أنا ممتن لرونالد لام كالابريس ، ديتر جايجر (جامعة إيموري) وارد Yuhas (أكسون الآلات) لإجراء مناقشات تقنية مفيدة.

<ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وتعد شرائح الدماغ طائي ، حضنت ونقل إلى غرفة تسجيل كما هو مفصل في السابق (9) في الحيوانات التي GnRH الخلايا العصبية عن بروتين الفلورية الخضراء (GFP) تحت سيطرة المروج الببتيد GnRH (10). بعد إزالة الدماغ من الحيوان ، ويتم حظر الدماغ باستخدام شفرة حلاقة للقضاء على المناطق التي ليست ذات فائدة. من أجل تحديد المناطق لإزالة ، وضعت في الدماغ على سطحه الظهري بحيث يمكن تصور ما تحت المهاد. لكل من توجهات شريحة الاكليلية والسهمي ، تتم إزالة المخيخ. لإعداد شريحة الاكليلية ، تتم إزالة جزء من القشرة منقاري. هذا التوجه في شريحة والمناطق الجانبية من القشرة تقديم الدعم لتشريح الدماغ وتوفير مساحة كافية من الدماغ لوضع أسلاك الفضة لتأمين الدماغ في غرفة تسجيل. لإعداد شريحة السهمي ، يتم إزالة المناطق الجانبية من الدماغ وأجزاء من القشرة منقاري تقديم الدعم لتشريح الدماغ ووضع أسلاك الفضة لتأمين الدماغ في تسجيل جيدا. طوال إجراءات حظر باستمرار الدماغ مبلل بالماء البارد السائل النخاعي الاصطناعي (ACSF) باستخدام ماصة الزجاج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم وضع كمية صغيرة من Superglue على منصة القطع. رفع الدماغ مع ملعقة. تتم إزالة ACSF الزائد عن طريق جلب Kimwipe إلى السطح من ملعقة والرسم ACSF الزائدة بعيدا عن الدماغ. وبلطف الدماغ تراجعت إلى الأمام على الغراء. فمن المهم عدم لمس أو دفع أسفل الدماغ على ذلك من أجل تأمين ذلك. وزن الدماغ نفسه هو عادة ما تكون كافية لضمان أنها آمنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ثم يتم تأمين الدماغ والنظام الأساسي لقطع مشراح تهتز بشكل جيد وقطع مليء ACSF الباردة. الحل الباردة على حد سواء شركات الدماغ ويمكن أن تحمي من التلف أثناء عملية القطع. مناطق الدماغ المختلفة تتفاوت في درجة برودة أن يحسن نوعية شرائح. درجة حرارة ACSF لإعداد شرائح طائي عموما 0 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجب أن تقطع شرائح كل شريحة ببطء وينبغي أن تطفو بحرية بعيدا عن الدماغ. إذا شرائح تبدأ خلال خفض حليقة ، ينبغي تباطأ السرعة التي تتقدم النصل. يمكن للمرء أن استخدام فرشاة الدهان الصغيرة لشرائح uncurl لكن هذا لا خطر الإضرار شرائح وبالتالي يجب تجنبها. ببطء ويفضل سرعة قبل أن نصل خلال استخدام فرشاة الدهان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كما هو قطع كل شريحة من الدماغ ، وسحبه من الغرفة قطع وتوضع في غرفة الحضانة شريحة في حمام ماء دافئ (حوالي 32 درجة مئوية). يتم توفيره باستمرار الحاضنة شريحة مع الأكسجين باستخدام مزيج من 95 ٪ O 2 و 5 ٪ CO 2. عموما ، ما قبل الحضانة شريحة تتراوح من تسجيل 30 دقيقة إلى 2 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هي ملفقة الزجاج الماصات (3-6 MΩ) كما هو موضح سابقا (9) باستخدام مجتذب العمودي. تختلف بحسب درجة الحرارة ومدة سحب على نوع يستخدم ماصة one مجتذب ، ونوع يستخدم كوب واحد وعمر خيوط تسخين مجتذب. يمكن للشكل غيض ماصة تختلف أيضا حسب تفضيل المستخدم. لقد حققنا نجاحا طيبا مع طرف مدبب بشكل موحد مع افتتاح 0.1 ملم. أكبر الفتحات الموجودة في ماصة تميل إلى تلف الخلايا العصبية في حين أن أصغر الفتحات نتيجة فشل في تسجيلات مدة طويلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصات Sylgard مغطاة للحد من السعة. ومغلفة بخفة مع نصائح ماصة سحبت 184 Sylgard باستخدام ماصة الثانية. نصائح Sylgarded ثم يتم الشفاء للحرارة باستخدام بندقية الحرارة. ثم يتم ملء هذه ماصات سائل الإرواء مع الحمام. لزيادة التصور من النصائح ماصة ، يتم إضافة كمية صغيرة من اليكسا - 568 إلى جزء من الحل الحمام لاستخدامه كحل ماصة قبل ملء الماصات. نحن لا تزن اليكسا - 568 ولكن استخدام بدلا يكفي لتحويل الوردي حل عن طريق العين. يمكن أن تكون نصائح ماصة ثم تصور تحت التصفية الحمراء ولاية تكساس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وقد طورنا نهجا للحصول على تسجيلات المشبك الجاري للكشف عن امكانات العمل به أختام مقاومة منخفضة (انظر المناقشة). تتم التسجيلات في المحتملة للخلية يستريح الذاتية مع Axoclamp لا يطبق الصك الحالي أكسون به في 2B. ومع ذلك ، ويرجع ذلك إلى انخفاض المقاومة الختم ، يمكن للمرء أن لا يكشف عن امكانات العمل مع مكبر للصوت فقط 2B. لزيادة إشارة ، يتم