JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نقدم بروتوكولا للحقن داخل القلب لخلايا سرطان البروستاتا البشرية لإنشاء نموذج فأر مع آفات ورم خبيث في العظام.

Abstract

باعتباره أكثر الأورام الخبيثة شيوعا بين الذكور ، يحتل سرطان البروستاتا (PC) المرتبة الثانية في معدل الوفيات ، ويرجع ذلك أساسا إلى معدل ورم خبيث في العظام بنسبة 65٪ -75٪. لذلك ، من الضروري فهم العملية والآليات ذات الصلة لورم خبيث في العظام لسرطان البروستاتا لتطوير علاجات جديدة. لهذا ، فإن النموذج الحيواني لورم خبيث في العظام هو أداة أساسية. هنا ، نبلغ عن إجراءات مفصلة لإنشاء نموذج فأر ورم خبيث عظمي عن طريق الحقن داخل القلب لخلايا سرطان البروستاتا. يمكن لنظام تصوير التلألؤ الحيوي تحديد ما إذا كانت خلايا سرطان البروستاتا قد تم حقنها بدقة في القلب ومراقبة ورم خبيث للخلايا السرطانية نظرا لأنه يتمتع بمزايا كبيرة في مراقبة تطور الآفة النقيلية. يكرر هذا النموذج التطور الطبيعي للخلايا السرطانية المنتشرة لتشكيل النقائل الدقيقة في العظام ويحاكي العملية المرضية لورم خبيث في العظام بسرطان البروستاتا. يوفر أداة فعالة لمزيد من الاستكشاف للآليات الجزيئية والآثار العلاجية في الجسم الحي لهذا المرض.

Introduction

سرطان البروستاتا هو السرطان الأكثر شيوعا بين الرجال في 112 دولة ويحتل المرتبة الثانية من حيث الوفيات في البلدان ذات مؤشر التنمية البشريةالأعلى 1,2. تحدث معظم الوفيات في مرضى سرطان البروستاتا بسبب ورم خبيث ، وحوالي 65٪ -75٪ من الحالات ستتطور إلى ورم خبيث في العظام 3,4. لذلك ، هناك حاجة ماسة للوقاية والعلاج من النقائل العظمية لسرطان البروستاتا لتحسين النتائج السريرية لمرضى سرطان البروستاتا. يعد النموذج الحيواني لورم خبيث في العظام أداة لا غنى عنها لاستكشاف العملية متعددة المراحل والآليات الجزيئية التي تنطوي عليها كل مرحلة من مراحل ورم خبيث في العظام بسرطان البروستاتا ، وبالتالي تحديد الأهداف العلاجية وتطوير علاجات جديدة5.

تشمل الطرق الأكثر شيوعا لإنشاء نماذج حيوانية تجريبية لورم خبيث عظمي لسرطان البروستاتا تقويم العظام ، وداخل الحجاب الحاجز (مثل داخل الظنبوب) ، والحقن داخل القلب لخلايا سرطان البروستاتا. يتم إنشاء نموذج ورم خبيث عظمي مع حقن تقويم العظام عن طريق حقن خلايا سرطان البروستاتا مباشرة في البروستاتا من الفأر 6,7. هذا النموذج الحيواني التجريبي له خصائص سريرية مشابهة جدا لورم خبيث في العظام بسرطان البروستاتا. ومع ذلك ، يحدث ورم خبيث بشكل رئيسي في العقدة الليمفاوية الإبطية والرئة بدلا من العظام 8,9. يقوم نموذج الحقن داخل الظنبوب لسرطان البروستاتا بحقن خلايا سرطان البروستاتا مباشرة في الساق بمعدل تكوين ورم مرتفع في العظام (الظنبوب)10,11; ومع ذلك ، فإن قشرة العظام وتجويف نخاع العظام تتلف بسهولة. بالإضافة إلى ذلك ، لا يمكن لطريقة حقن الظنبوب تحفيز العملية المرضية لورم خبيث عظمي لسرطان البروستاتا حيث تستعمر الخلايا السرطانية العظام من خلال الدورة الدموية. للتحقيق في الدورة الدموية ، وتسرب الأوعية الدموية ، وورم خبيث بعيد مع ارتفاع معدل ورم خبيث في العظام للخلايا السرطانية ، تم تطوير تقنية الحقن داخل القلب عن طريق الحقن المباشر لخلايا سرطان البروستاتا في البطين الأيسر للفأر8،12،13. هذا يجعله نموذجا حيوانيا قيما لأبحاث ورم خبيثفي العظام 8. تظهر طريقة الحقن داخل القلب معدل ورم خبيث في العظام يبلغ حوالي 75٪ 9,14 ، وهو أعلى بكثير من طريقة الحقن التقويمي. لذلك ، فإن الحقن داخل القلب هو وسيلة مثالية لتوليد نموذج حيواني مع ورم خبيث في العظام سرطان البروستاتا.

يهدف هذا العمل إلى وصف عملية إنشاء نموذج فأر لنقائل عظام سرطان البروستاتا ، مما يسمح للقراء بتصور إنشاء النموذج. يوفر العمل الحالي عمليات مفصلة واحتياطات وصورا توضيحية لتوليد نموذج xenograft للنقائل العظمية عن طريق الحقن داخل القلب لخلايا سرطان البروستاتا البشرية في الفئران الأثيمية. توفر هذه الطريقة أداة فعالة لمزيد من استكشاف الآليات الجزيئية والآثار العلاجية في الجسم الحي لورم خبيث في العظام بسرطان البروستاتا.

Protocol

تم إيواء ذكور الفئران الأثيمية BALB / c البالغة من العمر ستة إلى ثمانية أسابيع (ن = 10) في أقفاص فئران جيدة التهوية (5 فئران / قفص) في غرفة خالية من مسببات الأمراض (SPF) في ظل ظروف دورة الضوء / الظلام لمدة 12 ساعة ، مع حرية الوصول إلى علف SPF والمياه المعقمة. تم تغذية الفئران بشكل تكيفي لمدة أسبوع قبل التجارب. تمت الموافقة على جميع التجارب على الحيوانات من قبل لجنة رعاية الحيوان بجامعة شنغهاي للطب الصيني التقليدي.

1. إعداد الخلية

  1. في يوم حقن خلايا سرطان البروستاتا ، اغسل 80٪ -90٪ من خلايا لوسيفيراز المتقاربة المسمى PC-3 (PC-3-luciferase) المزروعة في طبق زراعة الخلايا 10 سم مع PBS المعقم قبل البرودة (درجة الحموضة 7.4) مرتين. التربسين لمدة 3 دقائق مع 1.5 مل من 0.25 ٪ التربسين ، وجمع الخلايا في أنبوب طرد مركزي 15 مل بعد إخماد التربسين مع 6 مل من F-12 المتوسطة التي تحتوي على 10 ٪ مصل.
    ملاحظة: يتم اشتقاق خط خلية PC-3-luciferase من خط خلية PC-3 بعد نقله باستخدام ناقل pLV-luciferase15.
  2. استخدم عداد خلية أوتوماتيكي واحسب تركيز الخلية عن طريق نقل 20 ميكرولتر من تعليق الخلية إلى لوحة عد الخلايا (انظر جدول المواد).
  3. أجهزة الطرد المركزي الخلايا في 800 × غرام في درجة حرارة الغرفة (RT) لمدة 5 دقائق.
  4. استخدم ماصة للتخلص من المادة الطافية وإعادة تعليق حبيبات الخلية في وسط F-12 (انظر جدول المواد) إلى كثافة خلية نهائية تبلغ 1 × 107 خلايا / مل.
  5. الحفاظ على الخلايا على الجليد في جميع الأوقات حتى الحقن.
  6. إحضار الخلايا إلى غرفة الجراحة وإنهاء حقن الخلايا في غضون 2 ساعة.
    ملاحظة: قم بإعداد معلقات خلايا إضافية (عادة ما تكون مضاعفة الأحجام حسب الحاجة) لضمان جرعات حقن دقيقة (على سبيل المثال ، لتجنب المساحات الميتة داخل المحاقن).

2. جراحة الحقن داخل القلب لخلايا سرطان البروستاتا البشرية

ملاحظة: الجهاز الجراحي المستخدم للحقن داخل القلب هو حقنة 1 مل (الشكل 1). توفير الدعم الحراري طوال العملية حتى تعافي الحيوان من التخدير.

  1. احتفظ بالماوس في غرفة الحيوانات SPF. تنفيذ جميع الإجراءات مع الأجهزة المعقمة داخل خزانة معقمة.
  2. تخدير الفأر باستخدام 2٪ إيزوفلوران مع 98٪ أكسجين تحت معدل تدفق أكسجين 2 لتر / دقيقة.
    ملاحظة: تشويه كمية صغيرة من مرهم العيون على عيون الفأر لتجنب الجفاف أثناء التخدير. إجراء الجراحة بأكملها في منطقة جيدة التهوية. تأكد من تخدير الفأر بعمق عن طريق الضغط على أصابع الفأر قبل حقن الخلية. إذا بقيت الاستجابات (على سبيل المثال ، رعشة أو ارتعاش) ، فانتظر وقتا إضافيا حتى يصبح التخدير ساري المفعول.
  3. ضع الماوس في وضع داعم وشل حركة كلا الطرفين العلويين بشكل عمودي بعيدا عن خط الوسط (الشكل 2 أ).
  4. شل حركة الماوس من البطن إلى أسفل بشريط لاصق جراحي. تجنب الضغط بشدة وتشريد الأعضاء الداخلية (الشكل 2 ب).
    ملاحظة: الحفاظ على التشريح الطبوغرافي (أي التثبيت بشريط لاصق) أمر ضروري لأن الحقن داخل القلب أعمى (أي أن موقع الحقن الدقيق على القلب غير مرئي للعين المجردة).
  5. تطهير جلد الصدر مع مسحة الإيثانول 70 ٪.
  6. تحديد عملية خنجري الفأر في الاكتئاب في الطرف الأدنى من منتصف القص عن طريق ملامسة منتصف جدار الصدر الأمامي. حدد الشق الوداجي للفأر في المنخفض المركزي عند الحد العلوي للمانوبريوم عن طريق الجس من منتصف جدار الصدر الأمامي.
  7. قم بتسمية النقطة الأكثر سخفا في عملية الخنجري والشق الوداجي بقلم تحديد (الشكل 2 أ). ضع علامة ثالثة في منتصف هذين المعلمين وقليلا إلى اليمين (يسار الحيوان) فوق القلب مباشرة في الفضاء الوربي الثالث.
    ملاحظة: موقع الحقن هو 1-2 مم يسار خط الوسط ، ونقطة الحقن بين الضلعين الثالث والرابع للفأر (الشكل 2 أ).
  8. قم بتحميل 200 ميكرولتر من تعليق الخلية في حقنة سعة 1 مل.
    ملاحظة: احتفظ بفقاعة هواء في المحقنة ، كما هو موضح في الشكل 2 ج ، للتأكد من أن الدم ينبض. يجب خلط تعليق الخلية جيدا قبل التحميل.
  9. أدخل إبرة 26 جم عموديا عبر موقع الحقن (الشكل 2 د).
  10. حافظ على ثبات اليد التي تمسك المحقنة على الطاولة ، أو استخدم اليد الأخرى لتثبيتها بقوة. تأكد من أن المحور الطويل للمحقنة عمودي على موقع الحقن ، وأدخل المحقنة حوالي 2 مم تحت الجلد.
  11. يظهر نبض الدم الأحمر الفاتح في محور الإبرة و / أو تعليق الخلية عندما يتم إدخال طرف الإبرة بشكل صحيح في البطين الأيسر. إذا كان نبض الدم غير مرئي ، فإن طرف الإبرة ليس في القلب. سحب واستبدال الإبرة (في حالة تخثر الدم داخل الإبرة توقف نبض الدم). أدخل الإبرة مرة أخرى.
  12. حقن الخلايا. حقن تعليق الخلية (100 ميكرولتر) ببطء شديد أكثر من 40-60 ثانية والحفاظ على اليد التي تمسك المحقنة مستقرة طوال الوقت.
    ملاحظة: راقب عن كثب تعليق الخلية في المحقنة ، ولا تحقن فقاعة الهواء داخل المحقنة في القلب.
  13. اضغط على موقع الحقن باستخدام قطعة قطن جافة لمدة 15 ثانية لضمان الإرقاء عند سحب الإبرة.
  14. أعد الماوس إلى القفص النظيف وراقب الحيوان حتى يتعافى تماما من التخدير.
  15. تخيل الفأر بنظام التلألؤ الحيوي في الجسم الحي في غضون 24 ساعة بعد الحقن للتأكد من دخول الخلايا السرطانية إلى الدورة الدموية الجهازية.
    ملاحظة: تدخل الخلايا السرطانية المحقونة بشكل صحيح الدورة الدموية الشريانية عبر البطين الأيسر للقلب ، والذي يظهر من خلال إشارات التلألؤ الحيوي المرئية في جميع أنحاء الجسم (على سبيل المثال ، انظر الشكل 3 أ).
  16. أداء التصوير الحيوي في الجسم الحي .
    1. قم بتشغيل الجهاز والكمبيوتر. افتح البرنامج عندما يضيء مؤشر الطاقة على الجهاز والكمبيوتر ، ثم افتح نافذة الحصول على الصور .
    2. حدد نظام التصوير في الجسم الحي المتصل بالكمبيوتر في جزء الجهاز. ضع الماوس المراد تصويره في غرفة التصوير في وضع ضعيف. ثم أغلق باب غرفة التصوير.
    3. قم بتعيين المعلمات في جزء الإعداد المتوفر في نافذة الحصول على الصورة .
      1. اضبط المعلمات باستخدام عدسة > التكبير/التصغير > 1x وعدسة التركيز > > 108 وعدسة > Iris > F 2.8 لجعل الصور واضحة.
      2. اضبط قناة التصوير في Filter & Light: Filter وLight > Filter > Luminescence و Filter وLight > Light > OFF و Filter وLight > شدة الضوء > المنتصف.
      3. اضبط نوع الصورة المراد التقاطها: التصوير من النوع > > إطار واحد، وقت التعرض للتصوير > > 500 مللي ثانية، وضع التصوير > HDR > وضع الكسب المنخفض. انقر فوق الزر "اكتساب " للحصول على الصورة.
  17. تصور نمو السرطان النقيلي مع التلألؤ الحيوي في الجسم الحي .
    ملاحظة: في كل نقطة زمنية من التصور ، قم بحقن 200 ميكرولتر من ركيزة لوسيفيرين داخل الصفاق في فأر 20 جم (150 مجم / كجم) وانتظر 15 دقيقة قبل التخدير (2٪ إيزوفلوران ممزوج بأكسجين 98٪ في غرفة الحث). ضع الماوس على منصة نظام التصوير الحيوي التلألؤ. الحفاظ على التخدير من خلال قناع الأنف مع 2 ٪ إيزوفلوران.

3. التحقيق المرضي

  1. بعد أربعة أسابيع من حقن الخلية ، التضحية بالفأر عن طريق استنشاق CO2 ثم خلع عنق الرحم.
  2. شل حركة الماوس في وضع ضعيف. قم بعمل شق عمودي (حوالي 6 سم) من البطن إلى الصدر باستخدام مقص جراحي لكشف وفحص جميع الأعضاء في البطن والصدر بحثا عن آفات سرطانية و / أو تغيرات مرضية.
    ملاحظة: بالنسبة لدراسة حقن الخلايا السرطانية داخل القلب ، تشير الآفات السرطانية في المنصف المجاور للقلب إلى خلايا سرطانية محقونة بشكل خاطئ (خلايا غير محقونة في البطين القلبي الأيسر) ؛ لذلك ، لا يتم تضمين هذه الفئران في جمع البيانات النهائية.
  3. استئصال الأورام النقيلي بالمقص. قم بقياس الأقطار الطويلة (أ) والأقطار القصيرة (ب) للورم باستخدام الفرجار لحساب حجم الورم (V) باستخدام الصيغة V = 1/2 × a × b2 ، ووزن الورم باستخدام مقياس إلكتروني.
  4. إصلاح أنسجة الورم في محلول الفورمالين 10 ٪ تليها التضمين في البارافين. بدلا من ذلك ، قم بتجميد الأورام في النيتروجين السائل.
  5. استئصال العظام (الأطراف الخلفية والفقرات و / أو الأضلاع) مع الآفات النقيلية. ثبت عينة كل فأر في أنبوب سعة 50 مل يحتوي على 20 مل من محلول الفورمالين بنسبة 10٪ لمدة 24 ساعة بعد إزالة الجلد والعضلات ، متبوعا بإزالة الكلس لمدة 14 يوما في محلول EDTA بنسبة 10٪ مع تغيير المخزن المؤقت المتكرر (كل 3 أيام).
  6. تضمين العينة في البارافين وتقسيم العينات للفحص النسيجي الروتيني16.

النتائج

يوفر تصوير التلألؤ البيولوجي مزايا هائلة في مراقبة تطور الآفة النقيلية لنموذج الحقن داخل القلب. بعد فترة وجيزة من حقن الخلايا السرطانية (في غضون 24 ساعة) ، تم استخدام تصوير التلألؤ الحيوي لتصور الخلايا السرطانية التي تدخل الدورة الدموية العامة (الشكل 3 أ). سيظهر التلألؤ الحي...

Discussion

يعد الحقن داخل القلب لخلايا سرطان البروستاتا البشرية لتوليد ورم خبيث في العظام نموذجا مثاليا للفأر لاستكشاف وظائف وآليات ورم خبيث في العظام بسرطان البروستاتا وتقييم الفعالية العلاجية. أظهرت الدراسات أن تلف العظام يحدث على الأرجح في الساق القريبة وعظم الفخذالبعيد 17 ، والذي ?...

Disclosures

يعلن جميع المؤلفين عدم وجود مصالح مالية متنافسة.

Acknowledgements

يتم دعم هذا العمل من خلال منح من البرنامج الوطني للبحث والتطوير الرئيسي في الصين (2018YFC1704300 و 2020YFE0201600) ، والمؤسسة الوطنية لعلوم الطبيعة (81973877 و 82174408) ، والمشاريع البحثية ضمن ميزانية جامعة شنغهاي للطب الصيني التقليدي (2021LK047) ، ومركز شنغهاي للابتكار التعاوني للتحول الصناعي لإعداد الطب الصيني التقليدي في المستشفى.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1 mL syringes and needlesShandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd20200411The cells were injected into the ventricles of mice
Anesthesia machineShenzhen RWD Life Technology Co., LtdR500IPEquipment for anesthetizing mice
Automatic cell counterShanghai Simo Biological Technology Co., LtdIC1000 For counting cells
BALB/c athymic miceShanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd.Male6-8 week old, male mice
Bioluminescence imaging systemShanghai Baitai Technology Co., LtdVieworksFor tracking the tumor growth and pulmonary metastasis if the injected cells are labeled by luciferase
Centrifuge tube (15 mL, 50 mL)Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd 430790, Corning
EDTA solutionWuhan Xavier Biotechnology Co., LtdG1105 For decalcification of bone tissure
F-12 mediumShanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd21700075, GIBCOCell culture medium
Formalin solutionShanghai YueNian Biotechnology Co., LtdBL539AFor fixing the specimen of each mouse
IsofluraneShenzhen RWD Life Technology Co., LtdVETEASYFor anesthesia 
Lipofectamine 2000Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd11668027, Thermo fisherPlasmid transfection reagent
PC-3 cell lineCell Bank of Chinese Academy of SciencesTCHu 158Prostate cancer cell line
Phosphate-buffered salineBeyotime BiotechnologyST447Wash the human osteosarcoma cells
Trypsin (0.25%)Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd25200056, GibcoFor detaching the cells
Vector (pLV-luciferase)Shanghai YueNian Biotechnology Co., LtdVL3613Plasmid for transfection
X-ray imaging systemBrook (Beijing) Technology Co., LtdFX PROFor obtaining x-ray images to detect tumor growth
μCT80Shenzhen Fraun Technology Service Co., LtdScanco Medical AG,SwitzerlandFor detection of bone destruction. The mico-CT is equipped with 3DCalc, cone reconstruction,  and μCT Ray V3.4A model visualization software.

References

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Fuchs, H. E., Jemal, A. Cancer Cancerstatistics, 2021. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (1), 7-33 (2021).
  2. Sung, H., et al. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (3), 209-249 (2021).
  3. Coleman, R. E. Skeletal complications of malignancy. Cancer. 80, 1588-1594 (1997).
  4. Macedo, F., et al. Bone metastases: An overview. Oncology Reviews. 11 (1), 321 (2017).
  5. Rea, D., et al. Mouse models in prostate cancer translational research: From xenograft to PDX. BioMed Research International. 2016, 9750795 (2016).
  6. Zhang, Y., et al. Real-time GFP intravital imaging of the differences in cellular and angiogenic behavior of subcutaneous and orthotopic nude-mouse models of human PC-3 prostate cancer. Journal of Cellular Biochemistry. 117 (11), 2546-2551 (2016).
  7. Stephenson, R. A., et al. Metastatic model for human prostate cancer using orthotopic implantation in nude mice. Journal of the National Cancer Institute. 84 (12), 951-957 (1992).
  8. Simmons, J. K., et al. Animal models of bone metastasis. Veterinary Pathology. 52 (5), 827-841 (2015).
  9. Jenkins, D. E., Hornig, Y. S., Oei, Y., Dusich, J., Purchio, T. Bioluminescent human breast cancer cell lines that permit rapid and sensitive in vivo detection of mammary tumors and multiple metastases in immune deficient mice. Breast Cancer Research: BCR. 7 (4), 444-454 (2005).
  10. Corey, E., et al. Establishment and characterization of osseous prostate cancer models: intra-tibial injection of human prostate cancer cells. The Prostate. 52 (1), 20-33 (2002).
  11. Andersen, C., Bagi, C. M., Adams, S. W. Intra-tibial injection of human prostate cancer cell line CWR22 elicits osteoblastic response in immunodeficient rats. Journal of Musculoskeletal & Neuronal Interactions. 3 (2), 148-155 (2003).
  12. Sudhan, D. R., Pampo, C., Rice, L., Siemann, D. W. Cathepsin L inactivation leads to multimodal inhibition of prostate cancer cell dissemination in a preclinical bone metastasis model. International Journal of Cancer. 138 (11), 2665-2677 (2016).
  13. Jinnah, A. H., Zacks, B. C., Gwam, C. U., Kerr, B. A. Emerging and established models of bone metastasis. Cancers. 10 (6), 176 (2018).
  14. Simmons, J. K., et al. Canine prostate cancer cell line (Probasco) produces osteoblastic metastases in vivo. The Prostate. 74 (13), 1251-1265 (2014).
  15. Lamar, J. M., et al. SRC tyrosine kinase activates the YAP/TAZ axis and thereby drives tumor growth and metastasis. The Journal of Biological Chemistry. 294 (7), 2302-2317 (2019).
  16. Chang, J., et al. Matrine inhibits prostate cancer via activation of the unfolded protein response/endoplasmic reticulum stress signaling and reversal of epithelial to mesenchymal transition. Molecular Medicine Reports. 18 (1), 945-957 (2018).
  17. Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow. Cancer Research. 48 (23), 6876-6881 (1988).
  18. Brylka, L., et al. Spine Metastases in immunocompromised mice after intracardiac injection of MDA-MB-231-SCP2 breast cancer cells. Cancers. 14 (3), 556 (2022).
  19. Rahman, M. M., Veigas, J. M., Williams, P. J., Fernandes, G. DHA is a more potent inhibitor of breast cancer metastasis to bone and related osteolysis than EPA. Breast Cancer Research and Treatment. 141 (3), 341-352 (2013).
  20. Park, S. I., Kim, S. J., McCauley, L. K., Gallick, G. E. Pre-clinical mouse models of human prostate cancer and their utility in drug discovery. Current Protocols in Pharmacology. , (2010).
  21. Wright, L. E., et al. Murine models of breast cancer bone metastasis. BoneKEy Reports. 5, 804 (2016).
  22. Fearon, K. C., Glass, D. J., Guttridge, D. C. Cancer cachexia: mediators, signaling, and metabolic pathways. Cell Metabolism. 16 (2), 153-166 (2012).
  23. Waning, D. L., et al. Excess TGF-β mediates muscle weakness associated with bone metastases in mice. Nature Medicine. 21 (11), 1262-1271 (2015).
  24. Talbot, S. R., et al. Defining body-weight reduction as a humane endpoint: a critical appraisal. Laboratory Animals. 54 (1), 99-110 (2020).
  25. Paget, S. The distribution of secondary growths in cancer of the breast. Cancer Metastasis Reviews. 8 (2), 98-101 (1989).
  26. Yin, J. J., et al. TGF-beta signaling blockade inhibits PTHrP secretion by breast cancer cells and bone metastases development. The Journal of Clinical Investigation. 103 (2), 197-206 (1999).
  27. Schneider, A., et al. turnover mediates preferential localization of prostate cancer in the skeleton. Endocrinology. 146 (4), 1727-1736 (2005).
  28. Padalecki, S. S., et al. Chromosome 18 suppresses prostate cancer metastases. Urologic Oncology. 21 (5), 366-373 (2003).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE 189

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved