ويمكن استخدام مجموعة متنوعة من luciferase معربا عن خطوط الخلايا السرطانية للبحوث ما قبل السريرية في نماذج الماوس. وتقدم هذه الخلايا بوصفها ثقافة خالية من مسببات الأمراض المجمدة ، والتي سوف تنمو بسرعة في وسائل الاعلام القياسية مع عدم وجود حاجة لعلامات التحديد. لتجربتنا ، سنستخدم 4T1 - luc2 الفئران الخلايا السرطانية الثديية الخط ، الذي يعبر عن هذا الجين luciferase يخدم كمؤشر البصرية في التعبير الجيني أو tumorgenesis في الجسم الحي. سوف نستخدم التعبير luciferase لتتبع نمو الورم الرئيسي غير جراحية ، ولكن يمكن أيضا أن تستخدم لتحديد ورصد الآفات النقيلي. يجب التحقق من النشاط Luciferase قبل الحقن ، ومن أجل القيام بذلك ، يتم حصادها قارورة 90 ٪ متموجة والتي trypsinization ثم تحصى. ثم يتم الاستغناء عن 50000 الخلايا في بئر واحدة من لوحة microtiter والتخفيفات المتسلسلة يتم تنفيذها. يضاف إلى Luciferin آبار في 150ug لكل مل والمحتضنة لمدة 2 دقيقة. ولا يمكن تصوير وmicroplate في IVIS أو قارئ لوحة الانارة لتحديد مستويات التعبير. هذا الخط يعبر عن الخلية يصل إلى 6500 الفوتونات في كل خلية في الثانية الواحدة ، ولكن يمكن تصوير أي مستوى التعبير أعلاه 500 الفوتونات في كل خلية في الثانية بنجاح في الجسم الحي. الآن أن لدينا خلايا النشاط الأمثل ، ويمكن أن ننتقل الى الخطوة الحقن تحت الجلد. من أجل تسهيل الكشف الأمثل للورم ، ونحن باستخدام الماوس سلالة athymic المناعة عارية. قبل الحقن ، لتخدير الحيوانات هي أثر للتخدير عميق. يتم حقن القادم فإننا سوف تضخ ما يصل إلى 250،000 الخلايا في برنامج تلفزيوني 100ul تحت الجلد في الجناح. تحميل الخلايا في حقنة 1 مل ونعلق إبرة قياس 26. رفع الجلد بلطف مع ملقط لجعل &quot;خيمة&quot; وحقن الخلايا في القاعدة. ولا يمكن تصوير حقن الخلايا حديثا على الفور. في كل دورة التصوير يدار ثم مجموعه من 150mg Luciferin لكل كيلوغرام من وزن الجسم عن طريق حقنتين في التجويف البريتوني. في هذه الدراسة ، يتم تصوير الحيوانات بعد 10 دقائق من الحقن Luciferin لضمان تدفق ثابت الفوتون. سنوضح لك ذلك في الخطوة التالية. يمكن Luciferin حركية تختلف من يوم لآخر. في هذا نموذج معين ، وقياس 10 دقيقة بعد الحقن Luciferin أعطى نتيجة ضمن مجموعة من التقلبات 15 ٪. لدينا تجربة سنستخدم الطيف IVIS في نظام التصوير فيفو يستخدم الخلفية ضعيفة الجهاز المسؤول إلى جانب تبريدها إلى -90 درجة مئوية إلى تحقيق أقصى قدر من الحساسية. لدعم الكميات المطلقة ، ونظام الإجراءات تهمة الظلام أثناء وقت لأسفل ويدير الذاتي المعايرة أثناء التهيئة. لبدء التصوير ، وتهيئة نظام IVIS (نقرة واحدة) ، وتعيين المعلمات التصوير للتجربة. حدد مجال الرؤية بالنسبة لعدد الحيوانات التي يجري تصويرها. يمكن الحفاظ على ما يصل الى 5 في الحيوانات باستخدام أداة متعددة لا يتجزأ مخدر. المرحلة هو في 37 درجة مئوية ثابتة للحفاظ على درجة حرارة الجسم في الحيوانات. يتم توفير منفذ EKG لمراقبة صحة الحيوان خلال إجراءات مرهقة. يمكن العيش في برامج الصور ، وقت التعرض ، و توقف بكسل ويكون الأمثل binning استنادا إلى مستوى التعبير عن خط الخلية. ويمكن تغيير هذه الإعدادات في أي وقت خلال تجربة دون التأثير على نتيجة الكمية. IVIS يكتسب صورة فوتوغرافية للحيوان تحت الضوء الأبيض وإشارة أو الكمية bioluminescent فلوري ، وهو مضافين على الصورة. وأعرب عن إشارة bioluminescent الفوتونات في الثانية الواحدة وعرضها باعتبارها خريطة كثافة. يتم ضبط عرض الصور لتوفير النقيض الأمثل والقرار في الصورة دون التأثير على الكميات. ويمكن قياس التلألؤ من الخلايا في موقع الحقن باستخدام أداة المنطقة من الفائدة. يتم عرض بيانات القياس في الجدول جنبا إلى جنب مع كافة المعلمات التجريبية المتصلة التقاط الصور التي يمكن حفظها أو تصديرها للتحليل يمكن الحصول على صور متعددة ، ومقارنة في الدراسات الطولية التي تغطي ثانية أو شهور تبعا لطبيعة التجربة. سوف نقوم بقياس تدفق الفوتون من الورم عند مستوى الصفر مرة ومراقبة لمدة 4 أسابيع مع التصوير في فترات كل أسبوعين. تدفق الفوتون من الورم يتناسب مع عدد من الخلايا الحية لذلك معربا عن luciferase تلألؤ بيولوجي يرتبط مباشرة مع حجم الورم. في آخر أيام 5 زرع الورم ليس واضح حتى الآن ولكن يمكن أن يكون كميا الخلايا من خلال تلألؤ بيولوجي ويعتبر الورم أن بنشاط متزايد. في هذه المرحلة هو إشارة تلألؤ بيولوجي stronge بكثيرر. ويمكن تعديل وقت التعرض ، و توقف وbinning بكسل بحيث تكون الصورة واضحة والكاميرا لا تشبع لا. IVIS يعوض تلقائيا عن التغييرات في جمع ضوء ذلك يمكن مقارنة هذه القياسات لتلك التي جمعت في وقت سابق وبعد ذلك في التجربة. 7 أيام في الأورام وزرع آخر واضح للمرة الأولى وتلألؤ بيولوجي القياس قد ولدت بالفعل 7 أيام من البيانات. غرس في 28 يوما آخر ، والأورام أصبحت نخرية وتبدأ الخلايا في الموت. يقدر حجم الورم عن طريق قياس الفرجار لا يغير بشكل ملحوظ ، ولكن التألق من الورم سينخفض ​​مشيرا موت الخلية. لا يمكن أن تستمر القياسات الفرجار وقياس تلألؤ بيولوجي حتى يتم التوصل إلى نقطة النهاية إنسانية. وسترد نخر الورم بسبب نقص الأكسجين أو الأنظمة العلاج تلألؤ بيولوجي خفضت حتى لو كانت لا تقلل من كتلة الورم.

وأود أن أؤكد أنه تم إجراء جميع التجارب أجريت لإنتاج مجلة المادة التجارب متصور في الامتثال للبروتوكول الحيوانية التي وافق عليها 060 رعاية الحيوان واستخدام اللجنة المؤسسية (IACUC) في علوم الحياة الفرجار ، ألاميدا CA كيم جاي ، فتاه دال ، IACUC الرئيس ، الفرجار العلوم الحياتية.

in vivo bioluminescent imaging of mammary tumors using ivis spectrum

ويمكن زرع الخلايا السرطانية الثديية 4T1 الماوس الفرعي cutaneously في نيو / نو الفئران لتشكيل الأورام واضح في 15 إلى 20 يوما. هذا النموذج هو نظام الورم طعم أجنبي قيمة لمرحلة ما قبل السريرية المجراة في تقييم المركبات انتيتومور المفترضة. وقد تم تصميم خط خلية 4T1 للتعبير عن constitutively الجين luciferase يراعة (luc2). عندما يتم حقن فئران تحمل 4T1 - luc2 الأورام مع Luciferin الأورام تبعث إشارة ضوئية البصرية التي يمكن رصدها باستخدام نظام التصوير الضوئي حساسة مثل الطيف IVIS. تدفق الفوتون من الورم يتناسب مع عدد الخلايا التي ينبعث منها ضوء ، ويمكن قياس الإشارات لمراقبة نمو الورم والتنمية. يتم معايرة IVIS لتمكين لا يمكن أن يؤديها الكميات المطلقة للإشارة bioluminescent والدراسات الطولية على مدى عدة أشهر وعلى مدى عدة أوامر من ضخامة إشارة دون المساس نتيجة الكمية. ويمكن رصد نمو الورم لعدة أيام قبل بواسطة تلألؤ بيولوجي يصبح حجم الورم واضح أو قياسها بواسطة الوسائل المادية التقليدية. يمكن لهذا الرصد السريع توفر نظرة متعمقة في الأحداث في وقت مبكر من تطوير ورم أو تؤدي إلى إجراءات أقصر التجريبية. يشار إلى موت الخلايا السرطانية ونخر بسبب نقص الأكسجين للعلاج أو دواء في وقت مبكر عن طريق تخفيض في إشارة bioluminescent. قد لا يكون هذا موت الخلايا يصاحبه انخفاض في حجم الورم مقاسا الوسائل المادية. القدرة على رؤية الأحداث في وقت مبكر من نخر الورم له تأثير كبير على اختيار وتطوير العوامل العلاجية. التصوير الكمي لنمو الورم باستخدام IVIS يوفر الكميات الدقيقة ويسرع عملية تجريبية لتوليد النتائج.

Watch this Scientific Journal Video about In vivo Bioluminescent Imaging of Mammary Tumors Using IVIS Spectrum at JoVE.com

In vivo Bioluminescent Imaging of Mammary Tumors Using IVIS Spectrum

يتم زرع الخلايا السرطانية الثديية معربا عن luciferase تحت الجلد في الفئران وتصور باستخدام التصوير الضوئي لمراقبة نمو الورم والتنمية غير جراحية في دراسة طولية.

في التصوير Bioluminescent المجراة من أورام الثدي باستخدام IVIS الطيف

4T1 mouse mammary tumor cells can be implanted sub-cutaneously in nu/nu mice to form palpable tumors in 15 to 20 days. This xenograft tumor model system ...

in-vivo-bioluminescent-imaging-of-mammary-tumors-using-ivis-spectrum

Research

JoVE Journal

Biology

In vivo Bioluminescent Imaging of Mammary Tumors Using IVIS Spectrum

46.7K Views.  Caliper Life Sciences.  中文 

Video: In vivo Bioluminescent Imaging of Mammary Tumors Using IVIS Spectrum

Dendra2 Photoswitching through the Mammary Imaging Window

In the last decade, intravital microscopy of breast tumors in mice and rats at single-cell resolution1-4 has resulted in important insights into mechanisms of metastatic behavior such as migration, invasion and intravasation of tumor cells5, 6, angiogenesis3 and immune cells response7-9. We have recently reported a technique to image orthotopic mammary carcinomas over multiple intravital imaging sessions in living mice10. For this, we have developed a Mammary Imaging Window (MIW) and optimized imaging parameters for Dendra211 photoswitching and imaging in vivo. Here, we describe the protocol for the manufacturing of MIW, insertion of the MIW on top of a tumor and imaging of the Dendra2- labeled tumor cells using a custom built imaging box. This protocol can be used to image the metastatic behavior of tumor cells in distinct microenvironments in tumors and allows for long term imaging of blood vessels, tumor cells and host cells.

Intravital photoswitching and tracking of Dendra2-labeled tumor cells through the Mammary Imaging Window is a technique which allows us to image the metastatic behavior of tumor cells in chosen tumor microenvironments over a timescale of days.

Dendra2 Photoswitching من خلال نافذة التصوير الثديية

In the last decade, intravital microscopy of breast tumors in mice and rats at single-cell resolution1-4  has resulted in important insights into ...

In vivo Imaging of Deep Cortical Layers using a Microprism

We present a protocol for in vivo imaging of cortical tissue using a deep-brain imaging probe in the shape of a microprism.  Microprisms are 1-mm in size and have a reflective coating on the hypotenuse to allow internal reflection of excitation and emission light.  The microprism probe simultaneously images multiple cortical layers with a perspective typically seen only in slice preparations.  Images are collected with a large field-of-view (~900 &mu;m).  In addition, we provide details on the non-survival surgical procedure and microscope setup.  Representative results include images of layer V pyramidal neurons from Thy-1 YFP-H mice showing their apical dendrites extending through the superficial cortical layer and extending into tufts.  Resolution was sufficient to image dendritic spines near the soma of layer V neurons.  A tail-vein injection of fluorescent dye reveals the intricate network of blood vessels in the cortex.  Line-scanning of red blood cells (RBCs) flowing through the capillaries reveals RBC velocity and flux rates can be obtained. This novel microprism probe is an elegant, yet powerful new method of visualizing deep cellular structures and cortical function in vivo.

In vivo Imaging of Deep Cortical Layers using a Microprism

Right-angle microprisms inserted into the mouse neocortex allows for deep imaging of multiple cortical layers with a viewpoint typically found in slice. One-millimeter microprisms offer a wide field-of-view (~900 &mu;m) and spatial resolutions sufficient to resolve dendritic spines. We demonstrate layer V neuronal imaging and neocortical vascular imaging using microprisms.

في التصوير المجراة من الطبقات العميقة القشرية باستخدام Microprism

We present a protocol for in vivo imaging of cortical tissue using a deep-brain imaging probe in the shape of a microprism.  Microprisms are 1-mm in size ...

Mammary Epithelial Transplant Procedure

This article describes and compares the fat pad clearance procedure developed by DeOme KB et al.1 and the sparing procedure developed by Brill B et al.2, followed by the mammary epithelial transplant procedure. The mammary transplant procedure is widely used by mammary biologists because it takes advantage of the fact that significant development of the mammary epithelium doesn't occur until after puberty. At 3 weeks of age, growth of the mammary epithelial tree is confined to the vicinity of the nipple and the fat pad is largely devoid of mammary epithelium, but by 7 weeks of age the epithelial ductal tree extends throughout the entire fat pad. Therefore, if this small portion of the fat pad containing epithelium, the region between the nipple and the lymph node, is removed at 3 weeks of age, the endogenous epithelium will never populate the mammary fat pad and the fat pad is described as "cleared". At this time, mammary epithelium from another source can be transplanted in the cleared fat pad where it has the potential to extend mammary ductal trees through out the fat pad. This procedure has been utilized in many experimental models including the examination of tumor phenotype in transgenic mammary epithelial tissue without the confounding effects of genotype on the entire animal3, in the identification of mammary stem cells by transplanting cells in limited dilution4,5, determining if hyperplastic nodules proceed to mammary tumors6, and to assess the effect of prior hormone exposure on the behavior of the mammary epithelium7,8.
Three week old host mice are anesthetized, cleaned and restrained on a surgical stage. A mid-sagittal incision is made through the skin, but not the peritoneum, extending from the pubis to the sternum. Oblique cuts are made through the skin from the mid-sagittal incision across the pelvis toward each leg. The skin is pulled away from the peritoneum to expose the 4th inguinal mammary gland. The fat pad is cleared by removing the fat pad tissue anterior to the lymph node. Epithelium fragments or epithelial cells are transplanted into the remaining cleared fat pad and the mouse is closed.

This article demonstrates the procedure developed by DeOme KB et al. (1959) and the sparing procedure developed by Brill B et al. (2008) for clearing the 4th inguinal mammary fat pad of a pubescent mouse in preparation for transplantation of mammary fragments, mammary epithelial cells, or mammary tumor cells.

زرع الثدي الداخلي طلائي

This article describes and compares the fat pad clearance procedure developed by DeOme KB et al.1 and the sparing procedure developed by Brill B et al.2, ...

Imaging Protein-protein Interactions in vivo

Protein-protein interactions are a hallmark of all essential cellular processes. However, many of these interactions are transient, or energetically weak, preventing their identification and analysis through traditional biochemical methods such as co-immunoprecipitation. In this regard, the genetically encodable fluorescent proteins (GFP, RFP, etc.) and their associated overlapping fluorescence spectrum have revolutionized our ability to monitor weak interactions in vivo using F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET)1-3. Here, we detail our use of a FRET-based proximity assay for monitoring receptor-receptor interactions on the endothelial cell surface.

Imaging Protein-protein Interactions in vivo

This protocol describes how to image protein-protein interactions using a FRET-based proximity assay.

التصوير البروتين البروتين التفاعلات في الجسم الحي</em

Protein-protein interactions are a hallmark of all essential cellular processes. However, many of these interactions are transient, or energetically weak, ...

Single-molecule Imaging of Gene Regulation In vivo Using Cotranslational Activation by Cleavage (CoTrAC)

We describe a fluorescence microscopy method, Co-Translational Activation by Cleavage (CoTrAC) to image the production of protein molecules in live cells with single-molecule precision without perturbing the protein's functionality. This method makes it possible to count the numbers of protein molecules produced in one cell during sequential, five-minute time windows. It requires a fluorescence microscope with laser excitation power density of ~0.5 to 1 kW/cm2, which is sufficiently sensitive to detect single fluorescent protein molecules in live cells. The fluorescent reporter used in this method consists of three parts: a membrane targeting sequence, a fast-maturing, yellow fluorescent protein and a protease recognition sequence. The reporter is translationally fused to the N-terminus of a protein of interest. Cells are grown on a temperature-controlled microscope stage. Every five minutes, fluorescent molecules within cells are imaged (and later counted by analyzing fluorescence images) and subsequently photobleached so that only newly translated proteins are counted in the next measurement.
Fluorescence images resulting from this method can be analyzed by detecting fluorescent spots in each image, assigning them to individual cells and then assigning cells to cell lineages. The number of proteins produced within a time window in a given cell is calculated by dividing the integrated fluorescence intensity of spots by the average intensity of single fluorescent molecules. We used this method to measure expression levels in the range of 0-45 molecules in single 5 min time windows. This method enabled us to measure noise in the expression of the &lambda; repressor CI, and has many other potential applications in systems biology.

Single-molecule Imaging of Gene Regulation In vivo Using Cotranslational Activation by Cleavage CoTrAC

We describe a fluorescence microscopy method, Co-Translational Activation by Cleavage (CoTrAC), to image the production of protein molecules in live cells with single-molecule precision without perturbing the protein's functionality. This method has been used to follow the stochastic expression dynamics of a transcription factor, the &lambda; repressor CI 1.

واحدة جزيء التصوير من تنظيم الجينات<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; استخدام التنشيط بواسطة Cotranslational انشقاق (CoTrAC)

We describe a fluorescence microscopy method, Co-Translational Activation by Cleavage (CoTrAC) to image the production of protein molecules in live cells ...

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) maintain the turnover of all mature blood cell lineages. The coordination of the complex signals leading to specific HSC fates relies upon the interaction between HSCs and the intricate bone marrow microenvironment, which is still poorly understood[1-2].
We describe how by combining a newly developed specimen holder for stable animal positioning with multi-step confocal and two-photon in vivo imaging techniques, it is possible to obtain high-resolution 3D stacks containing HSPCs and their surrounding niches and to monitor them over time through multi-point time-lapse imaging. High definition imaging allows detecting ex vivo labeled hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) residing within the bone marrow. Moreover, multi-point time-lapse 3D imaging, obtained with faster acquisition settings, provides accurate information about HSPC movement and the reciprocal interactions between HSPCs and stroma cells.
Tracking of HSPCs in relation to GFP positive osteoblastic cells is shown as an exemplary application of this method. This technique can be utilized to track any appropriately labeled hematopoietic or stromal cell of interest within the mouse calvarium bone marrow space.

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

The nature of the interactions between hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) and bone marrow niches is poorly understood. Custom hardware modifications and a multi-step acquisition protocol allow the use of two-photon and confocal microscopy to image ex vivo labeled HSPCs homed within bone marrow areas, tracking interactions and movement.

في فيفو تتبع 4 الأبعاد للالجذعية المكونة للدم والسلف الكبار في خلايا الفأر قبي نخاع العظم

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) ...

gDNA Enrichment by a Transposase-based Technology for NGS Analysis of the Whole Sequence of BRCA1, BRCA2, and 9 Genes Involved in DNA Damage Repair

The widespread use of Next Generation Sequencing has opened up new avenues for cancer research and diagnosis. NGS will bring huge amounts of new data on cancer, and especially cancer genetics. Current knowledge and future discoveries will make it necessary to study a huge number of genes that could be involved in a genetic predisposition to cancer. In this regard, we developed a Nextera design to study 11 complete genes involved in DNA damage repair. This protocol was developed to safely study 11 genes (ATM, BARD1, BRCA1, BRCA2, BRIP1, CHEK2, PALB2, RAD50, RAD51C, RAD80, and TP53) from promoter to 3&#39;-UTR in 24 patients simultaneously. This protocol, based on transposase technology and gDNA enrichment, gives a great advantage in terms of time for the genetic diagnosis thanks to sample multiplexing. This protocol can be safely used with blood gDNA.

gDNA Enrichment by a Transposase-based Technology for NGS Analysis of the Whole Sequence of BRCA1, BRCA2, and 9 Genes Involved in DNA Damage Repair

gDNA enrichment for NGS sequencing is an easy and powerful tool for the study of constitutional mutations. In this article, we present the procedure to analyse simply the complete sequence of 11 genes involved in DNA damage repair.

gDNA التخصيب من قبل القائم على تقنية Transposase لتحليل NGS من تسلسل كامل ل<em&gt; BRCA1</em&gt;،<em&gt; BRCA2</em&gt;، و 9 الجينات المسؤولة عن إصلاح الحمض النووي الأضرار

The widespread use of Next Generation Sequencing has opened up new avenues for cancer research and diagnosis. NGS will bring huge amounts of new data on ...

A Screenable In Vivo Assay for Mitochondrial Modulators Using Transgenic Bioluminescent Caenorhabditis elegans

The multicellular model organism Caenorhabditis elegans is a small nematode of approximately 1 mm in size in adulthood that is genetically and experimentally tractable. It is economical and easy to culture and dispense in liquid medium which makes it well suited for medium-throughput screening. We have previously validated the use of transgenic luciferase expressing C. elegans strains to provide rapid in vivo assessment of the nematode&#8217;s ATP levels.1-3 Here we present the required materials and procedure to carry out bioassays with the bioluminescent C. elegans strains PE254 or PE255 (or any of their derivative strains). The protocol allows for in vivo detection of sublethal effects of drugs that may identify mitochondrial toxicity, as well as for in vivo detection of potential beneficial drug effects. Representative results are provided for the chemicals paraquat, rotenone, oxaloacetate and for four firefly luciferase inhibitory compounds. The methodology can be scaled up to provide a platform for screening drug libraries for compounds capable of modulating mitochondrial function. Pre-clinical evaluation of drug toxicity is often carried out on immortalized cancerous human cell lines which derive ATP mostly from glycolysis and are often tolerant of mitochondrial toxicants.4,5 In contrast, C. elegans depends on oxidative phosphorylation to sustain development into adulthood, drawing a parallel with humans and providing a unique opportunity for compound evaluation in the physiological context of a whole live multicellular organism.

A Screenable In Vivo Assay for Mitochondrial Modulators Using Transgenic Bioluminescent Caenorhabditis elegans

A protocol is described for in vivo detection of effects of mitochondrial inhibitors in the model organism Caenorhabditis elegans and for identification of potential enhancing compounds. This protocol can be used to screen drug libraries for compounds modulating mitochondrial function.

A للمسح<em&gt; في فيفو</em&gt; الفحص للالميتوكوندريا المغيرون في الموجة الكهرومغناطيسية عن طريق المعدلة وراثيا للإضاءة الحيوية<em&gt; انواع معينة ايليجانس</em

The multicellular model organism Caenorhabditis elegans is a small nematode of approximately 1 mm in size in adulthood that is genetically and ...

Measuring the Stiffness of Ex Vivo Mouse Aortas Using Atomic Force Microscopy

Arterial stiffening is a significant risk factor and biomarker for cardiovascular disease and a hallmark of aging. Atomic force microscopy (AFM) is a versatile analytical tool for characterizing viscoelastic mechanical properties for a variety of materials ranging from hard (plastic, glass, metal, etc.) surfaces to cells on any substrate. It has been widely used to measure the stiffness of cells, but less frequently used to measure the stiffness of aortas. In this paper, we will describe the procedures for using AFM in contact mode to measure the ex vivo elastic modulus of unloaded mouse arteries. We describe our procedure for isolation of mouse aortas, and then provide detailed information for the AFM analysis. This includes step-by-step instructions for alignment of the laser beam, calibration of the spring constant and deflection sensitivity of the AFM probe, and acquisition of force curves. We also provide a detailed protocol for data analysis of the force curves.

Measuring the Stiffness of Ex Vivo Mouse Aortas Using Atomic Force Microscopy

We present detailed protocols for isolation of aortas from mouse and measurement of their elastic modulus using atomic force microscopy.

قياس صلابة من<em&gt; فيفو السابقين</em&gt; ماوس Aortas باستخدام مجهر القوة الذرية

Arterial stiffening is a significant risk factor and biomarker for cardiovascular disease and a hallmark of aging. Atomic force microscopy (AFM) is a ...

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

إعداد ذبابة الفاكهة والتصوير الطولي من وظيفة القلب في فيفو باستخدام البصرية بالاتساق المجهري (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...