JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Ортотопические метастатическая метастатическая метастатическая меланома печени человека были созданы с использованием хирургических методов ортотопической имплантации с помощью зубчатых опухолевых кусков и методов инъекций иглы с культивируемыми линиями клеток меланомы увеальной меланомы человека.

Аннотация

В последние десятилетия, подкожно имплантированных пациента полученных ксенотрансплантатопухоли опухолей или культивируемых человеческих клеточных линий были все чаще признается в качестве более репрезентативной модели для изучения рака человека в иммунодефицитных мышей, чем традиционные установленные человеческие клетки линии в пробирке. Недавно, ортотопически имплантированных пациента полученных опухоли ксенотрансплантата (PDX) модели у мышей были разработаны, чтобы лучше реплицировать особенности опухолей пациента. Печень ортопедической ксенотранспланта мыши модель, как ожидается, будет полезной платформой исследований рака, обеспечивая понимание биологии опухоли и медикаментозной терапии. Тем не менее, имплантация ортотопической опухоли печени, как правило, сложна. Здесь мы описываем наши протоколы для ортотопической имплантации пациентов полученных опухолей увеальной меланомы печени. Мы культивировали метастатические метастатические линии клеток меланомы печени человека в иммунодефицитных мышей. Протоколы могут привести к последовательно высоким техническим успехам с использованием либо хирургической техники имплантации ортотопической с кусками опухоли увеальной меланомы, полученной пациентом, либо методом инъекций иглы с культивируемой линией клеток человека. Мы также описываем протоколы для КТ сканирования для обнаружения внутренних опухолей печени и для методов повторной имплантации с использованием криоконсервированных опухолей для достижения повторного трансплантации. Вместе эти протоколы обеспечивают лучшую платформу для печени ортотопические опухолевые мыши модели печени метастатической увеальной меланомы в трансляционных исследований.

Введение

Увеальная меланома является наиболее распространенной внутриглазной злокачественной опухолью среди взрослых в западном мире. В течение последних 50 лет заболеваемость увеальной меланомой (5,1 случая на миллион) оставалась стабильной в Соединенных Штатах1,2. Увеальная меланома возникает из меланоцитов в радужной оболочке, цилиарном теле или сосудистом, и это чрезвычайно смертельное заболевание, когда развивается метастаз. Смертность пациентов с метастазами в увеальной меланомы составила 80% в 1 год и 92% в течение 2 лет после первоначальной диагностики метастаз. Время между диагностикой метастазах и смертью, как правило, короткое, менее 6 месяцев, без учета терапии3,4. Рак распространяется через кровь и имеет тенденцию к преимущественно метастазировать в печень (89-93%)4,5. Эффективная модель мыши срочно необходима для дальнейшего исследования печени метастатической увеальной меланомы. Для трансляционных исследований существует явный спрос на создание локализованной метастатической модели метастатических меланомы увеальной меланомы.

Пациент полученных опухоли ксенотрансплантат (PDX) мыши модели, как ожидается, обеспечить индивидуальные стратегии медицины. Эти модели могут быть прогностическими клинических исходов, быть полезными для доклинической оценки препарата, и быть использованы для биологических исследований опухолей6. Представитель МОДЕЛИ PDX являются эктопически опухолевых ксенотрансплантата мышей, которые имеют опухоль в подкожных участках. Большинство исследователей могут сделать операцию для подкожной имплантации без специальной практики7,8. Они также могут контролировать подкожные опухоли легко. Хотя подкожные модели PDX стали популярными на этапе исследования, они имеют некоторые препятствия в переходе к практическому использованию. Подкожная имплантация заставляет пациента полученных опухолей привить в другой микросреде от происхождения опухоли, так что это приводит к поглощению неудачи и медленного роста опухоли 9,10,11, 12,13,14. Ортотопические прививок могут быть более идеальным и рациональным подходом для модели PDX, потому что он использует тот же орган, что и оригинальная опухоль15,16.

Недавно мы разработали протоколы для хирургической ортотопической имплантации методы пациента полученных печени метастатической увеальной меланомы опухолей и методы инъекций иглы с культивируемой человеческой печени метастатической увеальной меланомы клеточной линии в NOD. CG-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) мыши17,18. Протоколы приводят к стабильно высоким техническим показателям успеха. Мы также разработали методы КТ-сканирования, которые полезны для обнаружения внутренних опухолей печени, и мы разработали повторную имплантацию криоконсервированных опухолей на платформе PDX. Мы обнаружили, что модели опухоли опухоли увеальной меланомы поддерживают характеристики первоначальной опухоли печени пациента, включая их гистопатологические и молекулярные особенности. Вместе эти методы обеспечивают лучшую платформу для моделей опухолей опухоли печени ортотопические для увеальной меланомы в трансляционных исследованиях.

протокол

Пациенты, зачисленные в исследование, должны предоставить письменное согласие, позволяющее использовать отбрасываемые хирургические образцы для исследовательских целей и генетических исследований, согласно утвержденному Институциональным обзором Протоколом. Этот протокол был выполнен в строгом соответствии с рекомендациями, сошедшей в Руководстве по уходу и использованию лабораторных животных Национальных институтов здравоохранения, и одобрен Институциональным комитетом по уходу и использованию животных (IACUC).

1. Коллекция свежих опухолевых тканей пациента

  1. Получение опухолевой ткани, полученной пациентом, после операции или биопсии иглы в больничной операционной.
  2. Поместите опухолевую ткань в контейнер емкостью 100 мл, содержащий сбалансированный солевой раствор Хэнкса (HBSS) на льду.
  3. Перенесите ткань в стерильный капюшон (уровень биобезопасности 2) в лаборатории.
  4. Приступайке к шагу 2 как можно скорее.
    ПРИМЕЧАНИЕ: По соображениям безопасности исключить пациентов с известными инфекциями ВИЧ или гепатита В или С.

2. Обработка свежих опухолевых тканей, полученных пациентом

  1. Поместите ткань в трубку 50 мл, содержащую фосфат-буферный солен (PBS) на льду. Для мытья ткани, добавить PBS в трубку и выбросить PBS из трубки в два раза.
  2. Перенесите ткань в чашку Петри, содержащую PBS на льду.
  3. Используя стерильные щипцы и ножницы, удалите некротические части ткани. Держите ткань влажной и холодной во время шагов от 2,3 до 2,5. Для образцов биопсии иглы пройдите шаг 2.3 и 2.5 и не режете образцы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Некротические ткани часто распадаются легко при прикосновении.
  4. Нарежьте ткань на 1 мм3 кубиками для хирургической имплантации печени.
  5. Остальную часть ткани нарезать кубиками в чашке Петри.
  6. Перенесите их в 1,7 мм микротрубку с 4% формалином для гистологического анализа и в другую трубку для геномного и протеомного анализа.
  7. Поместите микротрубки в банку с жидким азотом с жидким азотом. Перенесите трубки в морозильную камеру -80 градусов для постоянного хранения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Время между удалением образца у пациента и обработкой тканей не должно превышать 30 мин.

3. Хирургическая имплантация печени с опухолевыми тканями, полученными пациентом

  1. Спрей все объекты, поступающие в капот для хирургии с 70 % этилового спирта.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это включает в себя хирургические инструменты, грелки и анестезии машины.
  2. Измерьте вес ватного тампона и листа ткани.
  3. Обезливить мышь с 3-5% изофруран испаритель, поместив его в индукционной камере.
  4. После того, как мышь полностью обезврежена, поместите ее в положение на спине на грелку. Поместите изофларан конус на музу мыши, чтобы вдохнуть 1,5-3% изофларан для поддержания анестезии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Мышь должна быть на грелке в течение всей процедуры. Отсутствие отопления может вызвать переохлаждение.
  5. Подтвердите правильную анестезию без реакции, когда нога мыши колота ультратонкими щипками.
  6. Вводят бупренорфин (0,6 мг/кг) подкожно на фланге с помощью 27 G иглы на микро шприц перед операцией.
  7. Нанесите 70% этилового спирта на брюшную полость и распределите мех вверх и вниз. После распространения меха, подтвердить более легкую визуализацию кожи ниже левой подковылевой области для более легкого разреза. Не сбрить мех с живота.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Мех будет скрывать разрез сайт после операции и предотвратить мышь от царапин разреза после операции. Тем не менее, вы можете побрить мех, чтобы предотвратить заражение разреза сайта в соответствии с институциональными стандартами.
  8. Нанесите йод и дайте ему впитаться в кожу.
  9. Поместите стерильную хирургическую драпировку с отверстием 2 см на мышь.
  10. Поднимите брюшную кожу с изогнутыми ультратонкими щипками и сделать 1 см поперечный левый разрез подковыловой кожи с изогнутыми ножницами.
  11. Вставьте кончик изогнутых ножниц под кожу разреза и слегка откройте их, чтобы отделить перитонеум от кожи. Убирать ножницы от разреза с закрытыми лезвиями.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Открытие и закрытие ножниц внутри мыши может привести к повреждению и кровотечения.
  12. Найдите печень под перитонеум. Подтвердите темно-красноватый цвет через перитонеум.
  13. С изогнутыми ножницами, сделать 1 см поперечного разреза в перитонеуме. Если перитонеальная артерия кровоточит от переднего края, немедленно остановить кровотечение с каутерии.
  14. Захватите жировую ткань с помощью изогнутых ультратонких щипцы с одной стороны, вставьте край ватного тампона под левую доли печени и свернуть тампон вниз с другой стороны, чтобы вывести печень.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Захват жировой ткани важно сохранить жировой ткани от прилипания к ватным тампоном.
  15. Экстерьер печени на ватный тампон и поместить печень на нетканый абсорбирующим листом ткани.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ткань лист играет две основные роли в стабилизации печени и поглощения кровоизлияния.
  16. Сделайте разрез шириной 5 мм и глубиной, используя стерильное лезвие скальпеля No 11, чтобы сформировать карман в паренхиме, мягко нажимая место разреза ватным тампоном.
    1. Вставьте лезвие параллельно с поверхностью печени и вырезать горизонтально.
    2. Нажмите разрез сайта с ватным тампоном, чтобы остановить любое кровоизлияние.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не держите лезвие вертикальным, иначе вы прорветесь через печень и травмируете крупные сосуды в середине печени.
  17. Roll ватный тампон вверх, чтобы открыть разрез и имплантировать 1 мм3 куба опухолевой ткани в карман с изогнутыми ультратонкими щипками. Убирайте щипцы во время прокатки ватный тампон в обратном вращении и нажатия вниз.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Нажатие на место разреза с ватным тампоном при уходе щипцы помогает предотвратить перемещение опухоли в кармане.
  18. Аккуратно снимите ватный тампон с места разреза после имплантации. Приступайке к шагу 3.19 как можно скорее.
  19. Положите абсорбируемый гемостат на место разреза.
  20. Подтвердите гемостаз. Если кровотечение продолжается, добавьте больше hemostat на месте разреза.
  21. Очистите печень от листа ткани с щипками (желательно тупым-конец) и положить печень обратно в брюшной полости.
  22. Шов перитонеума с двойной лигатурой с использованием 5-0 поглощаемых шов.
  23. Шовная кожа с тройной лигатурой с использованием 5-0 поглощаемого шва.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Тройная лигатура помогает предотвратить хирургическое отделение разреза.
  24. Наблюдайте за мышью до полного пробуждения и поставьте ее обратно в клетку.
  25. Измерьте вес ватного тампона и листа ткани с кровью для кровотечения объема во время хирургии. Сравните их с их первоначальными весами перед операцией. Уменьшите кровотечение во время операции до менее чем 10% циркулирующего объема крови в мыши.

4. Сбор и обработка культурных печени человека метастатические Увеальной меланомы клеточной линии

  1. Подготовьте культивированные клетки.
  2. Собирайте ячейки и вычисляйте номер ячейки с помощью счетчика ячеек.
  3. Подготовьте соответствующее количество клеточной подвески для 10,0 х 106 ячеек в трубке 15 мл.
  4. Спин трубки на 300 х г в течение 5 минут в центрифуге при комнатной температуре.
  5. Удалите супернатант в трубке 15 мл. Оставьте клетку гранулы в нижней части трубки.
  6. Добавьте 50 кЛ rpMI 1640 средних в трубку 1,7 мл.
  7. Вырежьте кончик кончика 200 л с ножницами, чтобы увеличить наконечник открытия.
  8. Добавьте 60 зл и подвальной мембранной матрицы с помощью пипетки с наконечником разреза в трубку 1,7 мл, которая имеет RPMI.
  9. Смешайте RPMI и матрицу в трубке 1,7 мл. Вортекс его.
  10. Добавьте 110 л смеси в клеточную гранулу в трубке 15 мл. Перенесите подвеску клетки в новую трубку 1,7 мл.
  11. Держите трубку на льду перед инъекцией иглы.

5. Хирургическая имплантация иглы культовой метастатической увеальной меланомы клеточной линии в печень

  1. Следуйте вышеуказанному протоколу со ступеней 3.1 до 3.15.
  2. Соберите клеточную подвеску с помощью микросиринга с помощью иглы 27 G.
  3. Вставьте иглу вдоль поверхности печени и продвигайте кончик иглы на 5 мм глубже.
  4. Введите в печень 20 л клеточной суспензии.
  5. Каутеризизировать точку вставки печени, чтобы предотвратить вводили клетки от утечки. Подтвердите гемостаз.
  6. Следуйте вышеуказанному протоколу со ступеней 3.21 до 3.24.

6. Компьютерная томография

  1. Поместите мышь в удерживатель в бодрствуя состоянии.
  2. Протрите хвост стерильной спиртовой площадкой для дезинфекции и вазодилатации.
  3. Введите 100 л контрастного вещества КТ через хвостовую вену с иглой 27 G на шприц 1 мл.
  4. Подождите 4 ч после инъекции, прежде чем принимать КТ.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это займет 4 ч, пока агент не берется печени Kupffer клеток.
  5. Через четыре часа после инъекции, анестезирует опухолевую мышь с 3-5% испаряется изофруран, поместив его в индукционную камеру.
  6. После того, как мышь полностью анестезируется, поместите его в подверженное положение на CT. Поместите изофларан конус на музу мыши, чтобы вдохнуть 1,5-3% изофлюран для поддержания анестезии.
  7. Подтвердите правильную анестезию без реакции, когда нога мыши колота ультратонкими щипками.
  8. Сделать компьютерную томографию в течение 15 минут.
  9. Убедитесь, что мышь, пока она полностью проснулся после КТ и положить его обратно в клетку.
  10. Оцените наличие опухоли и измерьте размер опухоли на КТ-изображениях.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Контрастный агент усиливает нормальную печеночную паренхиму так, что легко распознать неувеличенную опухоль. Не истолковывать желчный пузырь и желудок как опухоль.

7. Сбор урожая и обработки тканей

  1. Эвтаназия мышей с использованием CO2 следуют вывихшей шейки матки, поместив указательный палец и большой палец за череп омичей и потянув тело у основания хвоста. Приступайке к шагу 7.2 как можно скорее.
  2. Поместите мышь в положение на спине и опрыскивать живот с 70% этилового спирта.
  3. Используйте стерильные щипцы и стерильные ножницы, чтобы сделать 3-см поперечного разреза ниже процесса сифоида, чтобы разоблачить органы брюшной полости.
  4. Вырезать опухолевой ткани и выполнить шаги 2,1 до 2,2.
  5. Остальную опухоль нарезать кубиками 2 мм в чашке Петри.
  6. Перенесите их в криогенную трубку с криоминоином для повторной имплантации после криоконсервации.
  7. Положите трубки в криогенный замораживающий контейнер, наполненный изопропанолом.
  8. Перенесите контейнер в морозильную камеру -80 градусов для временного хранения. Не кладите криотубс с криоминимом непосредственно в резервуар с жидким азотом. Заморозить их медленно со скоростью охлаждения -1 кс / мин, чтобы сохранить ткани опухоли.
  9. На следующий день перенесите трубки в резервуар с жидким азотом для постоянного хранения.

8. Повторная имплантация

  1. Храните трубки замороженные в жидком азоте банку с жидким азотом до готовности к имплантации ткани. Свести к минимуму воздействие ткани на комнатную температуру для поддержания жизнеспособности и повышения шансов на прививок.
  2. Оттепель криоконсервированная трубка в водяной бане 37 градусов.
  3. Выполните шаги 2.2-2.4.
  4. Имплантация оттаяла опухоль в мышей, как описано в шагах 3.1-3.24.

Результаты

Хирургическая ортотопическая имплантация с помощью метода кармана печени может пересадить метастатическую опухоль увеальной меланомы печени человека в печень мыши с высоким показателем успеха 80% в течение шести месяцев. Опухоль ксенотрансплантата прививается в пе?...

Обсуждение

Современные ортотопические модели ксенотрансплантата трудоемкие, трудоемкие и дорогостоящие в создании. Ортотопические опухоли ксенотрансплантат мыши модели для рака печени были созданы более двух десятилетий назад19,20,21. Тем не мен?...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Мы благодарны М. Охаре, К. Сайто и М. Тераи за обзор рукописи. Авторы признают критический отзыв для редакционной и английской помощи этой рукописи д-р Р. Сато в Фокс Чейз онкологический центр. Работа, описанная в настоящем номере, была поддержана Исследовательским фондом Бонни Кролл, Исследовательским фондом Марка Вайнцирля, Исследовательским фондом меланомы глаз при Университете Томаса Джефферсона, Общественным фондом Осаки и Грантовым номером JP 18K15596 в городе Осака Университет. Исследования в лаборатории доктора А. Аплина были поддержаны грантом NIH R01 GM067893. Этот проект был также профинансирован Дина Преобразующей науки премии, Томас Джефферсон университета Программная инициатива премии.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Materials, tissues and animals
Buprenorphine
CO2 tank
Cryomedium
Exitron nano 12000 (Alkaline earth metal-based nanoparticle contrast agent)Miltenyl Biotec130-095-700
HBSS 1x, with calcium & magnesiumCorning21-020-CM
Human liver metastatic uveal melanoma cell line
Human uveal melanoma tissue in the liverAll tissue handling should be done in a Biosafety Level 2 hood. Be careful when working with human tissue; always use gloves and avoid direct skin contact. Assume patients may have been infected with HIV or other highly transmissible organisms. Do not process samples known to carry infections.
Iodine
IsofluranePurdue Products67618-150-17
IsopropanolFisher scientificA416-1Avoid direct contact to skin and eye and inhalation of anesthetic agent.
Liquid nitrogen
Matrigel HCBD354248
NOD.Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) miceJackson Lab55574 to 8 weeks old
PBS 1x, without calcium and magnesiumCorning21-031-CM
RPMI 1640Corning10-013-CV
Sterile alcohol prep pad (70% isopropyl alcohol)Nice-Pak productsB603
4% paraformaldehyde phosphate buffer solutionWako163-20145
70% Ethyl alcohol solutionFisher Scientific04-355-122
NameCompanyCatalog NumberComments
Equipments
Absorbable hemostatJohnson and Johnson63713-0019-61
Autoclave
Body weight measure
CauteryBovie MedicalMC-23009
Cell counter
Centrifuzer
Cotton swab
Cryo freezing containerNALGENE5100-0001
CryotubeSARSTEDT72.379
Curved scissorsWorld Precision Instruments503247
Curved ultrafine forcepsWorld Precision Instruments501302
Fabric sheet
Freezer
F/AIR Filter CanisterHarvard Apparatus600979
Heating pad
Isoflurane vaporizerArtisan Scientific66317-1
Liquid nitrogen
Liquid nitrogen jarThermo Fisher Scientific2123
Micro-CT scanSiemens
Needle holderWorld Precision Instruments501246
Petri dishesFisher ScientificFB0875713
Pipette
Spray bottle
Sterile hoodBiosafety level 2 cabinet
Sterile No.11 scalpelAD SurgicalA300-11-0
Straight forcepsWorld Precision Instruments14226
Surgical drape
Tail vein restrainerBraintree ScientificTV-150-STD
Water bath
1 mL TB syringe with 27 G needleBD309623
1.7 mL tubeBioexpressC-3260-1
5-0 PDO SutureAD SurgicalS-D518R13
15 mL conical tubesAZER SCIENTIFICES-9152N
27 G needleBD780301
27 G needleHamilton7803-01
50 mL conical tubesAZER SCIENTIFICES-9502N
50 µL micro syringeBD80630
50 µL micro syringeHamilton7655-01
100 mL containerFisher Scientific12594997
200μL tip

Ссылки

  1. Aronow, M. E., Topham, A. K., Singh, A. D. Uveal Melanoma: 5-Year Update on Incidence, Treatment, and Survival (SEER 1973-2013). Ocular Oncology and Pathology. 4 (3), 145-151 (2018).
  2. Krantz, B. A., Dave, N., Komatsubara, K. M., Marr, B. P., Carvajal, R. D. Uveal melanoma: epidemiology, etiology, and treatment of primary disease. Clinical Ophthalmology. 11, 279-289 (2017).
  3. Gragoudas, E. S., et al. Survival of patients with metastases from uveal melanoma. Ophthalmology. 98 (3), 383-389 (1991).
  4. Diener-West, M., et al. Development of metastatic disease after enrollment in the COMS trials for treatment of choroidal melanoma: Collaborative Ocular Melanoma Study Group Report No. 26. Archives of Ophthalmology. 123 (12), 1639-1643 (2005).
  5. Collaborative Ocular Melanoma Study Group. Assessment of metastatic disease status at death in 435 patients with large choroidal melanoma in the Collaborative Ocular Melanoma Study (COMS): COMS report no. 15. Archives of Ophthalmology. 119 (5), 670-676 (2001).
  6. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4 (9), 998-1013 (2014).
  7. Kim, M. P., et al. Generation of orthotopic and heterotopic human pancreatic cancer xenografts in immunodeficient mice. Nature Protocols. 4 (11), 1670-1680 (2009).
  8. Némati, F., et al. Establishment and characterization of a panel of human uveal melanoma xenografts derived from primary and/or metastatic tumors. Clinical Cancer Research. 16 (8), 2352-2362 (2010).
  9. Wilmanns, C., et al. Modulation of Doxorubicin sensitivity and level of p-glycoprotein expression in human colon-carcinoma cells by ectopic and orthotopic environments in nude-mice. International Journal of Oncology. 3 (3), 413-422 (1993).
  10. Kang, Y., et al. Proliferation of human lung cancer in an orthotopic transplantation mouse model. Experimental and Therapeutic. 1 (3), 471-475 (2010).
  11. Fichtner, I., et al. Establishment of patient-derived non-small cell lung cancer xenografts as models for the identification of predictive biomarkers. Clinical Cancer Research. 14 (20), 6456-6468 (2008).
  12. Marangoni, E., et al. A new model of patient tumor-derived breast cancer xenografts for preclinical assays. Clinical Cancer Research. 13 (13), 3989-3998 (2007).
  13. Bergamaschi, A., et al. Molecular profiling and characterization of luminal-like and basal-like in vivo breast cancer xenograft models. Molecular Oncology. 3 (5-6), 469-482 (2009).
  14. Ho, K. S., Poon, P. C., Owen, S. C., Shoichet, M. S. Blood vessel hyperpermeability and pathophysiology in human tumour xenograft models of breast cancer: a comparison of ectopic and orthotopic tumours. BMC Cancer. 12, 579 (2012).
  15. Hoffman, R. M. Patient-derived orthotopic xenografts: better mimic of metastasis than subcutaneous xenografts. Nature Reviews Cancer. 15 (8), 451-452 (2015).
  16. Rubio-Viqueira, B., Hidalgo, M. Direct in vivo xenograft tumor model for predicting chemotherapeutic drug response in cancer patients. Clinical Pharmacology & Therapeutics. 85 (2), 217-221 (2009).
  17. Ozaki, S., et al. Establishment and Characterization of Orthotopic Mouse Models for Human Uveal MelanomaHepatic Colonization. American Journal of Pathology. 186 (1), 43-56 (2016).
  18. Kageyama, K., et al. Establishment of an orthotopic patient-derived xenograft mouse model using uveal melanomahepatic metastasis. Journal of Translational Medicine. 15 (1), 145 (2017).
  19. Fu, X. Y., Besterman, J. M., Monosov, A., Hoffman, R. M. Models of human metastatic colon cancer in nude mice orthotopically constructed by using histologically intact patient specimens. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (20), 9345-9349 (1991).
  20. Rashidi, B., et al. An orthotopic mouse model of remetastasis of human colon cancer liver metastasis. Clinical Cancer Research. 6 (6), 2556-2561 (2000).
  21. Fan, Z. C., et al. Real-time monitoring of rare circulating hepatocellular carcinoma cells in an orthotopic model by in vivo flow cytometry assesses resection on metastasis. Cancer Research. 72 (10), 2683-2691 (2012).
  22. Jacob, D., Davis, J., Fang, B. Xenograftictumor modelsinmiceforcancer research, atechnical review. Gene Therapy and Molecular Biology. 8, 213-219 (2004).
  23. Ahmed, S. U., et al. Generation of subcutaneous and intrahepatic human hepatocellular carcinoma xenografts in immunodeficient mice. Journal of Visualized Experiments. 25 (79), e50544 (2013).
  24. Kim, M., et al. Generation of humanized liver mouse model by transplant of patient-derived fresh human hepatocytes. Transplantation Proceedings. 46 (4), 1186-1190 (2014).
  25. Lavender, K. J., Messer, R. J., Race, B., Hasenkrug, K. J. Production of bone marrow, liver, thymus (BLT) humanized mice on the C57BL/6 Rag2(-/-)γc(-/-)CD47(-/-) background. Journal of Immunological Methods. 407, 127-134 (2014).
  26. Boll, H., et al. Micro-CT based experimental liver imaging using a nanoparticulate contrast agent: a longitudinal study in mice. PLoS One. 6 (9), e25692 (2011).
  27. Zhao, X., et al. Global gene expression profiling confirms the molecular fidelity of primary tumor-based orthotopic xenograft mouse models of medulloblastoma. Neuro-Oncology. 14 (5), 574-583 (2012).
  28. Rubio-Viqueira, B., et al. An in vivo platform for translational drug development in pancreatic cancer.Clinical. Cancer Research. 12 (15), 4652-4661 (2006).
  29. Siolas, D., Hannon, G. J. Patient-derived tumor xenografts: transforming clinical samples into mouse models. Cancer Research. 73 (17), 5315-5319 (2013).
  30. Alkema, N. G., et al. Biobanking of patient and patient-derived xenograft ovarian tumour tissue: efficient preservation with low and high fetal calf serum based methods. Scientific Reports. 6 (5), 14495 (2015).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

153

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены