JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

غالباً ما تتطلب الأساليب الحالية لبناء أقطاب أقطاب أقطاب أقطابية ذات كفة محيطية قابلة للزرع بشكل مزمن لاستخدامها في القوارض الصغيرة معدات متخصصة و/أو موظفين مدربين تدريباً عالياً. في هذا البروتوكول نبرهن على نهج بسيط ومنخفض التكلفة لتصنيع أقطاب الكفة القابلة للزرع بشكل مزمن ، ونبرهن على فعاليتها لتحفيز العصب المبهم (VNS) في الفئران.

Abstract

منذ فترة طويلة تستخدم أقطاب الكفة العصبية الطرفية في علم الأعصاب والمجالات ذات الصلة لتحفيز ، على سبيل المثال ، الأعصاب المبهمة أو الوركية. وقد أظهرت العديد من الدراسات الحديثة فعالية VNS المزمنة في تعزيز اللدونة الجهاز العصبي المركزي لتحسين إعادة التأهيل الحركي، والتعلم الانقراض، والتمييز الحسي. إن بناء أجهزة قابلة للزرع بشكل مزمن لاستخدامها في مثل هذه الدراسات أمر صعب بسبب صغر حجم الفئران، وتتطلب البروتوكولات النموذجية تدريبًا مكثفًا للموظفين وطرقًا للذم الدقيق تستغرق وقتًا طويلاً. وبدلاً من ذلك، يمكن شراء أقطاب أقطاب قابلة للزرع متاحة تجارياً بتكلفة أعلى بكثير. في هذا البروتوكول، نقدم طريقة بسيطة ومنخفضة التكلفة لبناء أقطاب صغيرة ذات كفة عصب محيطية قابلة للزرع بشكل مزمن لاستخدامها في الفئران. نحن التحقق من موثوقية قصيرة وطويلة الأجل من أقطاب الكفة لدينا من خلال إثبات أن VNS في الكيتامين / xylazine الفئران تخدير تنتج انخفاض في معدل التنفس بما يتفق مع تفعيل منعكس هيرينغ بروير، سواء في وقت زرع وما يصل إلى 10 أسابيع بعد زرع الجهاز. نحن نبرهن كذلك على مدى ملاءمة أقطاب الكفة للاستخدام في دراسات التحفيز المزمن من خلال إقران VNS مع أداء الصحافة الرافعة الماهرة للحث على اللدونة الخرف الحركي للخريطة.

Introduction

في الآونة الأخيرة ، ازداد الطلب على أقطاب الكفة القابلة للزرع بشكل مزمن لتحفيز الأعصاب الطرفية ، حيث تظهر الدراسات بشكل متزايد الفائدة قبل الإكلينيكية لهذه التقنية لعلاج العديد من الأمراض الالتهابية1و2و 3 والاضطرابات العصبية4،5,،6 6،7،8،10,،11،,1313،14،15.10 VNS المزمنة، على سبيل المثال، وقد ثبت لتعزيز اللدونة القشرية الجديدة في مجموعة متنوعة من سياقات التعلم، وتحسين إعادة التأهيل الحركي4،,5،,6،,7،,8، الانقراض التعلم10،11،12،13،14، والتمييز الحسي15. وغالبا ما ترتبط أقطاب الكفة العصبية الطرفية المتاحة تجارياً بأوقات ممتدة لتحقيق الطلبات وتكاليف عالية نسبياً، مما قد يحد من إمكانية الوصول إليها. وبدلاً من ذلك، تظل بروتوكولات تصنيع أقطاب الكفة القابلة للزرع بشكل مزمن محدودة، كما أن تشريح القوارض يمثل تحديات خاصة بسبب صغر حجمها. وكثيرا ما تتطلب البروتوكولات الحالية لبناء أقطاب أقطاب الأصفاد لتجارب القوارض المزمنة استخدام معدات وتقنيات معقدة، فضلا عن موظفين مدربين تدريبا مكثفا. في هذا البروتوكول، ونحن نبرهن على نهج مبسطة لتكبيل تلفيق القطب على أساس الأساليب المنشورة سابقا وتستخدم على نطاق واسع16،17. نحن التحقق من صحة وظيفة لدينا الأقطاب المزروعة بشكل مزمن في الفئران من خلال إثبات أنه، في وقت زرع الكفة حول العصب المبهم العنقي الأيسر، والتحفيز المطبقة على أقطاب الكفة أنتجت بنجاح وقف التنفس وإسقاط في SpO2. ومن المعروف تحفيز مستقبلات الرئة الألياف vagal لإشراك منعكس هيرينغ بروير، الذي تثبيط العديد من النوى التنفسية في جذع الدماغ النتائج في إلهام قمع18. وهكذا، وقف التنفس بما يتفق مع منعكس هيرينغ-بروير، وانخفاض الناتجة في SpO2، وتوفير اختبار مباشر لزرع القطب السليم وظيفة الكفة في الفئران تخدير. للتحقق من صحة وظيفة طويلة الأجل من أقطاب الكفة المزروعة بشكل مزمن، تم قياس الاستجابات منعكس في وقت زرع ومقارنة إلى الاستجابات التي تم الحصول عليها في نفس الحيوانات بعد ستة أسابيع من زرع. تم زرع مجموعة ثانية من الفئران مع أقطاب كفة VNS بعد التدريب السلوكي على مهمة ضاغطة على الرافعة. في هذه الفئران، أنتجت VNS يقترن الأداء المهمة الصحيحة إعادة تنظيم الخريطة الحركية القشرية، بما يتفق مع الدراسات المنشورة سابقا19،20،21،22. في وقت رسم الخرائط القشرية الحركية تحت التخدير، والتي وقعت بعد 5-10 أسابيع من زرع الجهاز، ونحن التحقق من صحة وظيفة الكفة في الحيوانات المعالجة VNS من خلال التأكد من أن VNS تسبب بنجاح وقف التنفس وأكبر من 5٪ انخفاض في SpO2.

البروتوكولات التي تم نشرها مؤخرا من Childs etal. 17 و Rios etal. 16 توفر نقطة انطلاق مصدق عليها بشكل جيد لنهج بسيط لتلفيق أقطاب الكفة ، حيث تم استخدام هذه الطريقة الشعبية من قبل مختبرات متعددة تجري دراسات VNS المزمنة في القوارض1،2،3،4،5،6،,88،9،10،11.3 الأسلوب الأصلي ينطوي على عدة خطوات عالية الدقة للتلاعب في الأسلاك الدقيقة مثل أن تلفيق القطب الكفة يستغرق أكثر من ساعة لإكمال، والتدريب المكثف لأداء موثوق بها. ويتطلب النهج المبسط الموصوف هنا عددا أقل بكثير من المواد والأدوات ويمكن استكماله في أقل من ساعة من قبل موظفين مدربين تدريبا أدنى.

Protocol

يتم تنفيذ جميع الإجراءات الموصوفة في هذا البروتوكول وفقًا لدليل المعاهد القومية للصحة لرعاية واستخدام المختبرات وقد تمت الموافقة عليها من قبل لجنة الرعاية والاستخدام الحيواني المؤسسية لجامعة تكساس في دالاس.

1. تحفيز تلفيق القطب الكفة

  1. إعداد أنابيب الكفة.
    1. باستخدام شفرة حلاقة، وقطع قطعة من البوليمر أنابيب 2.5 ملم في الطول. إدراج نصائح ملقط أو مشبك ورقة من خلال أنابيب واستخدام شفرة لجعل شق بالطول من خلال جدار الأنابيب على جانب واحد الكفة.
    2. إزالة ملقط من الأنابيب وإدراج إبرة الخياطة كبيرة من خلال خط الوسط من الكفة، عمودي على محور طويل. أدخل الإبرة من خلال الشق (الجزء العلوي) وفي وسط الأنبوب المقابل (القاع). ضع الإبرة في لوحة الرغوة لتثبيت الكفة في مكانها خلال خطوات التجميع المتبقية.
  2. ضع خياطة لتأمين إغلاق الكفة أثناء الزرع.
    1. أدخل إبرة الخياطة الصغيرة من خلال جدار الكفة، على خط الوسط، حوالي 0.5 مم من الفتحة العلوية على جانب واحد. أدخل الإبرة من الداخل إلى الخارج لتجنب إتلاف أنابيب الكفة. أدخل 2 سم طول خياطة 6/0 من خلال العين من الإبرة وسحب الإبرة من خلال جدار أنابيب لخيط خياطة في الكفة.
    2. ترك الخيط في مكانه، وإزالة إبرة وثقب ثقب الثاني من خلال جدار الأنابيب ما يقرب من 0.5 ملم تحت الحفرة الأولى، على طول خط الوسط من الكفة. أدخل الغرزة من خلال عين الإبرة واسحب الإبرة من خلال جدار الأنابيب لخيط مرة أخرى خياطة من خلال الكفة.
    3. يجب أن يكون كلا طرفي الخيط خياطة الآن على الجانب الخارجي من الكفة. ضبط خياطة بحيث ~ 1.5 سم يمتد من ثقب أعلى، و ~ 0.5 مم يمتد من الحفرة السفلية.
    4. تطبيق كمية صغيرة من الأشعة فوق البنفسجية علاج لاصق إلى نهاية قصيرة من خياطة تمتد من أسفل الحفرة وسحب نهاية خياطة أطول حتى ذيل أقل هو تدفق تقريبا مع الجدار الخارجي للأنابيب. استخدام عصا الأشعة فوق البنفسجية لعلاج لاصقة وعقد خياطة بحزم في مكان.
    5. كرر الخطوات من 1.2.1 إلى 1.2.3 على الجانب الآخر من الكفة.
  3. وضع البلاتين: إيريديوم (Pt:Ir) الأسلاك يؤدي.
    1. استخدام إبرة الخياطة الصغيرة لجعل 4 ثقوب في جدار الكفة. يجب وضع كل زوج من الثقوب حوالي 0.5-0.8 مم من الخط الوسطي العمودي، مع ثقب حوالي 0.5-0.8 مم من الشق العلوي على جانبي الكفة.
      تنبيه: للحصول على وضع أكثر اتساقا ودقة من يؤدي، إدراج إبرة من الداخل إلى الخارج لجعل جميع الثقوب، وذلك باستخدام وضع خياطة كدليل.
    2. إدراج إبرة الخياطة مرة أخرى، وهذه المرة العمل من الخارج إلى الداخل، من خلال ثقب الرصاص 1. إدراج ما يقرب من 0.5 سم من طول 7.5 سم من Pt:Ir الأسلاك من خلال العين من الإبرة وسحب الإبرة من خلال أنابيب لخيط الرصاص الأسلاك من خلال جدار الكفة. ضبط السلك بحيث ~ 4.5 سم يمتد على الجانب الخارجي من الكفة (الشكل 1A).
    3. أدخل الإبرة من خلال ثقب الرصاص 1 مرة أخرى، والعمل مرة أخرى من الخارج إلى الداخل، وبالإضافة إلى ذلك إدراج الإبرة من خلال ثقب الرصاص 2 مباشرة عبر من ثقب الرصاص 1. إدراج ~ 0.5 سم من أقصر (الداخلية) نهاية Pt: Ir الأسلاك من خلال العين من الإبرة وسحب الإبرة من خلال أنابيب لخيط يؤدي الأسلاك من خلال جدران الكفة.
      ملاحظة: يجب أن يكون كل من طرفي Pt:Ir السلك الآن على الجانب الخارجي من الكفة، وتتشكل حلقة سلكية حول حافة الشق ومن خلال ثقب الرصاص 1(الشكل 1B).
    4. كرر الخطوات من 1.3.1 إلى 1.3.3 لوضع Pt:Ir عبر ثقوب الرصاص 3 و 4.
    5. باستخدام أخف وزنا من البوتان، وإزالة بعناية العزل من طول 5-6 ملم في نهاية Pt:Ir الأسلاك تمتد من ثقب الرصاص 2 وثقب الرصاص 4.
      تنبيه: قم بعزل نهايات الخيوط عن باقي تجمع الكفة بعناية لتجنب الإضرار بالكفة. استخدام أدوات لعقد الأسلاك لتجنب الإصابة.
    6. محاذاة الأسلاك العارية داخل الكفة لوضع يؤدي في مواقعها النهائية. للقيام بذلك، سحب بلطف على نهاية Pt: الأسلاك Ir تمتد من حفرة 1 حتى الجزء غير المسلم من الأسلاك هو تدفق مع ثقب 1. كرر مع الرصاص الأخرى لمحاذاة نهاية غير مُلَكّد من السلك المُخيط من خلال ثقوب الرصاص 3 و4.
    7. تطبيق كمية صغيرة من الأشعة فوق البنفسجية علاج لاصقة لحلقات الأسلاك على الجانب الخارجي من الكفة في ثقوب الرصاص 1 و 3. استخدام عصا الأشعة فوق البنفسجية لعلاج لاصقة وتأمين يؤدي في مكان.
    8. استخدام تلميح ماصة صغيرة لدفع Pt uninsulated: Ir الأسلاك يؤدي ضد الجدار الداخلي للكد. مرة واحدة يؤدي في مكان، وقطع نهايات الأسلاك تمتد من ثقوب الرصاص 2 و 4 بحيث ما يقرب من 1 ملم من الأسلاك يمتد إلى ما وراء السطح الخارجي للجدار الكفة.
    9. أضعاف ذيول 1 ملم من الأسلاك شقة ضد السطح الخارجي للصفة، مع الحرص على عدم اختصار لهم معا. تطبيق كمية صغيرة من الأشعة فوق البنفسجية علاج لاصقة لتغطية فقط ذيول اثنين وعلاج لاصق لتأمين وضع الرصاص وتوفير العزل الكهربائي.
      تنبيه: من المهم أن تغطي بالكامل أسطح Pt:Ir المكشوفة خارجيًا مع مادة لاصقة لعزل الأسلاك وتجنب التحفيز خارج الهدف.
  4. تأمين Pt: الأسلاك Ir يؤدي في مكان مع تأمين خياطة.
    1. إزالة إبرة كبيرة مع الجمعية الكفة من لوحة رغوة. أدخل 3 سم طول خياطة 6/0 من خلال العين من الإبرة وسحب الإبرة من خلال أنابيب لخيط خياطة من خلال الجزء السفلي من الكفة عند نقطة الوسط.
    2. التبديل إلى إبرة الخياطة الصغيرة لاستكمال خيوط خياطة لPt:Ir تأمين الرصاص. أدخل الإبرة من خلال نفس ثقب الخط الوسطي، والعمل مرة أخرى من الداخل إلى الخارج لتجنب تشوه الأنابيب ويؤدي الأسلاك. أدخل الذيل الخارجي للخياطة من خلال عين الإبرة واسحب الإبرة من خلال جدار الكفة لإنشاء حلقة من خياطة حول حافة الكفة (الشكل 1C).
      ملاحظة: استخدام ملقط والعمل تحت المجهر لضمان توجه خياطة على طول محور طويل من الكفة وتقع شقة ضد أنابيب. هذه الخطوة تضمن أن تظل الخيوط منفصلة على الجانب الداخلي من الكفة ويتم عقدها في مكانها الجانبي إلى خط الوسط الكفة.
    3. إنشاء حلقة ثانية حول الطرف الآخر من الكفة عن طريق ربط نهايات خياطة في عقدة نصف، على الجانب الخارجي من الكفة. ضمان خياطة يمتد على طول محور طويل من الكفة وتقع شقة ضد الأنابيب. في حين عقد عقدة ضيقة بحيث يضع شقة ضد الأنابيب، وتطبيق كمية صغيرة من الأشعة فوق البنفسجية علاج لاصقة إلى نصف عقدة وعلاج لعقد في مكان.
    4. قطع بعناية نهايات الخيط خياطة أقرب إلى عقدة ممكن. إذا لزم الأمر، واستخدام كمية صغيرة من الأشعة فوق البنفسجية علاج لاصق إضافية الغراء نهايات قصيرة من خياطة حتى أنها تكمن شقة ضد أنابيب (الشكل 1D).
  5. دبابيس موصل لحام إلى يؤدي Pt:Ir الأسلاك.
    1. باستخدام أخف وزنا من البوتان، وإزالة العزل من ~ 3 ملم في نهاية كل من يؤدي الأسلاك Pt:Ir. لحام جانب الكأس من دبوس ذهبي (راجع جدول المواد)إلى النهاية غير المحسوبة لكل من الرصاص.
  6. اختبار مقاومة الجهاز المجمع.
    1. قم بتوصيل دبابيس الذهب بمدخلات وحدة التحقق من مقاومة LCR أو القطب الكهربائي، ثم قم بتعيين تردد الاختبار على kHz 1. غمر أنابيب الكفة (وPt: Ir التحفيز اتصالات الداخلية إلى الكفة) في الكواب الصغيرة مليئة المالحة، مع الحرص على الحفاظ على دبابيس الرصاص الذهب وموصلات التحقيق الجافة. تحقق من أن الكفة المجمعة لها مقاومة عند kHz 1 أقل من 2 كيلو أوم قبل الشروع في عملية الزرع.
      ملاحظة: غالباً ما يشير مقاومة عالية إلى عدم كفاية منطقة سطح Pt:Ir المكشوفة، والتي يمكن أن تنشأ بسبب عوامل مثل عدم كفاية إزالة العزل، والتطبيق العرضي للمادة اللاصقة في الداخل الكفة، وخيوط الأسلاك المكسورة، وما إلى ذلك. وينبغي أيضا أن يتم تفتيش الأصفاد عن خيوط الأسلاك المكسورة أو سيئة الموضوعة التي يمكن أن تؤدي إلى اتصالات قصيرة مع استخدام على المدى الطويل.

2. رئيس سقف البناء

ملاحظة: إجراءات تجميع غطاء الرأس مماثلة لتلك التي نشرت سابقا (تشايلدز وآخرون17)،ويتم تلخيصها هنا للراحة.

  1. تجميع غطاء الرأس17
    1. قطع قطعتين صغيرتين من 30 AWG التفاف الأسلاك، واحد ~ 13 ملم في الطول واحد ~ 10 ملم في الطول. تجريد ~ 1.5 مم من العزل قبالة كل نهاية من كلا الأسلاك. لحام الجانب دبوس من دبوس الذهب إلى نهاية واحدة من كل سلك، أقرب إلى الكأس ممكن. استخدام قواطع الأسلاك لقطع طول الزائد من دبوس وراء المشترك لحام.
    2. لحام الطرف الآخر من الأسلاك AWG إلى اثنين من أكواب لحام المركزية من موصل microstrip 4 دبوس.
    3. ثني أغطية الرأس سلك يؤدي إلى أعلى نحو الموصل ووضع دبابيس الذهب شقة ضد الموصل، بالتوازي مع بعضها البعض، كما هو مبين في الشكل 2A. يجب وضع دبوس متصلة إلى الأسلاك أقصر تحت دبوس متصلا الأسلاك أطول. استخدام مسمار الاكريليك، أسمنت الأسنان، أو الأشعة فوق البنفسجية علاج لاصق لتأمين يؤدي غطاء الرأس في مكان.

3. استخدام الجهاز

  1. زرع أقطاب الكفة لتحفيز العصب المبهم المزمن.
    ملاحظة: يجب أن يتم تنفيذ جميع العمليات الجراحية باستخدام تقنية معقمة أو معقمة تحت التخدير المناسب، وفقا للمبادئ التوجيهية المعاهد القومية للصحة لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية ومع موافقة IACUC المحلية. تهدف الإجراءات التالية إلى توضيح استخدام ممثل للجهاز وليس المقصود أن تكون شاملة.
    1. ضع الجرذ في إطار مجسم و قم بعمل شق رُبط على عظام الجدارية والقذالي للكشف عن سطح الجمجمة لزرع غطاء الرأس/الموصل. حفر بعناية 4 ثقوب في الجمجمة ومكان مسامير الصائغ. استخدام الاكريليك الأسنان لتأمين غطاء الرأس إلى الجمجمة ومسامير.
    2. إزالة الفئران من إطار stereotaxic ووضع على جانبها الأيمن. جعل شق عمودي في الجلد على الجانب الأيسر من الرقبة، وتشريح بعناية العصب المبهم الأيسر من الشريان السباتي، وتقع بين عضلات الروماتوماويد وستيروهويد وتحت العضلات omohyoid.
    3. نفق الكفة يؤدي تحت الجلد نحو الجمجمة. قم بتوصيل العملاء المتوقعين إلى قبعة الرأس باستخدام دبابيس الذهب.
    4. ضع العصب المبهم داخل الكفة وأقفل الجهاز المغلق عن طريق ربط عقدة مزدوجة في خياطة الكفة. كن حذرا لتجنب إتلاف العصب أثناء زرع عن طريق التلاعب في العصب مع خطاطيف حادة وغير غير مواصل أو عن طريق استيعاب النسيج الضام المحيطة العصب.
    5. اختبار الزرع عن طريق تطبيق التحفيز على الجهاز (10 ق القطار من 0.8 ميغامترا، 30 هرتز، 100 ميكروغرام البقول ثنائي الطور). زرع السليم سوف يؤدي إلى وقف التنفس وانخفاض في SpO2 من 5٪ أو أكثر.
    6. تغطية دبابيس الذهب وخيوط مكشوفة مع الاكريليك الأسنان، والجروح وثيقة مع الغرز، وتنظيف مواقع شق مع المالحة، والكحول، وحل بودينود povidone.
    7. توفير السوائل البديلة والتواسيه والرعاية بعد الجراحة بما يتماشى مع المبادئ التوجيهية للNIH وموافقة IACUC.
  2. تحفيز العصب المبهم أثناء السلوك المستيقظ.
    ملاحظة: تم في السابق عرض تسليم VNS كالحيوانات أداء مهام حركية محددة لتوسيع تمثيل الخريطة الحركية للمحرك ذات الصلة بالمهمة. نحن نستخدم هذا النموذج الذي تم التحقق منه لتقديم مثال تمثيلي لاستخدام الجهاز ، ولكن العديد من النماذج السلوكية الأخرى و / أو معلمات التحفيز قد تكون ذات صلة بتطبيقات بديلة. تم تدريب الفئران على الكفاءة في مهمة الصحافة رافعة المستخدمة هنا قبل زرع الجهاز. بعد الجراحة، تم التحقق من الأداء الجيد مرة أخرى قبل تسليم VNS: الجرذان إجراء ما لا يقل عن 100 التجارب الناجحة في اثنين من دورات تدريبية 30 دقيقة يوميا. تم إقران VNS مع مطابعة الذراع الصحيحة خلال 10 دورات تدريبية لاحقة على مدى 5 أيام.
    1. قم بتوصيل الجرذ بمولد تحفيز عبر غطاء الرأس المزروع والتكيف مع إعدادات التحفيز المناسبة. لإعادة التنظيم التي يسببها VNS للخريطة القشرية الحركية، قم بإقران كل مُحرّكة لرافعة صحيحة بقطار واحد من 15 نبضة ثنائية الطور، يبلغ عرض كل منها 100 ميكرومتر وبسعة 800 μA، ويُسلَّم على تردد 30 هرتز.
    2. يتم تسليم قطار التحفيز مباشرة بعد الكشف عن كل الصحافة رافعة ناجحة خلال عشر دورات تدريبية 30 دقيقة. أثناء تسليم VNS، استخدم منظارًا لمراقبة التوصيل الناجح للتحفيز الحالي.
  3. التحقق من صحة وظيفة الكفة المزروعة بشكل مزمن.
    1. في غضون 24 ساعة من آخر VNS- يقترن دورة تدريبية، واستخدام microstimulation داخل الجمجمة (ICMS) لتحديد خريطة somatotopic وظيفية في القشرة الحركية19،20،2121،22.
    2. بعد تحريض التخدير لرسم خرائط ICMS لقشرة المحرك، والتحقق من وظيفة الكفة مرة أخرى عن طريق تطبيق قطار 10 s من 30 هرتز، 0.8 mA التحفيز الحالي (100 ميكروس البقول الثنائية الطور)، والتي ينبغي أن تؤدي إلى وقف التنفس والحد في مستويات SpO2 على الأقل 5٪، بما يتفق مع منعكس هيرينغ بروير.
      ملاحظة: اعتمادا على التطبيق، وظيفة الكفة قد تعتبر مقبولة إذا كان يمكن الاعتماد عليها SpO2 انخفاض أقل من 5٪ لوحظ، أو إذا كانت السعات الحالية أعلى (تصل إلى 1.6 مللي أمبير) إنتاج موثوق على الأقل 5٪ تخفيض في SpO2. عدم مراعاة وقف التنفس و / أو انخفاض موثوق بها في SpO2 يدل على فشل زرع.

النتائج

تم زرع أقطاب الكفة العصبية المبهمة وأغطية الرأس بشكل مزمن في الفئران وفقًا للإجراءات الجراحية المنشورة سابقًا17،19،20،21،22. قبل الزرع، تم قياس المعاوقة في 1 كيلوهرتز عبر يؤدي الكفة مع أنابيب الكفة المغ?...

Discussion

هنا نصف نهج بسيط ومنخفض التكلفة لتجميع أقطاب الكفة المحفزة القابلة للزرع بشكل مزمن لاستخدامها في القوارض ، مما يسهل التحقيقات قبل الإكلينيكية لهذا العلاج الناشئ. هذه الطريقة المبسطة لا تتطلب أي تدريب أو معدات متخصصة، وتستخدم عدداً صغيراً من الأدوات واللوازم التي يسهل على معظم مختبرات ال...

Disclosures

ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

تم تمويل هذا العمل من قبل جامعة تكساس في دالاس ومجلس UT من الحكام. ونشكر سولومون غولدينغ، وبيلال حسن، ومرغي جاني، وتشينغ تزو تزو شينغ على المساعدة التقنية.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Biocompatible polyurethane-based polymer tubing, 0.080" OD x 0.040" IDBraintree ScientificMRE080 36 FT
Dissecting microscopeAM Scopes#SM-6T-FRL
Fine Serrated Scissors, straight, 22mm cutting edgeFine Science Tools#14058-09for cutting Pt/Ir wire and suture thread
Forceps, #5 Dumont forceps, straight, 11 cm, 0.1 x 0.06 mm tipFine Science Tools#11626-11
Forceps, ceramic tipped forceps, 0.3 mm x 30 mm tipsElectron Microscopy Sciences#78127-71
Gold Pins, PCB Press Fit SocketMill-Max#1001-0-15-15-30-27-04-0or similar small pins for connecting cuff leads to headcap
Isobutane lighterBIC#LCP21-ASTfor de-insulating Pt/Ir wire
Micro strip connector with latch, 4-pinOmneticsA24002-004 / PS1-04-SS-LT
Pipette tip, 10 uLVWR89079-464
Platinum-Iridium (90/10%) Wire, 0.001" (diameter) x 9 strands, PTFE insulatedSigmund Cohn10IR9/49T
Razor Blade, Single Edge, Surgical Carbon Steel No.9VWR#55411-050for cutting MicroRenathane tubing
Sewing needle, ca. 4.0 cm length x 0.7 mm diameter (size 6-7)Singer00276Smaller needle for threading Pt/Ir wire
Sewing needle, ca. 4.5 cm length x 0.8 mm diameter (size 2-3)Singer00276Larger needle for pinning cuff during assembly and for threading suture
Small foam boardJuvo+/AmazonB07C9637SJfor fabrication platform; our dimensions are ca. 2.5" x 3.5" x 1" (L x W x H)
Solder, multicore lead-free, 0.38mm diameterLoctite/Multicore#796037
Soldering stationWellerWES51or similar soldering iron compatible with long conical tips (this part has been discontinued)
Soldering tip, long conical, 0.01" / 0.4 mmWeller1UNF8
Suture, nonabsorbable braided silk ,size 6/0Fine Science tools#18020-60
UV (405 nm) spot lightHenkel/Loctite#2182207
UV Light Cure Adhesive 25 mlHenkel/LoctiteAA 3106or similar biocompatible UV cure adhesive
Wire wrapping wire, 30 AWGDigikeyK396-ND

References

  1. Koopman, F. A., et al. Vagus nerve stimulation inhibits cytokine production and attenuates disease severity in rheumatoid arthritis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2016).
  2. Levine, Y. A., et al. Neurostimulation of the cholinergic anti-inflammatory pathway ameliorates disease in rat collagen-induced arthritis. PLoS One. , (2014).
  3. Zhang, Y., et al. Chronic vagus nerve stimulation improves autonomic control and attenuates systemic inflammation and heart failure progression in a canine high-rate pacing model. Circulation: Heart Failure. , (2009).
  4. Ganzer, P. D., et al. Closed-loop neuromodulation restores network connectivity and motor control after spinal cord injury. Elife. , (2018).
  5. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training enhances recovery of forelimb function after ischemic stroke in aged rats. Neurobiology of Aging. , (2016).
  6. Khodaparast, N., et al. Vagus nerve stimulation delivered during motor rehabilitation improves recovery in a rat model of stroke. Neurorehabilitation and Neural Repair. , (2014).
  7. Meyers, E. C., et al. Vagus nerve stimulation enhances stable plasticity and generalization of stroke recovery. Stroke. , (2018).
  8. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training improves functional recovery after intracerebral hemorrhage. Stroke. , (2014).
  9. Farrand, A., et al. Vagus nerve stimulation improves locomotion and neuronal populations in a model of Parkinson's disease. Brain Stimulationation. , (2017).
  10. Souza, R. R., et al. Vagus nerve stimulation reverses the extinction impairments in a model of PTSD with prolonged and repeated trauma. Stress. , (2019).
  11. Noble, L. J., Souza, R. R., McIntyre, C. K. Vagus nerve stimulation as a tool for enhancing extinction in exposure-based therapies. Psychopharmacology. , (2019).
  12. Childs, J. E., Kim, S., Driskill, C. M., Hsiu, E., Kroener, S. Vagus nerve stimulation during extinction learning reduces conditioned place preference and context-induced reinstatement of cocaine seeking. Brain Stimulationation. , (2019).
  13. Peña, D. F., Engineer, N. D., McIntyre, C. K. Rapid remission of conditioned fear expression with extinction training paired with vagus nerve stimulation. Biological Psychiatry. , (2013).
  14. Childs, J. E., DeLeon, J., Nickel, E., Kroener, S. Vagus nerve stimulation reduces cocaine seeking and alters plasticity in the extinction network. Learning & Memory. , (2017).
  15. Engineer, C. T., et al. Temporal plasticity in auditory cortex improves neural discrimination of speech sounds. Brain Stimulationation. , (2017).
  16. Rios, M., et al. Protocol for Construction of Rat Nerve Stimulation Cuff Electrodes. Methods Protoc. , (2019).
  17. Childs, J. E., et al. Vagus nerve stimulation as a tool to induce plasticity in pathways relevant for extinction learning. Journal of Visualized Experiments. , (2015).
  18. Paintal, A. S. Vagal sensory receptors and their reflex effects. Physiological reviews. , (1973).
  19. Porter, B. A., et al. Repeatedly Pairing Vagus Nerve Stimulation with a Movement Reorganizes Primary Motor Cortex. Cerebral Cortex. 22, 2365-2374 (2011).
  20. Morrison, R. A., et al. Vagus nerve stimulation intensity influences motor cortex plasticity. Brain Stimulationation. , (2018).
  21. Hulsey, D. R., et al. Norepinephrine and serotonin are required for vagus nerve stimulation directed cortical plasticity. Exp. Neurol. , (2019).
  22. Hulsey, D. R., et al. Reorganization of Motor Cortex by Vagus Nerve Stimulation Requires Cholinergic Innervation. Brain Stimulation. 9, 174-181 (2016).
  23. Bouverot, P., Crance, J. P., Dejours, P. Factors influencing the intensity of the breuer-hering inspiration-inhibiting reflex. Respiration Physiology. , (1970).
  24. Fialova, E., Vizek, M., Palecek, F. Inflation reflex in the rat. Physiologia Bohemoslov. , (1975).
  25. Hays, S. A., et al. The bradykinesia assessment task: An automated method to measure forelimb speed in rodents. Journal of Neuroscience Methods. , (2013).
  26. Kim, H., et al. Cuff and sieve electrode (CASE): The combination of neural electrodes for bi-directional peripheral nerve interfacing. Journal of Neuroscience Methods. , (2020).
  27. González-González, M. A., et al. Thin Film Multi-Electrode Softening Cuffs for Selective Neuromodulation. Scientific Reports. , (2018).
  28. Thakur, R., Nair, A. R., Jin, A., Fridman, G. Y. Fabrication of a Self-Curling Cuff with a Soft, Ionically Conducting Neural Interface. Proceedings of the Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, EMBS. , (2019).
  29. Bucksot, J., et al. Flat electrode contacts for vagus nerve stimulation. PLoS One. 14, (2019).
  30. El Tahry, R., et al. Repeated assessment of larynx compound muscle action potentials using a self-sizing cuff electrode around the vagus nerve in experimental rats. Journal of Neuroscience Methods. , (2011).
  31. Bonaz, B., Sinniger, V., Pellissier, S. Anti-inflammatory properties of the vagus nerve: potential therapeutic implications of vagus nerve stimulation. Journal of Physiology. , (2016).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

161

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved