JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا البروتوكول نهج تنظير الحنجرة التسلسلي عبر الفم للفئران والجرذان الذي يسمح بتصوير فيديو عن قرب ودون عائق للحنجرة أثناء التنفس والبلع باستخدام نظام تخدير محسن وتقنيات معالجة بالمنظار مضبوطة بدقة.

Abstract

الحنجرة هي عضو أساسي في الثدييات لها ثلاث وظائف أساسية - التنفس والبلع والنطق. من المعروف أن مجموعة واسعة من الاضطرابات تضعف وظيفة الحنجرة ، مما يؤدي إلى صعوبة التنفس (ضيق التنفس) ، وضعف البلع (عسر البلع) ، و / أو ضعف الصوت (خلل النطق). يمكن أن يؤدي عسر البلع ، على وجه الخصوص ، إلى الالتهاب الرئوي الشفطي والمراضة المرتبطة به ، والاستشفاء المتكرر ، والوفيات المبكرة. على الرغم من هذه العواقب الوخيمة ، فإن العلاجات الحالية لضعف الحنجرة تهدف إلى حد كبير إلى التدخلات الجراحية والسلوكية التي للأسف لا تعيد عادة وظيفة الحنجرة الطبيعية ، مما يسلط الضوء على الحاجة الملحة لحلول مبتكرة.

لسد هذه الفجوة ، قمنا بتطوير نهج تجريبي بالمنظار للتحقيق في الخلل الوظيفي في الحنجرة في نماذج الفئران (أي الفئران والجرذان). ومع ذلك ، فإن التنظير الداخلي في القوارض يمثل تحديا كبيرا نظرا لصغر حجمها بالنسبة لتقنية المنظار الحالية ، والاختلافات التشريحية في مجرى الهواء العلوي ، وضرورة التخدير للوصول إلى الحنجرة على النحو الأمثل. هنا ، نصف نهجا جديدا لتنظير الحنجرة عبر الفم يسمح بتصوير فيديو عن قرب ودون عائق لحركة الحنجرة في الفئران والجرذان. تشمل الخطوات الحاسمة في البروتوكول إدارة التخدير الدقيقة (لمنع الجرعات الزائدة التي تلغي البلع و / أو تخاطر بالوفيات المرتبطة بالضائقة التنفسية) والتحكم في المنظار (لتسجيل فيديو مستقر لحركة الحنجرة بواسطة باحث واحد للقياس الكمي اللاحق).

الأهم من ذلك ، يمكن تنفيذ البروتوكول بمرور الوقت في نفس لدراسة تأثير الحالات المرضية المختلفة على وجه التحديد على وظيفة الحنجرة. تتمثل المزايا الجديدة لهذا البروتوكول في القدرة على تصور حماية مجرى الهواء أثناء البلع ، وهو أمر غير ممكن عند البشر بسبب الانعكاس المزمار فوق مدخل الحنجرة الذي يعيق المزمار عن الأنظار. لذلك توفر القوارض فرصة فريدة للتحقيق على وجه التحديد في آليات حماية مجرى الهواء الطبيعي مقابل حماية مجرى الهواء الحنجري المرضية للغرض النهائي المتمثل في اكتشاف علاجات لاستعادة وظيفة الحنجرة الطبيعية بشكل فعال.

Introduction

الحنجرة هي عضو غضروفي يقع عند تقاطع الجهاز التنفسي والجهاز الهضمي في الحلق ، حيث تعمل كآلية صمامات للتحكم بدقة في تدفق واتجاه الهواء (أي أثناء التنفس والنطق) مقابل الطعام والسائل (أي أثناء البلع). من المعروف أن مجموعة واسعة من الاضطرابات تؤثر على الحنجرة ، بما في ذلك الخلقية (على سبيل المثال ، الحنجرة ، تضيق تحت المزمار) ، والأورام (على سبيل المثال ، الورم الحليمي الحنجري ، وسرطان الخلايا الحرشفية) ، والعصبية (على سبيل المثال ، الشلل الحنجري مجهول السبب ، والسكتة الدماغية ، ومرض باركنسون ، والتصلب الجانبي الضموري) ، وعلاجي المنشأ (على سبيل المثال ، الإصابة غير المقصودة أثناء جراحة الرأس أو الرقبة). بغض النظر عن المسببات ، ينتج عن الخلل الوظيفي في الحنجرة عادة ثالوث أعراض ضيق التنفس (صعوبة التنفس) ، وخلل النطق (ضعف الصوت) ، وعسر البلع (ضعف البلع) التي تؤثر سلبا على الرفاهية الاقتصادية والاجتماعية للشخص1،2،3،4.

علاوة على ذلك ، يمكن أن يؤدي عسر البلع ، خاصة لدى الأفراد الهشين طبيا ، إلى الالتهاب الرئوي الشفطي (بسبب تسرب الطعام أو السوائل من خلال الحنجرة المغلقة بشكل غير كامل إلى الرئتين) والمراضة المرتبطة بها ، والاستشفاء المتكرر ، والوفيات المبكرة5،6. على الرغم من هذه العواقب الوخيمة ، فإن العلاجات الحالية لضعف الحنجرة تهدف إلى حد كبير إلى التدخلات الجراحية والسلوكية التي لا تعيد عادة وظيفة الحنجرة الطبيعية1،2،7،8،9،10 ، مما يسلط الضوء على الحاجة الملحة لحلول مبتكرة. لتحقيق هذا الهدف ، قمنا بتطوير نهج تجريبي بالمنظار للتحقيق في الخلل الوظيفي في الحنجرة في نماذج الفئران (أي الفئران والجرذان).

في الطب البشري ، المعيار الذهبي لتقييم الخلل الوظيفي في الحنجرة هو التصور بالمنظار ، المشار إليه باسم تنظير الحنجرة11،12. عادة ، يتم تمرير منظار داخلي مرن عبر الأنف لفحص الحنجرة ، وخاصة الطيات الصوتية والهياكل الحنجرية فوق المزمار وتحت المزمار المجاورة. يمكن أيضا استخدام منظار داخلي صلب لتصور الحنجرة عبر تجويف الفم. يسمح أي من النهجين بالفحص الإجمالي لتشريح الحنجرة ويمكن استخدامه لتقييم حركة الحنجرة ووظيفتها أثناء التنفس والنطق ومجموعة متنوعة من ردود الفعل الواقية للمجرى الهوائي مثل السعال وانعكاس الحنجرة المقرب13،14،15،16. ومع ذلك ، أثناء البلع ، يتم حجب الحنجرة تماما بواسطة لسان المزمار لأنها تنقلب لتغطية مدخل الحنجرة ، مما يحميها من مسار البلعة الغذائية / السائلة التي يتم ابتلاعها. نتيجة لذلك ، لا يمكن التصور المباشر لحركة الحنجرة أثناء البلع في البشر ، وبالتالي يجب استنتاجه بشكل غير مباشر باستخدام طرق تشخيصية أخرى (على سبيل المثال ، التنظير الفلوري ، تخطيط كهربية العضل ، تخطيط المزمار الكهربائي).

تصف هذه الورقة بروتوكول تنظير الحنجرة المبتكر للفئران والجرذان الذي يسمح بالتصوير عن قرب ودون عائق للتنفس وحماية مجرى الهواء أثناء البلع تحت التخدير الخفيف. يتوافق البروتوكول مع مجموعة متنوعة من أنظمة التنظير الداخلي المتاحة تجاريا جنبا إلى جنب مع منصة مخصصة لتثبيت القوارض المخدرة طوال العملية. الأهم من ذلك ، أن العديد من التصميمات / التكوينات لمنصات التنظير الداخلي ممكنة بالفعل ، اعتمادا على الموارد المتاحة لكل مختبر وجدول أعمال البحث. هدفنا هنا هو تقديم إرشادات للباحثين للنظر فيها في سياق أبحاثهم. علاوة على ذلك ، نهدف إلى توضيح كيف يمكن لبروتوكول تنظير الحنجرة هذا أن يؤدي إلى ثروة من البيانات الموضوعية التي قد تثير رؤى جديدة في فهمنا لضعف الحنجرة وتجديدها.

ينتج عن التأثير المشترك لجميع الخطوات الموضحة في بروتوكول تنظير الحنجرة الفئران هذا فحصا طفيفا التوغل لحنجرة الفئران البالغة يمكن تكراره في نفس للكشف عن الخلل الوظيفي في الحنجرة وتوصيفه بمرور الوقت استجابة للإصابة علاجية المنشأ ، وتطور المرض ، و / أو التدخل العلاجي فيما يتعلق بحماية مجرى الهواء. وتجدر الإشارة إلى أن هذا البروتوكول لا يقيم وظيفة الحنجرة المرتبطة بالنطق.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

يتبع بروتوكول تنظير الحنجرة للفئران بروتوكول معتمد من لجنة رعاية المؤسسي واستخدامه (IACUC) وإرشادات المعاهد الوطنية للصحة (NIH). تم تطويره للاستخدام مع أكثر من 100 فأر بالغ من طراز C57BL / 6J وأكثر من 50 فأر Sprague Dawley بالغ ، من الجنسين المتساويين تقريبا وعمر 6 أسابيع - 12 شهرا لكلا النوعين. يعد تطوير بروتوكول إضافي ضروريا للتكيف مع القوارض الأصغر سنا / الأصغر. تم إيواء بشكل جماعي (ما يصل إلى أربعة فئران أو فئران لكل قفص ، بناء على الجنس والقمامة). تضمنت ظروف الvivarium القياسية قفصا ثابتا مع تنظيم صارم لدرجة الحرارة المحيطة (20-26 درجة مئوية) ، والرطوبة (30٪ -70٪) ، ودورة الضوء القياسية لمدة 12 ساعة. تلقت جميع مواد تخصيب جديدة (على سبيل المثال ، كوخ / أنبوب ، علاجات الأسنان ، نستلات) في تغييرات الأقفاص الأسبوعية. تم توفير وصول غير محدود إلى الطعام والماء ، باستثناء فترة قصيرة (تصل إلى 4-6 ساعات) من تقييد الطعام قبل التخدير كما هو موضح أدناه. راقب الموظفون البيطريون والبحثيون كل يوم.

1. التخدير الحيواني الذي لا يلغي البلع

  1. ارتد معدات الحماية الشخصية المناسبة (مثل القفازات والقناع) لتقليل التعرض لمسببات الحساسية أثناء العمل مع القوارض.
  2. قم بتقييد الطعام لكل قفص قوارض لمدة تصل إلى 4-6 ساعات قبل التخدير لتقليل احتباس الطعام في تجويف الفم والبلعوم ، مما قد يتداخل مع الرؤية بالمنظار و / أو يؤدي إلى شفط الطعام أثناء العملية.
    ملاحظة: يعد احتباس الطعام في تجويف الفم اكتشافا طبيعيا في القوارض التي لا تعاني من عسر البلع إذا لم تكن مقيدة بالطعام.
  3. قم بإعداد "محطة تسخين" لتحريض / استعادة.
    1. قم بتسخين وسادة تسخين متداولة بالماء إلى 37 درجة مئوية على سطح سطح على الطاولة.
    2. حدد أقفاص الحث / الاسترداد ذات الحجم المناسب للأنواع التي يتم اختبارها. على سبيل المثال ، أقفاص علب أحذية الفئران ذات الأغطية العلوية للمرشح ذات الحجم المناسب لتحريض / استعادة الفئران والجرذان. استخدم قفصا جديدا للحث / الاسترداد لكل يتم اختباره ؛ استخدم قفصا واحدا كقفص تحريض واسترداد لنفس.
    3. قم بتبطين أرضية قفص الحث / الاسترداد بطبقة خفيفة من المواد الماصة (على سبيل المثال ، نشارة الحور الرجراج ، والمنشفة الورقية ، وسادة الجرو) للدفء وامتصاص إفرازات الجسم أثناء تحريض التخدير والتعافي.
    4. ضع الأقفاص المحضرة (مع أغطية الفلتر العلوية) بالكامل على وسادة التسخين لمدة 30-60 دقيقة قبل تحريض التخدير.
      ملاحظة: توفر هذه البيئة المكروية حرارة تكميلية كافية لتعزيز عملية التمثيل الغذائي للتخدير المستقرة أثناء الحث والتعافي.
  4. ضع قفص منزل في منتصف الطريق على وسادة التسخين المسخنة مسبقا 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة تقريبا قبل تحريض التخدير.
    ملاحظة: قد يؤدي توفير الحرارة التكميلية قبل الإجراء إلى تسريع تحريض التخدير ومنع الجرعة الزائدة العرضية بسبب تباطؤ / تأخير عملية التمثيل الغذائي للتخدير من انخفاض حرارة الجسم.
  5. تحضير تخدير الكيتامين والزيلازين (KX) بناء على النوع ووزن الجسم.
    1. بالنسبة للفئران: خليط من 90 ملغم/كغ من الكيتامين و11 ملغم/كغ زيلازين يكفي لتنظير الحنجرة عبر الفم في الفئران الخلفية C57BL / 6 البالغة من كلا الجنسين. اضبط الجرعات لسلالات الفئران الأخرى والأعمار.
    2. للفئران: خليط من 60 ملغم/كغ من الكيتامين و6 ملغم/كغ زيلازين يكفي لتنظير الحنجرة عبر الفم في فئران سبراج داولي البالغة من كلا الجنسين. اضبط الجرعات لسلالات الفئران الأخرى والأعمار.
  6. قم بتسخين عوامل التخدير المملوءة بالحقن في محطة الاحترار 37 درجة مئوية لمنع فقدان الحرارة في الذي يحدث عند حقن السوائل الباردة.
  7. حقن القوارض بجرعة KX المحسوبة باستخدام حقنة ذات حجم مناسب (على سبيل المثال ، 1 مل) وإبرة (على سبيل المثال ، 26 G1 / 2).
    1. للفئران: يتم تطبيق حقنة واحدة تحت الجلد.
      ملاحظة: في تجربتنا ، تقلل / تلغي حقن SC في الفئران من الوفيات المرتبطة بالتخدير مقارنة بالحقن داخل الصفاق (IP).
    2. للفئران: يتم تطبيق حقنة SC أو IP واحدة. إذا كنت تفضل ذلك ، قم بتهدئة الفئران التي تحتوي على الأيزوفلوران (ISO) (3-5٪) في غرفة الحث مباشرة قبل حقن KX.
      ملاحظة: قد تستأنف حركة الجسم التلقائية لفترة وجيزة (عادة <1 دقيقة) حتى يدخل KX حيز التنفيذ.
  8. قم بإعطاء الجليكوبيرولات (عامل مضاد للكولين) مباشرة بعد حقن KX لتقليل الإفرازات اللعابية الزائدة التي قد تعيق رؤية الحنجرة أثناء التنظير عبر الفم و / أو تسد مجرى الهواء العلوي ميكانيكيا أثناء التعافي من التخدير.
    ملاحظة: الجرعة ومسار التسليم متطابقان للفئران والجرذان (0.01-0.02 مجم / كجم SC) ، ويكون التأثير فوريا تقريبا ويستمر عدة ساعات.
  9. بعد حقن الجليكوبيرولات ، ضع القوارض المخدرة في قفص الحث المسخن مسبقا في محطة الاحترار وقم بتغطية القفص بستارة جراحية لتوفير بيئة مظلمة تقلل من التحفيز البصري لمدة 10 دقائق ، دون إزعاج.
    1. قم بإنهاء الإجراء إذا ظل القوارض متنقلة بعد 10 دقائق من جرعة KX الأولية.
      ملاحظة: من المحتمل أن تكون محاولات توفير تخدير إضافي (إما KX أو صيانة الكيتامين) غير مجدية.
  10. بعد 10 دقائق ، قم بإعطاء جرعة مداومة من الكيتامين (1/4 من الجرعة الأولية إذا تضاءلت ردود الفعل الخلفية أو 1/2 الجرعة الأولية إذا كانت ردود الفعل الخلفية سريعة ؛ SC للفئران و SC / IP للفئران) للحفاظ على التخدير.
  11. ضع مرهم العين على كلتا العينين لمنع جفاف القرنية والصدمات المرتبطة بها أثناء إجراء تنظير الحنجرة.
  12. انقل القوارض المخدرة إلى منصة تنظير داخلية مخصصة لبدء إجراء تنظير الحنجرة.
    ملاحظة: لقد صممنا منصة التنظير الداخلي الخاصة بنا (الشكل 1) بحيث يكون لها وظائف متعددة للاستخدام مع مجموعة متنوعة من الأساليب الجراحية والفيزيولوجيا الكهربية للقوارض التي لا تتطلب بالضرورة التنظير الداخلي. على هذا النحو ، يتم بناؤه بشكل مفرط للاستخدام بالمنظار البحت. عند الاقتضاء ، سنسلط الضوء على الميزات / المكونات الضرورية لبروتوكول تنظير الحنجرة هذا.
  13. من هذه النقطة فصاعدا ، تحقق من ردود أفعال الأطراف الخلفية كل 15-20 دقيقة طوال الإجراء بأكمله وقدم جرعات إضافية من صيانة الكيتامين حسب الحاجة ، متباعدة 20 دقيقة على الأقل. نظرا لأن هذا إجراء قصير نسبيا (عادة <45 دقيقة تحت التخدير) ، نادرا ما تكون هناك حاجة إلى كيتامين إضافي بعد جرعة الصيانة الأولية.

2. مرور عبر الفم للمنظار الداخلي لتصور الحنجرة

  1. قبل تخدير ، قم بإعداد منظار داخلي بحجم مناسب مع إمكانية تسجيل الفيديو.
    ملاحظة: نستخدم بشكل روتيني منظار الأذن بدرجة صفر بقطر عمود 1.9 مم وطول عمود 10 سم مع غلاف معدني مخصص (الشكل 2) ، وهو المنظار الداخلي التمثيلي المستخدم في جميع أنحاء هذا البروتوكول.
    1. قم بتوصيل المنظار بمصدر ضوء ونظام تسجيل التنظير الداخلي للعرض في الوقت الفعلي وتسجيل الفيديو بمعدل لا يقل عن 30 إطارا في الثانية (fps).
    2. التركيز البؤري وتوازن اللون الأبيض للكاميرا للحصول على جودة صورة مثالية.
    3. قم بتوصيل المنظار بمعالج دقيق.
      ملاحظة: لتتبع حركة الحنجرة ، نقوم بتأمين المنظار الداخلي لمعالج دقيق على منصة التنظير للسماح بالتحكم الدقيق في المنظار الداخلي لالتقاط فيديو مستقر.
  2. قم بتأمين القوارض في الاستلقاء الظهري على منصة ساخنة. قم بتثبيت الرأس وتثبيته عن طريق تثبيته بقضبان الأذن.
    1. تأكد من أن رأس القوارض يمكن أن يدور بحرية لأعلى / لأسفل (ولكن ليس من جانب إلى آخر) في قضبان الأذن دون الانزلاق. تسهل هذه الدرجة من الحرية إدخال المنظار عبر الفم وتقدم المنظار للوصول إلى الحنجرة.
  3. إذا كان التسجيل الفيزيولوجي الكهربي المتزامن للتنفس والبلع وتنسيق التنفس والبلع مطلوبا أثناء التنظير الداخلي ، فاستمر في تطبيق المستشعرات المناسبة لهذا الغرض (الشكل 3).
    1. قم بتثبيت جهاز استشعار الجهاز التنفسي على البطن عند خط الوسط ، على الفور الذيلية لعملية الخفافير ، باستخدام شريط جراحي.
    2. حلق وتنظيف / تطهير الجلد بمنديل كحولي قبل إدخال أقطاب الإبرة لمنع العدوى.
    3. استخدم إبرة 22 جم لثقب فتحة صغيرة عبر الجلد قبل إدخال قطب الإبرة لمنع تلف إبرة تخطيط كهربية العضل (EMG).
    4. أدخل قطب إبرة EMG معقم متحد المركز (على سبيل المثال ، 25 مم × 0.3 مم / 30 جم) عبر الجلد تحت العقل عند خط الوسط في قاعدة اللسان (على سبيل المثال ، العضلة العضلية أو العضلة التنوسية ، اعتمادا على عمق إدخال الإبرة).
    5. أدخل قطبا كهربائيا أرضيا (على سبيل المثال ، 27 جم من الفولاذ المقاوم للصدأ) تحت الجلد عند الورك (كلا الجانبين).
    6. قم بتوصيل مستشعر الجهاز التنفسي وأقطاب إبرة مخطط كهربية العضل بنظام تسجيل الفيزيولوجيا الكهربية (على سبيل المثال ، مكبر الصوت الحيوي ونظام الحصول على البيانات مع التقاط الفيديو المتزامن) والتحقق من إشارات الفيزيولوجيا الكهربية النظيفة في كلتا القناتين قبل المتابعة.
    7. لف مواقع توصيل القطب الكهربائي بورق الألمنيوم للحماية من الضوضاء الكهربائية وتحسين نسبة الإشارة إلى الضوضاء في التسجيلات الفيزيولوجية الكهربية المقابلة.
    8. اضبط موقع مستشعر الجهاز التنفسي وعمق قطب إبرة مخطط كهربية العضل حسب الحاجة للحصول على إشارات الفيزيولوجيا الكهربية النظيفة في كلتا القناتين. لاتباع هذا البروتوكول ، استخدم معدل أخذ العينات 1k للتنفس ومعدل أخذ العينات 20 كيلو ومرشح تمرير النطاق (على سبيل المثال ، 150-3,000 هرتز) لمخطط كهربية العضل.
  4. قم بتغطية جذع القوارض (وجهاز استشعار الجهاز التنفسي) ببطانية شفافة لتسهيل التنظيم الحراري مع السماح بتصور حركة البطن أثناء التنفس. اترك الأطراف الخلفية وأسفل البطن مكشوفين بحرية للوصول إليها أثناء فحوصات الانعكاس وإعادة جرعات صيانة الكيتامين. تأكد من أن البطانية لا تقيد حركة البطن أثناء التنفس.
  5. استمر في التنظير عبر الفم (الشكل 4).
    1. افتح فم القوارض عن طريق إدخال قضيب مدبب برأس قطني خلف القواطع المركزية ، عموديا على الفك. قم بتدوير قطعة القطن على السطح الظهري للسان لتبريزها قليلا من الفم.
  6. باستخدام قبضة إصبع خفيفة ، اسحب اللسان برفق من الفم قليلا إلى جانب واحد من القواطع المركزية أثناء إدخال طرف المنظار في تجويف الفم (الشكل 4 أ ، ب).
    1. قم بتشغيل مصدر الضوء بعد إدخال طرف المنظار في الفم لتجنب احتمال إلحاق الضرر بعيون القوارض.
    2. أدخل المنظار الجانبي في القواطع الموجودة على نفس جانب اللسان المنسحب. تمنع القواطع المركزية إدخال المنظار الداخلي عند خط الوسط ، مما يستلزم نهج الإدخال الجانبي هذا.
  7. ابدأ أنظمة تسجيل التنظير الداخلي (والفيزيولوجيا الكهربية). قم بالتسجيل بشكل مستمر طوال الإجراء بأكمله لضمان بيانات كافية للتحليل اللاحق أو التسجيل في أوقات محددة ، اعتمادا على احتياجات الدراسة.
  8. قم بتقديم المنظار بعناية لتصور البلعوم الفموي ، مع توخي الحذر حتى لا يكشط الحنك الصلب أو الضغط الزائد على اللسان الذي قد يسبب الإصابة.
    1. قم بإزالة أي جزيئات طعام مرئية و / أو إفرازات لعابية زائدة باستخدام مسحة ذات حجم مناسب (على سبيل المثال ، فرشاة دقيقة مقاس 1.5 مم) لتقليل مخاطر الشفط مع تقدم الإجراء.
    2. استمر في تقدم / ضبط موضع المنظار الداخلي حتى يتمركز البلعوم السفلي في مجال الرؤية على الشاشة ويمكن التعرف على الهياكل التشريحية الرئيسية (الشكل 4C). عند هذه النقطة ، يجب أن تظهر جميع الهياكل محاذاة تشريحيا / متماثلة داخل مجال رؤية الكاميرا ؛ خلاف ذلك ، أعد وضع المنظار حسب الحاجة.
    3. راقب حركة الفك / اللسان المستحثة أثناء تقدم المنظار الداخلي. في حالة عدم وجوده ، تابع دون إعادة جرعات الكيتامين. في حالة وجوده، يجب إعطاء جرعة ثانية من الكيتامين (1/4 إلى 1/2 من الجرعة الأولية من الكيتامين) وانتظر حوالي 5 دقائق حتى تصبح سارية المفعول قبل المتابعة. أعد الجرعة فقط إذا مرت 20 دقيقة على الأقل منذ الحقن السابق لتجنب الإفراط في التخدير وإلغاء البلع.
    4. افحص لسان القوارض كل 5 دقائق طوال العملية بحثا عن تغير اللون الداكن ، وهو ما يدل على نقص التروية. لتجنب ذلك، أعد وضع المنظار حسب الحاجة.
  9. ضع ضغطا خفيفا على القطيفة باستخدام مسبار دقيق (على سبيل المثال ، ملعقة معدنية) يتم إدخاله بجانب المنظار الداخلي لفك الحنك الرخو ولسان المزمار لتصور الحنجرة من مسافة بعيدة (الشكل 4 د). تجنب استخدام طرف المنظار الداخلي للفصل ، حيث قد يتسبب الضغط المطبق في تلف الأنسجة الرخوة أو ثني / تلف عمود المنظار بشكل دائم.
    ملاحظة: على عكس البشر ، فإن حنجرة الفئران غير مرئية بشكل مباشر من منظور عبر الفم. بدلا من ذلك ، يتم محاصرة لسان المزمار ميكانيكيا تحت غشاء مخاطي يغطي القطيفة ، مما يؤدي إلى تكوين مساحة مسدودة في البلعوم. يؤدي الضغط الخفيف على القطيفة إلى إطلاق لسان المزمار من الغشاء القطيفي لإعطاء رؤية جزئية للحنجرة.
  10. راقب حالات السنونو المستحثة أثناء فصل الفيلوم / لسان المزمار.
    1. حدد حالات السنونو على أنها إزاحة مفاجئة وقصيرة للسان الخلفي باتجاه الحنك الصلب. تحدث هذه الحركة عادة بالتزامن مع حركة / اكتئاب الفك السفلي القصير ، مما يوفر بديلا لتحديد البلع عندما لا يكون اللسان الخلفي مرئيا بسهولة في مجال رؤية المنظار الداخلي.
    2. حدد أيضا حالات الابتلاع عن طريق نشاط انفجار مخطط كهربية العضل في اللسان بالتزامن مع نوبات انقطاع النفس القصيرة في تسجيل الفيزيولوجيا الكهربية ، وكلاهما يحدث بالتزامن مع أحداث الإغلاق المزمار في فيديو التنظير الداخلي.
      1. في حالة البلع المتكرر السريع الذي يدل على عدم كفاية التخدير (أي خفيف جدا) ، أعد الجرعة وانتظر ~ 5-10 دقائق قبل المتابعة. انتظر 20 دقيقة على الأقل بعد حقن صيانة الكيتامين السابق لتجنب الإفراط في التخدير وإلغاء البلع.
      2. ضع في اعتبارك أن عمق التخدير هو الأمثل عندما يتم استحضار عدد قليل من السنونو أثناء الفصل القطيفي مع المزمار.
      3. إذا تم إلغاء البلع، يكون التخدير عميقا جدا لتقييم حماية مجرى الهواء الحنجرة. في هذه الحالة ، انتظر من 5 إلى 10 دقائق لعملية التمثيل الغذائي للكيتامين قبل الشروع في التصور عن قرب للحنجرة.

3. تسجيل فيديو عن قرب دون عائق لحركة الحنجرة أثناء التنفس والبلع المثار

ملاحظة: يعد التسجيل الفيزيولوجي الكهربي المتزامن للتنفس والبلع وتنسيق التنفس والبلع خيارا أيضا.

  1. قم بتقدم المنظار ببطء بين القطيفة ولسان المزمار مع الحفاظ على الحنجرة في وسط مجال الرؤية (الشكل 5A-C).
    ملاحظة: سوف يمر طرف المنظار الداخلي بسهولة عبر الفتحة المزمارية القطيفة دون قوة. خلاف ذلك ، قم بإجهاض الإجراء لتجنب الضرر المحتمل للحيوان. من الممكن تصور الحنجرة من مسافة بعيدة ، مع طرف المنظار في البلعوم السفلي. ومع ذلك ، يتطلب هذا النهج عادة التراجع اليدوي لسان المزمار و / أو اللسان لتحسين تصور الحنجرة. ومع ذلك ، تظل أجزاء من الحنجرة عادة محجوبة عن الأنظار ، ويمكن لأجهزة التراجع أن تقيد حركة الحنجرة ، والتي قد يتم الخلط بينها وبين أنها خلل وظيفي.
  2. استمر في تقدم المنظار للحصول على رؤية مقربة دون عائق للأبعاد البطنية الظهرية والجانبية للحنجرة بالكامل في مجال رؤية واحد (الشكل 5 ج).
    ملاحظة: قد يتم إعاقة اللسان البطني ، خاصة في الفئران الأصغر / الأصغر. في هذه الحالات ، يمكن أن تؤدي محاولة التلاعب بطرف المنظار الداخلي بقوة أكبر لتصور البعثة البطنية إلى تقييد حركة الحنجرة ، والتي قد يتم اعتبارها خطأ في الوظيفة. قد يمنع أيضا تدفق الهواء الحنجري مما يؤدي إلى الاختناق.
  3. راقب الحركة التذبذبية للحنجرة حيث يستنشق القوارض (اتساع المزمار) والزفير (تضييق المزمار) خلال كل دورة تنفسية.
    ملاحظة: قد يختلف معدل وحجم حركة الحنجرة / المزمار بعمق التخدير. ومع ذلك ، فإن الفجوة المزمارية (أي الفضاء الجوي بين الحلق الأيسر / الأيمن والطيات الصوتية) تظل مرئية عادة طوال الدورة التنفسية في القوارض السليمة.
    1. إذا لوحظ تضيق مزمار ملحوظ ، فاضبط موضع المنظار الداخلي لضمان تدفق الهواء دون عائق عبر مجرى الهواء العلوي. على سبيل المثال ، تجنب الضغط على القطيفة ، مما قد يتسبب في انسداد الأنسجة الرخوة في مجرى الهواء الأنفي. تجنب أيضا إدخال طرف المنظار في الفضاء المزمار، والذي يمكن أن يمنع تدفق الهواء الحنجري مما يؤدي إلى الاختناق. إذا توقف التنفس في حالات نادرة ، فقم بإجراء عدة ضغطات على الصدر في منتصف القص (باستخدام إصبع واحد) أو تهوية بالضغط الإيجابي (باستخدام "كيس إنعاش" مصغر) بعد إزالة المنظار الداخلي.
  4. تسجيل حركة الجهاز التنفسي الحنجرية بالفيديو لمدة 30-60 ثانية لأغراض التقييم اللاحق.
  5. مع بقاء الحنجرة في رؤية مقربة ، اضبط طرف المنظار الداخلي قليلا داخل مدخل الحنجرة لتطبيق التحفيز الميكانيكي على الغشاء المخاطي الذي يغطي القشطة و / أو لسان المزمار ، واستحضار البلع في القوارض المخدرة على النحو الأمثل.
    1. استخدم تعديلات دقيقة على مستوى طرف المنظار (أي ~ 1 مم في أي اتجاه) لمنع إصابة الغشاء المخاطي و / أو انسداد مجرى الهواء.
    2. راقب حالات السنونو المستحثة ، والتي يمكن تحديدها بسهولة على أنها أحداث إغلاق مزمار مفاجئة تحدث بالتزامن مع اكتئاب الفك المرئي ، ونشاط انفجار مخطط كهربية العضل في اللسان ، وانقطاع النفس القصير (<1/2 ثانية) المرئي في أثر الجهاز التنفسي.
      ملاحظة: قد تحدث أحداث الإغلاق المزمار دون حركة الفك المتزامنة. ومع ذلك ، عادة ما يكون الإغلاق المزمار غير مكتمل لهذه الحالات. نشك في أن هذه قد تكون ردود أفعال أخرى لحماية مجرى الهواء (على سبيل المثال ، منعكس الحنجرة المقربة) تظهر مع بدء التخدير في التلاشي. ومع ذلك ، فهي حوادث نادرة / غير متسقة تتطلب مزيدا من التحقيق.
    3. كرر حتى يتم استحضار 5-10 ابتلاع وتسجيل الفيديو لكل. إذا تم إلغاء البلع ، فقم بإزالة المنظار وانتظر 5-10 دقائق حتى يحدث استقلاب الكيتامين قبل المتابعة.
  6. اسحب بعناية ، ولكن لا تقم بإزالته ، في البلعوم الفموي وتوسيط البلعوم السفلي في مجال الرؤية لتصور لسان المزمار والفيلوم.
  7. أعد ربط القطيفة ولسان المزمار لاستئناف التنفس الأنفي باستخدام مسحة دقيقة لتطبيق ضغط خفيف على قاعدة اللسان لإثارة البلع وإعادة انحباس لسان المزمار تحت الغشاء القطيفي. إذا لم يحدث الاقتران في غضون محاولات قليلة ، فاستمر في التعافي من التخدير دون إعادة الاقتران لتجنب المخاطرة بإصابة الحنجرة.
  8. أوقف تسجيل التنظير الداخلي (والفيزيولوجيا الكهربية).
  9. استخدم قطعة قطن مبللة بالمحلول الملحي لترطيب اللسان والقواطع المركزية وإعادة اللسان إلى موضعه التشريحي داخل تجويف الفم.
  10. افصل قضبان الأذن وقم بإزالة مسبار درجة الحرارة ومستشعر الجهاز التنفسي وأقطاب مخطط كهربية العضل من القوارض للمضي قدما في استعادة التخدير.

4. التعافي من التخدير

  1. ضع في قفص تعافي مسخن مسبقا (أي مثل قفص الحث) على "محطة الاحترار" للتعافي من التخدير.
  2. أعد وضع زيوت تشحيم العين لمنع الجفاف.
  3. يجب تطبيق محلول ملحي ساخن SC لترطيب السوائل: حتى 5 مل للفئران وما يصل إلى 0.5 مل للفئران.
  4. يجب تطبيق أتيباميزول SC لعكس الزيلازين وزيادة الدافع التنفسي: 1-2 ملغ/كغ للجرذان والفئران.
    1. ابدأ ب 2 مجم / كجم من الأتيباميزول ، يليه مباشرة التحفيز اليدوي على طول ظهر القوارض ومعدتها لتسريع الشفاء.
      ملاحظة: باستخدام هذا النهج ، تبدأ حركة الرأس العفوية عادة في غضون 1-3 دقائق. ومع ذلك ، تستغرق العودة إلى الحالة المتنقلة عادة ما تستغرق ساعتين في المتوسط (تتراوح من 1 ساعة إلى 5 ساعات) بعد تنظير الحنجرة تحت تخدير KX ، بسبب الاختلافات الفردية.
    2. توفير جرعة إضافية من الأتيبامزول بجرعة 1 مجم / كجم (15 دقيقة على الأقل بعد الحقن الأول) إذا كانت حركة الجسم التلقائية تتضاءل بدلا من الزيادة خلال أول 15-30 دقيقة من التعافي من التخدير ، على الرغم من توفير التحفيز اليدوي المتكرر.
    3. المضي قدما في إعطاء دوكسابرام (5 ملغم/كغ IP للجرذان والفئران) إذا استمر النشاط التلقائي في الانخفاض. أعد الجرعة باستخدام عامل "الإنقاذ في حالات الطوارئ" هذا على فترات تتراوح من 10 إلى 15 دقيقة (حتى خمس جرعات) حتى تظهر الحركة التلقائية. إذا ظلت القوارض محتضرة ، فقم بالقتل الرحيم للحيوانات باستخدام طرق القتل الرحيم المعتمدة (على سبيل المثال ، جرعة زائدة من الكيتامين متبوعة بطريقة ثانوية مثل قطع الرأس).
  5. مراقبة القوارض المستعادة عن كثب على فترات تتراوح بين 15 و 20 دقيقة للكشف عن التغيرات السلبية في حالة الجهاز التنفسي والحركة والتنظيم الحراري وتوفير التدخل حسب الحاجة (على سبيل المثال ، التحفيز اليدوي ، والأكسجين الإضافي ، والبطانية الحرارية ، وحقن الأتيباميزول ، أو حقن دوكسابرام). توفير مراقبة أكثر تواترا للقوارض التي تتطلب التدخل.
    1. توفير الأكسجين الإضافي (على سبيل المثال ، 1-2 لتر / دقيقة في غرفة تحريض دافئة ، بدون ISO) لمدة 10 دقائق حسب الحاجة للقوارض ذات أوقات التعافي طويلة من التخدير KX. بدلا من ذلك ، قم بتطبيق التحفيز المتكرر على طول الأسطح الظهرية والبطنية للحيوان لتطبيع مستويات SpO2 (>94٪).
    2. ضع زملائك القفص المتعافين في نفس قفص الاسترداد (ما يصل إلى اثنين من القوارض لكل قفص) لتعزيز زيادة النشاط التلقائي والتعافي بشكل أسرع.
  6. أعد القوارض إلى قفص منزلها الدافئ عندما تكون قادرة على التحرك تلقائيا حول قفص الاسترداد.
    1. أعد زجاجة الطعام والماء القياسية إلى قفص المنزل. لا توفر تسهيلات خاصة للوصول إلى الطعام / الماء بينما لا يزال التخدير يتلاشى لتقليل مخاطر الاختناق / الشفط.
    2. راقب نشاط القفص المنزلي وقم بإزالة أي عوائق تعيق التنقل (على سبيل المثال ، الكوخ ، الأنابيب البلاستيكية).
    3. ضع نصف قفص المنزل ، ونصفه خارج محطة الاحترار لمدة 12-16 ساعة (أي بين عشية وضحاها).
      ملاحظة: قد يؤدي التوقف عن الحرارة التكميلية في وقت مبكر إلى الوفيات بسبب انخفاض حرارة الجسم.
  7. قم بإجراء فحوصات صحية قياسية في صباح اليوم التالي. إعادة مع استئناف النشاط الطبيعي / الأساسي ، ووظائف الجسم (على سبيل المثال ، التنظيم الحراري ، والأكل ، والشرب ، والتبول ، والتغوط) ، والوزن المستقر (أي الحفاظ على أو اكتساب) إلى ظروف الvivarium القياسية مع المراقبة الصحية اليومية الروتينية. في حالة نادرة حدوث انخفاض النشاط أو وظائف الجسم أو وزن الجسم ، استمر في الحرارة التكميلية ليوم آخر.
    ملاحظة: بالنسبة للفئران ، من الشائع أن يظهر تلطيخ البورفيرين فجأة حول كلتا العينين ~ 3-6 ساعات في فترة التعافي من التخدير. عادة ما يتم حل التلوين في غضون 24 ساعة.

5. القياس الكمي الموضوعي لحركة الحنجرة أثناء التنفس مقابل البلع

  1. استخدم برنامج تحرير الفيديو مع ميزة التحليل إطارا تلو الآخر لعرض مقاطع فيديو التنظير الداخلي.
    1. حدد نوبة تمثيلية واحدة على الأقل من 10 إلى 20 ثانية من التنفس التلقائي لكل.
    2. حدد 3-5 أحداث ابتلاع تمثيلية لكل.
    3. تأكد من أن نوبات / أحداث التنفس والبلع المحددة تفي بمعايير التحليل التالية: الحنجرة المتمركزة في مجال رؤية الكاميرا مع ظهور جميع الهياكل / الحدود الحنجرية (على سبيل المثال ، غير محجوبة بواسطة القطيفة أو لسان المزمار أو الإفرازات اللعابية الزائدة) ، وإضاءة كافية (أي قادرة على رؤية جميع الهياكل / الحدود الحنجرة) ، وبدون قطعة أثرية لحركة الكاميرا (أي أن المنظار لا يتحرك).
  2. تحليل نوبات / أحداث التنفس والبلع المحددة باستخدام مناهج ذاتية و / أو موضوعية.
    1. للتحليل الذاتي: استخدم مقياس ليكرت لتسجيل حركة الحنجرة بشكل شخصي أثناء العرض في الوقت الفعلي وإطار تلو الآخر باستخدام برنامج تحرير الفيديو. لاتباع هذا البروتوكول ، استخدم مقياس ليكرت موسع يتراوح من -2 إلى +2 ، حيث تشير القيم السالبة إلى حركة الحنجرة في الاتجاه المعاكس للمتوقع. تقدير حماية مجرى الهواء الحنجري أثناء البلع ، حيث 0 = لا يوجد انخفاض في حجم فجوة المزمار (أي عدم وجود حماية لمجرى الهواء الحنجري) ، 1 = بعض تقليل فجوة المزمار (أي حماية غير كاملة من مجرى الهواء) ، و 2 = تقريب كامل من المزمار ، مع وجود فجوة مزمار بطني صغيرة فقط بين الطيات الصوتية (أي حماية كاملة من مجرى الهواء) ، مع قيم سلبية تشير إلى حركة الحنجرة المتناقضة.
      ملاحظة: يشيع استخدام مقياس ليكرت الذي يتراوح من 0 إلى 2 في دراسات القوارض ، حيث 0 = لا حركة ، 1 = بعض الحركة ، و 2 = الحركة الطبيعية17،18،19،20،21،22. ومع ذلك ، فإن هذا المقياس لا يأخذ في الاعتبار حركة الحنجرة المتناقضة التي تحدث غالبا بعد إصابة العصب الحنجري المتكرر (RLN)10.
    2. للتحليل الموضوعي: حدد أربعة إطارات فيديو رئيسية - 1) إطار الراحة الذي يسبق مباشرة بدء التقريب الحنجري (أي الإطار قبل تقريب الطيات الصوتية) ، 2) الإطار الذي أكملت فيه الطيات الصوتية التقريب ، 3) الإطار الذي يسبق اختطاف الطيات الصوتية مباشرة (قد يتداخل هذا مع # 2) ، و 4) الإطار حيث اختطفت الطيات الصوتية تماما ويتم إعادتها إلى وضع الراحة لاستئناف التنفس. استخدم الطابع الزمني لهذه الإطارات الرئيسية الأربعة لحساب مدة تقريب الطية الصوتية (الإطار 1 إلى الإطار 2) ، والإغلاق المزمار (الإطار 2 إلى الإطار 3) ، واختطاف الطيات الصوتية (الإطار 3 إلى الإطار 4) ، ومدة الابتلاع الإجمالية (الإطار 1 إلى الإطار 4). بدلا من ذلك ، استخدم برامج تجارية أخرىموجودة 23 لقياس زاوية المزمار (أي بين الحلق الظهري أو الطيات الصوتية بطنيا) أثناء الحد الأقصى للاختطاف والحد الأقصى للتقريب باستخدام صور الإطارالثابت 17،18،24. اطلب من مراجعين مدربين على الأقل إجراء هذه العملية بشكل مستقل بطريقة أعمى، وتحديد التناقضات بين المراجعين، والتوصل إلى إجماع مشترك لكل تناقض.
      ملاحظة: لقد أجرينا سابقا هذا التحليل اليدوي إطارا تلو الآخر لأحداث توقيت الإغلاق المزمار (أي أثناء ردود الفعل الواقية لمجرى الهواء) باستخدام برنامج تحرير الفيديو التجاري في القوارض والبشر14. ومع ذلك ، فإن هذا النهج غير فعال ولا يوفر سوى تقدير محدود لديناميكيات حركة الحنجرة. نستخدم حاليا برنامج تتبع الحنجرة المصمم في المنزل لإجراء قياس كمي موضوعي أكثر شمولا لحركة الحنجرة أثناء التنفس وردود الفعل الواقية من مجرىالهواء 22،25،26،27،28،29،30. يتميز البرنامج بإمكانية التتبع الآلي إطارا تلو الآخر من أجل القياس الكمي الموضوعي لمسافة حركة الحنجرة في الجانب الأيسر مقابل الأيمن (السعة) والتوقيت (التردد). نستخدم هذه المعلمات لاشتقاق مجموعة متنوعة من القياسات القائمة على الحركة لاكتشاف / تحديد الخلل الوظيفي في الحنجرة (على سبيل المثال ، الحد الأقصى لزاوية المزمار / الحد الأدنى / النطاق ، وتناسق حركة الحنجرة ، والتزامن) أثناء التنفس والبلع وردود الفعل الأخرى الواقية من مجرى الهواء (على سبيل المثال ، منعكس الحنجرة المقرب). لا يزال هذا البرنامج قيد التحسين ولم يكن متاحا تجاريا / عاما بعد.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

يؤدي الاستخدام الناجح لبروتوكول تنظير الحنجرة الفئراني إلى تصور عن قرب للحنجرة أثناء التنفس التلقائي وإثارة البلع في ظل ظروف صحية ومرضية ، كما هو موضح في الشكل 6. علاوة على ذلك ، يمكن تكرار هذا البروتوكول عدة مرات في نفس القوارض للسماح بالتحقيق في وظيفة / ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

لقد نجحنا في تطوير بروتوكول تنظير الحنجرة القابل للتكرار الخاص بالمورين والذي يسمح بالتصور عن قرب لحركة الحنجرة أثناء التنفس والبلع. الأهم من ذلك ، يمكن تنفيذ البروتوكول بمرور الوقت في نفس لدراسة تأثير الحالات المرضية المختلفة على وجه التحديد على وظيفة الحنجرة. تم تطوي...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان عنه.

Acknowledgements

تم تمويل هذا العمل جزئيا من خلال منحتين من المعاهد الوطنية للصحة: 1) منحة متعددة PI (TL و NN) R01 (HL153612) من المعهد الوطني للقلب والرئة والدم (NHLBI) ، و 2) منحة R03 (TL ، DC0110895) من المعهد الوطني للصمم واضطرابات التواصل الأخرى (NIDCD). تم تمويل تطوير برنامج تتبع حركة الحنجرة المخصص جزئيا من خلال منحة مؤسسة كولتر (TL & Filiz Bunyak). نشكر كيت عثمان وكلوي بيكر وكينيدي هولشر وزولا ستيفنسون على تقديم رعاية ممتازة لقوارض المختبرات لدينا. كما نعرب عن تقديرنا لرودريك شلوتزهاور وتشيستون كاليس من MU Physics Machine Shop لتصميمهما ومدخلاتهما وتصنيع منصة التنظير الداخلي المخصصة الخاصة بنا والتعديلات الاستراتيجية على المناظير الداخلية التجارية ومعالجات دقيقة لتلبية احتياجاتنا البحثية. تم تطوير برنامج تتبع حركة الحنجرة المخصص الخاص بنا بالتعاون مع الدكتور فيليز بونياك والدكتور علي حمد (قسم الهندسة الكهربائية وعلوم الكمبيوتر بجامعة ميشيغان). نشكر أيضا جيم مارناتي من Karl Storz Endoscopy على تقديم الإرشادات حول اختيار منظار الأذن. أخيرا ، نود أن نشير بالعديد من الطلاب / المتدربين السابقين في Lever Lab الذين أبلغت مساهماتهم في تطوير بروتوكول تنظير الحنجرة الحالي للفئران: مارلينا سيفزيك ، كاميرون هينكل ، أبيجيل روفناك ، بريدجيت هوبويل ، ليزلي شوك ، إيان دينينجر ، تشاندلر هاكستون ، مورفي ماستين ، ودانيال شو.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
AtipamezoleZoetisAntisedan; 5 mg/mLParsippany-Troy Hills, NJ
BioamplifierWarner Instrument Corp.DP-304Hamden, CT
Concentric EMG needle electrodeChalgren Enterprises, Inc.231-025-24TP; 25 mm x 0.3 mm/30 GGilroy, CA
Cotton tipped applicator (tapered)Puritan Medical ProductsREF 25-826 5WGuilford, ME
Data Acquisition SystemADInstrumentsPowerLab 8/30Colorado Springs, CO
DC Temperature Control System - for endoscopy platformFHC, Inc.40-90-8DBowdoin, ME
Electrophysiology recording softwareADInstrumentsLabChart 8 with video capture moduleColorado Springs, CO
Endoscope monitorKarl Storz Endoscopy-AmericaStorz Tele Pack X monitorEl Segundo, CA
GlycopyrrolatePiramal Critical CareNDC 66794-204-02; 0.2 mg/mLBethlehem, PA
Ground electrode Consolidated Neuro Supply, Inc.27 gauge stainless steel, #S43-438Loveland, OH
Isoflurane induction chamber Braintree Scientific, Inc.Gas Anesthetizing Box - RedBraintree, MA
Ketamine hydrochlorideCovetrus North AmericaNDC 11695-0703-1, 100 mg/mLDublin, OH
Metal spatula to decouple epiglottis and velumFine Science ToolsItem No. 10091-12; Foster City, CA
Micro-brush to remove food/secretions from oral cavitySafeco Dental SupplyREF 285-0023, 1.5 mmBuffalo Grove, IL
Mouse-size heating pad for endoscopy platformFHC, Inc.40-90-2-07 – 5 x 12.5 cm Heating PadBowdoin, ME
Ophthalmic ointment (sterile)Allergan, Inc.Refresh Lacri-lubeIrvine, CA
OtoscopeKarl StorzREF 1232AAEl Segundo, CA
Pneumogram SensorBIOPAC Systems, Inc.RX110Goleta, CA
Pulse oximetry - Vetcorder Pro Veterinary MonitorSentier HC, LLCPart No. 710-1750Waukesha, WI
Rat-size heating pad for endoscopy platformFHC, Inc.40-90-2 – 12.5X25cm Heating PadBowdoin, ME
Sterile needles for drug injectionsBecton, Dickinson and CompanyREF 305110, 26 G x 3/8 inch, PrecisionGlideFranklin Lakes, NJ
Sterile syringes for drug injectionsBecton, Dickinson and CompanyREF 309628; 1 mL, Luer-Lok tipFranklin Lakes, NJ
Surgical drape to cover induction cage for dark environmentCovidien LPArgyle Surgical Drape Material, Single PlyMinneapolis, MN
Surgical tape to secure pneumograph sensor to abdomen3M Health Care#1527-0, 1/2 inchSt. Paul, MN
Transparent blanket for thermoregulationThe Glad Products Company Press’n Seal Cling FilmOakland, CA
Video editing softwarePinnacle Systems, Inc.Pinnacle Studio, v24Mountain View, CA
Water circulating heating pad - for anesthesia induction/recovery stationAdroit Medical SystemsHTP-1500 Heat Therapy PumpLoudon, TN
XylazineVet OneNDC 13985-701-10; Anased, 100 mg/mLBoise, ID

References

  1. Brunner, E., Friedrich, G., Kiesler, K., Chibidziura-Priesching, J., Gugatschka, M. Subjective breathing impairment in unilateral vocal fold paralysis. Folia Phoniatr Logop. 63 (3), 142-146 (2011).
  2. Chandrasekhar, S. S., et al. Clinical practice guideline: improving voice outcomes after thyroid surgery. Otolaryngol Head Neck Surg. 148 (6 Suppl), S1-S37 (2013).
  3. Fang, T. J., et al. Quality of life measures and predictors for adults with unilateral vocal cord paralysis. Laryngoscope. 118 (10), 1837-1841 (2008).
  4. Wang, W., et al. Laryngeal reinnervation using ansa cervicalis for thyroid surgery-related unilateral vocal fold paralysis: a long-term outcome analysis of 237 cases. PLoS One. 6 (4), e19128(2011).
  5. Cohen, S. M., et al. Association between dysphagia and inpatient outcomes across frailty level among patients >/= 50 years of age. Dysphagia. 35 (5), 787-797 (2020).
  6. Poulsen, S. H., et al. Signs of dysphagia and associated outcomes regarding mortality, length of hospital stay and readmissions in acute geriatric patients: Observational prospective study. Clin Nutr ESPEN. 45, 412-419 (2021).
  7. Lin, R. J., Smith, L. J., Munin, M. C., Sridharan, S., Rosen, C. A. Innervation status in chronic vocal fold paralysis and implications for laryngeal reinnervation. Laryngoscope. 128 (7), 1628-1633 (2018).
  8. Choi, J. S., et al. Functional regeneration of recurrent laryngeal nerve injury during thyroid surgery using an asymmetrically porous nerve guide conduit in an animal model. Thyroid. 24 (1), 52-59 (2014).
  9. Wang, B., et al. Neurotrophin expression and laryngeal muscle pathophysiology following recurrent laryngeal nerve transection. Mol Med Rep. 13 (2), 1234-1242 (2016).
  10. Woodson, G. Pathophysiology of recurrent laryngeal nerve injury. Surgery of the Thyroid and Parathyroid Glands (Third Edition). Randolph, G. W. , Elsevier. 404-409.e2 (2021).
  11. James, M., Palmer, O. Instrumentation and techniques for examination of the ear, nose, throat, and sinus. Oral Maxillofac Surg Clin North Am. 24 (2), 167-174 (2012).
  12. Patel, R. R., et al. Recommended protocols for instrumental assessment of voice: American Speech-Language-Hearing Association Expert Panel to develop a protocol for instrumental assessment of vocal function. Am J Speech Lang Pathol. 27 (3), 887-905 (2018).
  13. Kamarunas, E. E., McCullough, G. H., Guidry, T. J., Mennemeier, M., Schluterman, K. Effects of topical nasal anesthetic on fiberoptic endoscopic examination of swallowing with sensory testing (FEESST). Dysphagia. 29 (1), 33-43 (2014).
  14. Shock, L. A., et al. Improving the utility of laryngeal adductor reflex testing: a translational tale of mice and men. Otolaryngol Head Neck Surg. 153 (1), 94-101 (2015).
  15. Aviv, J. E., et al. Laryngopharyngeal sensory discrimination testing and the laryngeal adductor reflex. Ann Otol Rhinol Laryngol. 108 (8), 725-730 (1999).
  16. Farneti, D. The instrumental gold standard: fees. J Gastroenterol Hepatol Res. 3, 1281-1291 (2014).
  17. Hernandez-Morato, I., et al. Reorganization of laryngeal motoneurons after crush injury in the recurrent laryngeal nerve of the rat. J Anat. 222 (4), 451-461 (2013).
  18. Hernandez-Morato, I., Sharma, S., Pitman, M. J. Changes in neurotrophic factors of adult rat laryngeal muscles during nerve regeneration. Neuroscience. 333, 44-53 (2016).
  19. Tessema, B., et al. Evaluation of functional recovery of recurrent laryngeal nerve using transoral laryngeal bipolar electromyography: a rat model. Ann Otol Rhinol Laryngol. 117 (8), 604-608 (2008).
  20. Tessema, B., et al. Observations of recurrent laryngeal nerve injury and recovery using a rat model. Laryngoscope. 119 (8), 1644-1651 (2009).
  21. Monaco, G. N., et al. Electrical stimulation and testosterone enhance recovery from recurrent laryngeal nerve crush. Restor Neurol Neurosci. 33 (4), 571-578 (2015).
  22. Haney, M. M., Hamad, A., Leary, E., Bunyak, F., Lever, T. E. Automated quantification of vocal fold motion in a recurrent laryngeal nerve injury mouse model. Laryngoscope. 129 (7), E247-E254 (2019).
  23. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  24. Wang, B., et al. Functional regeneration of the transected recurrent laryngeal nerve using a collagen scaffold loaded with laminin and laminin-binding BDNF and GDNF. Sci Rep. 6, 32292(2016).
  25. Automated segmentation of the vocal folds in laryngeal endoscopy videos using deep convolutional regression networks. Hamad, A., Haney, M. M., Lever, T. E., Bunyak, F. 2019 IEEE/CVF Conference on Computer Vision and Pattern Recognition Workshops (CVPRW), , Long Beach, CA, USA. 140-148 (2019).
  26. Wang, Y. Y., Hamad, A. S., Palaniappan, K., Lever, T. E., Bunyak, F. LARNet-STC: Spatio-temporal orthogonal region selection network for laryngeal closure detection in endoscopy videos. Comput Biol Med. 144, 105339(2022).
  27. Lever, T. E., et al. Advancing laryngeal adductor reflex testing beyond sensory threshold detection. Dysphagia. 37 (5), 1151-1171 (2022).
  28. Wang, Y. Y., Hamad, A. S., Lever, T. E., Bunyak, F. Orthogonal region selection network for laryngeal closure detection in laryngoscopy videos. Annu Int Conf IEEE Eng Med Biol Soc. 2020, 2167-2172 (2020).
  29. Haney, M. M., et al. Recurrent laryngeal nerve transection in mice results in translational upper airway dysfunction. J Comp Neurol. 528 (4), 574-596 (2020).
  30. Mok, A., et al. A surgical mouse model for advancing laryngeal nerve regeneration strategies. Dysphagia. 35 (3), 419-437 (2020).
  31. Haney, M. M., Ericsson, A. C., Lever, T. E. Effects of intraoperative vagal nerve stimulation on the gastrointestinal microbiome in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Comp Med. 68 (6), 452-460 (2018).
  32. Lever, T. E., et al. A mouse model of pharyngeal dysphagia in amyotrophic lateral sclerosis. Dysphagia. 25 (2), 112-126 (2010).
  33. Struck, M. B., Andrutis, K. A., Ramirez, H. E., Battles, A. H. Effect of a short-term fast on ketamine-xylazine anesthesia in rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (3), 344-348 (2011).
  34. Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33 (2), 119-127 (2005).
  35. Hohlbaum, K., et al. Impact of repeated anesthesia with ketamine and xylazine on the well-being of C57BL/6JRj mice. PLoS One. 13 (9), e0203559(2018).
  36. Welby, L., Maynard, T., Zohn, I., Lever, T. Fluoroscopic and endoscopic investigation of dysphagia in a mouse model of DiGeorge syndrome. Dysphagia. 34, 1003-1004 (2019).
  37. Mueller, M., et al. Impact of limb phenotype on tongue denervation atrophy, dysphagia penetrance, and survival time in a mouse model of ALS. Dysphagia. 37 (6), 1777-1795 (2022).
  38. Osman, K. L., et al. Optimizing the translational value of mouse models of ALS for dysphagia therapeutic discovery. Dysphagia. 35 (2), 343-359 (2020).
  39. Lever, T. E., et al. Videofluoroscopic validation of a translational murine model of presbyphagia. Dysphagia. 30, 328-342 (2015).
  40. Lever, T. E., et al. Adapting human videofluoroscopic swallow study methods to detect and characterize dysphagia in murine disease models. J Vis Exp. (97), 52319(2015).
  41. Ballenger, B., et al. Targeted electrical stimulation of the superior laryngeal nerve - a potential treatment for dysphagia in ALS. FASEB J. 36 (S1), (2022).
  42. Kloepper, A., et al. An experimental swallow evoked potential protocol to investigate the neural substrates of swallowing. OTO Open. 4 (1), (2020).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved