Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

نقدم طريقة تحليل حركية تستخدم جهاز التقاط الحركة ثلاثي الأبعاد الذي يحتوي على أربع كاميرات وبرامج معالجة البيانات لإجراء تقييمات وظيفية أثناء الأبحاث الأساسية التي تنطوي على نماذج القوارض.

Abstract

بالمقارنة مع مؤشر وظيفي ة الوركية (SFI) ، التحليل الحركي هو طريقة أكثر موثوقية وحساسة لإجراء تقييمات وظيفية لنماذج القوارض إصابة الأعصاب الوركي. في هذا البروتوكول، نصف طريقة تحليل حركية جديدة تستخدم جهاز التقاط الحركة ثلاثي الأبعاد (3D) للتقييمات الوظيفية باستخدام نموذج إصابة سحق العصب الوركي الجرذ. أولاً، الجرذ مُتّمّ بالمشي في المطحنة. ثم يتم إرفاق علامات إلى المعالم العظام المعينة ويتم إجراء الفئران على المشي على حلقة مفرغة في السرعة المطلوبة. وفي الوقت نفسه، يتم تسجيل حركات الطرف الخلفي من الفئران باستخدام أربع كاميرات. اعتمادا على البرمجيات المستخدمة، يتم إنشاء تتبع علامات باستخدام كل من وسائط التلقائي واليدوي ويتم إنتاج البيانات المطلوبة بعد تعديلات خفية. تقدم هذه الطريقة للتحليل الحركي ، والتي تستخدم جهاز التقاط الحركة ثلاثي الأبعاد ، العديد من المزايا ، بما في ذلك الدقة والدقة الفائقة. ويمكن التحقيق في العديد من البارامترات خلال التقييمات الوظيفية الشاملة. هذه الطريقة لديها العديد من أوجه القصور التي تتطلب النظر: النظام مكلف ، يمكن أن يكون معقدًا للعمل ، وقد ينتج انحرافات في البيانات بسبب تحول الجلد. ومع ذلك، فإن التحليل الحركي باستخدام جهاز التقاط الحركة ثلاثي الأبعاد مفيد لإجراء تقييمات وظيفية للأطراف الأمامية والخلفية. في المستقبل، قد تصبح هذه الطريقة مفيدة بشكل متزايد في توليد تقييمات دقيقة لمختلف الصدمات والأمراض.

Introduction

مؤشر وظيفي الوركي (SFI) هو الأسلوب القياسي لتنفيذ تقييمات الأعصاب الوركي الوظيفية1. وقد اعتمدت على نطاق واسع SFI وكثيرا ما تستخدم في مختلف دراسات التقييم الوظيفي على إصابات العصب الوركي الفئران2،3،4، 5،6. على الرغم من شعبيتها ، هناك العديد من المشاكل مع SFI ، بما في ذلك تشويه تلقائي7، ومخاطر التعاقد المشتركة ، وتشويه آثار الأقدام8. هذه المشاكل تؤثر بشكل خطير على قيمتها التكهنية9. لذلك، مطلوب أسلوب بديل أقل عرضة للخطأ كبديل لـ SFI.

إحدى هذه الطرق البديلة هي التحليل الحركي. وهذا يشمل تحليل المشي ة الشامل باستخدام علامات التتبع المرفقة بالمعالم العظمية أو المفاصل. يستخدم التحليل الحركي بشكل متزايد للتقييمات الوظيفية9. يتم الاعتراف بهذه الطريقة تدريجيا كأداة موثوقة وحساسة للتقييم الوظيفي10 دون أوجه القصور المنسوبة إلى SFI11،12.

في هذا البروتوكول ، نصف سلسلة من التحليلات الحركية التي تستخدم جهاز التقاط الحركة ثلاثية الأبعاد التي تتكون من جهاز المشي ، وأربع كاميرات جهاز مقرن مشحون 120 Hz (CCD) ، وبرامج معالجة البيانات (انظر جدول المواد). تختلف طريقة التحليل الحركي هذه عن الفيديو العام أو تحليل المشي13،14. يتم وضع كاميرتين في اتجاهات مختلفة لتسجيل حركات الأطراف الخلفية من جانب واحد. في وقت لاحق ، يتم إنشاء نموذج رقمي ثلاثي الأبعاد للطرف الخلفي باستخدام رسومات الكمبيوتر9. يمكننا حساب زوايا المفصل المعينة، مثل الورك والركبة والكاحل ومفصل القدمين، عن طريق تلخيص أبعاد الأطراف الفعلية عن كثب. بالإضافة إلى ذلك، يمكننا تحديد معلمات مختلفة مثل طول الخطوة / الخطوة ونسبة مرحلة الموقف إلى مرحلة التأرجح. وتستند هذه الإعادة إلى نموذج رقمي ثلاثي الأبعاد أعيد بناؤه بالكامل للأطراف الخلفية، تم إنشاؤه من البيانات المرسلة بواسطة مجموعتين من الكاميرات. حتى مسار مركز الثقل الوهمي (CoG) يمكن حسابه تلقائيًا.

استخدمنا جهاز التقاط الحركة ثلاثي الأبعاد هذا لتقديم وتقييم معلمات حركية متعددة تكشف عن التغيرات الوظيفية بمرور الوقت في سياق نموذج إصابة سحق العصب الوركي للفئران.

Protocol

تمت الموافقة على البروتوكول من قبل لجنة التجارب الحيوانية في جامعة كيوتو، وتم تنفيذ جميع خطوات البروتوكول وفقًا للمبادئ التوجيهية للجنة التجارب الحيوانية، جامعة كيوتو (رقم الموافقة: MedKyo17029).

1. التعرف على الفئران مع المشي حلقة مفرغة

  1. إعداد اثنين من الأغطية البلاستيكية شفافة على كلا الجانبين من حلقة مفرغة للسماح ل12 أسبوعا من العمر الذكور لويس الجرذ المشي في مستقيم، اتجاه أمامي، ثم بدوره على شبكة الصدمة الكهربائية.
  2. اشي كل فأر على جهاز المشي تسريع تدريجيا حلقة مفرغة إلى السرعة المطلوبة (20 سم / دقيقة أو 12 م / دقيقة) والسماح للجرذ المشي عادة في هذه السرعة لمدة 5 دقيقة. بعد كل جلسة سير، قم بتوفير استراحة راحة من دقيقة إلى دقيقة ونصف. كرر هذه العملية 3x في اليوم الواحد، 5 أيام في الأسبوع، لمدة أسبوع واحد.
    ملاحظة: بدء المشي حلقة مفرغة 1 قبل أسبوع من الخطوة 2.
  3. الفئران منزل في مجموعات من ثلاثة لكل قفص مع دورة 12 ساعة ضوء الظلام وإطعامهم الطعام الفئران التجارية والصنبور المياه الإعلانية libitum.

2. أداء إصابة سحق العصب الوركي

  1. وضع الفئران في غرفة تحريض التخدير وإدخال 5٪ محلول استنشاق الإيزوفران.
  2. توفير حقنة داخل البلح بين النسوة من مخدر مركب ة معدة مع 0.15 ملغم/كغ ميدتوميدين هيدروكلوريد، 2 ملغ/كغ ميدازولام، و2.5 ملغم/كغ من الطرطر البوتيفنتول للفأر. تحقق من عدم وجود ردود فعل دواسة. ثم قم بصنع منطقة من التروشانتر الأيسر إلى منتصف الفخذ باستخدام آلة التكال.
  3. نشر قطعة من القماش العقيم، ووضع الفئران على ذلك، ويكون ذلك تكمن في الموقف الجانبي الأيسر. وضع الأدوات الجراحية المعقمة على القماش كذلك.
  4. إنشاء شق مستقيم من التروشانتر أكبر إلى منتصف الفخذ مع الجراحية رقم 10 شفرة. ثم قم بإجراء تشريح حاد بين النمؤم الرباعي والعضلة ذات الرأسين باستخدام هيموسات جراحية لفضح العصب الوركي.
  5. فصل العصب الوركي من الأنسجة المحيطة مع اثنين من أزواج microforceps وسحق العصب الوركي لمدة 10 ق، وذلك باستخدام hemostat الجراحية القياسية، لخلق 2 مم طويلة سحق الاصابة في الموقع مباشرة تحت tuberosity الألوية.
  6. قم بإجراء غرزة نايلون من 9-0 في الطرف القريب من الإصابة باستخدام زوج من المايكروفورس ثم أغلق العضلات والجلد بخيوط نايلون 4-0.
  7. توفير حقن داخل الطرفية من خصم مخدر أعدت مع 0.3 ملغ / كغ atipamezole هيدروكلوريد للفأر، لإيقاظه في غضون 10 دقيقة. بعد أن يتعافى الجرذ من التخدير ، راقب حركات القدم اليسرى بينما يتم تعليق الجرذ بقاعدة ذيله. إذا لم ينتشر القدم على الإطلاق ، كانت الجراحة ناجحة.
  8. منزل الفئران بشكل فردي بعد الجراحة مع دورة 12 ساعة ضوء الظلام وإطعامهم الطعام الفئران التجارية والصنبور المياه الإعلانية libitum.

3. إرفاق علامات

  1. وضع الفئران المدربة في غرفة تحريض التخدير وإدخال 5٪ حل استنشاق الإيأولوفولان. تحقق من عدم وجود منعكس دواسة عن طريق قرص إصبع القدم.
  2. السماح للفأر أن يكون مخدر امتواصل باستخدام قناع مخدر (2٪ محلول استنشاق الايزوغلوران). في حين أن الجرذ يتلقى تخديرًا مستقرًا ، اقل منطقة من أسفل الظهر إلى الماليولي الثنائي باستخدام آلة التكال.
    تنبيه: لمنع تعريض الباحثين لتسرب isoflurane، تأكد من أن قناع يغطي بإحكام رأس ووجه الجرذ.
    ملاحظة: لمنع إصابة الجرذ، قم بقص الشعر برفق قدر الإمكان.
  3. وضع الجرذ في موقف عرضة. استخدام قلم علامة سوداء لوضع علامة على معالم العظام التالية على الجلد الحليق: خط من خلال العمليات الشوكية من أسفل الظهر إلى الفقرات العجزية، والعمود الفقري الحرقفي الأمامي الأعلى، واكبر التروشوين، ومفاصل الركبة، وmalleoli الجانبي، والخامس المفاصل المشطية، وطرف من أصابع القدم الرابعة.
    ملاحظة: يتم استخدام الخط من خلال العمليات الشوكية لتحديد ما إذا كانت العلامات الثنائية متناظرة بشكل محوري.
  4. استخدم مادة لاصقة سائلة لإرفاق علامات نصف الكرة الأرضية بهذه المعالم العظمية، باستثناء الخط من خلال العمليات الشوكية من أسفل الظهر إلى الفقرات العجزية، وطرف أصابع القدم الرابعة. استخدم ألوانًا مميزة لكل معلم آخر لتجنب الارتباك. يتم وضع علامة على طرف الأصابع الرابعة بالحبر الوردي.
    تنبيه: الحرص على عدم التنقيط لاصقة على الجلد المكشوف للمشغل.
  5. بعد وضع جميع علامات، وضع الفئران مرة أخرى في القفص. لا تضع الجرذ على جهاز المشي حتى يتعافى تمامًا من التخدير.
    ملاحظة: قد يؤثر انخفاض الوعي بشكل خطير على المشي الطبيعي إذا لم يتعافى الجرذ تمامًا من التخدير.

4. المعايرة وإعداد البرامج

  1. قم بإعداد ورقين بلاستيكيين شفافين على جانبي جهاز المشي ووضع مربع المعايرة في منتصف جهاز المشي. افتح برنامج التسجيل ثم انقر على أيقونة صورة المعايرة على الشاشة(الملف التكميلي 1).
  2. انقر فوق رمز التسجيل لتسجيل 1-2 s من الفيديو من أربعة اتجاهات باستخدام كاميرات CCD 120 هرتز. انقر على رمز التسجيل مرة أخرى لإيقاف التسجيل.
    ملاحظة: سيتم حفظ الفيديو تلقائيًا بمجرد توقف التسجيل.
  3. افتح ملف الفيديو في برنامج الحساب. انقر واسحب النقاط المميزة لنماذج مربع المعايرة ثلاثية الأبعاد في الزاوية اليمنى السفلية من الشاشة إلى العلامات المقابلة على الصور الأربعة ، والتي يتم تحويلها تلقائيًا من الفيديو في نمط المعايرة(الملف التكميلي 2). ثم انقر على رمز حفظ.
    ملاحظة: لا تقم بتغيير مواضع الكاميرات بعد اكتمال المعايرة.

5. تسجيل المشي

  1. خذ مربع المعايرة من جهاز المشي ، بدوره على شبكة الصدمات الكهربائية ، ووضع الفئران مستيقظا تماما على حلقة مفرغة. افتح برنامج التسجيل وأدخل المعلومات الأساسية حول الجرذ، بما في ذلك رقمه التسلسلي وسرعة المشي واسم المشغل الرئيسي.
  2. قم بتشغيل جهاز المشي وحدد السرعة إلى 20 سم/س. بعد أن يتكيف الجرذ مع السرعة وقادر على المشي بشكل طبيعي ، انقر فوق رمز التسجيل على الشاشة لتسجيل فأر المشي مع الكاميرات الأربع. بمجرد تسجيل خطوات كافية (>10) ، انقر على الرمز مرة أخرى لإيقاف التسجيل ، وإيقاف تشغيل جهاز المشي.
    ملاحظة: سيتم حفظ الفيديو تلقائيًا بمجرد توقف التسجيل.
  3. وضع الفئران مرة أخرى إلى غرفة التخدير للتخدير. في حين أن الجرذ تحت التخدير المستمر (تدار عن طريق قناع التخدير)، وإزالة علامات نصف الكرة الأرضية.
    ملاحظة: إزالة علامات بلطف ممكن لتجنب التسبب في الألم للفأر.
  4. في الوقت المحدد (على سبيل المثال، أسبوع واحد، 3 أسابيع، أو 6 أسابيع بعد الجراحة)، قم بإجراء القياس الحركي على الجرذ عن طريق تكرار الخطوات 3.1-5.3. قم بإجراء القياس الحركي مرة واحدة فقط ، في بداية التجربة ، للفئران التي لم تتلق عملية جراحية (أي مجموعة التحكم).

6. علامة تتبع

  1. افتح برنامج الحساب وافتح ملف الفيديو على الواجهة.
  2. انقر واسحب شريط التحكم الثنائي على شريط التقدم من الفيديو لضمان عرض سجل المشي فقط من 10 خطوات(الملف التكميلي 3). انقر واسحب كل نقطة مميزة من النموذج ثلاثي الأبعاد في الزاوية اليمنى السفلى من الشاشة إلى علامة المقابلة على كل من الصور الأولية الأربعة من أشرطة الفيديو التي تم التقاطها من قبل الكاميرات(ملف التكميلية 4).
  3. انقر على رمز التتبع التلقائي لبدء عملية تتبع العلامة التلقائية(الملف التكميلي 5 ، الملف التكميلي 6). إذا لم يتتبع النظام علامة بدقة، فانقر على رمز الرقمنة يدويًا للتبديل إلى وضع التتبع اليدوي(الملف التكميلي 7)،انقر على نقطة مميزة التتبع في النموذج ثلاثي الأبعاد، ثم على علامة الاستجابة في الصورة.
  4. بمجرد النقر فوق العلامة، تأكد من تبديل الصورة إلى الإطار التالي للفيديو. الآن باستمرار انقر على علامة حتى يتم الانتهاء من عملية تتبع علامة. بمجرد الانتهاء، انقر على رمز الحفظ.

7- التحليل الحركي

  1. افتح برنامج التحليل ثم افتح ملف الفيديو المعالج على الواجهة.
  2. انقر على أيقونة الإعداد وحدد وأضف معلمات معينة مثل زاوية الكاحل وزاوية القدم وتحول الحوض (محاور X و Z) إلى قائمة العرض في النافذة المنبثقة على اليمين(الملف التكميلي 8). انقر على موافق، بحيث تظهر المنحنيات التي تمثل تغييرات القيمة في المعلمات على الواجهة.
  3. انقر على أيقونة القياس وحدد المعالجة السلسة في القائمة المنسدلة. أدخل 20 هرتز في النافذة المنبثقة لإزالة ترددات أكبر من 20 هرتز داخل المنحنيات(الملف التكميلي 9).
  4. تأكد من وجود خمس لوحات على الواجهة: فيديو المشي للفأر ، والنموذج الديناميكي ثلاثي الأبعاد ، والمنحنيات التي تمثل تغييرات القيمة في المعلمات من دورة الخطوات العشر ، والمنحنيات التي تمثل متوسط تغييرات القيمة في المعلمات ، والرسوم البيانية والرسوم البيانية التخطيطية التي تمثل نسبة مرحلة الموقف والتأرجح(الملف التكميلي 10).
  5. انقر على اليمين في لوحة المنحنيات التي تمثل متوسط التغيرات في القيمة في المعلمات وحدد إخراج البيانات في القائمةالمنسدلة (الملف التكميلي 11). وهذا سوف ينتج متوسط قيم زوايا مفصل الطرف الخلفي، بما في ذلك زوايا الكاحل والقدمين، وتحول الحوض، وأي معلمات أخرى مطلوبة في فترات دورة 10 خطوات.

النتائج

اخترنا أربعة معلمات للتحقيق في التغيرات الوظيفية مع مرور الوقت في نموذج إصابة سحق العصب الوركي الفئران. كانت هذه هي نسبة مرحلة الموقف إلى التأرجح ، ومسار مركز الثقل (CoG) ، وزوايا الكاحل ، وزوايا القدم في المرحلة9من "القدم". تم تعيين 24 فئرانًا عشوائيًا إلى واحدة من أربع مجموعات: م...

Discussion

في هذا البروتوكول ، والجرذ مستقرة والمشي باستمرار هو العنصر الأكثر حيوية من التحليل الحركي. تم تعيين سرعة جهاز المشي إلى 20 سم / س. سرعة المشي هذه لا تعتبر بأي حال من الأحوال "عالية" إذا كانت الفئران تتحرك دون قيود الفضاء16. ومع ذلك، فإن هذه السرعة سريعة جداً بالنسبة للفئران غير ال...

Disclosures

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

Acknowledgements

تم دعم هذه الدراسة من قبل JSPS KAKENHI منحة رقم JP19K19793، JP18H03129، وJP18K19739.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
9-0 nylon sutureBear Medic Corporation.T06A09N20-25
Anesthetic Apparatus for Small AnimalsSHINANO MFG CO.,LTD.SN-487-0T
ISOFLURANE Inhalation SolutionPfizer Japan Inc.(01)14987114133400
Kine AnalyzerKISSEI COMTEC CO.,LTD.N.A.A analysis software
Liquid adhesiveKANBO PRAS CORPORATIONPT-B180
Micro forcepsBRC CO.16171080
Motion RecorderKISSEI COMTEC CO.,LTD.N.A.A recording software
Standard surgical hemostatFine Science Tools, Inc.12501-13
Surgical blade No.10FEATHER Safety Razor CO., LTD100D
Surgical hemostatWorld Precision Instruments503740
Three-dimensional motion capture apparatus (KinemaTracer for Animal)KISSEI COMTEC CO.,LTD.N.A.A 3D motion analysis system that consists of cameras
Three-dimensional(3D) CalculatorKISSEI COMTEC CO.,LTD.N.A.A marker tracing software
TreadmillMUROMACHI KIKAI CO.,LTDMK-685a treadmill with affialiated the electrical schocker, transparent sheats and a speed control apparatus

References

  1. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1274 (1996).
  2. Takhtfooladi, M. A., Jahanbakhsh, F., Takhtfooladi, H. A., Yousefi, K., Allahverdi, A. Effect of low-level laser therapy (685 nm, 3 J/cm(2)) on functional recovery of the sciatic nerve in rats following crushing lesion. Lasers in Medical Science. 30 (3), 1047-1052 (2015).
  3. Xing, H., Zhou, M., Assinck, P., Liu, N. Electrical stimulation influences satellite cell differentiation after sciatic nerve crush injury in rats. Muscle & Nerve. 51 (3), 400-411 (2015).
  4. Yang, C. C., Wang, J., Chen, S. C., Jan, Y. M., Hsieh, Y. L. Enhanced functional recovery from sciatic nerve crush injury through a combined treatment of cold-water swimming and mesenchymal stem cell transplantation. Neurological Research. 37 (90), 816-826 (2015).
  5. Jiang, W., et al. Low-intensity pulsed ultrasound treatment improved the rate of autograft peripheral nerve regeneration in rat. Scientific Reports. 6, 22773 (2016).
  6. Ni, X. J., et al. The Effect of Low-Intensity Ultrasound on Brain-Derived Neurotropic Factor Expression in a Rat Sciatic Nerve Crushed Injury Model. Ultrasound in Medicine & Biology. 43 (2), 461-468 (2017).
  7. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  8. Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Sciatic nerve regeneration in the rat. Validity of walking track assessment in the presence of chronic contractures. Microsurgery. 10 (3), 220-225 (1989).
  9. Wang, T., et al. Functional evaluation outcomes correlate with histomorphometric changes in the rat sciatic nerve crush injury model : A comparison between sciatic functional index and kinematic analysis. PLoS One. 13 (12), e0208985 (2018).
  10. de Ruiter, G. C., et al. Two-dimensional digital video ankle motion analysis for assessment of function in the rat sciatic nerve model. Journal of the Peripheral Nervous System. 12 (3), 216-222 (2007).
  11. Walker, J. L., Evans, J. M., Meade, P., Resig, P., Sisken, B. F. Gait-stance duration as a measure of injury and recovery in the rat sciatic nerve model. Journal of Neuroscience Methods. 52 (1), 47-52 (1994).
  12. Dijkstra, J. R., Meek, M. F., Robinson, P. H., Gramsbergen, A. Methods to evaluate functional nerve recovery in adult rats: walking track analysis, video analysis and the withdrawal reflex. Journal of Neuroscience Methods. 96 (2), 89-96 (2000).
  13. Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
  14. Rui, J., et al. Gait cycle analysis: parameters sensitive for functional evaluation of peripheral nerve recovery in rat hind limbs. Annals of Plastic Surgery. 73 (4), 405-411 (2014).
  15. Yu, P., Matloub, H. S., Sanger, J. R., Narini, P. Gait analysis in rats with peripheral nerve injury. Muscle & Nerve. 24 (2), 231-239 (2001).
  16. Amado, S., et al. The sensitivity of two-dimensional hindlimb joint kinematics analysis in assessing functional recovery in rats after sciatic nerve crush. Behavioural Brain Research. 225 (2), 562-573 (2011).
  17. Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible?. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
  18. Varejao, A. S. P., et al. Motion of the foot and ankle during the stance phase in rats. Muscle & Nerve. 26 (5), 630-635 (2002).
  19. Lin, F. M., Pan, Y. C., Hom, C., Sabbahi, M., Shenaq, S. Ankle stance angle: a functional index for the evaluation of sciatic nerve recovery after complete transection. Journal of Reconstructive Microsurgery. 12 (3), 173-177 (1996).
  20. Patel, M., et al. Video-gait analysis of functional recovery of nerve repaired with chitosan nerve guides. Tissue Engineering. 12 (11), 3189-3199 (2006).
  21. Filipe, V. M., et al. Effect of skin movement on the analysis of hindlimb kinematics during treadmill locomotion in rats. Journal of Neuroscience Methods. 153 (1), 55-61 (2006).
  22. Tajino, J., et al. Three-dimensional motion analysis for comprehensive understanding of gait characteristics after sciatic nerve lesion in rodents. Scientific Reports. 8 (1), 13585 (2018).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

156

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved