JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا البروتوكول الجمع الميداني والصيانة المختبرية المنتظمة للركائز المصنفة بعشب البحر العملاق المكون للمظلة لاستخدامها في تجارب الترميم لمعالجة نجاح وقيود تقنية "الحصى الأخضر" في البيئات الميدانية.

Abstract

عشب البحر المكون للمظلة هو نوع أساسي أساسي ، يدعم التنوع البيولوجي ويوفر خدمات النظام البيئي التي تقدر قيمتها بأكثر من 500 مليار دولار أمريكي سنويا. يؤكد الانخفاض العالمي لغابات عشب البحر العملاقة بسبب الضغوطات البيئية التي يحركها المناخ على الحاجة إلى استراتيجيات استعادة مبتكرة. تهدف تقنية الترميم الناشئة المعروفة باسم "الحصى الأخضر" إلى زرع عشب البحر الصغير على مساحات واسعة دون عمالة مكثفة تحت الماء وتمثل أداة استعادة واعدة بسبب فعالية التكلفة وقابلية التوسع. توضح مقالة الفيديو هذه بروتوكولا وأدوات لزراعة عشب البحر العملاق ، Macrocystis pyrifera. كما يوفر موردا لمزيد من الدراسات لمعالجة نجاحات وقيود هذه الطريقة في البيئات الميدانية. نحدد الطرق الميدانية والمخبرية لجمع الأنسجة التناسلية ، والأبواغ ، والتلقيح ، والتربية ، والصيانة ، ومراقبة الركائز المصنفة في مراحل الحياة المبكرة باستخدام تقنية "الحصى الأخضر". يبسط البروتوكول ويركز ممارسات الاستعادة الحالية في هذا المجال لدعم الباحثين والمديرين وأصحاب المصلحة في تحقيق أهداف الحفاظ على عشب البحر.

Introduction

عشب البحر المكون للمظلة (الطحالب البنية الكبيرة في رتبة Laminariales) هي أنواع أساسية مهمة عالميا ، تهيمن على الشعاب الصخرية الساحلية في البحار المعتدلة والقطبيةالشمالية 1. تشكل هذه الأعشاب موائل حيوية معقدة هيكليا وعالية الإنتاجية تعرف باسم غابات عشب البحر التي تدعم المجتمعات البحرية المتنوعة تصنيفيا2. توفر غابات عشب البحر في جميع أنحاء العالم العديد من خدمات النظام البيئي للبشر ، بما في ذلك إنتاج مصايد الأسماك التجارية ، وتدوير الكربون والمغذيات ، والفرص الترفيهية ، بقيمة إجمالية تقدر ب 500 مليار دولار أمريكي سنويا3.

على الرغم من قيمتها الكبيرة ، تواجه غابات عشب البحر ضغوطا بشرية متزايدة في العديد من المناطق3. يمثل تغير المناخ أحد أهم التهديدات لعشب البحر بسبب ارتفاع درجة حرارة المحيطات على المدى الطويل جنبا إلى جنب مع زيادة تواتر الشذوذ في درجات الحرارة3،4،5،6،7. ترتبط زيادة درجات حرارة المحيطات بالحد من المغذيات8 ، في حين أن التعرض للإجهاد الحراري فوق العتبات الفسيولوجية يمكن أن يؤدي إلى الوفيات9. بالاقتران مع الضغوطات المحلية الإقليميةالمتغيرة 7 ، تنخفض أعداد عشب البحر على مستوى العالم بنحو 2٪ سنويا10 مع خسائر كبيرة وتحولات مستمرة إلى دول مجتمعية بديلة في مناطق معينة6،11،12،13،14. قد لا يكون الانتعاش الطبيعي لمجموعات عشب البحر وحده كافيا لعكس مدى الخسائر الحالية والمتوقعة15،16،17،18 ، مما يؤكد أهمية الاستعادة النشطة.

يمكن أن تستخدم جهود استعادة عشب البحر الحالية مجموعة من المنهجيات لإعادة إنشاء هذه الأنواع الأساسية المهمة على الشعاب الصخرية الساحلية3،19. تعتمد المنهجيات المختارة لمعالجة المخاوف الخاصة بالموقع على السياق الجغرافي ، والعوائق المحددة لاستعادة عشب البحر ، والسياق الاجتماعيالبيئي 11. إن فهم الروابط والترابط بين النظم الاجتماعية والبيئية هو المفتاح ، والتدخلات التي تشرك المؤسسات المحلية وتحصل على الدعم من المجتمعات المحلية تعزز احتمال نجاح جهود الاستعادة20.

بالإضافة إلى تغير المناخ ، فإن ضغط العاشبة أو المنافسة بين الأنواع يؤدي إلى حدوث أو انخفاض أو قمع الانتعاش (على سبيل المثال ، قنافذ البحر13 ، الأسماك العاشبة21،22 ، الطحالب العشبية9،23 ، أو الطحالبالغازية 24). قد تركز عملية الترميم على إزالة هذه الضغوطات الحيوية25 ، على الرغم من أن هذه الطرق تتطلب موارد كبيرة وصيانة مستمرة11. لتحفيز استعادة أنواع عشب البحر ، كانت هناك جهود نحو نهج البذر المباشر ، على سبيل المثال ، وزن الأكياس الشبكية المملوءة بشفرات عشب البحر الخصبة إلى القاع الذي يطلق أبواغ في البيئة26. ومع ذلك ، فإن هذه الطريقة تستغرق وقتا طويلا وتتطلب تركيبا وإزالتها تقنيا تحت الماء. تركز حالات أخرى على زرع كميات كبيرة من النباتات المانحة البالغة الكاملة ، والتي قد تعرض للخطر مجموعات المتبرعين المرتبطين ارتباطا وثيقا والضعفاء وغالبا ما تقتصر على نطاقات صغيرة بسبب الاعتماد على الزرع المستمر27.

بالنسبة للمناطق ، حيث قد يعيق الحد من جراثيم عشب البحر انتعاش غابات عشب البحر بسبب تجزئة الموائل ، تم تقديم نهج جديد نسبيا لاستعادة عشب البحر يسمى تقنية "الحصى الأخضر". تمت تجربة هذه التقنية بنجاح في محطة أبحاث Flødevigen في جنوب النرويج28 ومثلت خيارا واعدا للاستعادة بسبب الفعالية من حيث التكلفة وقابلية التوسع. سير عمل هذه التقنية هو كما يلي: (1) يتم إنشاء محلول بوغ من الأنسجة الخصبة التي يتم جمعها من عشب البحر البالغ التناسلي في الحقل ثم يتم بذرها على ركائز صغيرة ، مثل الحصى. (2) يتم تربية عشب البحر في المراحل المبكرة في ظروف لاأحيائية يتم التحكم فيها مختبريا على ركائز ؛ (3) يتم نشر ركائز ذات نباتات جرثومية مرئية في الحقل على شعاب مرجانية محددة مثل "الحصى الأخضر" ، حيث تستمر النباتات الجرثومية في النمو. لاحظ أن جهود الزرع النموذجية للأفراد البالغين تتطلب تركيبا شاقا ومثبطا للتكلفة تحت الماء من قبل الغواصين ، وتستخدم تقنية "الحصى الأخضر" انتشارا بسيطا من السطح28.

يتم حاليا تجربة تقنية "الحصى الأخضر" من قبل أعضاء العديد من مجموعات العمل الدولية29 عبر بيئات مختلفة والعديد من أنواع عشب البحر الصفحي. يصف هذا البروتوكول المرافق والمواد والطرق المطلوبة لجمع الأنسجة ، والأبواغ ، والبذر ، وظروف التربية ، والصيانة الدورية ، ومراقبة عشب البحر في المراحل المبكرة قبل نشر تقنية الاستعادة هذه في الحقل باستخدام عشب البحر العملاق ، Macrocystis pyrifera. يعد هذا البروتوكول موردا قيما للباحثين والمديرين وأصحاب المصلحة الذين يسعون إلى تقديم نظرة ثاقبة لنجاحات وقيود هذه الطريقة مع M. pyrifera في بيئات ميدانية مختلفة.

Protocol

تم جمع أنسجة عشب البحر المستخدمة كما هو موضح في هذا البروتوكول والإشراف عليها من قبل إدارة الأسماك والحياة البرية في كاليفورنيا بموجب تصريح S-202020004-20205-001.

1. إعداد المرافق والمواد

  1. تأكد من أن مرافق زراعة عشب البحر يمكنها الحفاظ على درجة الحرارة (10-15 درجة مئوية) ، وتوفير ضوء كامل الطيف (0-180 ميكرولتر فوتونات m-2 s-1) ، وتهوية المرشح (0.2 ميكرومتر حجم المسام). استخدم أنظمة الحاضنة مع منفذ مدمج أو منفذ وصول للأسلاك والأنابيب والأضواء ومصدر الهواء (الشكل 1). إذا لم يكن نظام الحاضنة ضمن نطاق المشروع أو ميزانيته أو نطاقه المقصود ، فاستخدم حمامات مائية مخففة بمياه البحر الباردة والطبيعية أو المبرد (الشكل 2). ارجع إلى جدول المواد للحصول على تفاصيل محددة.
    1. ضع مقياس حرارة في وسائط النمو أو استخدم مسدس درجة الحرارة للتأكد من أن درجة الحرارة تتراوح بين 10-18 درجة مئوية.
      ملاحظة: درجات حرارة التربية هي30 درجة حرارة خاصة بالموقع والموسم.
    2. برمجة أضواء الطيف الكامل إلى فترة ضوئية من 12 ساعة ضوء: 12 ساعة مظلمة عن طريق تغيير إعدادات التوقيت على مصدر الضوء أو عن طريق استخدام مؤقت ميكانيكي. قم بقياس شدة الضوء باستخدام مقياس كمية للإشعاع النشط ضوئيا (PAR) مقاوم للماء تحت السطح بالقرب من الحصى واضبطه باستخدام مصدر ضوء قابل للتعتيم أو عن طريق وضع طبقات من السيلوفان (في حالة زراعة النبات المشيجي الخضري ، انظر القسم 9) أو شبكة فوق مصدر الضوء (للحصول على تفاصيل حول تعديلات شدة الضوء ، انظر القسم 6.3).
    3. تأكد من التهوية المناسبة باستخدام مضخات الهواء31 بعد يوم واحد من التبويض. استخدم المرشحات (حجم المسام 0.2 ميكرومتر) لتقليل التلوث البكتيري المحمول بالهواء.
      ملاحظة: بالنسبة لزراعة "الحصى الأخضر" ، يجب أن يكون ضغط التهوية كافيا لتدوير المياه في جميع حاويات الاستزراع مع عدم الإخلال بارتباط عشب البحر في المراحل المبكرة بالركائز المصنفة. في حالة وجود الكتلة الحيوية للنباتات المشيجية الضخمة (انظر القسم 9.2) ، يجب أن يكون ضغط التهوية كافيا للحفاظ على النباتات المشيجية معلقة في وسط الثقافة.
  2. تعقيم المواد والمحطات. قم بإعداد هذه في وقت مبكر (انظر جدول المواد).
    1. نظف الأسطح باستخدام 70٪ كحول الأيزوبروبيل. تعامل مع أنسجة الصوري التناسلية ونظف معدات الجمع خارج مشتل "الحصى الأخضر" ، إن أمكن.
    2. استخدم طرق التعقيم التالية: الشطف باستخدام منظف من فئة المختبر متبوعا بشطف شامل بالماء المقطر ، ونقع في محلول مبيض مخفف (وفقا لتوجيهات الشركة المصنعة) متبوعا بشطف شامل بالماء المقطر ، والأوتوكلاف باستخدام الإعدادات المناسبة (الأواني الزجاجية أو الأدوات). بعد التعقيم ، يمكن تخزين المواد في حاوية مغلقة أو ملفوفة بورق.
    3. افرك ونظف الحاويات باستخدام الأغطية لاستخدامها في الزراعة باستخدام منظف من فئة المختبر ، متبوعا بشطفه جيدا بالماء المقطر.
      ملاحظة: ستساعد حاويات الاستزراع ذات الغطاء في تقليل تبخر وسائط النمو. اترك الأغطية مفتوحة قليلا للسماح بتبادل الهواء ، أو استخدم صمام فحص لتقليل التلوث المحمول جوا. في حالة عدم توفر حاويات ذات أغطية ، قم بختم حاويات الاستزراع بلدائن حرارية مثل فيلم البارافين وقم بعمل 2-3 ثقوب. إذا تم استخدام خزانات أكبر ، فاستخدم أغطية مضادة للتبخر مصنوعة من البلاستيك الشفاف.
    4. تأكد من أن الحصى له سطح محكم أو محفور قليلا حيث من المرجح أن يتم الاحتفاظ بالنباتات المشيجية على ركائز ذات صلابة عالية32,33. افرك وشطف الحصى حتى يصبح الماء صافيا لإزالة أي غبار أو حطام. انقع الحصى في محلول مبيض مخفف بنسبة 10٪ لمدة 24 ساعة على الأقل واشطفه بمياه البحر المعقمة بالفلتر (انظر القسم 2.1). بدلا من ذلك ، بعد التنظيف والشطف ، نقع الحصى لمدة 1 أسبوع في الماء غير المتأين (DI)32.
      ملاحظة: من الناحية المثالية ، يتم استخدام الركيزة التي يتم حصادها محليا لتقليل تلوث موقع الترميم. بدلا من ذلك ، يوصى باستخدام الحصى من درجة الحوض. تجنب الركائز الجيرية مثل الحجر الجيري ، والتي يمكن أن تؤدي إلى تبييض الأنسجة والوفيات اللاحقة لعشب البحر المزروع32.

2. إعداد وسائط النمو

  1. تصفية وتعقيم مياه البحر وفقا للطرق التالية ، اعتمادا على توافر الموارد. احسب حجم مياه البحر المعقمة بالترشيح اللازمة لتحديث حاويات الاستزراع كل أسبوع (انظر القسم 7) وقم بجدولة مهمة الترشيح / التعقيم هذه وفقا لذلك. قم بتخزين دفعات كبيرة من مياه البحر المعقمة بالترشيح في حاويات مظلمة لمدة تصل إلى 6 أشهر عند 8-10 درجة مئوية. إذا لم يكن التبريد متاحا ، قم بتخزينه في مكان مظلم وبارد.
    1. قم بتصفية المياه باستخدام نظام ترشيح فراغي بحجم مسام 0.55-1 ميكرومتر. قم بإيقاف تشغيل مصدر التفريغ قبل سحب كل الماء لتجنب إتلاف الفلتر ، وصب الماء المصفى في وعاء معقم مخصص. بالنسبة للأحجام الأكبر ، استخدم نظام ترشيح التدفق. على سبيل المثال ، قم بتشغيل مياه البحر من خلال سلسلة من ثلاثة مرشحات مطوية (10 ميكرومتر و 5 ميكرومتر و 1 ميكرومتر) مرتبة من أكبر إلى أصغر حجم للمسام.
      ملاحظة: إذا تعذر الوصول إلى مياه البحر الطبيعية ، فيمكن تحضير مياه البحر الاصطناعية. بدلا من ذلك ، يمكن شراء مياه البحر الطبيعية من متاجر أحواض السمك ، بكميات كبيرة وغالبا ما يتم تصفيتها وتعقيمها وتوازن درجة الحموضة. لا يزال إثراء الوسائط ضروريا لهذه الخيارات.
    2. تعقيم مياه البحر المفلترة باستخدام طرق الأشعة فوق البنفسجية و / أو التعقيم. قم بتوصيل أنظمة التدفق بضوء الأشعة فوق البنفسجية لحوض السمك بمعدل تدفق موصى به من قبل الشركة المصنعة. الأوتوكلاف مياه البحر في الأواني الزجاجية الأوتوكلاف آمنة مع أغطية مفتوحة قليلا أو مغطاة بورق وعلى دورة السوائل (121 درجة مئوية ؛ 1-2 رطل لكل بوصة مربعة ، 15-30 دقيقة حسب حجم السائل34.
      ملاحظة: يوصى باستخدام مياه البحر المصفاة بالتعقيم في المراحل المبكرة من الثقافة.
  2. يعد إثراء مياه البحر المعقمة بالترشيح بالمغذيات والفيتامينات أمرا بالغ الأهمية لنمو M. pyrifera . وسائط مياه البحر المخصبة من Provasoli (PES) هي وسيلة مستخدمة على نطاق واسع مصممة لمزارع الطحالب35. شراء هذه الوسائط من مراكز استزراع الطحالب. يتم وصف الاستعدادات من PES والفيتامينات الإضافية لنمو M. pyrifera في34.
    1. إثراء كل 1 لتر من مياه البحر المفلترة مع 20 مل من PES. بدلا من ذلك ، استخدم وسائط الثقافة على المستوى الصناعي.
    2. تخزين حلول التخصيب وفقا لتوصيات الشركة المصنعة. إثراء مياه البحر المعقمة بالترشيح عند الحاجة إلى وسائط النمو لتجنب تدهور محاليل التخصيب.

3. جمع الحقول

  1. تحديد توقيت مجموعات sporophyll لمحاكاة الدورة التناسلية الطبيعية لمجموعات M. pyrifera المحلية. استشر الخبراء المحليين (على سبيل المثال ، باحثو عشب البحر ، والمديرون ، وعلماء البيئة ، والعلماء المواطنون ، ومجموعات الغوص) لضمان التوقيت المناسب لجمع البوغ.
  2. الحصول على التصاريح اللازمة لجمع أنسجة عشب البحر التي تلبي القوانين واللوائح المحلية. يمكن أن يكون هذا جزءا مستهلكا للوقت من عملية الزراعة ويجب دمجه في الجداول الزمنية للمشروع.
  3. بواسطة جهاز تنفس تحت الماء قائم بذاته (SCUBA) لاختيار 3-5 شفرات sporophyll من 10-15 فردا خصبا من M. pyrifera مع سوري مرئي ، متباعدة على الأقل 2 متر. اختر sporophylls نظيفة وسليمة ، إن أمكن ، مع القليل من القاذورات أو التدهور. قم بتخزين شفرات sporophyll بشكل منفصل وفقا للفرد الأبوي من هذه النقطة فصاعدا.
    ملاحظة: تنمو Sporophylls في "تنورة" كثيفة في القاعدة ، فوق ثبات عشب البحر البالغ ، ويمكن التعرف عليها من خلال افتقارها إلى الأكياس الرئوية المملوءة بالغاز1. غالبا ما تكون أنسجة السوروس الناضجة مرتفعة قليلا وأغمق في اللون من الأنسجة المحيطة1.
  4. نقل شفرات sporophyll في أكياس تجميع مظلمة لتجنب التعرض المفرط لأشعة الشمس ، مع الحد الأدنى من مياه البحر من الموقع للحفاظ على الشفرات رطبة ، وتخزينها في مبردات عند حوالي 12 درجة مئوية حتى الوصول إلى مساحة الاستزراع. تأكد من أن العينات ليست على اتصال مباشر مع الجليد.
    ملاحظة: يمكن شحن Sporophylls من وإلى مواقع أخرى.
    1. شطف sporophylls بمياه البحر. شفرات الالتفاف ، التي تم جمعها من فرد واحد من M. pyrifera ، في مناشف ورقية رطبة مبللة بمياه البحر ومرة أخرى في رقائق الألومنيوم لتجنب تغلغل الضوء والجفاف الإضافي36. تعرف طريقة التخزين هذه باسم "طريقة البوريتو".
    2. ضع هذه العبوات في مبرد به ثلج ، مع حاجز واقي مثل غلاف الفقاعات المعاد تدويره أو الورق المقوى. تحضير المبرد للشحن بين عشية وضحاها. تأكد من وجود شخص ما لاستلام الشحنة ووضع الطرود في ظروف مبردة.

4. الأبواغ

  1. إذا أمكن ، قم بمعالجة sporophylls في بيئة يتم التحكم في درجة حرارتها بين 10-15 درجة مئوية وبعيدا عن أي ثقافات أخرى. إعداد وتعقيم الأدوات والمحطات في وقت مبكر. ارتداء قفازات واقية عند التعامل مع أنسجة عشب البحر للحد من التلوث.
  2. اختياريا تخزين sporophylls لمدة 12-48 ساعة في ظروف مبردة ، وتشجيع إطلاق بوغ من أنسجة sorus37. للتخزين ، استخدم "طريقة البوريتو" الموضحة في القسم 3.3.
  3. حدد أنسجة اللحاء الناضجة وقطعها إلى أقسام 25 سم2 باستخدام مقص معقم. حدد 1-2 أقسام سوري نظيفة من 10-15 من الآباء عشب البحر الفردية ، لتعزيز التنوع الجيني.
    ملاحظة: إذا تم تخزينه ، فابحث اختياريا عن دليل على التبويض الجزئي على المناشف الورقية ، مما يشير إلى وجود أنسجة سوروس خصبة. غالبا ما تكون الأنسجة السوروس مرتفعة قليلا وأغمق في اللون من الأنسجة المحيطة.
  4. للتنظيف ، افرك جانبي نسيج السوروس برفق في اتجاه واحد فقط باستخدام شاش معقم مبلل بمياه البحر المعقمة بالمرشح. إذا لزم الأمر ، اكشط أنسجة السوروس برفق بشفرة حلاقة معقمة لإزالة القاذورات بالكامل. اغمر قسم سوري في حمام مياه عذبة لمدة 30 ثانية إلى 1 دقيقة واشطفه بمياه البحر المعقمة بالمرشح.
    ملاحظة: قم بتحديث حمام المياه العذبة وتعقيم المواد المستخدمة عند التعامل مع أقسام سوري مختلفة من أفراد مختلفين لتقليل التلوث المتبادل.
  5. اغمر كل قسم سوري في مياه البحر المعقمة بالترشيح إلى 10-15 درجة مئوية داخل أنبوب طرد مركزي معقم سعة 50 مل. ضع الأنابيب في درجة حرارة 4-12 درجة مئوية في الظلام لتبويض لمدة أقصاها 4 ساعات. إذا كانت الثلاجة غير متوفرة ، فقم بتخزينها في منطقة باردة منخفضة الإضاءة.
    ملاحظة: بدلا من ذلك ، يمكن أن يتم تبويض أقسام سوري في حاوية واحدة معقمة.
  6. باستخدام المجهر المركب ومقياس الدم ، لاحظ كثافة البوغ من 3-4 عينات كل 30 دقيقة حتى 4 ساعات. تغيير أطراف الماصة بين العينات. إذا كانت الكثافة لا تقل عن 10000 جراثيم mL-1 (انظر القسم 5.1.1) ، فانتقل إلى الخطوة التالية. إذا لم ينتج قسم سوري جراثيم بعد 4 ساعات ، فتخلص من العينة. يمكن أن تستقر الجراثيم في غضون ساعات بعد الإطلاق ولكن يمكن ملاحظتها وهي تسبح في حركة دائرية.
  7. قم بإزالة كل قسم سوري من الأنابيب باستخدام ملاقط معقمة. امزج محاليل البوغ الناتجة في حاوية واحدة معقمة وحدد الكثافة النهائية المدمجة.

5. التلقيح

  1. احسب الحجم النهائي لمحلول البوغ اللازم للتلقيح. تأكد من أن التركيز النهائي هو حوالي 500-1000 جراثيم مل −1 في حاويات الاستزراع.
    1. لحساب تركيز عينة البوغ المدمجة من تعداد الشبكة المركزية لمقياس الدم ، قسم العد على 10-4 مل (يمثل حجم المحلول المعروض في مقياس الدم).
    2. لتحديد حجم محلول البوغ المراد إضافته إلى كل وعاء، حدد كمية وسائط النمو اللازمة لغمر الركائز داخل أوعية الاستزراع.
    3. للعثور على العدد الإجمالي للجراثيم في كل حاوية ، اضرب حجم مياه البحر هذا في التركيز المطلوب.
    4. لتحديد الحجم الكلي لمحلول البوغ المراد إضافته، اقسم الكمية الكلية للجراثيم على تركيز الجراثيم لكل مل في محلول البوغ.
  2. ضع شريحة (شرائح) زجاجية معقمة داخل حاويات الاستزراع لمراقبة تطور عشب البحر. قم بتضمين ما لا يقل عن 30 شريحة موزعة عشوائيا عبر حاويات الثقافة للمراقبة الكافية (انظر التفاصيل في القسم 7).
  3. قم بتلقيح الحجم المحسوب لمحلول البوغ في حاوية الاستزراع باستخدام طرف ماصة معقم يحتوي على ركائز مغمورة في وسائط النمو. أغلق الوعاء وحركه برفق لتوزيع الجراثيم. ختم ووضع الحاوية في نظام الاستزراع.

6. ظروف التربية

  1. اضبط درجة الحرارة بين 10-15 درجة مئوية بناء على درجة الحرارة في موقع النشر.
  2. بعد 1 يوم ، توفير تهوية الضوء مع مصدر الهواء المصفى.
  3. اضبط مصابيح LED كاملة الطيف للنباتات المائية على ضوء 12 ساعة: دورة مظلمة 12 ساعة ، مع شدة ضوء تتراوح بين 0-180 ميكرولتر فوتون m-2 s-1:
    1. اضبط شدة الضوء على 5-10 ميكرولتر فوتون m-2 s-1 من 0-1 يوم وزيادة إلى 20 - 30 ميكرولتر فوتون m-2 s-1 حتى نهاية أسبوع واحد.
    2. من هذه النقطة فصاعدا ، قم بزيادة الإشعاع بمقدار 10-20 ميكرولتر فوتون m-2 s-1 كل 3-4 أيام حتى تصل إلى إشعاع 180 ميكرولتر فوتون m-2 s-1 في نهاية 6 أسابيع.
    3. استمر في المزارع الخلفية عند 180 ميكرومول فوتون m-2 s-1 حتى نهاية 8 أسابيع ، أو عندما يصل طول النباتات الجرثومية إلى حوالي 1-2 سم.

7. المراقبة

  1. راقب شريحتين زجاجيتين عشوائيتين على الأقل يوميا / كل يومين خلال الأسبوعين الأولين لتقييم التطور.
    1. للمراقبة ، تعامل مع الشريحة بملاقط معقمة وضعها في طبق بتري نظيف يحتوي على ما يكفي من مياه البحر المعقمة لغمر الشريحة الزجاجية. لا تعيد الشرائح الزجاجية إلى الثقافات بعد إزالتها لتجنب التلوث المتبادل.
    2. استخدم مجهرا مركبا أو مقلوبا عند تكبير 40-400x لمراقبة عشب البحر في المرحلة المبكرة. تتبع التطور بالجدول الزمني التالي (انظر الشكل 3 للحصول على أمثلة لمراحل تاريخ الحياة التنموية).
      ملاحظة: لوحظت الجراثيم المستقرة عند 0-1 د. يمكن أن تنبت الجراثيم في غضون ساعات قليلة ، كما يتضح من تكوين أنبوب جرثومي. يلاحظ الإنبات عادة عند 1-2 د. عادة ما يتم ملاحظة النباتات المشيجية المبكرة عند 1-4 د. عادة ما يلاحظ تكوين الأمشاج، وهو العملية التي تخضع من خلالها الخلايا للانقسام والتمايز لتكوين الجاميتات الذكرية والأنثوية، خلال الأسبوعين الأولين. الخلايا الأنثوية أكبر 5-7 مرات من الذكور. تنمو النباتات المشيجية الذكرية فروعا خيطية رقيقة، في حين أن الإناث تكون أكثر استدارة أو بيضاوية الشكل. تنتج الإناث عادة البيض أو البويضات في غضون 2-3 أسابيع. تسبح المنوية المنبعثة من الذكور إلى الإناث وتخصب البويضات ، مما يؤدي إلى تكوين زيجوت ثنائي الصيغة الصبغية. سيضمن وجود كثافة التلقيح الصحيحة التكاثر الناجح عن طريق القرب 38,39. تتطور البويضات المخصبة إلى نباتات جرثومية جنينية. عادة ما يتم ملاحظة Sporophytes في غضون 2-4 أسابيع. يخضع الزيجوت لانقسام سريع للخلايا ، مما يؤدي إلى نمو شفرات 1-2 سم في غضون 6-8 أسابيع تقريبا.
  2. بعد أسبوعين ، راقب شريحتين زجاجيتين عشوائيتين على الأقل 1-2 مرات أسبوعيا للنمو الصحي والتلوث حتى يصل حجم النباتات الجرثومية إلى 1-2 سم.
    ملاحظة: يتميز النمو الصحي باللون الذهبي البني (على عكس الأخضر أو الشفاف). هناك العديد من المقاييس الكمية التي يمكن ملاحظتها على الشرائح الزجاجية باستخدام مجهر مقلوب ، بما في ذلك البقاء على قيد الحياة ، ومعدل الإنبات ، والتطور الخضري ، والنضج التناسلي والخصوبة ، ونسبة الجنس40.
  3. تقييم التلوث بالبكتيريا والفطريات والأهداب والدياتومات باستخدام المجهر. إزالة التلوث المعزول. السيطرة على العلامات المبكرة للتلوث بالمشطورة بثاني أكسيد الجرمانيوم (GeO2) (انظر القسم 8.3) العلاج.

8. الصيانة

  1. اضبط ظروف الإضاءة وفقا للقسم 6.3.
  2. كل أسبوع ، قم بتغيير وسائط النمو لتجديد العناصر الغذائية والمعادن الضرورية لنمو M. pyrifera .
    1. قم بتبريد وسائط النمو الطازجة إلى درجة الحرارة المناسبة. تأكد من أن درجة الحرارة لا تتجاوز 15 درجة مئوية خلال هذه العملية.
    2. سحب الوسائط من حاويات الاستزراع لتجنب إزعاج الركائز المصنفة. اترك الوسائط تستنزف حتى تصبح الحاوية فارغة تقريبا. قم بتحديث الوسائط على الفور لتقليل الجفاف. عند إعادة تعبئة حاويات النمو ، قم بإمالتها قليلا بحيث تتدفق الوسائط أسفل جانب حاوية الاستزراع لإزعاج الركائز إلى الحد الأدنى.
    3. أعد ترتيب مواضع الحاوية أو الحوض بشكل عشوائي أثناء تغييرات الوسائط الأسبوعية لمراعاة الاختلافات في إشعاع الضوء.
      ملاحظة: انظر الملف التكميلي 1 للحصول على تقويم لتتبع الأنشطة والتوقعات لثقافات Macrocystis. يشير إلى توقيت التعديلات على الضوء والتهوية ، وكذلك تغييرات الوسائط الأسبوعية.
  3. اختياريا ، التحكم في تلوث المشطورة بمعالجة ثاني أكسيد الجرمانيوم (GeO2). أضف 0.3-0.5 مل من 250 مجم / مل GeO2 إلى كل 1 لتر من مياه البحر المضافة إلى الركائز المصنفة لتقليل تلوث المشطورات على نطاق واسع.
    ملاحظة: قد يمنع GeO2 إنتاج الأمشاج الطحلبية. تطبيق علاج GeO2 في النافذة القصيرة بعد الإنبات وقبل قمم إنتاج البويضات المنوية (1-7 د) و / أو بعد إخصاب البويضة وملاحظات البوغة (>21 د) ، متبوعا بتغيير الوسائط بعد 48 ساعة لإزالة المادة الكيميائية. قد تختلف هذه الجداول الزمنية نظرا لظروف الثقافة ، لذا فإن مراقبة تطور مرحلة الحياة باستخدام الفحص المجهري هي أفضل طريقة لتقييم توقيت تطبيق GeO2 . إذا استمر تلوث المشطورة في حاويات الاستزراع ولوحظ فرط النمو على عشب البحر في المراحل المبكرة ، ففكر في إعادة بذر الركائز.

9. عشب البحر الخضري العملاق زراعة المشيمة

  1. نشر مزارع النباتات المشيجية في الظروف النباتية على مدار السنة لتقليل الاعتماد على جمع البوغات الموسمية من الشعاب المرجانية الطبيعية.
    1. قم بتخزين مزارع النباتات المشيجية وفقا لسكان المصدر في قوارير مملوءة بوسائط النمو عند 4-12 درجة مئوية في الضوء الأحمر بكثافة 5-20 ميكرولتر فوتون m-2 s-1 في دورة مظلمة 12: 12.
    2. توفير تهوية مستمرة وتغيير الوسائط كل 2-6 أشهر.
  2. لزيادة الكتلة الحيوية للنباتات المشيجية التي تنمو لا جنسيا لاستخدامها في بذر "الحصى الأخضر" ، قم بزيادة التهوية لتعليق النباتات المشيجية ، وزيادة وتيرة تغييرات الوسائط أسبوعيا ، وتجزئة النباتات المشيجية كل أسبوعين.
    1. الكتلة الحيوية للنباتات المشيجية في دورق المزرعة عن طريق هز أو تحريك وكشط جوانب دورق المزرعة بأداة معقمة لإزاحة النباتات المشيجية المرفقة ، إذا لزم الأمر.
    2. صب النباتات المشيجية العالقة في خلاط معقم أو مطحنة قهوة واخفق محلول النبات المشيجي لمدة 1-2 ثانية حوالي 5-15 مرة ، اعتمادا على تركيز الكتلة الحيوية ، حتى لا تظهر كتل متكتلة.
  3. للحث على التكاثر لبذر "الحصى الأخضر" ، شظايا النباتات المشيجية ، كما هو موضح أعلاه. بعد ذلك ، قم بتلقيح الركيزة وزيادة ضوء LED كامل الطيف من 5-20 إلى 45-60 ميكرولتر فوتون m-2 s-1 (+10 ميكرومول فوتون m-2 s-1 يوميا للتأقلم الضوئي) ، ثم قم بزيادة بمقدار 10-20 ميكرومول فوتون m-2 s-1 كل 3-4 d حتى تصل إلى إشعاع 180 ميكرومول فوتون m-2 s-1.

10. النشر

  1. بعد 6-8 أسابيع من الاستزراع المختبري ، تأكد من أن طول النباتات الجرثومية اليافعة 1-2 سم وجاهزة للنشر (الشكل 4). قم بتحديث وسائط النمو في حاويات الثقافة قبل 24 ساعة من النشر.
  2. الحصول على التصاريح اللازمة لنشر الحصى التي تلبي القوانين واللوائح المحلية. يمكن أن يكون هذا جزءا مستهلكا للوقت من عملية الزراعة ويجب دمجه في الجداول الزمنية للمشروع.
  3. انقل "الحصى الأخضر" في صواني مغطاة بمناشف مبللة بمياه البحر للحفاظ على رطوبة عشب البحر. ضع الصواني في مبردات معزولة بالثلج ، مع التأكد من أنها ليست على اتصال مباشر بالثلج. تأكد من أن "الحصى الأخضر" معبأ بإحكام لتجنب تدحرج الركائز وانفصال النباتات الجرثومية أثناء النقل.
    ملاحظة: اعتمادا على توفر المساحة ، يمكن أيضا نقل الركائز في حاويات أو أحواض الاستزراع الخاصة بها لتقليل المناولة.
  4. انقل "الحصى الأخضر" لمدة تصل إلى 6 ساعات في مبرد مظلل. يجب توقيت النشر لتجنب أشعة الشمس المباشرة. في حالة النشر من قارب ، استخدم هيكلا مظللا لتجنب أشعة الشمس المباشرة أثناء عملية النشر.
  5. نثر بعناية "الحصى الأخضر" من السطح على الشعاب المرجانية أدناه أو عبر الغوص عند التجربة في مواقع جديدة وعلى نطاقات صغيرة.

النتائج

لا تزال تقنية استعادة "الحصى الأخضر" في مرحلة التجريب ، مع بيانات بقاء محدودة للأنواع الأخرى28 ، ولا توجد بيانات منشورة حتى الآن عن Macrocystis pyrifera. باستخدام الجمع الميداني والصيانة المختبرية الموضحة في هذا البروتوكول ، اختبرنا أهمية ظروف التربية الخاصة بالموقع لمجموعتين متميزتين من عشب البحر المتبرع قبل نشر "الحصى الأخضر" الافتراضي (الشكل 5). تم جمع أنسجة عشب البحر التناسلية في كاليفورنيا (الولايات المتحدة الأمريكية) من برودة K1 (سانتا كروز 36.60167 درجة شمالا ، 121.88508 درجة غربا) و K4 الأكثر دفئا (سان دييغو ، 32.85036 درجة شمالا ، -117.27600 درجة غربا) وتربيتها عند درجتي حرارة: (1) 12 درجة مئوية (درجة الحرارة القياسية للاستزراع للأعشاب البحرية ، ومتوسط SST الشتوي ل K1) ، و (2) 20 درجة مئوية (متوسط SST الصيفي ل K4 ، وموجة حر 4 درجات مئوية ل K1). تم تمييز جميع الشرائح الزجاجية المستخدمة لمراقبة تطور مرحلة حياة عشب البحر بشبكة موحدة ، وتم التقاط صور عالية الدقة باستخدام هذه الشبكة كمرجع لتمكين مراقبة الحقول الثابتة عبر الزمن باستخدام مجهر وكاميرا مقلوبة (N = 5 صور لكل عينة ، 2.479 مم × 1.859 مم).

بعد 24 د بعد التبويض ، تم حساب النباتات المشيجية من الصور المجهرية (N = 300 صورة من 60 عينة). لاختبار الاختلافات في عدد النباتات المشيجية ، تم استخدام نماذج التأثيرات المختلطة الخطية المعممة مع توزيع بواسون باستخدام الدالة glmmTMB () في الحزمة glmmTMB41 ، وأجريت مقارنات زوجية مع emtrends () من الحزمة emmean42في R. توضح نتائجنا أن استجابة النباتات المشيجية للتغير الحراري كانت مختلفة بين مجموعات K1 و K4 (t = 2.7 ، p = 0.007) ، حيث لم يكن لدرجة الحرارة تأثير على مجموعة K4 الأكثر دفئا (التقدير = -0.01 ، الخطأ المعياري [SE] = 0.01 ، فاصل الثقة [CI] = [-0.03 ، 0.01]) ، ولكن كان له تأثير على مجموعة K1 الأكثر برودة (التقدير = -0.06 ، SE = 0.02 ، CI = [-0.10 ، -0.03]) (الشكل 6A) ، مما يشير إلى اختلاف تكيفي محتمل في سمات التحمل الحراري. غالبا ما يتم تصوير النباتات المشيجية لعشب البحر على أنها مرحلةمقاومة 43 ، مما يعني أنها تنتج نمطا ظاهريا متعدد الأغراض يتحمل الإجهاد وغير حساس نسبيا للتقلبات البيئية. ومع ذلك ، تشير هذه النتائج إلى أن التباين الحراري يفرض ضغطا كبيرا في هذه المرحلة المبكرة.

بعد 32 د بعد التبويض ، تم حساب النباتات الجرثومية المرئية ذات الأطوال التي تزيد عن 1 مم تقريبا على كامل كل شريحة زجاجية 2.5 سم × 7.5 سم (N = 72 عينة إجمالية). لاختبار الاختلافات في عدد النباتات الجرثومية المرئية ، تم استخدام نماذج التأثيرات المختلطة الخطية المعممة مع توزيع بواسون باستخدام الدالة glmmTMB () في الحزمة glmmTMB وأجريت مقارنات زوجية مع emtrends () من الحزمة emmeans في R. توضح نتائجنا أن استجابة النباتات الجرثومية للتغير الحراري متشابهة بين المجموعات السكانية المتمايزة K1 و K4 (z = 0.92 ، p = 0.36) ، حيث كان لدرجة الحرارة تأثير على سكان K4 الأكثر دفئا (التقدير = -0.66 ، SE = 0.04 ، CI = [-0.74 ، - 0.57]) ، وكذلك السكان الأكثر برودة K1 (التقدير = -0.85 ، SE = 0.13 ، CI = [-1.10 ، -0.60]) (الشكل 6B). نمت العينات التي تمت تربيتها عند 20 درجة مئوية عددا قليلا من النباتات الجرثومية المرئية (متوسط ± SE = 0.4 ± 0.2) مقارنة بتلك التي تمت تربيتها عند 12 درجة مئوية (المتوسط ± SE = 82.4 ± 9.8). تشير هذه النتيجة إلى أن إنتاج النباتات الجرثومية أكثر حساسية لدرجة الحرارة من مرحلة النبات المشيجي ، وأن درجات حرارة الاستزراع الخاصة بالموقع يجب ألا تتجاوز 15 درجة مئوية لتحقيق تطور النباتات الجرثومية كما هو موضح في البروتوكول.

figure-results-3588
الشكل 1: رسم تخطيطي لنظام حاضنة "الحصى الأخضر ". (أ) مصدر الضوء الأحمر لمزارع النباتات المشيجية التي تنتفخ نباتيا. (ب) منفذ وصول للأسلاك والأنابيب الكهربائية المؤدية إلى منفذ خارجي. ج: هيكل يحجب الضوء كامل الطيف عن قسم الضوء الأحمر. (د) قسم زراعة "الحصى الأخضر ". ه: مصادر الضوء كاملة الطيف. (F) خطوط الأنابيب المتصلة بمصدر هواء خارجي مصفى. (ز) فحص الصمامات لتقليل التلوث المحمول جوا. (ح) حاويات الاستزراع الفردية التي تقلل من التلوث. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-4518
الشكل 2: رسم تخطيطي لنظام حمام مائي "الحصى الأخضر ". (أ) مبرد بمضخة مغمورة (في I). (ب) حوض سعة 20 جالون للحمام المائي. (ج) استنزاف لإعادة تدوير حمام مائي. (د) صمام لإعادة تدوير الحمام المائي. ه: مصدر الضوء. (F) حاوية "حصى أخضر" سعة 2.5 لتر بغطاء شفاف وفتحة تهوية. (ز) مصدر التهوية. (ح) الأنابيب التي تعيد تدوير المياه باستخدام المضخات المغمورة. (ط) مستقبل حمام مائي من / إلى المبرد من / إلى أحواض بمضخات غاطسة. (ي) غطاء أكريليك لتقليل تبخر حمام الماء. (K) غطاء شبكي لضبط شدة الضوء. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-5563
الشكل 3: تطور الكيسات الكبيرة بيريفيرا . مراحل تاريخ الحياة التنموية ل Macrocystis pyrifera من تجارب النمو المختبرية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-6042
الشكل 4: "الحصى الأخضر" المصنف مع Macrocystis pyrifera. يتم استزراع الحصى الأخضر المصنف ب Macrocystis pyrifera في المختبر حتى تصل النباتات الجرثومية إلى 1-2 سم ، ثم يتم نشر "الحصى الأخضر" ويستمر في النمو في الحقل. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-6643
الشكل 5: السلاسل الزمنية التجريبية. صور نموذجية من سلسلة زمنية تتبع النمو التجريبي وتطور النباتات المشيجية Macrocystis pyrifera والنباتات البوغية التي نشأت من مجموعتين تم جمعهما في كاليفورنيا (الولايات المتحدة الأمريكية) واستزراعهما في درجتي حرارة مختلفتين. K1 = سانتا كروز ، K4 = سان دييغو. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-7285
الشكل 6: النتائج التمثيلية. مراحل حياة Macrocystis pyrifera التي لوحظت لمجموعات K1 Santa Cruz San Diego K4 Santa Cruz المستزرعة في ظروف حرارية ثابتة تبلغ 12 و 20 درجة مئوية. أشرطة الخطأ ، تعني ± 1 SE. تشير العلامة النجمية (*) إلى فروق ذات دلالة إحصائية (p < 0.05). (أ) النباتات المشيجية في اليوم 24 (N = إجمالي 300 صورة من 60 عينة). (ب) النباتات الجرثومية المرئية في اليوم 32 (N = 72 عينة، ضمن مساحة قياسية 2.5 سم × 7.5 سم). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الملف التكميلي 1. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.

Discussion

يشكل تغير المناخ البشري المنشأ تهديدا متزايدا لصحة محيطات العالم44،45،46،47،48 ، مما يؤدي إلى اضطرابات كبيرة وفقدان التنوع البيولوجي49،50،51،52. لتسريع استعادة النظم الإيكولوجية المتدهورة ، أعلنت الأمم المتحدة من عام 2021 حتى عام 2030 "عقد الأمم المتحدة لاستعادة النظم الإيكولوجية" ، بالتزامن مع "عقد الأمم المتحدة لعلوم المحيطات من أجل التنمية المستدامة" ، والذي يهدف إلى عكس التدهور في صحة المحيطات53. تماشيا مع هذه الدعوة العالمية للعمل ، أطلق تحالف غابات عشب البحر تحدي غابات عشب البحر لاستعادة 1 مليون هكتار وحماية 3 ملايين هكتار من غابات عشب البحر بحلول عام 204054. الاستعادة البحرية مقومة بأقل منقيمتها 55 ، وتحظى النظم الإيكولوجية لعشب البحر باهتمام أقل بكثير من الموائل مثل الشعاب المرجانية وغابات المانغروف ومروج الأعشاب البحرية56. وقد ثبت أن استعادة النظم الإيكولوجية المتدهورة فعالة في إعادة بناء النظم الإيكولوجية البحرية ولكن يمكن أن تكلف في المتوسط ما بين 80,000 دولار - 1,600,000 دولار للهكتار الواحد، مع احتمال أن يكون متوسط التكاليف الإجمالية أعلى مرتين إلى أربعمرات 57. تتطلب الخسائر الحالية والمتوقعة تطوير منهجيات استعادة عشب البحر القابلة للتطوير والمجدية والفعالة من حيث التكلفة كتدخلات حفظ عاجلة.

تستخدم جهود استعادة عشب البحر الحالية مجموعة من المنهجيات لمعالجة الدوافع الخاصة بالموقع لفقدان عشب البحر ، بما في ذلك زرع عشب البحر البالغ ، والبذر المباشر لأبواغ و / أو النباتات المشيجية ، والتحكم في الرعي ، وتركيب الشعاب الاصطناعية11. ومع ذلك ، تتطلب هذه الأساليب موارد كبيرة ولها قابلية محدودة للتوسع. يتطلب الزرع النموذجي لعشب البحر البالغ النشر الشاق للمواد أو الهياكل الاصطناعية على القاع ، من قبل الغواصين. التدخلات من أسفل إلى أعلى لإعادة إنشاء الشعاب الصخرية الساحلية ، مثل السيطرة على المنافسين والرعاة ، مقيدة أيضا بتكاليف العمالة لأنها تعتمد على الإزالة اليدوية تحت الماء أو استبعاد هذه الضغوطات الحيوية11. تتغلب تقنية "الحصى الأخضر" على هذه القيود من خلال النشر البسيط من السطح ، ولا تتطلب أي قسط تحت الماء أو معرفة تقنية وقابلية للتوسع بتكاليف منخفضة نسبيا28. يوفر هذا النهج المبتكر أداة استعادة واعدة ، ويحث على إجراء تجارب مكثفة عبر مواقع وبيئات متنوعة لإطلاق إمكاناتها الكاملة32.

في حين تم توثيق جهود الاستعادة الناجحة باستخدام "الحصى الأخضر" في المضايق المحمية في النرويج باستخدام عشب البحر السكري ، Saccharina latissima26 ، لا تزال هذه التقنية في المرحلة التجريبية ل Macrocystis pyrifera في شرق المحيط الهادئ. هناك حاجة إلى تجارب إضافية لمعالجة البقاء المتوقع لنباتات M. pyrifera الخارجية ضمن نطاقها. في الظروف المعرضة للموجة النموذجية لنمو M. pyrifera ، قد يكون الحصى الأصغر أكثر عرضة للحركة والتآكل ، مما يؤدي إلى تلف النباتات الخارجية. علاوة على ذلك ، قد يؤدي الطفو الإيجابي الذي توفره الأكياس الهوائية المملوءة بالغاز من M. pyrifera إلى نقل النباتات الخارجية "الحصوية الخضراء" بشكل فعال بعيدا عن موقع الاستعادة ، وبالتالي ، فإن حجم الحصى ووزنه من العوامل المهمة لاستكشاف هذا النوع. في دراسة تجريبية حديثة (مايو 2022; Ensenada ، باجا كاليفورنيا ، المكسيك) ، لوحظ نجاح أولي في الحقل مع M. pyrifera ، يشار إليه من خلال ارتباط haptera بالركيزة المحيطة ونمو الأحداث التي يصل طولها إلى 1.2 متر بعد شهرين في الحقل (الشكل 4). وهذا يدل على فرصة واضحة لم يتم استكشافها بعد في استخدام "الحصى الأخضر" ل M. pyrifera في شرق المحيط الهادئ. يعرض هذا الفيديو تقنية "الحصى الأخضر" مع M. pyrifera وهو مورد قيم يبسط ويركز الممارسات الحالية في مرحلة الاستزراع من الاستعادة لدعم الدراسات التي تتناول النجاحات والقيود في بيئات ميدانية مختلفة.

باستخدام تقنية "الحصى الأخضر" ، يمكن زرع العديد من وحدات الحصى الفردية الأصغر حجما على نطاق قد يزيد من احتمالية النجاح مقارنة بأساليب الزرع الأكثر شيوعا مع النباتات البالغة. ومع ذلك ، فإن الجانب الرئيسي القابل للتطوير لهذه التقنية هو نشرها البسيط من السطح ، والذي يمكن أن يسهل استعادة مساحات كبيرة عن طريق القوارب. بالنسبة للإعدادات الميدانية التي يكون فيها نشر الحصى الصغير غير مناسب ، يمكن تكييف هذا البروتوكول لزرع M. pyrifera على مجموعة واسعة من الركائز ، بما في ذلك الحصى الأكبر أو حتى الصخور الصغيرة ، أو الخيط الذي يمكن ربطه بالمراسي الطبيعية أو المنتشرة تحت الماء ، أو البلاط الذي يمكن تثبيته أو لصقه باستخدام الإيبوكسي البحري في قاع البحر في ظروف أكثر تعرضا. ولن تؤدي تعديلات النشر هذه إلى تغيير المرافق اللازمة لزراعة M. pyrifera ولكنها ستزيد لاحقا من تكلفة النشر.

وتتغلب الاضطرابات البشرية المنشأ وتغير المناخ حاليا على قدرة السكان الطبيعيين على التكيف. وهذا يشكل تحديات كبيرة لجهود الحفظ التقليدية التي تعيد النظم الإيكولوجية إلى حالاتها التاريخية58،59،60،61،62،63. وهكذا ، توسعت أطر الحفظ لتشمل الإدارة الاستباقية مع مراعاة المرونة والقدرة على التكيف64. ويجري تنفيذ الإدارة الاستباقية لمعالجة تغير المناخ لأنواع الأشجار في النظم الإيكولوجية للغابات65 وقد تم اقتراحها لمزيد من جهود الاستعادة لتعزيز الإمكانات التطورية للنباتات الخارجية66,67. على الرغم من أن هذه الاستراتيجيات أسهل بطبيعتها في التعامل معها في البيئات الأرضية ، إلا أن العديد من الدراسات بدأت في استكشاف تطبيقها في البيئات البحرية62،68،69،70. على سبيل المثال ، تتعرض الشعاب المرجانية للتهديد من قبل العديد من الضغوطات البشرية المنشأ التي أدت إلى انخفاضات غير مسبوقة71,72. استجابة لفقدان هذه الأنواع الأساسية المهمة ، تتم الدعوة بشكل متزايد إلى تقنيات الاستعادة النشطة والتكيف المساعدة للحفاظ على الشعاب المرجانية المتبقية والوظائف المرتبطة بها62،73،74. تتضمن إحدى التقنيات نقل الأفراد داخل نطاق توزيع الأنواع الحالي لزيادة تحمل الإجهاد الحراري75. فيما يتعلق باستعادة عشب البحر المكون للمظلة ، فإن "الحصى الأخضر" لديه إطار قابل للتخصيص لاستكشاف تقنيات التكيف المساعدة مثل نقل الأنماط الجينية المرنة إلى المناطق المعرضة للخطر ، أو التلاعب غير الجيني مثل التهجين ، أو تأقلم الأفراد مع الإجهاد البيئي62 مع نتائج تهدف إلى الحصول على سلالات أكثر مقاومة لبرامجالاستعادة 76,77.

يعد تسخير الدعم المحلي لتعزيز مساعي الاستعادة أمرا بالغ الأهمية للحفاظ على نجاح الحفاظ على النظام البيئي لعشب البحر. يمكن أن يؤدي إشراك أصحاب المصلحة المحليين إلى زيادة المشاركة المحلية لاحتياجات الاستعادة 6,50 وتعزيز الإشراف الساحلي الذي يمكن أن يؤدي لاحقا إلى زيادة التمويل وطول عمر حماية النظام البيئي لعشب البحر. كما هو الحال مع جميع منهجيات استعادة عشب البحر الأخرى ، فإن أطر صنع القرار المنظمة التي تدمج الأهداف البيئية والاجتماعية والاقتصادية والحفظ المتنوعة ستساعد في تحقيق النتائج المثلى للنظم الإيكولوجية لعشب البحر والمجتمعات التي تدعمها11.

Disclosures

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

تم تمويل هذا العمل من قبل برنامج أبحاث استعادة عشب البحر في كاليفورنيا R / HCE-17 إلى JBL و MESB ، وهي جائزة تدريب بحثي لمؤسسة العلوم الوطنية DGE-1735040 إلى PDD ، و The Nature Conservancy ، و Schmidt Marine Technology Partners ، و Sustainable Ocean Alliance ، و Tinker Foundation إلى AP-L ، ومجموعة عمل تحالف علوم المناخ Baja إلى RBL و JL. نشكر ستيفن أليسون ، كاسكيد سورت ، سامانثا كننغهام ، سام ويبر وكيتلين يي في جامعة كاليفورنيا ، إيرفين. مارك كار ، بيتر ريموندي ، سارة إمينهيزر ، آن كابوسينسكي في جامعة كاليفورنيا ، سانتا كروز ؛ والتر هيدي ونورا إيدي في منظمة الحفاظ على الطبيعة. فيليب ألبرتو وغابرييل مونتيسينوس في جامعة ويسكونسن ، ميلووكي. خوسيه أنطونيو زيرتوش غونزاليس ، أليخاندرا فيريرا أرييتا ، وليليانا فيريرا أرييتا في جامعة باجا كاليفورنيا المستقلة ؛ لويس مالبيكا كروز وأليسيا أباديا كاردوسو ودانيال دياز غوزمان من MexCal ؛ غواصو مكسكاليتوس أليخاندرا رييس ومونيكا بيرالتا وتيريزا تافيرا وجوليا نافاريتي وإينوا فيلالتا وجيريمي باور وألفونسو فيريرا ؛ ونانسي كاروسو للحصول على المشورة الفنية. نشكر معهد البحوث المحيطية ، جامعة باجا كاليفورنيا المستقلة لتوفير المرافق المستخدمة لتطوير نظام الحمامات المائية. نشكر Ira Spitzer على محتوى الفيديو تحت الماء والطائرات بدون طيار.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.22 µm filtersMiliporeSCGPS05RENatural seawater sterilization
1 L glass bottlesAmazonB07J6JP4D1Natural seawater sterilization
1 µm filters (water + air)AmazonB01M1VWUWLNatural seawater sterilization
1'' PVC 90-Degree ElbowHome Depot203812125Option 2 - Medium scale - Water bath systems
10 µm filtersAmazonB00D04BG56Natural seawater sterilization
20 µm filtersAmazonB082WS9NPHNatural seawater sterilization
3x5mm tubingAmazonB0852HXPN6Option 1 Small scale - Incubator
4x4'' Sterile GauzeAmazonB07NDK8XM3Sporulation
4x6mm tubingAmazonB08BCRV1FYOption 1 Small scale - Incubator
5 µm filtersAmazonB082WS9NPHNatural seawater sterilization
50 mL falcon tubingAmazonB01M04HGPJSporulation
8x10mm tubingAmazonB01MSM3LLZOption 1 Small scale - Incubator
Air filtersThermo FisherMTGR85010Option 1 Small scale - Incubator
Alcohol lampAmazonB07XWD9WWCSporulation
Ammonium iron(II) sulfate hexahydrate ACS reagent, 99%Sigma215406-100GChemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Aquarium Grade GravelAmazonB07XRCKFBJOption 1 Small scale - Incubator
Biotin powder, BioReagent, suitable for cell culture, suitable for insect cell culture, suitable for plant cell culture, 99%SigmaB4639-100MGChemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Boric Acid, 99.8%, 10043-35-3, MFCD00011337, BH3O3, 61.83, 500gThermo Fisher5090113707Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Calcium D-Pantothenate,ge98.0% (T),C9H17NO5,137-08-6,25g,D-Pantothenic Acid Calcium Salt, P0012-25G 1/EAThermo FisherP001225GChemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Check valvesAmazonB08HRZR4MMOption 1 Small scale - Incubator
Clear tubing 3/8'' - 10 ftAmazonB07MTYMW13Option 2 - Medium scale - Water bath systems
COBALT(II) SULFATE HEPTAH-100G, WARNING - California - Cancer Hazard, 93-2749-100G 1/EAThermo Fisher5090114752Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Compound microscope with cameraOMAXM83EZ-C50SMonitoring
Culture flaskThermo Fisher07-250-080Option 1 Small scale - Incubator
Culture lightAmazonB07RRRPJ63Option 1 Small scale - Incubator
Culture stoppersAmazonB07DX6J7QDOption 1 Small scale - Incubator
Drainage connectorAmazonB00GUZ6CV0Option 2 - Medium scale - Water bath systems
EDTA CAS Number: 6381-92-6 Molecular Formula: C10H14N2O8Na2- 2H2O Molecular Weight: 372.2Thermo Fisher50213299Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Eisco Safety Pack Graduated Cylinder Sets Class A, ASTM, Capacity: 10 mL, 25 mL, 50 mL, Graduations: 0.2 mL, 0.5 mL, 1.0 mL, Borosilicate 3.3 Glass, Autoclavable: Yes, Class: Class A, Graduated: Yes, Tolerance: 0.10 mL, 0.17 mL, 0.25 mLThermo FisherS81273Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Eisco Safety Pack Graduated Cylinder Sets Class A, ASTM, Capacity: 50 mL, 100 mL, 250 mL, Graduations: 1.0 mL, 1.0 mL, 2.0 mL, Borosilicate 3.3 Glass, Autoclavable: Yes, Class: Class A, Graduated: Yes, Tolerance: 0.25 mL, 0.50 mL, 1.0 mLThermo FisherS81275Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Eisco Safety Pack Volumetric Flask Sets - Class A, ASTM, Capacity: 10 mL, 25 mL, 50 mL, Borosilicate 3.3 Glass, Autoclavable: Yes, Class: Class A, Closure Material: Glass, Closure Size: Stopper Number: 9, 9, 13, Closure Type: Penny Stopper, Graduated: YeThermo FisherS81271Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Filter holderAmazonB07LCKBKCTNatural seawater sterilization
Fisherbrand Graduated Cylinders, Capacity: 500 mL, Graduations: 5 mL, Borosilicate Glass, Autoclavable: Yes, Limit of Error: +/-4.0 mL, Recommended Applications: Education, Subdivision: 5 mL, S63460 1/EAThermo FisherS63460Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
FLEXACAM C1 CameraLeicaFLEXACAM C1Monitoring
Folic acid, C19H19N7O6, CAS Number59303, vitamin m, pteroylglutamic acid, vitamin b9, folvite, folacin, folacid, pteroyllglutamic acid, pteglu, folic acid, folate, 25g, 100781, CHEBI:27470, Yellow to Orange, 2004190, 441.41, OVBPIULPVIDEAOLBPRGKRZSANThermo FisherAAJ6083314Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Free Standing 20 Gallon Utility SinkAmazonB094TLH19LOption 2 - Medium scale - Water bath systems
GERMANIUM DIOXIDE 99.99 10GRThermo FisherAC190000100Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Glass Graduated Cylinders, Class A Round Base, Eisco, For Use With: Measuring liquids, Capacity: 1000 mL, Graduations: 10 mL White, CH0344OWT 1/EAThermo FisherS88442Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Glass slidesAmazonB00L1S93PSOption 2 - Medium scale - Water bath systems
Glycerol phosphate disodium salt hydrate isomeric mixtureSigmaG6501-100GChemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Growth containers -3.4 Qt- 3.25 Lt transparent containers with transparent lidContainer store#10014828Option 2 - Medium scale - Water bath systems
Growth lightAmazonB086R14MFWOption 1 Small scale - Incubator
HemocytometerAmazonB07TJQDKLJSporulation
Hinged plastic jarsSKS Bottle & Packaging40280125.01SOption 1 Small scale - Incubator
Inositol research grade, USP/NF For bacteriology. Optically inactive. Tested for its suitability in tissue culture. Size - 100G Storage Conditions - +15 C TO +30 C Catalog Number - 26310.01 CAS 87-89-8Thermo Fisher50247745Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Instant Ocean - 50 GAmazonB000255NKAOption 1 Small scale - Incubator
Inverted Microscope Leica DMi1LeicaDMi1Monitoring
Iron(III) chloride hexahydrate ACS reagent, 97%Sigma236489-100GChemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Licor Ligth Meter Data LoggerLicorLI-250AMonitoring
Light/temperature HOBO data loggerAmazonB075X2SWKNMonitoring
Lights 150WAmazonB0799DQM9VOption 2 - Medium scale - Water bath systems
Manganese sulfate monohydrate meets USP testing specificationsSigmaM8179-100GChemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Medium size rocks 2-3 inch, 20 poundsHome Depot206823930Option 2 - Medium scale - Water bath systems
Nicotinic Acid, 99%, C6H5NO2, CAS Number59676, daskil, apelagrin, acidum nicotinicum, akotin, 3carboxypyridine, niacin, 3pyridinecarboxylic acid, nicotinic acid, pellagrin, wampocap, 250g, 109591, CHEBI:15940, 1.4, 2004410, 293 deg.C (559 deg.F), 123.11,Thermo FisherAAA1268330Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
p-Aminobenzoic acid 99.82% 4-aminobenzoic acid, C7H7NO2, CAS Number: 150-13-0, 25g, 0210256925 1/EAThermo FisherICN10256925Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
PCV cementAmazonB001D9WRWGOption 2 - Medium scale - Water bath systems
Plastic water valveAmazonB0006JLVE4Option 2 - Medium scale - Water bath systems
Plastic water valveAmazonB07G5FY7X1Option 2 - Medium scale - Water bath systems
Precision scale 1mgAmazonB08DTH95FNMaterials to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Pump for filtered airAmazonB0BG2BT9RXOption 1 Small scale - Incubator
PVC tubing 1x24''Home Depot202300505Option 2 - Medium scale - Water bath systems
Quantum Light meterApogee InstrumentsMQ-510Monitoring
Refrigerated IncubatorThermo Fisher15-103-1566Option 1 Small scale - Incubator
Rubber GrommetsAmazonB07YZD22ZPOption 1 Small scale - Incubator
Salinity refractometerATCB018LRO1SUMonitoring
Shade mesh 6x50 ftHome depot316308418Option 2 - Medium scale - Water bath systems
Sodium Nitrate ge 99.0% Nitric Acid, Sodium Salt, NNaO3, CAS Number: 7631-99-4, 500g, 1/EAThermo FisherBP360500Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Soldering for aeration openingAmazonB08R3515SFOption 2 - Medium scale - Water bath systems
Spray isporopyl alcoholAmazon‎ B08LW5P844Sporulation
Stainless steel sissorsAmazonB07BT4YLHTSporulation
Stainless steel trayAmazonB08CV33YXGSporulation
Stainless steel twizzersAmazonB01JTZTAJSSporulation
Stir BarsAmazonB07C4TNKXBMaterials to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Submersible circulation pump 400 GPHAmazonB07RZKRM13Option 2 - Medium scale - Water bath systems
Submersible Spherical Quantum SensorWaltzUS-SQS/LMonitoring
Temperature gunInfrared Thermometer 749B07VTPJXH9Monitoring
Thiamine hydrochloride BioReagent, suitable for cell culture, suitable for insect cell culture, suitable for plant cell cultureSigmaT1270-25GChemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Thymine 99% 2, 4-Dihydroxy-5-methylpyrimidine, C5H6N2O2, CAS Number: 65-71-4, 25g, 157850250 1/EAThermo FisherAC157850250Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Transparent Acrylic sheet 24x48 inchHome Depot202038048Option 2 - Medium scale - Water bath systems
Tubing water circulation 1''x10 ftAmazonB07ZC1PSF3Option 2 - Medium scale - Water bath systems
UV light for natural seawater sterilizationAmazonB018OI7PYSNatural seawater sterilization
Vacum pumpAmazonB087XBTPVWNatural seawater sterilization
Vitamin B12 BioReagent, suitable for cell culture, suitable for insect cell culture, suitable for plant cell culture, 98%SigmaV6629-100MGChemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Volumetric Flasks, Class A Glass, Eisco, with Polypropylene Stopper, Graduated, White printed markings, Capacity: 1000 mL, CH0446IWT 1/EAThermo FisherS89446Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Volumetric Flasks, Class A Glass, Eisco, with Polypropylene Stopper, Graduated, White printed markings, Capacity: 500 mL, CH0446HWT 1/EAThermo FisherS89445Chemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment
Water Chiller 200-600GPMAmazonB07BHHP71COption 2 - Medium scale - Water bath systems
Y-splitters for 4x6mm tubingAmazonB08XTJKFCHOption 1 Small scale - Incubator
Zinc sulfate heptahydrate BioReagent, suitable for cell cultureSigmaZ0251-100GChemicals to create Provasoli’s Enriched Seawater (PES) and vitamins for media enrichment

References

  1. Schiel, D. R., Foster, M. S. . The Biology and Ecology of Giant Kelp Forests. , (2015).
  2. Smale, D. A., Burrows, M. T., Moore, P., O'Connor, N., Hawkins, S. J. Threats and knowledge gaps for ecosystem services provided by kelp forests: a northeast Atlantic perspective. Ecol Evol. 3 (11), 4016-4038 (2013).
  3. Eger, A. M., et al. The value of ecosystem services in global marine kelp forests. Nat Comm. 14 (1), 1894 (2023).
  4. Bennett, S., Wernberg, T., Arackal Joy, B., de Bettignies, T., Campbell, A. H. Central and rear-edge populations can be equally vulnerable to warming. Nat Comm. 6 (1), 10280 (2015).
  5. Jueterbock, A., et al. Climate change impact on seaweed meadow distribution in the North Atlantic rocky intertidal. Ecol Evol. 3 (5), 1356-1373 (2013).
  6. Rogers-Bennett, L., Catton, C. A. Marine heat wave and multiple stressors tip bull kelp forest to sea urchin barrens. Sci Rep. 9 (1), 15050 (2019).
  7. Krumhansl, K. A., et al. Global patterns of kelp forest change over the past half-century. PNAS. 113 (48), 13785-13790 (2016).
  8. Zimmerman, R. C., Kremer, J. N. Episodic nutrient supply to a kelp forest ecosystem in Southern California. J Mar Res. 42 (3), 591-604 (1984).
  9. Rothäusler, E., et al. Physiological performance of floating giant kelp Macrocystis pyrifera (phaeophyceae): Latitudinal variability in the effects of temperature and grazing. J Phycol. 47 (2), 269-281 (2011).
  10. Wernberg, T., Krumhansl, K., Filbee-Dexter, K., Pedersen, M. F. Chapter 3 - Status and trends for the world's kelp forests. World Seas: An Environmental Evaluation (Second Edition). , 57-78 (2019).
  11. Eger, A. M., Layton, C., McHugh, T. A., Gleason, M., Eddy, N. Kelp restoration guidebook: Lessons learned from kelp restoration projects around the world. TNCKelp Forest Alliance. , (2022).
  12. Filbee-Dexter, K., et al. Marine heatwaves and the collapse of marginal North Atlantic kelp forests. SciRep. 10 (1), 13388 (2020).
  13. Filbee-Dexter, K., Scheibling, R. E. Sea urchin barrens as alternative stable states of collapsed kelp ecosystems. Mar Ecol Prog Ser. 495, 1-25 (2014).
  14. Filbee-Dexter, K., Wernberg, T. Rise of turfs: A new battlefront for globally declining kelp forests. BioSci. 68 (2), 64-76 (2018).
  15. Assis, J., Araújo, M. B., Serrão, E. A. Projected climate changes threaten ancient refugia of kelp forests in the North Atlantic. Glob Change Biol. 24 (1), e55-e66 (2018).
  16. Davis, T., Champion, C., Coleman, M. Ecological interactions mediate projected loss of kelp biomass under climate change. Divers Distrib. 28 (2), 306-317 (2021).
  17. Goldsmit, J., et al. Kelp in the eastern Canadian arctic: Current and future predictions of habitat suitability and cover. Front Mar Sci. 18, 742209 (2021).
  18. Ling, S. D., Cornwall, C. E., Tilbrook, B., Hurd, C. L. Remnant kelp bed refugia and future phase-shifts under ocean acidification. PLoS One. 15 (10), e239136 (2020).
  19. Eger, A. M., et al. Global kelp forest restoration: past lessons, present status, and future directions. Biol Rev. 97 (4), 1449-1475 (2022).
  20. Waylen, K. A., Fischer, A., McGowan, P. J., Thirgood, S. J., Milner-Gulland, E. J. Effect of local cultural context on the success of community-based conservation interventions. Biol Consv. 24 (4), 1119-1129 (2010).
  21. Vergés, A., et al. The tropicalization of temperate marine ecosystems: climate-mediated changes in herbivory and community phase shifts. Proc Royal Soc. B. 281 (1789), 20140846 (2014).
  22. Zarco-Perello, S., Wernberg, T., Langlois, T. J., Vanderklift, M. A. Tropicalization strengthens consumer pressure on habitat-forming seaweeds. Sci Rep. 7 (1), 820 (2017).
  23. Worm, B., Lotze, H. K. Chapter 21 - Marine biodiversity and climate change. Climate Change (Third Edition). , 445-464 (2021).
  24. Félix-Loaiza, A. C., Rodríguez-Bravo, L. M., Beas-Luna, R., Lorda, J., de La Cruz-González, E., Malpica-Cruz, L. Marine heatwaves facilitate invasive algae takeover as foundational kelp. Botanica Marina. 65 (5), 315-319 (2022).
  25. Miller, K. I., Blain, C. O., Shears, N. T. Sea urchin removal as a tool for macroalgal restoration: A review on removing "the spiny enemies". Fron Mar Sci. 9, 831001 (2022).
  26. Westermeier, R., et al. Repopulation techniques for Macrocystis integrifolia (Phaeophyceae: Laminariales) in Atacama, Chile. J Appl Phycol. 26, 511-518 (2014).
  27. Layton, C., et al. Kelp forest restoration in Australia. Fron Mar Sci. 7, 74 (2020).
  28. Fredriksen, S., et al. Green gravel: a novel restoration tool to combat kelp forest decline. Sci Rep. 10 (1), 3983 (2020).
  29. Projects of the Green Gravel Action Group. Green Gravel Action Group. (n.d.) Available from: https://www.greengravel.org/ (2024)
  30. Fain, S. R., Murray, S. N. Effects of light and temperature on net photosynthesis and dark respiration of gametophytes and embryonic sporophytes of macrocystis pyrifera. J Phycol. 18 (1), 92-98 (1982).
  31. Westermeier, R., Patiño, D., Piel, M. I., Maier, I., Mueller, D. G. A new approach to kelp mariculture in Chile: production of free-floating sporophyte seedlings from gametophyte cultures of Lessonia trabeculata and Macrocystis pyrifera. Aquac Res. 37 (2), 164-171 (2006).
  32. Alsuwaiyan, N., et al. A et al. Green gravel as a vector of dispersal for kelp restoration. Fron Mar Sci. 9, 910417 (2022).
  33. Falace, A., Kaleb, S., De La Fuente, G., Asnaghi, V., Chiantore, M. Ex situ cultivation protocol for Cystoseira amentacea var. stricta (Fucales, Phaeophyceae) from a restoration perspective. PloS One. 13 (2), e0193011 (2018).
  34. Redmond, S., Green, L., Yarish, C., Kim, J., Neefus, C. . New England seaweed culture handbook. , (2014).
  35. Provasoli, L., McLaughlin, J. J. A., Droop, M. R. The development of artificial media for marine algae. Arch Mikrobiol. 25, 392-428 (1957).
  36. Navarro, D., Navarro, D. E. . California Kelp Forest Restoration: Science Activity Guide for Teachers. , (2006).
  37. Alsuwaiyan, N. A., et al. A review of protocols for the experimental release of kelp (Laminariales) zoospores. Ecol Evol. 9 (14), 8387-8398 (2019).
  38. Lüning, K., Müller, D. G. Chemical interaction in sexual reproduction of several Laminariales (Phaeophyceae): release and attraction of spermatozoids. Z. Pflanzenphysiol. 89 (4), 333-341 (1978).
  39. Müller, D. G., Maier, I., Gassmann, G. Survey on sexual pheromone specificity in Laminariales (Phaeophyceae). Phycologia. 24 (4), 475-477 (1985).
  40. Vieira, V. M., Oppliger, L. V., Engelen, A. H., Correa, J. A. A new method to quantify and compare the multiple components of fitness-a study case with kelp niche partition by divergent microstage adaptations to temperature. Plos One. 10 (3), e0119670 (2015).
  41. Brooks, M. E., et al. glmmTMB balances speed and flexibility among packages for zero-inflated generalized linear mixed modeling. The R Journal. 9 (2), 378-400 (2017).
  42. Russell, L. emmeans: estimated marginal means, aka least-squares means. R package version. 1 (2), (2018).
  43. Ladah, L. B., Zertuche-González, J. A. Survival of microscopic stages of a perennial kelp (Macrocystis pyrifera) from the center and the southern extreme of its range in the Northern Hemisphere after exposure to simulated El Niño stress. Mar Biol. 152, 677-686 (2007).
  44. Halpern, B. S., et al. A global map of human impact on marine ecosystems. Science. 319 (5865), 948-952 (2008).
  45. Halpern, B. S., et al. Spatial and temporal changes in cumulative human impacts on the world's ocean. Nat Comm. 6 (1), 1-7 (2015).
  46. Halpern, B. S., et al. Recent pace of change in human impact on the world's ocean. Sci Rep. 9 (1), 11609 (2019).
  47. Micheli, F., et al. Cumulative human impacts on Mediterranean and Black Sea marine ecosystems: assessing current pressures and opportunities. PloS One. 8 (12), e79889 (2013).
  48. Portner, H. -. O., et al. IPCC, 2022: Summary for policymakers. IPCC. , (2022).
  49. Butchart, S. H. M., et al. Global biodiversity: Indicators of recent declines. Science. 328 (5982), 1164-1168 (2010).
  50. Rocha, J., Yletyinen, J., Biggs, R., Blenckner, T., Peterson, G. Marine regime shifts: Drivers and impacts on ecosystems services. Phil Trans Roy Soc. B. 370 (1659), 20130273 (2015).
  51. Worm, B., et al. Impacts of biodiversity loss on ocean ecosystem services. Science. 314 (5800), 787-790 (2006).
  52. Worm, B., Lotze, H. K. Marine biodiversity and climate change. Climate Change (Third Edition). , 445-464 (2021).
  53. Waltham, N. J., et al. UN decade on ecosystem restoration 2021-2030-What chance for success in restoring coastal ecosystems. Fron Mar Sci. 7, (2020).
  54. Kelp Forest Challenge. Kelp Forest Alliance Available from: https://kelpforestalliance.com/ (2024)
  55. Gordon, T. A. C., Radford, A., Simpson, S. D., Meekan, M. G. Marine restoration projects are undervalued. Science. 367 (6478), 635-636 (2020).
  56. Morris, R. L., et al. Key principles for managing recovery of kelp forests through restoration. BioScience. 70 (8), 688-698 (2020).
  57. Bayraktarov, E., et al. The cost and feasibility of marine coastal restoration. Ecol Appl. 26 (4), 1055-1074 (2016).
  58. Breed, M. F., et al. Priority actions to improve provenance decision-making. BioScience. 68 (7), 510-516 (2018).
  59. Breed, M. F., et al. The potential of genomics for restoring ecosystems and biodiversity. Nat Rev Genet. 20 (10), 615-628 (2019).
  60. Gurgel, C. F. D., Camacho, O., Minne, A. J. P., Wernberg, T., Coleman, M. A. Marine heatwave drives cryptic loss of genetic diversity in underwater forests. Curr Biol. 30 (7), 1199-1206 (2020).
  61. Hobbs, R. J., Higgs, E., Harris, J. A. Novel ecosystems: implications for conservation and restoration. Trends Ecol Evol. 24 (11), 599-605 (2009).
  62. van Oppen, M. J. H., Oliver, J. K., Putnam, H. M., Gates, R. D. Building coral reef resilience through assisted evolution. PNAS. 112 (8), 2307-2313 (2015).
  63. Perring, M. P., et al. Advances in restoration ecology: Rising to the challenges of the coming decades. Ecosphere. 6 (8), (2015).
  64. Coleman, M. A., et al. Restore or redefine: Future Trajectories for Restoration. Fron MarSci. 7, 237 (2020).
  65. O'Neill, G. A. Assisted migration to address climate change in British Columbia: recommendations for interim seed transfer standards. Ministry of Forests and Range, Forest Science Program. , (2008).
  66. Broadhurst, L. M., et al. Seed supply for broadscale restoration: maximizing evolutionary potential. Evol App. 1 (4), 587-597 (2008).
  67. Vitt, P., Havens, K., Kramer, A. T., Sollenberger, D., Yates, E. Assisted migration of plants: Changes in latitudes, changes in attitudes. Biol Cons. 143 (1), 18-27 (2010).
  68. Buerger, P., et al. Heat-evolved microalgal symbionts increase coral bleaching tolerance. Sci Adv. 6 (20), 2498 (2020).
  69. Chakravarti, L. J., van Oppen, M. J. H. Experimental evolution in coral photosymbionts as a tool to increase thermal tolerance. Fron Mar Sci. 5, (2018).
  70. van Oppen, M. J. H., et al. Shifting paradigms in restoration of the world's coral reefs. Global Change Biology. 23 (9), 3437-3448 (2017).
  71. Harborne, A. R., Rogers, A., Bozec, Y. -. M., Mumby, P. J. Multiple Stressors and the Functioning of Coral Reefs. Ann Rev Mar Sci. 9 (1), 445-468 (2017).
  72. Hughes, T. P., et al. Climate change, human impacts, and the resilience of coral reefs. Science. 301 (5635), 929-933 (2003).
  73. Anthony, K., et al. New interventions are needed to save coral reefs. Nat Ecol & Evol. 1 (10), 1420-1422 (2017).
  74. Darling, E. S., Côté, I. M. Seeking resilience in marine ecosystems. Science. 359 (6379), 986-987 (2018).
  75. van Oppen, M. J. H., Puill-Stephan, E., Lundgren, P., De'ath, G., Bay, L. K. First-generation fitness consequences of inter-populational hybridization in a Great Barrier Reef coral and its implications for assisted migration management. Coral Reefs. 33 (3), 607-611 (2014).
  76. Coleman, M. A., Goold, H. D. Harnessing synthetic biology for kelp forest conservation1. J Phycol. 55 (4), 745-751 (2019).
  77. Liboureau, P., Pearson, G. A., Barreto, L., Serrao, E. A., Kreiner, A., Martins, N. Effects of thermal history on reproductive success and cross-generational effects in the kelp Laminaria pallida (Phaeophyceae). Mar Ecol Prog Ser. 715, 41-56 (2023).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

208

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved