفه المناعة من الخلية البشرية التقليدية خطوط في المختبر. في الاونه الاخيره ، تم تطوير نماذج الأورام التي تم زرعها بالمريض والمستخرجة من المخ (PDX) في الفئران لتحسين تكرار ميزات أورام المريض. ومن المتوقع ان يكون نموذج الماوس الكبدية العظام المجسمة منصة أبحاث السرطان مفيده, توفير رؤى في علم الاحياء الورم والعلاج بالعقاقير. ومع ذلك ، فان زرع ورم الكبد التقويمي معقد بشكل عام. هنا نقوم بوصف البروتوكولات الخاصة بنا لغرس العظام المستخلصة من أورام الميلانوما المستمدة من المريض الكبدي المنتشر في الكبد. لقد قمنا باستزراع الكبد البشري المنتشر في الفئران الخلوية يمكن ان ينتج عن البروتوكولات معدلات نجاح تقنيه عاليه باستمرار باستخدام تقنيه غرس العظام الجراحية مع قطع من ورم الميلانوما المشتق من المريض أو تقنيه حقن ابره مع خط الخلايا البشرية مثقف. كما نقوم بوصف البروتوكولات الخاصة بالمسح المقطعي للكشف عن أورام الكبد الداخلية وتقنيات أعاده الغرس باستخدام الأورام بالتبريد لتحقيق أعاده التطعيم. معا ، توفر هذه البروتوكولات منصة أفضل لنماذج الفئران الورم الأورام الكبدية من الميلانوما الكبد المنتشرة في البحوث الانتقالية.

Introduction

الميلانوما هو الورم الخبيث داخل العين الأكثر شيوعا بين البالغين في العالم الغربي. وخلال السنوات 50 الماضية ، ظلت حالات الاصابه بسرطان الجلد البقري (5.1 حاله في المليون) مستقره في الولايات المتحدة1و2. ينشا سرطان الجلد الميلاني من الخلايا الصباغية في القزحية ، الجسم الهسلاري ، أو المشيميه ، وهو مرض مميت للغاية عندما يتطور الانبثاث. وكان معدل الوفاات من المرضي الذين يعانون من سرطان الجلد الميلاني الورم الخبيث 80 ٪ في 1 سنه و 92 ٪ في 2 سنوات بعد التشخيص الاولي للنقائل. الوقت بين تشخيص الانبثاث والموت عاده ما تكون قصيرة ، اقل من 6 أشهر ، دون التحية للعلاج3،4. ينتشر السرطان من خلال الدم ويميل إلى الانتشار بشكل مهيمن إلى الكبد (89-93%)4,5. وهناك حاجه ماسه إلى نموذج الماوس فعاله لمزيد من التحقيق في سرطان الجلد الكبد المنتشرة الورم الميلاني. للبحوث الانتقالية ، هناك طلب واضح لتوليد الكبد المترجمة المنتشرة نموذج الماوس الميلانوما.

ومن المتوقع ان توفر نماذج الفئران التي تستمد من المريض الأورام الخبيثة (PDX) استراتيجيات الطب الفردية. وقد تكون هذه النماذج التنبؤيه للنتائج السريرية ، وتكون مفيده لتقييم المخدرات قبل السريرية ، وتستخدم للدراسات البيولوجية للأورام6. نماذج PDX التمثيلية هي الفئران المزروعة بالأورام الخبيثة ، والتي لديها ورم في المواقع تحت الجلد. يمكن لمعظم الباحثين القيام بعمليه جراحيه لزرع تحت الجلد دون ممارسه خاصه7,8. كما يمكنهم أيضا مراقبه الأورام تحت الجلد بسهوله. علي الرغم من ان نماذج PDX تحت الجلد أصبحت شعبيه في مرحله البحث ، لديهم بعض العقبات في الانتقال إلى الاستخدام العملي. الزرع تحت الجلد قوات المرضي المستمدة من الأورام لكسب الطعم في بيئة مجهريه مختلفه من أصل الورم ، بحيث يؤدي إلى فشل الاستخلاص وبطء نمو الورم 9،10،11، 12و13و14. قد يكون المنهج التقويمي أكثر مثاليه وعقلانيه لنموذج pdx لأنه يستخدم نفس الجهاز مثل الورم الأصلي15,16.

في الاونه الاخيره ، قمنا بتطوير بروتوكولات لتقنيات زرع العظام الجراحية لأورام سرطان الجلد التي تستمد من المريض الكبد والمنتشرة وتقنيات حقن الابر مع الكبد البشري المنتشرة-خط خلايا سرطان الجلد الميلاني في إيماءه. Cg-prkdcscidIl2rgtm1Wjl/szj (موردي المجموعة) الفئران17،18. وتؤدي البروتوكولات إلى معدلات نجاح تقنيه عاليه باستمرار. كما انشانا تقنيات المسح المقطعي التي هي مفيده للكشف عن أورام الكبد الداخلية ، وطورنا أعاده غرس الأورام بالتبريد في منصة PDX. وجدنا ان الأورام الميلانوما الورم الميلانيني النماذج الحفاظ علي خصائص الورم الكبد المريض الأصلي ، بما في ذلك السمات الخلوية والجزيئية. معا ، توفر هذه التقنيات منصة أفضل لنماذج الأورام السرطانية الكبدية لسرطان الجلد البقري في البحث الانتقالي.

Protocol

يجب علي المرضي المسجلين في الدراسة تقديم موافقه خطيه تسمح باستخدام العينات الجراحية المهملة لأغراض البحث والدراسات الوراثية ، وفقا لبروتوكول وافق عليه مجلس المراجعة المؤسسية. وقد نفذ هذا البروتوكول بما يتفق تماما مع التوصيات الواردة في دليل رعاية واستخدام المختبرات التابعة للمعاهد الوطنية للصحة والتي وافقت عليها اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الماشية (IACUC).

1. جمع الانسجه السرطانية المستمدة من المريض الطازجة

  1. الحصول علي الانسجه السرطانية المستمدة من المريض من الجراحة أو خزعة ابره في غرفه العمليات في المستشفى.
  2. وضع الانسجه السرطانية في حاويه 100 mL التي تحتوي علي الحل المتوازن الملح هانكس (HBSS) علي الجليد.
  3. نقل الانسجه إلى غطاء معقم (مستوي السلامة البيولوجية 2) في المختبر.
  4. انتقل إلى الخطوة 2 في أقرب وقت ممكن.
    ملاحظه: لأسباب تتعلق بالسلامة ، يستثني المرضي المصابين بفيروس نقص المناعة المعروف أو التهاب الكبد B أو C.

2. معالجه الانسجه السرطانية المستمدة من المريض الطازجة

  1. وضع الانسجه في أنبوب 50 mL التي تحتوي علي الفوسفات-مخزنه المالحة (تلفزيوني) علي الجليد. لغسل الانسجه ، أضافه تلفزيوني في الأنبوب وتجاهل تلفزيوني من الأنبوب مرتين.
  2. نقل الانسجه إلى طبق بيتري التي تحتوي علي تلفزيوني علي الجليد.
  3. باستخدام ملقط معقمه ومقص ، وأزاله أجزاء نخريه من الانسجه. الحفاظ علي الانسجه رطبه وبارده خلال الخطوات 2.3 إلى 2.5. لعينات خزعة ابره ، تخطي الخطوة 2.3 و 2.5 ، وعدم قطع العينات.
    ملاحظه: النسيج الميت غالبا ما ينهار بسهوله عند لمسها.
  4. قطع النسيج إلى 1 مم3 مكعبات لزراعه الكبد الجراحية.
  5. تقطع بقية النسيج إلى مكعبات 2 ملم في طبق بيتري.
  6. نقلها إلى ميكروتيوب 1.7 ملم مع فورالين 4 ٪ للتحليل النسيجي والي أنبوب آخر للتحليل الجينوم والبروتينية.
  7. وضع الأنابيب المجهرية في جره النيتروجين السائل مع النيتروجين السائل. نقل الأنابيب إلى 80 درجه مئوية الفريزر للتخزين الدائم.
    ملاحظه: الوقت بين أزاله العينة من المريض ومعالجه الانسجه يجب ان لا تتجاوز 30 دقيقه.

3. زرع الكبد الجراحي مع الانسجه السرطانية المستمدة من المريض

  1. رش جميع الكائنات القادمة إلى غطاء محرك العقار لعمليه جراحيه مع 70 ٪ ايثيل الكحول.
    ملاحظه: وهذا يشمل الاداات الجراحية ، منصات التدفئة ، وآلات التخدير.
  2. قياس وزن مسحه القطن وورقه النسيج.
  3. تخدير الماوس مع 3-5 ٪ المبخر ايزوفلواني بوضعه في غرفه الاستقراء.
  4. مره واحده يتم تخدير الماوس بالبالكامل ، وضعه في موقف ضعيف علي وساده التدفئة. وضع مخروط ايزوفلواني علي خطم الماوس لاستنشاق 1.5-3 ٪ ايزوفلواني للحفاظ علي التخدير.
    ملاحظه: الماوس يحتاج إلى ان يكون علي لوحه التدفئة خلال الاجراء بأكمله. قد يسبب نقص التدفئة انخفاض حرارة الجسم.
  5. تاكيد التخدير السليم من قبل اي رد فعل عندما يتم وخز القدم من الماوس مع ملقط متناهي الفائق.
  6. حقن البوبرينورفين (0.6 ملغم/كغ) جلد علي الجناح باستخدام ابره 27 غ علي حقنه صغيره قبل الجراحة.
  7. تطبيق 70 ٪ ايثيل الكحول إلى البطن وانتشار الفراء صعودا وهبوطا. بعد نشر الفراء ، وتاكيد التصور أسهل من الجلد تحت المنطقة دون الساحلية اليسرى لخفض أسهل. لا يحلق الفراء من البطن.
    ملاحظه: فان الفراء إخفاء موقع الشق بعد الجراحة ومنع الماوس من خدش عمليه الشق بعد. ومع ذلك ، يمكنك حلاقه الفراء لمنع العدوى من موقع الشق وفقا للمعايير المؤسسية.
  8. تطبيق اليود والسماح لها ان تمتص في الجلد.
  9. ضع ستاره جراحيه معقمه مع ثقب بطول 2 سم علي الفاره.
  10. رفع جلد البطن مع ملقط الفائقة المنحنية وجعل 1 سم عرضيه اليسار شق الجلد سوبربي مع مقص المنحني.
  11. ادخل طرف المقص المنحني تحت جلد الشق وافتحه قليلا للفصل بين الصفاق والجلد. اسحب المقص من الشق بشفرات مغلقه.
    ملاحظه: فتح وإغلاق مقص داخل الماوس يمكن ان يسبب الضرر والنزيف.
  12. حدد موقع الكبد تحت الصفاق. تاكيد لون محمر داكن من خلال الصفاق.
  13. مع المقص المنحني ، قم باجراء شق عرضي بطول 1 سم في الصفاق. إذا نزف الشريان الصفاقي من حافه القطع ، توقف فورا النزيف مع الحذر.
  14. انتزاع الانسجه الدهنية باستخدام ملقط الفائقة المنحنية مع يد واحده ، وادراج حافه مسحه من القطن تحت فص الكبد الأيسر ولفه مسحه إلى الأسفل مع اليد الأخرى لإخراج الكبد.
    ملاحظه: الاستيلاء علي الانسجه الدهنية مهم للحفاظ علي الانسجه الدهنية من التصاق إلى مسحه القطن.
  15. اكستريورز الكبد علي مسحه القطن ووضع الكبد علي ورقه النسيج غير المنسوجة ماصه.
    ملاحظه: ورقه النسيج يلعب اثنين من الأدوار الاساسيه في استقرار الكبد وامتصاص النزيف.
  16. اجراء شق 5 مم في العرض والعمق باستخدام شفره المشرط رقم 11 عقيمه لتشكيل جيب في حمه في حين الضغط بهدوء علي موقع شق مع مسحه القطن.
    1. ادخل النصل بالتوازي مع سطح الكبد واقطعه أفقيا.
    2. اضغط علي موقع الشق مع مسحه القطن لوقف اي نزيف.
      ملاحظه: لا تبقي شفره عموديه ، والا فانك سوف كسر من خلال الكبد وتجرح السفن الكبيرة في وسط الكبد.
  17. لفه مسحه القطن التصاعدي لفتح موقع الشق وزرع 1 مم3 مكعب من الانسجه السرطانية في الجيب مع ملقط الفائقة المنحني. سحب الملقط اثناء المتداول مسحه القطن في الدوران العكسي والضغط لأسفل.
    ملاحظه: الضغط لأسفل علي موقع الشق مع مسحه القطن بينما تراجع الملقط يساعد علي منع نزوح الورم داخل الجيب.
  18. خذ مسحه القطن برفق من موقع الشق بعد الغرس. انتقل إلى الخطوة 3.19 في أقرب وقت ممكن.
  19. ضع الاصبغه الدموية القابلة للامتصاص علي موقع الشق.
  20. تاكيد الأرقاء. إذا استمر النزيف ، أضف المزيد من الأرقاء علي موقع الشق.
  21. قشر الكبد من ورقه النسيج مع ملقط (ويفضل ان تكون حاده المنتهية) ووضع الكبد مره أخرى في تجويف البطن.
  22. خياطه الصفاق مع الاربطه مزدوجة باستخدام 5-0 قابل للامتصاص خياطه.
  23. خياطه الجلد مع الاربطه الثلاثية باستخدام 5-0 قابل للامتصاص خياطه.
    ملاحظه: الاربطه الثلاثية تساعد علي منع الشق الجراحي.
  24. مراقبه الماوس حتى مستيقظا تماما ووضعها مره أخرى في القفص.
  25. قياس وزن مسحه القطن وورقه النسيج مع الدم لحجم النزيف اثناء الجراحة. قارنها مع أوزانها الاصليه قبل الجراحة. تقليل النزيف اثناء الجراحة إلى اقل من 10 ٪ من حجم الدم المتداول في الماوس.

4. جمع ومعالجه الكبد البشري المثقف المنتشرة الخلايا الميلانوما الخلية الخط

  1. اعداد الخلايا المستزرعة.
  2. جمع الخلايا وحساب رقم الخلية باستخدام عداد خليه.
  3. اعداد كميه مناسبه من تعليق الخلية ل 10.0 x 106 خلايا في أنبوب 15 مل.
  4. تدور الانبوبه في 300 x g لمده 5 دقائق في جهاز الطرد المركزي في درجه حرارة الغرفة.
  5. أزاله ماده طافي في أنبوب 15 مل. ترك بيليه الخلية في الجزء السفلي من الأنبوب.
  6. أضافه 50 μL من RPMI 1640 المتوسطة إلى أنبوب 1.7 mL.
  7. قطع غيض من تلميح 200 μL مع مقص لتكبير فتح الطرف.
  8. أضافه 60 μL من مصفوفة غشاء الطابق السفلي باستخدام ماصه مع طرف قطع في أنبوب 1.7 mL التي لديها RPMI.
  9. مزيج RPMI ومصفوفة في أنبوب 1.7 mL. الدوامة.
  10. أضافه 110 μL من الخليط في بيليه الخلية في أنبوب 15 مل. نقل تعليق الخلية إلى أنبوب 1.7 mL جديد.
  11. الحفاظ علي أنبوب علي الجليد قبل حقن ابره.

5. زرع ابره جراحيه من الكبد البشري مثقف المنتشرة الخلايا الميلانوما الخلية الخط في الكبد

  1. اتبع البروتوكول أعلاه من الخطوات 3.1 إلى 3.15.
  2. جمع تعليق الخلية مع حقنه صغيره مع ابره 27 G.
  3. ادخل الابره علي طول سطح الكبد وتقدم غيض من الابره 5 مم أعمق.
  4. حقن 20 μL من تعليق الخلية في الكبد.
  5. كوي نقطه الادراج في الكبد لمنع تسرب الخلايا المحقونة. تاكيد الأرقاء.
  6. اتبع البروتوكول أعلاه من الخطوات 3.21 إلى 3.24.

6. CT المسح الضوئي

  1. ضع الماوس في الدولة المستيقظة.
  2. مسح الذيل مع وساده الكحول معقمه للتطهير وتوسع الاوعيه.
  3. حقن 100 μL من الاشعه المقطعية وكيل النقيض من خلال الوريد الذيل مع 27 ز ابره علي حقنه 1 مل.
  4. انتظر 4 ساعات بعد الحقن قبل أخذ الاشعه المقطعية.
    ملاحظه: هو ياخذ 4 [ه] حتى العاملة يكون تناولت بكبده [كوبفر] خلايا.
  5. بعد أربع ساعات من الحقن ، تخدير الماوس الحامل للورم مع 3 – 5% من الايزوفلوان المبخر من خلال وضعه في غرفه الاستقراء.
  6. بمجرد ان يتم تخدير الفاره بالبالكامل ، ضعها في الموضع المعرض علي CT. ضع مخروط ايزوفلونان علي خطم الماوس ليستنشق 1.5-3 ٪ ايزوفلونان للحفاظ علي التخدير.
  7. تاكيد التخدير السليم من قبل اي رد فعل عندما يتم وخز القدم من الماوس مع ملقط متناهي الفائق.
  8. تاخذ الاشعه المقطعية لمده 15 دقيقه.
  9. تاكد من ان الماوس حتى استيقظ تماما بعد الاشعه المقطعية ووضعها مره أخرى في القفص.
  10. تقييم لوجود الورم وقياس حجم الورم علي الصور المقطعية.
    ملاحظه: عامل التباين يعزز الكبد الطبيعي حمه بحيث يكون من السهل التعرف علي الورم غير المعزز. لا تسيء تفسير المرارة والمعدة كورم.

7. حصاد وتجهيز الانسجه

  1. الفئران موت ببطء باستخدام CO2 تليها خلع عنق الرحم عن طريق وضع السبابة والإبهام وراء الجمجمة وسحب الجسم من قاعده الذيل. انتقل إلى الخطوة 7.2 في أقرب وقت ممكن.
  2. وضع الماوس في موقف ضعيف ورذاذ البطن مع 70 ٪ ايثيل الكحول.
  3. استخدم ملقط معقم ومقص معقم لاجراء شق عرضي بطول 3 سم تحت عمليه الخنجري للكشف عن أعضاء البطن.
  4. المكوس الانسجه السرطانية وتنفيذ الخطوات 2.1 إلى 2.2.
  5. تقطع بقية الورم إلى مكعبات 2 ملم في طبق بيتري.
  6. نقلها إلى أنبوب المبردة مع البرد لأعاده زرع بعد التجميد.
  7. وضع الأنابيب في حاويه تجميد المبردة مليئه الايزوبروبانول.
  8. نقل الحاوية إلى 80 درجه مئوية الفريزر للتخزين المؤقت. لا تضع المكعبات الباكية بالتبريد مباشره في خزان النيتروجين السائل. تجميد لهم ببطء في معدل التبريد من-1 درجه مئوية/دقيقه للحفاظ علي الانسجه السرطانية.
  9. في اليوم التالي ، نقل الأنابيب إلى خزان النيتروجين السائل للتخزين الدائم.

8. أعاده الغرس

  1. الحفاظ علي الأنابيب المجمدة في جره النيتروجين السائل مع النيتروجين السائل حتى علي استعداد لزرع الانسجه. تقليل التعرض للانسجه إلى درجه حرارة الغرفة للحفاظ علي القدرة علي البقاء وتعزيز فرص الوصول إلى المطعم.
  2. ذوبان أنبوب بالتبريد في 37 درجه مئوية حمام المياه.
  3. نفذ الخطوات 2.2 – 2.4.
  4. زرع الورم المذاب في الفئران كما هو موضح في الخطوات 3.1 – 3.24.

النتائج

زرع العظام الجراحية باستخدام طريقه جيب الكبد يمكن زرع الكبد البشري الورم الميلاني سرطان الجلد المنتشر في الكبد الفار مع معدل نجاح عال من 80 ٪ في غضون سته أشهر. الورم الطعم الغريب الترقيع في الكبد كورم الانفرادي دون العقيدات ابنه (الشكل 1 والشكل 3...

Discussion

ونماذج الكسب غير المكثف الحالية التي تتطلب عملا كثيفا ، وتستغرق وقتا طويلا ، وباهظه التكلفة لإنشاءها. وقد أنشئت نماذج الماوس الورم المجسم الأورام الخبيثة لسرطان الكبد أكثر من عقدين من الزمان19،20،21. ومع ذلك ، هذه التقنية معقده وتتطلب استخ?...

Disclosures

وليس لدي المؤلفين ما يفصحون عنه.

Acknowledgements

ونحن نشكر السيد اوهارا ، والسيد ك. سايتو ، والسيد تيراي ، علي استعراض المخطوطة. ويقر المؤلفون بالمراجعة النقدية للمساعدة التحريرية والانجليزيه لهذه المخطوطة من قبل الدكتور ر. ساتو في مركز فوكس تشيس للسرطان. تم دعم العمل الموصوف هنا من قبل صندوق البحوث بوني كرول ، وصندوق البحوث مارك وينزيرل ، وصندوق بحوث سرطان الجلد العين في جامعه توماس جيفرسون ، ومؤسسه المجتمع اوساكا ، و JSPS KAKENHI منحه رقم JP 18K15596 في مدينه اوساكا جامعه. وكانت الدراسات في مختبر الدكتور ا. أبلين مدعومة بمنحه المعاهد القومية للصحة R01 GM067893. وقد تم تمويل هذا المشروع أيضا من قبل جائزه عميد العلوم التحويلية ، وهي جائزه المبادرة البرنامجية لجامعه توماس جيفرسون.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Materials, tissues and animals
Buprenorphine
CO2 tank
Cryomedium
Exitron nano 12000 (Alkaline earth metal-based nanoparticle contrast agent)Miltenyl Biotec130-095-700
HBSS 1x, with calcium & magnesiumCorning21-020-CM
Human liver metastatic uveal melanoma cell line
Human uveal melanoma tissue in the liverAll tissue handling should be done in a Biosafety Level 2 hood. Be careful when working with human tissue; always use gloves and avoid direct skin contact. Assume patients may have been infected with HIV or other highly transmissible organisms. Do not process samples known to carry infections.
Iodine
IsofluranePurdue Products67618-150-17
IsopropanolFisher scientificA416-1Avoid direct contact to skin and eye and inhalation of anesthetic agent.
Liquid nitrogen
Matrigel HCBD354248
NOD.Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) miceJackson Lab55574 to 8 weeks old
PBS 1x, without calcium and magnesiumCorning21-031-CM
RPMI 1640Corning10-013-CV
Sterile alcohol prep pad (70% isopropyl alcohol)Nice-Pak productsB603
4% paraformaldehyde phosphate buffer solutionWako163-20145
70% Ethyl alcohol solutionFisher Scientific04-355-122
NameCompanyCatalog NumberComments
Equipments
Absorbable hemostatJohnson and Johnson63713-0019-61
Autoclave
Body weight measure
CauteryBovie MedicalMC-23009
Cell counter
Centrifuzer
Cotton swab
Cryo freezing containerNALGENE5100-0001
CryotubeSARSTEDT72.379
Curved scissorsWorld Precision Instruments503247
Curved ultrafine forcepsWorld Precision Instruments501302
Fabric sheet
Freezer
F/AIR Filter CanisterHarvard Apparatus600979
Heating pad
Isoflurane vaporizerArtisan Scientific66317-1
Liquid nitrogen
Liquid nitrogen jarThermo Fisher Scientific2123
Micro-CT scanSiemens
Needle holderWorld Precision Instruments501246
Petri dishesFisher ScientificFB0875713
Pipette
Spray bottle
Sterile hoodBiosafety level 2 cabinet
Sterile No.11 scalpelAD SurgicalA300-11-0
Straight forcepsWorld Precision Instruments14226
Surgical drape
Tail vein restrainerBraintree ScientificTV-150-STD
Water bath
1 mL TB syringe with 27 G needleBD309623
1.7 mL tubeBioexpressC-3260-1
5-0 PDO SutureAD SurgicalS-D518R13
15 mL conical tubesAZER SCIENTIFICES-9152N
27 G needleBD780301
27 G needleHamilton7803-01
50 mL conical tubesAZER SCIENTIFICES-9502N
50 µL micro syringeBD80630
50 µL micro syringeHamilton7655-01
100 mL containerFisher Scientific12594997
200μL tip

References

  1. Aronow, M. E., Topham, A. K., Singh, A. D. Uveal Melanoma: 5-Year Update on Incidence, Treatment, and Survival (SEER 1973-2013). Ocular Oncology and Pathology. 4 (3), 145-151 (2018).
  2. Krantz, B. A., Dave, N., Komatsubara, K. M., Marr, B. P., Carvajal, R. D. Uveal melanoma: epidemiology, etiology, and treatment of primary disease. Clinical Ophthalmology. 11, 279-289 (2017).
  3. Gragoudas, E. S., et al. Survival of patients with metastases from uveal melanoma. Ophthalmology. 98 (3), 383-389 (1991).
  4. Diener-West, M., et al. Development of metastatic disease after enrollment in the COMS trials for treatment of choroidal melanoma: Collaborative Ocular Melanoma Study Group Report No. 26. Archives of Ophthalmology. 123 (12), 1639-1643 (2005).
  5. Collaborative Ocular Melanoma Study Group. Assessment of metastatic disease status at death in 435 patients with large choroidal melanoma in the Collaborative Ocular Melanoma Study (COMS): COMS report no. 15. Archives of Ophthalmology. 119 (5), 670-676 (2001).
  6. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4 (9), 998-1013 (2014).
  7. Kim, M. P., et al. Generation of orthotopic and heterotopic human pancreatic cancer xenografts in immunodeficient mice. Nature Protocols. 4 (11), 1670-1680 (2009).
  8. Némati, F., et al. Establishment and characterization of a panel of human uveal melanoma xenografts derived from primary and/or metastatic tumors. Clinical Cancer Research. 16 (8), 2352-2362 (2010).
  9. Wilmanns, C., et al. Modulation of Doxorubicin sensitivity and level of p-glycoprotein expression in human colon-carcinoma cells by ectopic and orthotopic environments in nude-mice. International Journal of Oncology. 3 (3), 413-422 (1993).
  10. Kang, Y., et al. Proliferation of human lung cancer in an orthotopic transplantation mouse model. Experimental and Therapeutic. 1 (3), 471-475 (2010).
  11. Fichtner, I., et al. Establishment of patient-derived non-small cell lung cancer xenografts as models for the identification of predictive biomarkers. Clinical Cancer Research. 14 (20), 6456-6468 (2008).
  12. Marangoni, E., et al. A new model of patient tumor-derived breast cancer xenografts for preclinical assays. Clinical Cancer Research. 13 (13), 3989-3998 (2007).
  13. Bergamaschi, A., et al. Molecular profiling and characterization of luminal-like and basal-like in vivo breast cancer xenograft models. Molecular Oncology. 3 (5-6), 469-482 (2009).
  14. Ho, K. S., Poon, P. C., Owen, S. C., Shoichet, M. S. Blood vessel hyperpermeability and pathophysiology in human tumour xenograft models of breast cancer: a comparison of ectopic and orthotopic tumours. BMC Cancer. 12, 579 (2012).
  15. Hoffman, R. M. Patient-derived orthotopic xenografts: better mimic of metastasis than subcutaneous xenografts. Nature Reviews Cancer. 15 (8), 451-452 (2015).
  16. Rubio-Viqueira, B., Hidalgo, M. Direct in vivo xenograft tumor model for predicting chemotherapeutic drug response in cancer patients. Clinical Pharmacology & Therapeutics. 85 (2), 217-221 (2009).
  17. Ozaki, S., et al. Establishment and Characterization of Orthotopic Mouse Models for Human Uveal MelanomaHepatic Colonization. American Journal of Pathology. 186 (1), 43-56 (2016).
  18. Kageyama, K., et al. Establishment of an orthotopic patient-derived xenograft mouse model using uveal melanomahepatic metastasis. Journal of Translational Medicine. 15 (1), 145 (2017).
  19. Fu, X. Y., Besterman, J. M., Monosov, A., Hoffman, R. M. Models of human metastatic colon cancer in nude mice orthotopically constructed by using histologically intact patient specimens. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (20), 9345-9349 (1991).
  20. Rashidi, B., et al. An orthotopic mouse model of remetastasis of human colon cancer liver metastasis. Clinical Cancer Research. 6 (6), 2556-2561 (2000).
  21. Fan, Z. C., et al. Real-time monitoring of rare circulating hepatocellular carcinoma cells in an orthotopic model by in vivo flow cytometry assesses resection on metastasis. Cancer Research. 72 (10), 2683-2691 (2012).
  22. Jacob, D., Davis, J., Fang, B. Xenograftictumor modelsinmiceforcancer research, atechnical review. Gene Therapy and Molecular Biology. 8, 213-219 (2004).
  23. Ahmed, S. U., et al. Generation of subcutaneous and intrahepatic human hepatocellular carcinoma xenografts in immunodeficient mice. Journal of Visualized Experiments. 25 (79), e50544 (2013).
  24. Kim, M., et al. Generation of humanized liver mouse model by transplant of patient-derived fresh human hepatocytes. Transplantation Proceedings. 46 (4), 1186-1190 (2014).
  25. Lavender, K. J., Messer, R. J., Race, B., Hasenkrug, K. J. Production of bone marrow, liver, thymus (BLT) humanized mice on the C57BL/6 Rag2(-/-)γc(-/-)CD47(-/-) background. Journal of Immunological Methods. 407, 127-134 (2014).
  26. Boll, H., et al. Micro-CT based experimental liver imaging using a nanoparticulate contrast agent: a longitudinal study in mice. PLoS One. 6 (9), e25692 (2011).
  27. Zhao, X., et al. Global gene expression profiling confirms the molecular fidelity of primary tumor-based orthotopic xenograft mouse models of medulloblastoma. Neuro-Oncology. 14 (5), 574-583 (2012).
  28. Rubio-Viqueira, B., et al. An in vivo platform for translational drug development in pancreatic cancer.Clinical. Cancer Research. 12 (15), 4652-4661 (2006).
  29. Siolas, D., Hannon, G. J. Patient-derived tumor xenografts: transforming clinical samples into mouse models. Cancer Research. 73 (17), 5315-5319 (2013).
  30. Alkema, N. G., et al. Biobanking of patient and patient-derived xenograft ovarian tumour tissue: efficient preservation with low and high fetal calf serum based methods. Scientific Reports. 6 (5), 14495 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

153xenograft

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved