Широкий спектр люциферазы выражения линий раковых клеток может быть использован для доклинических исследованиях на мышах. Эти клетки предоставляются в качестве патогенов без замороженных культуры, которая будет легко расти в стандартных средствах массовой информации без необходимости выбора маркеров. Для нашего эксперимента, мы будем использовать 4T1-luc2 мышиной молочной линии клеток опухоли, которая выражает гена люциферазы, которая служит оптический индикатор экспрессии генов или tumorgenesis в естественных условиях. Мы будем использовать выражение люциферазы отслеживать рост первичной опухоли неинвазивным, но они также могут быть использованы для обнаружения и мониторинга метастатического поражения. Люциферазы деятельность должна быть проверена перед инъекцией, и для того, чтобы сделать это, 90% сливной колбу собирают трипсинизации а затем подсчитываются. 50000 клетки затем распределены в одну лунку планшет и серийные разведения выполняются. Люциферин добавляется скважин на 150ug на мл и инкубировали в течение 2 минут. Планшет может быть отображены в ИВИС или люминесцентные читателя пластины для определения уровня экспрессии. Эта клеточная линия выражает до 6500 фотонов в секунду на камеру, но любое выражение уровня выше 500 фотонов в секунду на ячейку может быть успешно отображаемого в естественных условиях. Теперь у нас есть клетки оптимальной деятельности, мы можем перейти к шагу подкожной инъекции. В целях содействия оптимального обнаружения опухоли, мы используем athymic иммунитетом обнаженной штамм мыши. До инъекции, животных под наркозом, чтобы эффект для глубокой анестезии. Далее мы будет вводить до 250000 клеток в 100 мкл PBS вводят подкожно в бок. Нагрузка клеток в 1 мл шприц и присоедините 26 иглы. Поднимите кожи осторожно пинцетом, чтобы сделать &quot;палатка&quot; и ввести клетки у основания. Вновь вводили клетки могут быть отображены немедленно. В каждом из изображений сессии в общей сложности 150 мг люциферина на кг массы тела затем вводят через две инъекции в брюшную полость. В этом исследовании, животные изображаются через 10 минут после инъекции люциферин для обеспечения последовательного потока фотонов. Мы покажем вам это в следующем шаге. Люциферин кинетики может меняться изо дня в день. В данной модели, размером 10 минут после инъекции люциферин дал результат в диапазоне от 15% изменчивости. Для нашего эксперимента мы будем использовать ИВИС спектра в системе естественных изображений использует резервные разбавленной с зарядовой связью устройство охлаждается до -90 ° С до достижения максимальной чувствительности. Для поддержки абсолютного количественного, система мер темно заряд в течение времени простоя и работает самокалибровка во время инициализации. Для начала обработки изображений, инициализации системы ИВИС (один клик) и установить параметры изображения для эксперимента. Выберите поле зрения числа перевозимых животных, образ. До 5 животные могут быть сохранены в приборе с использованием интегрального анестезии многообразия. Этапе при постоянной температуре 37 ° С для поддержания температуры тела у животных. ЭКГ порта обеспечивается для контроля здоровья животных во время стрессовых процедур. В живой образ программного обеспечения, время экспозиции, диафрагмы и пиксельные биннинга может быть оптимизирован на основе уровня экспрессии клеточной линии. Эти параметры могут быть изменены в любое время в течение эксперимента, не влияя на количественный результат. ИВИС приобретает фотографическое изображение животного под белым светом и количественные биолюминесцентного или флуоресцентный сигнал, который накладывается на изображение. Биолюминесцентного сигнала выражается в фотонов в секунду и отображается в виде интенсивности карте. Изображение дисплея регулируется, чтобы обеспечить оптимальную контрастность и разрешение в изображении, не затрагивая количественного определения. Люминесценция из клеток могут быть измерены на месте инъекции использованием область интереса инструмент. Данные измерений отображаются в таблице вместе со всеми экспериментальные параметры, касающиеся захвата изображения, которые могут быть сохранены или экспортированы для анализа Множественные изображения могут быть получены и сопоставлены в продольных исследований, охватывающих секунд или месяцев в зависимости от характера эксперимента. Мы будем измерять поток фотонов от опухоли в нулевой момент времени и контролировать в течение 4 недель с изображениями на двух-недельным интервалом. Поток фотонов от опухоли прямо пропорционально количеству живых клеток, экспрессирующих люциферазы так биолюминесценции в прямой зависимости размера опухоли. В 5 дней после имплантации опухоли еще не ощутима, но клетки могут быть количественно через биолюминесценции и опухоль видна активно растет. На данном этапе биолюминесценции сигнала значительно strongeг. Время экспозиции, диафрагмы и пиксельные биннинга можно отрегулировать так, что изображение четкое и камера не насыщает. ИВИС автоматически компенсирует изменения в свет коллекция поэтому эти измерения могут быть по сравнению с теми, собранные ранее, а затем в эксперименте. На 7 дней после имплантации опухоли являются ощутимыми в первый раз, и измерение биолюминесценции уже сформирован 7 дней данных. На 28 дней после имплантации, опухоли становятся некротических и клетки начинают отмирать. Размер опухоли оценивается суппорт измерения не изменяется заметно, но свечение от опухоли снизится указывает гибели клеток. Суппорт измерений и биолюминесценции измерения может быть продолжен до гуманного конечная точка достигнута. Некроза опухоли из-за гипоксии или режимов лечения будет обозначено снижение биолюминесценции, даже если они не уменьшают опухоли.

Я хотел бы заверить, что все эксперименты по производству Журнал Визуализированные статье Эксперименты проводились в соответствии с протоколом 060 животных утвержденным Институциональные уходу и использованию животных комитета (IACUC) на суппорт наук о жизни, Alameda CA Джей Ким, Ph . Д., IACUC председатель суппорт наук о жизни.

in vivo bioluminescent imaging of mammary tumors using ivis spectrum

4T1 молочной железы мыши клетки опухоли могут быть имплантированы подкожно в ню / ню мышей форме ощутимой опухоли у 15 до 20 дней. Это ксенотрансплантата модели системы опухоли является ценным для доклинических в естественных условиях оценка предполагаемых соединений противоопухолевого. 4T1 клеточной линии был спроектирован, чтобы выразить конститутивно ген люциферазы светлячка (luc2). Когда мышей, несущих 4T1-luc2 опухоли вводили люциферин опухоли выделяют визуальный сигнал света, который можно контролировать с помощью чувствительной оптической системой визуализации, как Спектр ИВИС. Поток фотонов от опухоли прямо пропорционально числу светлых клеток и излучающих сигнал может быть измерен для контроля опухолевого роста и развития. ИВИС откалиброван чтобы абсолютное количественное биолюминесцентного сигнала и продольные исследования могут быть выполнены в течение многих месяцев и старше на несколько порядков величины сигнала без снижения количественного результата. Рост опухоли можно наблюдать в течение нескольких дней по биолюминесценции, прежде чем размер опухоли становится ощутимым или измеримым традиционными физическими средствами. Этот быстрый мониторинг может дать представление о ранних событиях в развитие опухоли или привести к более коротким экспериментальных процедур. Опухоль гибель клеток и некроз в результате лечения гипоксии или Препарат назначают досрочно сокращение биолюминесцентного сигнала. Это гибель клеток может не сопровождаться уменьшение размера опухоли, как измеряется физическими средствами. Способность видеть события в ранней некроза опухоли оказывает существенное влияние на выбор и разработку терапевтических средств. Количественная визуализация опухолевого роста использования ИВИС обеспечивает точный количественный и ускоряет экспериментальный процесс для получения результатов.

Watch this Scientific Journal Video about In vivo Bioluminescent Imaging of Mammary Tumors Using IVIS Spectrum at JoVE.com

In vivo Bioluminescent Imaging of Mammary Tumors Using IVIS Spectrum

Молочные опухоль клеток, экспрессирующих люциферазы имплантируются под кожу мышей и визуализированы с использованием оптических изображений для контроля опухолевого роста и развития неинвазивно в продольном исследовании.

В естественных условиях Биолюминесцентный изображения опухоли молочной железы Использование ИВИС Спектра

4T1 mouse mammary tumor cells can be implanted sub-cutaneously in nu/nu mice to form palpable tumors in 15 to 20 days. This xenograft tumor model system ...

in-vivo-bioluminescent-imaging-of-mammary-tumors-using-ivis-spectrum

Research

JoVE Journal

Biology

In vivo Bioluminescent Imaging of Mammary Tumors Using IVIS Spectrum

46.7K Views.  Caliper Life Sciences.  中文 

Video: In vivo Bioluminescent Imaging of Mammary Tumors Using IVIS Spectrum

Dendra2 Photoswitching through the Mammary Imaging Window

In the last decade, intravital microscopy of breast tumors in mice and rats at single-cell resolution1-4 has resulted in important insights into mechanisms of metastatic behavior such as migration, invasion and intravasation of tumor cells5, 6, angiogenesis3 and immune cells response7-9. We have recently reported a technique to image orthotopic mammary carcinomas over multiple intravital imaging sessions in living mice10. For this, we have developed a Mammary Imaging Window (MIW) and optimized imaging parameters for Dendra211 photoswitching and imaging in vivo. Here, we describe the protocol for the manufacturing of MIW, insertion of the MIW on top of a tumor and imaging of the Dendra2- labeled tumor cells using a custom built imaging box. This protocol can be used to image the metastatic behavior of tumor cells in distinct microenvironments in tumors and allows for long term imaging of blood vessels, tumor cells and host cells.

Intravital photoswitching and tracking of Dendra2-labeled tumor cells through the Mammary Imaging Window is a technique which allows us to image the metastatic behavior of tumor cells in chosen tumor microenvironments over a timescale of days.

Dendra2 Photoswitching через окно молочной изображений

In the last decade, intravital microscopy of breast tumors in mice and rats at single-cell resolution1-4  has resulted in important insights into ...

In vivo Imaging of Deep Cortical Layers using a Microprism

We present a protocol for in vivo imaging of cortical tissue using a deep-brain imaging probe in the shape of a microprism.  Microprisms are 1-mm in size and have a reflective coating on the hypotenuse to allow internal reflection of excitation and emission light.  The microprism probe simultaneously images multiple cortical layers with a perspective typically seen only in slice preparations.  Images are collected with a large field-of-view (~900 &mu;m).  In addition, we provide details on the non-survival surgical procedure and microscope setup.  Representative results include images of layer V pyramidal neurons from Thy-1 YFP-H mice showing their apical dendrites extending through the superficial cortical layer and extending into tufts.  Resolution was sufficient to image dendritic spines near the soma of layer V neurons.  A tail-vein injection of fluorescent dye reveals the intricate network of blood vessels in the cortex.  Line-scanning of red blood cells (RBCs) flowing through the capillaries reveals RBC velocity and flux rates can be obtained. This novel microprism probe is an elegant, yet powerful new method of visualizing deep cellular structures and cortical function in vivo.

In vivo Imaging of Deep Cortical Layers using a Microprism

Right-angle microprisms inserted into the mouse neocortex allows for deep imaging of multiple cortical layers with a viewpoint typically found in slice. One-millimeter microprisms offer a wide field-of-view (~900 &mu;m) and spatial resolutions sufficient to resolve dendritic spines. We demonstrate layer V neuronal imaging and neocortical vascular imaging using microprisms.

В естественных изображений из глубоких слоях коры использованием микропирамид

We present a protocol for in vivo imaging of cortical tissue using a deep-brain imaging probe in the shape of a microprism.  Microprisms are 1-mm in size ...

Mammary Epithelial Transplant Procedure

This article describes and compares the fat pad clearance procedure developed by DeOme KB et al.1 and the sparing procedure developed by Brill B et al.2, followed by the mammary epithelial transplant procedure. The mammary transplant procedure is widely used by mammary biologists because it takes advantage of the fact that significant development of the mammary epithelium doesn't occur until after puberty. At 3 weeks of age, growth of the mammary epithelial tree is confined to the vicinity of the nipple and the fat pad is largely devoid of mammary epithelium, but by 7 weeks of age the epithelial ductal tree extends throughout the entire fat pad. Therefore, if this small portion of the fat pad containing epithelium, the region between the nipple and the lymph node, is removed at 3 weeks of age, the endogenous epithelium will never populate the mammary fat pad and the fat pad is described as "cleared". At this time, mammary epithelium from another source can be transplanted in the cleared fat pad where it has the potential to extend mammary ductal trees through out the fat pad. This procedure has been utilized in many experimental models including the examination of tumor phenotype in transgenic mammary epithelial tissue without the confounding effects of genotype on the entire animal3, in the identification of mammary stem cells by transplanting cells in limited dilution4,5, determining if hyperplastic nodules proceed to mammary tumors6, and to assess the effect of prior hormone exposure on the behavior of the mammary epithelium7,8.
Three week old host mice are anesthetized, cleaned and restrained on a surgical stage. A mid-sagittal incision is made through the skin, but not the peritoneum, extending from the pubis to the sternum. Oblique cuts are made through the skin from the mid-sagittal incision across the pelvis toward each leg. The skin is pulled away from the peritoneum to expose the 4th inguinal mammary gland. The fat pad is cleared by removing the fat pad tissue anterior to the lymph node. Epithelium fragments or epithelial cells are transplanted into the remaining cleared fat pad and the mouse is closed.

This article demonstrates the procedure developed by DeOme KB et al. (1959) and the sparing procedure developed by Brill B et al. (2008) for clearing the 4th inguinal mammary fat pad of a pubescent mouse in preparation for transplantation of mammary fragments, mammary epithelial cells, or mammary tumor cells.

Молочные Эпителиальные Процедура трансплантации

This article describes and compares the fat pad clearance procedure developed by DeOme KB et al.1 and the sparing procedure developed by Brill B et al.2, ...

Imaging Protein-protein Interactions in vivo

Protein-protein interactions are a hallmark of all essential cellular processes. However, many of these interactions are transient, or energetically weak, preventing their identification and analysis through traditional biochemical methods such as co-immunoprecipitation. In this regard, the genetically encodable fluorescent proteins (GFP, RFP, etc.) and their associated overlapping fluorescence spectrum have revolutionized our ability to monitor weak interactions in vivo using F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET)1-3. Here, we detail our use of a FRET-based proximity assay for monitoring receptor-receptor interactions on the endothelial cell surface.

Imaging Protein-protein Interactions in vivo

This protocol describes how to image protein-protein interactions using a FRET-based proximity assay.

Изображениями белок-белковых взаимодействий В естественных условиях</em

Protein-protein interactions are a hallmark of all essential cellular processes. However, many of these interactions are transient, or energetically weak, ...

Single-molecule Imaging of Gene Regulation In vivo Using Cotranslational Activation by Cleavage (CoTrAC)

We describe a fluorescence microscopy method, Co-Translational Activation by Cleavage (CoTrAC) to image the production of protein molecules in live cells with single-molecule precision without perturbing the protein's functionality. This method makes it possible to count the numbers of protein molecules produced in one cell during sequential, five-minute time windows. It requires a fluorescence microscope with laser excitation power density of ~0.5 to 1 kW/cm2, which is sufficiently sensitive to detect single fluorescent protein molecules in live cells. The fluorescent reporter used in this method consists of three parts: a membrane targeting sequence, a fast-maturing, yellow fluorescent protein and a protease recognition sequence. The reporter is translationally fused to the N-terminus of a protein of interest. Cells are grown on a temperature-controlled microscope stage. Every five minutes, fluorescent molecules within cells are imaged (and later counted by analyzing fluorescence images) and subsequently photobleached so that only newly translated proteins are counted in the next measurement.
Fluorescence images resulting from this method can be analyzed by detecting fluorescent spots in each image, assigning them to individual cells and then assigning cells to cell lineages. The number of proteins produced within a time window in a given cell is calculated by dividing the integrated fluorescence intensity of spots by the average intensity of single fluorescent molecules. We used this method to measure expression levels in the range of 0-45 molecules in single 5 min time windows. This method enabled us to measure noise in the expression of the &lambda; repressor CI, and has many other potential applications in systems biology.

Single-molecule Imaging of Gene Regulation In vivo Using Cotranslational Activation by Cleavage CoTrAC

We describe a fluorescence microscopy method, Co-Translational Activation by Cleavage (CoTrAC), to image the production of protein molecules in live cells with single-molecule precision without perturbing the protein's functionality. This method has been used to follow the stochastic expression dynamics of a transcription factor, the &lambda; repressor CI 1.

Одиночных молекул изображений регуляции генов<em&gt; В естественных условиях</em&gt; Использование Cotranslational активацию путем расщепления (CoTrAC)

We describe a fluorescence microscopy method, Co-Translational Activation by Cleavage (CoTrAC) to image the production of protein molecules in live cells ...

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) maintain the turnover of all mature blood cell lineages. The coordination of the complex signals leading to specific HSC fates relies upon the interaction between HSCs and the intricate bone marrow microenvironment, which is still poorly understood[1-2].
We describe how by combining a newly developed specimen holder for stable animal positioning with multi-step confocal and two-photon in vivo imaging techniques, it is possible to obtain high-resolution 3D stacks containing HSPCs and their surrounding niches and to monitor them over time through multi-point time-lapse imaging. High definition imaging allows detecting ex vivo labeled hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) residing within the bone marrow. Moreover, multi-point time-lapse 3D imaging, obtained with faster acquisition settings, provides accurate information about HSPC movement and the reciprocal interactions between HSPCs and stroma cells.
Tracking of HSPCs in relation to GFP positive osteoblastic cells is shown as an exemplary application of this method. This technique can be utilized to track any appropriately labeled hematopoietic or stromal cell of interest within the mouse calvarium bone marrow space.

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

The nature of the interactions between hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) and bone marrow niches is poorly understood. Custom hardware modifications and a multi-step acquisition protocol allow the use of two-photon and confocal microscopy to image ex vivo labeled HSPCs homed within bone marrow areas, tracking interactions and movement.

В Vivo 4-мерном Tracking гемопоэтических стволовых и клеток-предшественников в взрослой мыши свода черепа костного мозга

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) ...

gDNA Enrichment by a Transposase-based Technology for NGS Analysis of the Whole Sequence of BRCA1, BRCA2, and 9 Genes Involved in DNA Damage Repair

The widespread use of Next Generation Sequencing has opened up new avenues for cancer research and diagnosis. NGS will bring huge amounts of new data on cancer, and especially cancer genetics. Current knowledge and future discoveries will make it necessary to study a huge number of genes that could be involved in a genetic predisposition to cancer. In this regard, we developed a Nextera design to study 11 complete genes involved in DNA damage repair. This protocol was developed to safely study 11 genes (ATM, BARD1, BRCA1, BRCA2, BRIP1, CHEK2, PALB2, RAD50, RAD51C, RAD80, and TP53) from promoter to 3&#39;-UTR in 24 patients simultaneously. This protocol, based on transposase technology and gDNA enrichment, gives a great advantage in terms of time for the genetic diagnosis thanks to sample multiplexing. This protocol can be safely used with blood gDNA.

gDNA Enrichment by a Transposase-based Technology for NGS Analysis of the Whole Sequence of BRCA1, BRCA2, and 9 Genes Involved in DNA Damage Repair

gDNA enrichment for NGS sequencing is an easy and powerful tool for the study of constitutional mutations. In this article, we present the procedure to analyse simply the complete sequence of 11 genes involved in DNA damage repair.

гДНК Обогащение на транспозазу основе технологии для NGS Анализ всей последовательности<em&gt; BRCA1</em&gt;,<em&gt; BRCA2</em&gt;, и 9 генов, вовлеченных в ДНК Нанесенный Ремонт

The widespread use of Next Generation Sequencing has opened up new avenues for cancer research and diagnosis. NGS will bring huge amounts of new data on ...

A Screenable In Vivo Assay for Mitochondrial Modulators Using Transgenic Bioluminescent Caenorhabditis elegans

The multicellular model organism Caenorhabditis elegans is a small nematode of approximately 1 mm in size in adulthood that is genetically and experimentally tractable. It is economical and easy to culture and dispense in liquid medium which makes it well suited for medium-throughput screening. We have previously validated the use of transgenic luciferase expressing C. elegans strains to provide rapid in vivo assessment of the nematode&#8217;s ATP levels.1-3 Here we present the required materials and procedure to carry out bioassays with the bioluminescent C. elegans strains PE254 or PE255 (or any of their derivative strains). The protocol allows for in vivo detection of sublethal effects of drugs that may identify mitochondrial toxicity, as well as for in vivo detection of potential beneficial drug effects. Representative results are provided for the chemicals paraquat, rotenone, oxaloacetate and for four firefly luciferase inhibitory compounds. The methodology can be scaled up to provide a platform for screening drug libraries for compounds capable of modulating mitochondrial function. Pre-clinical evaluation of drug toxicity is often carried out on immortalized cancerous human cell lines which derive ATP mostly from glycolysis and are often tolerant of mitochondrial toxicants.4,5 In contrast, C. elegans depends on oxidative phosphorylation to sustain development into adulthood, drawing a parallel with humans and providing a unique opportunity for compound evaluation in the physiological context of a whole live multicellular organism.

A Screenable In Vivo Assay for Mitochondrial Modulators Using Transgenic Bioluminescent Caenorhabditis elegans

A protocol is described for in vivo detection of effects of mitochondrial inhibitors in the model organism Caenorhabditis elegans and for identification of potential enhancing compounds. This protocol can be used to screen drug libraries for compounds modulating mitochondrial function.

Скринируемый<em&gt; В Vivo</em&gt; Анализ митохондриальных Модуляторы с использованием трансгенных БИОЛЮМИНЕСЦЕНТНЫЕ<em&gt; Caenorhabditis Элеганс</em

The multicellular model organism Caenorhabditis elegans is a small nematode of approximately 1 mm in size in adulthood that is genetically and ...

Measuring the Stiffness of Ex Vivo Mouse Aortas Using Atomic Force Microscopy

Arterial stiffening is a significant risk factor and biomarker for cardiovascular disease and a hallmark of aging. Atomic force microscopy (AFM) is a versatile analytical tool for characterizing viscoelastic mechanical properties for a variety of materials ranging from hard (plastic, glass, metal, etc.) surfaces to cells on any substrate. It has been widely used to measure the stiffness of cells, but less frequently used to measure the stiffness of aortas. In this paper, we will describe the procedures for using AFM in contact mode to measure the ex vivo elastic modulus of unloaded mouse arteries. We describe our procedure for isolation of mouse aortas, and then provide detailed information for the AFM analysis. This includes step-by-step instructions for alignment of the laser beam, calibration of the spring constant and deflection sensitivity of the AFM probe, and acquisition of force curves. We also provide a detailed protocol for data analysis of the force curves.

Measuring the Stiffness of Ex Vivo Mouse Aortas Using Atomic Force Microscopy

We present detailed protocols for isolation of aortas from mouse and measurement of their elastic modulus using atomic force microscopy.

Измерение Жесткость<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Аорте при помощи мыши атомно-силовой микроскопии

Arterial stiffening is a significant risk factor and biomarker for cardiovascular disease and a hallmark of aging. Atomic force microscopy (AFM) is a ...

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

Drosophila Подготовка и Продольная Визуализация сердца Функция In Vivo Использование оптической когерентной микроскопии (ОКМ)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...