استخدام مكبر للصوت الثاني (نظم AM 3000) في سلسلة مع 2B Axoclamp. هذا النهج لديه سهولة الأختام فضفاضة وفائدة على المدى الطويل التسجيلات. تقنيا ، يمكن للمرء قياس إمكانات مباشرة العمل ، وبالتالي الالتفاف على المشاكل مع النهج المتبع في وضع تسجيل الجهد المشبك (انظر مناقشة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> واحد يأخذ اثنين ماصات على سطح الخلايا العصبية المختارتين سابقا في الوقت نفسه ، بطريقة مشابهة لنهج لتكوين خلية تسجيل بأكملها. تقترب كلا شمال شرقوقد urons في الوقت نفسه أكثر نجاحا في الحصول على تسجيلات المزدوج من محاولة كل عصبون من الزوج بشكل مستقل. خلال هذا الوقت ، يتم تمرير البقول الحقن الحالية من مكبر للصوت 2B كما هو الحال خلال نهج لكامل الخلية التسجيلات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجب المحافظة على الضغط الايجابي على كل من الماصات لمنع انسداد رأس. يتولد ضغط إيجابية لأفضل التسجيلات المزدوجة باستخدام شاغرة حقنة فارغة 3 مل تعلق على حامل ماصة من طول قطعة من الأنبوب. باستخدام الحقن يسمح احد للحفاظ على الضغط على كل من الماصات. وينبغي تطبيق الضغط الايجابي في أقرب وقت كما تم وضع ماصة في حل حمام غرفة تسجيل. واحد يقترب من الخلايا العصبية المحددة مع ماصات بالتسلسل. بعد تحديد المواقع ماصة first مباشرة عبر أكبر سطح الخلايا العصبية ، واحدة تحتفظ إيجابية من خلال ترك في مكان الحقنة ويترك ماصة في هذا الموقف. واحد ثم عاد إلى الجزء العلوي من غرفة تسجيل ويخفض ماصة الثاني في تسجيل موقف. تحديد الخلايا العصبية وغالبا ما تكون على مستويات مختلفة من شريحة. وينبغي وضع ماصة الاول على الخلايا العصبية التي هي أعمق في شريحة وموقف ماصة الثانية في الخلايا العصبية أكثر سطحية. هذا يمنع المواقع من ماصة الثانية من تحويل المواقع من ماصة المرتبة الثانية من حيث الشريحة سوف تتحرك قليلا في الطائرة العمودية وماصات دخول شريحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وسيتم استخدام الأختام فضفاضة (18-30 MΩ). فإن الضغط الايجابي لحث على نقرة صغيرة على سطح كل خلية. واحد يحاول ختم عصبون الاولى بالافراج عن الضغط الايجابي وتطبيق ضغط سلبي طفيف جدا. يتم تحرير الضغط الايجابي عن طريق إزالة المحقنة. ثم يتم تطبيق شفط عن طريق الفم إلى نهاية الحرة للأنابيب. وغشاء الخلية العصبية السليم الاستجابة بسرعة لإطلاق سراح من الضغط الايجابي والالتزام ماصة. سوف شفط طفيف شكل خاتم مع المقاومة المناسبة في الخلايا العصبية السليمة. </li> <li style=";text-align:right;direction:rtl"> عند واحد يحاول ابرام الخلايا العصبية وفشل ، لا يمكن أن يعاد ماصة تستخدم منذ الأغشية الختم جدا فقط لتنظيف الزجاج. بدلا من ذلك ، واحد يرفع ماصة (والهدف المجهر) بعيدا عن سطح الشريحة إلى أعلى نضح جيدا ، ويزيل ماصة من الحمام ، وتغييرات على ماصة نظيفة ثم يعود إلى شريحة محاولة ختم خلية أخرى . لهذه الأسباب ، فمن المهم لتحديد الخلايا العصبية المحتملة متعددة للتسجيلات. للشرائح التي يقل عدد الخلايا العصبية 4-6 جودة التسجيل من الذي يختار ، والنجاح في الحصول على تسجيلات المزدوج محدودة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد إنشاء ختم فضفاض على أساس المقاومة ، وإنهاء البقول الحقن الحالية من مكبر للصوت 2B. يتم وضع amplifer 2B في سلسلة مع سلسلة amplifer 3000. في هذا التكوين ، وإخراج amplifer 2B بمثابة مدخلات للamplifer سلسلة 3000. ويوفر هذا الأخير amplifer إشارة للحصول على البيانات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويتكرر ثم ختم (الخطوة 4) وإعادة تشكيل amplifers (الخطوة 5) لعصبون الثانية. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1678/1678fig1tmb.jpg" alt="الشكل 1" border="0" /> الشكل 1. زادت فترة من اطلاق النار في اثنين من الخلايا العصبية باستخدام GnRH فضفاضة التكوين ختم التسجيل المرفقة في إعداد شريحة السهمي. استمدت شريحة من ذكر مخصي. كل انعطاف صاعد يشير إلى إمكانات العمل. علما بأن أحد GnRH الخلايا العصبية (آثار أعلى) المعارض اطلاق النار مستمر تقريبا في حين أن الثانية GnRH عصبون المعارض رشقات نارية متقطعة. هذا النمط من النشاط من الخلايا العصبية GnRH واحدة مماثلة لتلك التي واحدة من وحدات متعددة المستخرجة من تسجيلات وحدة خلال إفراز هرمون في الجسم الحي (7). الرجاء <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1678/1678fig1.jpg">انقر هنا</a> لرؤية نسخة أكبر من الرقم 1.

<ol>
	<li>Silverman, A. J., Knobil, E., Neill, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+gonadotropin+releasing-hormone+(GnRH)+neuronal+systems:+immunocytochemistry.">The gonadotropin releasing-hormone (GnRH) neuronal systems: immunocytochemistry.</a> The Physiology of Reproduction. , (1994).</li><li>Freeman, M. E., Knobil, E., Neill, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neuroendocrine+control+of+the+ovarian+cycle+of+the+rat.+In:+The+physiology+of+reproduction.">The neuroendocrine control of the ovarian cycle of the rat. In: The physiology of reproduction.</a> The Physiology of Reproduction. , (1994).</li><li>Belchetz, P. E., Plant, T. M., Nakai, Y., Keogh, E. J., Knobil, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypophysial+responses+to+continuous+and+intermittent+delivery+of+hypopthalamic+gonadotropin-releasing+hormone.">Hypophysial responses to continuous and intermittent delivery of hypopthalamic gonadotropin-releasing hormone.</a> Science. 202, 631-633 (1978).</li><li>Maurer, J. A., Wray, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Luteinizing+hormone-releasing+hormone+quantified+in+tissues+and+slice+explant+cultures+of+postnatal+rat+hypothalami.">Luteinizing hormone-releasing hormone quantified in tissues and slice explant cultures of postnatal rat hypothalami.</a> Endocrinology. 140, 791-799 (1999).</li><li>Harris, G. C., Levine, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pubertal+acceleration+of+pulsatile+gonadotropin-releasing+hormone+release+in+male+rats+as+revealed+by+microdialysis.">Pubertal acceleration of pulsatile gonadotropin-releasing hormone release in male rats as revealed by microdialysis.</a> Endocrinology. 14, 163-171 (2003).</li><li>Sisk, C. L., Richardson, H. N., Chappell, P. E., Levine, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+gonadotropin-releasing+hormone+secretion+in+female+rats+during+peripubertal+development+and+on+proestrus.">In vivo gonadotropin-releasing hormone secretion in female rats during peripubertal development and on proestrus.</a> Endocrinology. 142, 2929-2936 (2001).</li><li>Cardenas, H., Ordog, T., O'Byrne, K. T., Knobil, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+unit+components+of+the+hypothalamic+multiunit+electrical+activity+associated+with+the+central+signal+generator+that+directs+the+pulsatile+secretion+of+gonadotropic+hormones.">Single unit components of the hypothalamic multiunit electrical activity associated with the central signal generator that directs the pulsatile secretion of gonadotropic hormones.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 90, 9630-9634 (1993).</li><li>Silverman, A. J., Wilson, R., Kesner, J. S., Knobil, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothalamic+localization+of+multiunit+electrical+activity+associated+with+pulsatile+LH+release+in+the+rhesus+monkey.">Hypothalamic localization of multiunit electrical activity associated with pulsatile LH release in the rhesus monkey.</a> Neuroendocrinology. 44, 168-171 (1986).</li><li>Roberts, C. B., O'Boyle, M. P., Suter, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendrites+determine+the+contribution+of+after+depolarization+potentials+(ADPs)+to+generation+of+repetitive+action+potentials+in+hypothalamic+gonadotropin+releasing-hormone+(GnRH)+neurons.">Dendrites determine the contribution of after depolarization potentials (ADPs) to generation of repetitive action potentials in hypothalamic gonadotropin releasing-hormone (GnRH) neurons.</a> J Comput Neurosci. 26, 39-53 (2009).</li><li>Spergel, D. J., Kruth, U., Hanley, D. F., Sprengel, R., Seeburg, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABA-+and+glutamate-activated+channels+in+green+fluorescent+protein-tagged+gonadotropin-releasing+hormone+neurons+in+transgenic+mice.">GABA- and glutamate-activated channels in green fluorescent protein-tagged gonadotropin-releasing hormone neurons in transgenic mice.</a> J Neurosci. 19, 2037-2050 (1999).</li><li>Nelson, J. F., Felicio, L. S., Randall, P. K., Sims, C., Finch, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+longitudinal+study+of+estrous+cyclicity+in+aging+C57BL/6J+mice:+I.+Cycle+frequency,+length+and+vaginal+cytology.">A longitudinal study of estrous cyclicity in aging C57BL/6J mice: I. Cycle frequency, length and vaginal cytology.</a> Biol Reprod. 27, 327-339 (1982).</li><li>Gee, D. M., Flurkey, K., Finch, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aging+and+the+regulation+of+luteinizing+hormone+in+C57BL/6J+mice:+impaired+elevations+after+ovariectomy+and+spontaneous+elevations+at+advanced+ages.">Aging and the regulation of luteinizing hormone in C57BL/6J mice: impaired elevations after ovariectomy and spontaneous elevations at advanced ages.</a> Biol Reprod. 28, 598-607 (1983).</li><li>Anson, B. D., Roberts, W. M., Walz, W., Boulton, A. A., Baker, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loose-patch+voltage-clamp+technique.">Loose-patch voltage-clamp technique.</a> Neuromethods, Patch-clamp analysis: Advanced techniques. 35, 265-286 (2002).</li><li>Calabrese, B., Tabarean, T., Juranka, P., Morris, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanosensitivity+of+N-type+calcium+channel+currents.">Mechanosensitivity of N-type calcium channel currents.</a> Biophys J. 83, 2560-2574 (2002).</li><li>Higure, Y., Katayama, Y., Takeuchi, K., Ohtubo, Y., Yoshii, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+killing+of+single+neurons+by+irradiation+of+intracellularly+injected+dye.">Rapid killing of single neurons by irradiation of intracellularly injected dye.</a> Science. 206, 702-704 (1979).</li><li>Higure, Y., Katayama, Y., Takeuchi, K., Ohtubo, Y., Yoshii, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lucifer+Yellow+slows+voltage-gated+Na++current+inactivation+in+a+light-dependent+manner+in+mice.">Lucifer Yellow slows voltage-gated Na+ current inactivation in a light-dependent manner in mice.</a> J Physiol. 550, 159-167 (2003).</li></ol>

نشاط الخلايا العصبية في بعض المصالح بما في ذلك الخلايا العصبية GnRH (استنادا إلى إفراز هرمون) تحدث على فترات زمنية من ساعات (5-7). لذلك ، تكوين خلية كاملة ليست هي الخيار الأفضل لبعض الأهداف التجريبية نظرا لغسيل الكلى من رسل الخلايا في وضع خلية تسجيل بأكملها. ثانوي ، تقتصر عموما خلية كاملة تسجيلات للحيوانات تقل عن 120 يوما من العمر. مع التقدم في العمر ، والأغشية العصبية ويبدو أن تشديد ، مما يجعل من الصعب مقاومة عالية الاختام لتحقيقه. بالإضافة إلى ذلك ، إذا كان أحد يحصل على ختم مقاومة عالية ، وتمزق التصحيح يعطل الختم ، وترك حفرة بين ماصة والأغشية. هذا يؤدي إلى تسجيل غير صالحة للاستعمال والخلايا العصبية التي تموت بسرعة بسبب الاختلالات الأيونية. دورات منتظمة المبيض ، وبالتالي ، والنشاط المستقر للمولد النبض GnRH لا يحدث إلا في وقت لاحق في الحياة (7-10 شهرا من العمر في C57Bl6 الإناث ، 11 ، 12) ، وأبعد من العمر عندما يمكن للمرء أن يتوقع الحصول على نحو معقول كامل الخلية التسجيلات صحيح. أخيرا ، خلية كاملة التسجيلات تدمير الذاتية نسب تركيزات أيون الداخلية والخارجية. مع تسجيلات خلية كاملة ، وتركيز أيون الداخلية لأي يساوي تركيز أيون في حل ماصة. هذا هو الحل لأن ماصة من حيث الحجم الكبير نسبيا تصل بسرعة التوازن مع / يستبدل الحجم الصغير نسبيا الداخلية للخلية. نهج الخلية فضفاضة يعلق تلتف حول العديد من القيود المفروضة على كامل الخلية التسجيلات. أولا ، يمكن استخدام ختم مقاومة منخفضة (15-30 MΩ). هذه هي سهلة نسبيا لتشكيل الخلايا العصبية حتى في كبار السن من الحيوانات. وثانيا ، فإن المرء لا تمزق غشاء مختومة من التصحيح. ولذلك ، والتسجيلات الخلية فضفاضة المرفقة فنيا أسهل بكثير من خلية كاملة التسجيلات. بالإضافة إلى ذلك ، لأن غشاء الخلية سليمة ، وغسيل الكلى لمكونات الخلايا لا تحدث ، ويتم الحفاظ على نسب الأيونية الذاتية. لا يمكن للمرء استخدام نهج الخلية فضفاضة يعلق لدراسة التيارات متشابك لكنه يعتبر مثاليا لمدة طويلة الأجل من الخلايا العصبية في التسجيلات بطريقة غير الغازية نسبيا. ويمكن أيضا الخلية التسجيلات المرفقة به أن يتم تنفيذ أي حل في مستوى الخلايا الماصة. هذا يوفر ميزة إضافية تتمثل في تمزق غشاء التصحيح عند اكتمال تسجيل المدى الطويل ، ووصفها عصبون مع علامة داخل الخلايا. وقد استخدم نهج الخلية فضفاضة يعلق في وضع تسجيل الجهد المشبك. ومع ذلك ، الجهد المشبك تسجيل في تكوين الخلية فضفاضة يعلق لديه مشاكل منهجية عديدة. أولا ، الإشارات المسجلة هو مقياس غير مباشر من النشاط. في إشارة إلى أن يقاس (كما يسمى العمل الحالية) هو بالسعة الحالية التي تهم الغشاء (13). هذه مسألة في غاية الأهمية المنهجية. يمكن أن السعة والمقاومة لماصة تسجيل تصفية الإشارات المسجلة. فمن المحتمل جدا أن تضيع تيارات العمل في شحن صغيرة السعة للماصة التي لا يمكن تعويضها بشكل صحيح مع معظم مكبرات الصوت ، وذلك بسبب مقاومة عالية للheadstage. عندما تذهب هذه الاشارات التي لم يتم كشفها ، ونمط واضح لإطلاق الخلايا العصبية لا تعكس نمط اطلاق صحيحا. وبالمثل ، ماصة بدون تعويض والمقاومات ختم تؤدي إلى أخطاء كبيرة في القياسات خلال إجراء تغييرات مثل عندما يتم التعبير عن تيارات العمل (13). بعض مكبرات الصوت توفير السعة والمقاومة &quot;التعويض&quot; للماصة والختم ، مما يحد من فقدان إشارة ، ولكنها مرتفعة مراحل رأس المقاومة لمعظم مكبرات الصوت تعيق التعويض الأمثل. ثانيا ، فرض حالة مصطنعة على الخلية. في الجهد المشبك واسطة ، ويقام في المنطقة المحيطة غشاء الخلية لإمكانات الثابتة ، في هذه الدراسات ، 0 بالسيارات. هذا لا يعني عدم وجود الحالية تطبق على غشاء الخلية. إشارة قياس الفولتية في المشبك هو في الواقع كمية الحالية المطبقة على الغشاء للحفاظ على القدرة الثابتة. لذلك ، يمكن تطبيق هذا التيار يغير من نشاط الخلايا. تسجيلات المزدوج في نظام GnRH وتحديا من نوع خاص نظرا لعدد محدود من الخلايا العصبية GnRH وتوزيعها منتشر. للتسجيلات المزدوج لتكون ناجحة ، يجب أن تكون مستقرة جدا تتلاعب. حتى يمكن للحركة طفيفة في القطب السبب ماصة لخلع الخلايا العصبية ونهاية التسجيل. وعلاوة على ذلك ، يمكن للحركة ماصة على الخلية (على سبيل المثال ، وإعادة تحديد المواقع للتعويض عن الحركة) تغيير أنماط اطلاق النار. بعض هذه القنوات قنوات أيون الكالسيوم من نوع N حساسة ميكانيكيا : تمدد الغشاء يسبب النشاط المتكررة في تكوينات تسجيل كل من كامل الخلية والخلية المرفقة - (14). أخيرا ، يجب على النظام تتلاعب تكون قادرة على الحركة الدقيقة للغاية وسلسة. كما أشير أعلاه ، مع تسجيلات مزدوجة ، واحدة يأخذ اثنين ماصات على سطح الخلايا العصبية المختارتين سابقا في نفس الوقت ومحاولات لاغلاقعصبون. في حال نجاحها ، ثم واحد يحاول ختم الخلية الثانية. عموما ، يمكن للمرء أن لا نتوقع أن يكون ختم وتسجيل عالية الجودة مع كل محاولة. هذا ، ومع ذلك ، ويخلق مشكلة خاصة مع التسجيلات المزدوجة. إذا كان أحد غير ناجحة مع الخلايا العصبية الأولى ولكن مع فشل الثاني ، لا بد من تغيير ماصة ومحاولة خلية مختلفة. لذا ، يجب على المرء أن يكون قادرا على نقل كل هدف غمر المجهر وماصة للفي الجزء العلوي من نضح جيدا (لتغيير ماصة) دون تعطيل الخلايا العصبية مختومة بنجاح. تنميتنا واستخدام نهج الخلية المرفقة فضفاض للتسجيلات المزدوج يمثل تقدما كبيرا في دراسة الخلايا العصبية التقنية GnRH. فمن المرجح أن تسفر عن نتائج مفيدة من شأنها أن تساعد في تحريك الحقل إلى الأمام في سياق السؤال الحاسم عما الآليات الكامنة وراء النشاط المنسق أن النتائج في إفراز هرمون نابض.

dual somatic recordings from gonadotropin-releasing hormone (gnrh) neurons identified by green fluorescent protein (gfp) in hypothalamic slices

موجهة الغدد التناسلية لإفراز هرمون (GnRH) هو الذي ينظم neuropeptide صغيرة من هرمون الغدة النخامية الافراج اللوتيني والهرمون المنبه للجريب (FSH). الجونادوتروبين هذه ضرورية لتنظيم وظيفة الإنجاب. وتوزع على الخلايا العصبية التي تحتوي على GnRH منتشرة في جميع أنحاء منطقة ما تحت المهاد والمشاريع البارزة في الوسط حيث يطلقون GnRH من محطات محوار بهم في نظام البوابة نخامي التوجه) 1 (. الشعيرات الدموية في المدخل ، GnRH يسافر إلى الغدة النخامية لتحفيز إطلاق سراح الجونادوتروبين إلى الدوران الجهازي. GnRH الإفراج مستمر ولكن لا يحدث في البقول بدلا العرضية. ومن الثابت أن الطريقة متقطعة من اطلاق سراح GnRH ضروري لاستنساخ (2 ، 3). تنسيق نشاط الخلايا العصبية GnRH متعددة ربما يكمن وراء GnRH البقول. إجمالي محتوى الببتيد في الخلايا العصبية ما يقرب من 1.0 GnRH الغرام / خلية (4) ، والتي تضم 30 ٪ من المحتمل تجمع نشره. مستويات GnRH خلال نبضة (5 ، 6) ، وتشارك ربما توحي GnRH متعددة في الخلايا العصبية neurosecretion. وبالمثل ، واحد وحدة النشاط المستخرجة من تسجيلات متعددة الوحدات طائي في أثناء فترة الإفراج LH يشير إلى تغييرات في نشاط الخلايا العصبية متعددة (7). وترتبط الأقطاب مع النشاط المسجل خلال نبضات LH إما مع somata GnRH أو الألياف (8). لذلك ، على الأقل بعض من هذا النشاط ينشأ من الخلايا العصبية GnRH. الآليات التي تؤدي إلى إطلاق متزامنة في الخلايا العصبية GnRH طائي غير معروفة. توضيح آليات تنسيق اطلاق النار في الخلايا العصبية GnRH مشكلة معقدة. أولا ، GnRH الخلايا العصبية هي قليلة نسبيا من حيث العدد. في القوارض ، وهناك 800-2500 GnRH الخلايا العصبية. ليس من الواضح أن تشارك جميع الخلايا العصبية في اطلاق سراح GnRH GnRH العرضية. وعلاوة على ذلك ، يتم توزيع منتشرة GnRH الخلايا العصبية (1). أدى هذا إلى تعقيد فهمنا للتنسيق اطلاق النار ، وجعلت العديد من المناهج الفنية مستعصية على الحل. ونحن فضفاضة الأمثل الخلية المرفقة التسجيلات في وضع المشبك الجاري للكشف عن مباشرة العمل ، وإمكانيات وضع نهج التسجيل التي يسمح للتسجيلات في وقت واحد من أزواج من الخلايا العصبية GnRH.

Watch this Scientific Journal Video about Dual Somatic Recordings from Gonadotropin-Releasing Hormone GnRH Neurons Identified by Green Fluorescent Protein GFP in Hypothalamic Slices at JoVE.com

Dual Somatic Recordings from Gonadotropin-Releasing Hormone GnRH Neurons Identified by Green Fluorescent Protein GFP in Hypothalamic Slices

النشاط في النظم العصبية وغالبا ما يتطلب العمل التصريف متزامن المحتملة من الخلايا العصبية داخل مجموعة سكانية محددة. على سبيل المثال ، نبضات موجهة الغدد التناسلية لإفراز هرمون (GnRH) المرجح أن يتطلب تنسيق النشاط بين الخلايا العصبية GnRH. نقدم أسلوبنا المنهجي للحصول على تسجيلات موثوق بها في وقت واحد من الخلايا العصبية الكهربية في GnRH توزيع منتشرة.

المزدوج من تسجيلات الجسدية لإفراز هرمون موجهة الغدد التناسلية (GnRH) الخلايا العصبية التي تم تحديدها بواسطة بروتين الفلورية الخضراء (GFP) في شرائح طائية

Gonadotropin-Releasing Hormone (GnRH) is a small neuropeptide that regulates pituitary release of luteinizing hormone (LH) and follicle-stimulating ...

dual-somatic-recordings-from-gonadotropin-releasing-hormone-gnrh

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Dual Somatic Recordings from Gonadotropin-Releasing Hormone (GnRH) Neurons Identified by Green Fluorescent Protein (GFP) in Hypothalamic Slices

22.1K Views.  University of Texas San Antonio - UTSA. النشاط في النظم العصبية وغالبا ما يتطلب العمل التصريف متزامن المحتملة من الخلايا العصبية داخل مجموعة سكانية محددة. على سبيل المثال ، نبضات موجهة الغدد التناسلية لإفراز هرمون (GnRH) المرجح أن يتطلب تنسيق النشاط بين الخلايا العصبية GnRH. نقدم أسلوبنا المنهجي للحصول ع...

Video: Dual Somatic Recordings from Gonadotropin-Releasing Hormone GnRH Neurons Identified by Green Fluorescent Protein GFP in Hypothalamic Slices

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of intracellular events that lead to closure of cyclic-nucleotide-gated channels in the cell membrane. The resulting change in membrane potential leads in turn to reductions in the amount of neurotransmitter release from both rod and cone synaptic terminals. To measure how the light-evoked change in photoreceptor membrane potential leads to downstream activity in the retina, scientists have made electrophysiological recordings from retinal slice preparations for decades1,2. In the past these slices have been cut manually with a razor blade on retinal tissue that is attached to filter paper; in recent years another method of slicing has been developed whereby retinal tissue is embedded in low gelling temperature agar and sliced in cool solution with a vibrating microtome3,4. This preparation produces retinal slices with less surface damage and very robust light-evoked responses. Here we document how this procedure can be done under infrared light to avoid bleaching the visual pigment.

Here we describe a procedure for generating dark-adapted slices of the mouse retina for electrophysiological recordings.

تسجيلات المشبك التصحيح من الخلايا العصبية في الشبكية ماوس إعداد غامق تكييفها شريحة

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of ...

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

في وقت واحد من تسجيل إشارات الكالسيوم من الخلايا العصبية التي تم تحديدها وسلوك التغذية من ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

الفلورسنت وصفها الوراء يسمح لخارج الخلية المستهدفة واحدة وحدة التسجيل من الخلايا العصبية التي تم تحديدها<em&gt; في الجسم الحي</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Imaging Calcium Responses in GFP-tagged Neurons of Hypothalamic Mouse Brain Slices

Despite an enormous increase in our knowledge about the mechanisms underlying the encoding of information in the brain, a central question concerning the precise molecular steps as well as the activity of specific neurons in multi-functional nuclei of brain areas such as the hypothalamus remain. This problem includes identification of the molecular components involved in the regulation of various neurohormone signal transduction cascades. Elevations of intracellular Ca2+ play an important role in regulating the sensitivity of neurons, both at the level of signal transduction and at synaptic sites.
New tools have emerged to help identify neurons in the myriad of brain neurons by expressing green fluorescent protein (GFP) under the control of a particular promoter. To monitor both spatially and temporally stimulus-induced Ca2+ responses in GFP-tagged neurons, a non-green fluorescent Ca2+ indicator dye needs to be used. In addition, confocal microscopy is a favorite method of imaging individual neurons in tissue slices due to its ability to visualize neurons in distinct planes of depth within the tissue and to limit out-of-focus fluorescence. The ratiometric Ca2+ indicator fura-2 has been used in combination with GFP-tagged neurons1. However, the dye is excited by ultraviolet (UV) light. The cost of the laser and the limited optical penetration depth of UV light hindered its use in many laboratories. Moreover, GFP fluorescence may interfere with the fura-2 signals2. Therefore, we decided to use a red fluorescent Ca2+ indicator dye. The huge Stokes shift of fura-red permits multicolor analysis of the red fluorescence in combination with GFP using a single excitation wavelength. We had previously good results using fura-red in combination with GFP-tagged olfactory neurons3. The protocols for olfactory tissue slices seemed to work equally well in hypothalamic neurons4. Fura-red based Ca2+ imaging was also successfully combined with GFP-tagged pancreatic &beta;-cells and GFP-tagged receptors expressed in HEK cells5,6. A little quirk of fura-red is that its fluorescence intensity at 650 nm decreases once the indicator binds calcium7. Therefore, the fluorescence of resting neurons with low Ca2+ concentration has relatively high intensity. It should be noted, that other red Ca2+-indicator dyes exist or are currently being developed, that might give better or improved results in different neurons and brain areas.

In this protocol, we update recent progress in imaging Ca2+ signals of GFP-tagged neurons in brain tissue slices using a red fluorescent Ca2+ indicator dye.

الردود الكالسيوم في الخلايا العصبية التصوير GFP الموسومة تحت المهاد البصري من شرائح مخ الفأر

Despite an enormous increase in our knowledge about the mechanisms underlying the encoding of information in the brain, a central question concerning the ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

تسجيلات الكهربية المزدوجة للSynaptically-استجابات Astroglial والخلايا العصبية في الحصين شرائح الحاد

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be performed in an intact brain preparation where the neural circuitry of the CNS remains intact. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with green fluorescent protein for identification in the intact brain. Fish have multiple populations of GnRH neurons, and their functions are dependent on their location in the brain and the GnRH gene that they express1 . We have focused our demonstration on GnRH3 neurons located in the terminal nerves (TN) associated with the olfactory bulbs using the intact brain of transgenic medaka fish (Figure 1B and C). Studies suggest that medaka TN-GnRH3 neurons are neuromodulatory, acting as a transmitter of information from the external environment to the central nervous system; they do not play a direct role in regulating pituitary-gonadal functions, as do the well-known hypothalamic GnRH1 neurons2, 3 .The tonic pattern of spontaneous action potential firing of TN-GnRH3 neurons is an intrinsic property4-6, the frequency of which is modulated by visual cues from conspecifics2 and the neuropeptide kisspeptin 15. In this video, we use a stable line of transgenic medaka in which TN-GnRH3 neurons express a transgene containing the promoter region of Gnrh3 linked to enhanced green fluorescent protein7 to show you how to identify neurons and monitor their electrical activity in the whole brain preparation6.

In this video, we will demonstrate how to record electrical activity from identified single neurons in a whole brain preparation, which preserves complex neural circuits. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with a fluorescent protein for identification in the intact brain preparation.

تسجيل النشاط الكهربائي من الخلايا العصبية التي تم تحديدها في الدماغ سليمة من الأسماك المعدلة وراثيا

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal population (10-20%), but show a high level of physiological, morphological, and neurochemical heterogeneity, reflecting their diverse functions. Therefore, investigation of interneurons provides important insights into the organization principles and function of neuronal circuits. This, however, requires an integrated physiological and neuroanatomical approach for the selection and identification of individual interneuron types. Whole-cell patch-clamp recording from acute brain slices of transgenic animals, expressing fluorescent proteins under the promoters of interneuron-specific markers, provides an efficient method to target and electrophysiologically characterize intrinsic and synaptic properties of specific interneuron types. Combined with intracellular dye labeling, this approach can be extended with post-hoc morphological and immunocytochemical analysis, enabling systematic identification of recorded neurons. These methods can be tailored to suit a broad range of scientific questions regarding functional properties of diverse types of cortical neurons.

Cortical networks are controlled by a small, but diverse set of inhibitory interneurons. Functional investigation of interneurons therefore requires targeted recording and rigorous identification. Described here is a combined approach involving whole-cell recordings from single or synaptically-coupled pairs of neurons with intracellular labeling, post-hoc morphological and immunocytochemical analysis.

خلية كاملة تسجيلات التصحيح، المشبك من Morphologically- وحددت Neurochemically-الحصين Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

تقرن تسجيلات خلية كاملة في عضوي شرائح الحصين

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the neuron. In this configuration, the micropipette is in tight contact with the cell membrane, which prevents current leakage and thereby provides more accurate ionic current measurements than the previously used intracellular sharp electrode recording method. Classically, whole-cell recording can be performed on neurons in various types of preparations, including cell culture models, dissociated neurons, neurons in brain slices, and in intact anesthetized or awake animals. In summary, this technique has immensely contributed to the understanding of passive and active biophysical properties of excitable cells. A major advantage of this technique is that it provides information on how specific manipulations (e.g., pharmacological, experimenter-induced plasticity) may alter specific neuronal functions or channels in real-time. Additionally, significant opening of the plasma membrane allows the internal pipette solution to freely diffuse into the cytoplasm, providing means for introducing drugs, e.g., agonists or antagonists of specific intracellular proteins, and manipulating these targets without altering their functions in neighboring cells. This article will focus on whole-cell recording performed on neurons in brain slices,&#160;a preparation that has the advantage of recording neurons in relatively well preserved brain circuits, i.e., in a physiologically relevant context. In particular,&#160;when combined with appropriate pharmacology, this technique is a powerful tool allowing identification of specific neuroadaptations that occurred following any type of experiences, such as learning, exposure to drugs of abuse, and stress. In summary, whole-cell patch-clamp recordings in brain slices provide means to measure in ex vivo preparation long-lasting changes in neuronal functions that have developed in intact awake animals.

This protocol describes basic procedural steps for performing whole-cell patch-clamp recordings. This technique allows the study of&#160;the electrical behavior of neurons, and when performed in brain slices, allows the assessment of various neuronal functions from neurons that are still integrated in relatively well preserved brain circuits.

تسجيلات خلية كاملة التصحيح، المشبك في الدماغ شرائح

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...

Subcellular Patch-clamp Recordings from the Somatodendritic Domain of Nigral Dopamine Neurons

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding these fundamental functions will shed light on the information transfer in these neurons. Dendritic patch-clamp recordings provide the possibility to directly examine the electrical properties of dendrites and underlying voltage-gated ion channels. However, these fine structures are not easily accessible to patch pipettes because of their small diameter. This report describes a step-by-step procedure to collect stable and reliable recordings from the dendrites of dopaminergic neurons in acute slices. Electrophysiological measurements are combined with post hoc recovery of cell morphology. Successful experiments rely on improved preparation of slices, solutions and pipettes, adequate adjustment of the optics and stability of the pipette in contact with the recorded structure. Standard principles of somatic patch-clamp recording are applied to dendrites but with a gentler approach of the pipette. These versatile techniques can be implemented to address various questions concerning the excitable properties of dendrites.

Subcellular patch-clamp recordings offer the possibility to investigate the functional properties of dendrites. However these fine structures are not easily accessible due to their small diameter. The protocol described here aims to facilitate the collection of stable and reliable recordings from the dendrites of dopamine neurons in slices in vitro.

التحت خلوية تسجيلات التصحيح، المشبك من المجال Somatodendritic من سودائي الدوبامين العصبية

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding ...