نشكر الدكتور Yijun سونغ ، وأعضاء كوروفيلا حتر تشاو ثلاثي المختبر التابع لإدارة علم الأحياء ، جامعة جونز هوبكنز للحصول على المشورة والمساعدة. بدعم من المنح والمعاهد الوطنية للصحة DC007395 DC009946.

الجزء 1. الإعداد تسجيل EOG جهاز تسجيل تتكون من القطب التسجيل ، مسرى المرجعية ، أنبوب الهواء التسليم ، المرحلة العينة ، ومجهر تشريح ، وكلها ترتكز على جدول الهواء داخل قفص فاراداي. وتستخدم لوضع Micromanipulators الأقطاب وأنبوب توصيل الهواء. وانفجر تيار الهواء المستمر من خلال الماء المقطر لإضافة الرطوبة قبل أن تمر عبر أنبوب توصيل الهواء وأكثر من العينة. ويستخدم 60 مم طبق الثقافة مليئة Sylgard إلى عمق 6-8 ملم وتصاعد لسطح العينة. وتجويف بئر وقناة للخروج من Sylgard في صحن متزايدة لتوفير وسيلة للاتصال كهربائيا القطب اشارة الى حل عبر تعديل عينة رينغر. هناك علاقة بين هذا القطب والقطب تسجيل اشارة الى مكبر للصوت. وترسل إشارات من مكبر للصوت الى التحويل الرقمي ، ثم إلى جهاز الكمبيوتر. ويمكن استخدام برامج مثل مسجل المحاور أو pClamp للسيطرة على بروتوكول التحفيز ، لتسجيل الإشارات ، وتحليل لاحقة من الاستجابات. يمكن لتوصيل الذبذبات مكبر للصوت بعد أن تكون مريحة لرصد الوقت الحقيقي من الجهد الكهربائي أثناء وضع القطب تسجيل وخلال التسجيلات EOG. يتم التحكم التسليم من المحفزات من قبل Picospritzer الرائحة ، وهذا مرتبط إلى نفس الكمبيوتر المستخدمة للحصول على إشارة. تم تعيين ضغط الهواء في Picospritzer إلى 10 رطل في البوصة المربعة. ويمكن استخدام خزان الهواء واحد ومنظم لتزويد الهواء على كل طاولة الهواء وPicospritzer و. ويتم استخدام خزان الهواء الثاني ومنظم لتوفير الهواء للتيار الهواء مرطب ، وهذا يتطلب خفض ضغط وكمية كبيرة من تدفق الهواء. قبيل تقديم حافز الرائحة ، ويرتبط الإخراج Picospritzer إلى زجاجة الرائحة. ثم يتم توصيل الزجاجة الرائحة في أنبوب توصيل الهواء. الجزء 2 : إعداد الأقطاب القطب تسجيل هو سلك الفضة chlorided في كوب سحبت الشعرية مليئة الحل تعديل رينغر (135 ملي مول كلوريد الصوديوم ، 5 ملي بوكل ، 1 ملم CaCl 2 ، 1.5 ملم MgCl 2 ، 10 HEPES ملم ، ودرجة الحموضة 7.4 ، تصفية تعقيمها). القطب المرجع سلك الفضة chlorided. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تثبيت الأسلاك الفضية في حامل الالكترود. للتسجيل الكهربائي ، ينبغي 1-2 سم من الأسلاك تبرز من نهاية حامل الكهربائي. يمكن ترك المزيد من سلك كهربائي للمرجعية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة إلى معطف AgCl سلك الفضة ، وسلك في موقف كلوريد الصوديوم 0.1 M وتوصيل حامل القطب الموجب لمصدر الطاقة الخامس 1،5-9 العاصمة. يجب أن يكون السالب لمصدر الطاقة متصلة كهربائيا في حل كلوريد الصوديوم 0.1 M. السماح للتفاعل chloriding المضي قدما لمدة 10 دقيقة. لمعادلة أي تهمة ثابتة بين القطب تسجيل والمرجعية ، بإيجاز الأقطاب معا قبل تثبيتها على جهاز تسجيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الزجاج الشعرية باستخدام مجتذب micropipette. يجب فتح في غيض من شعري بحوالي 50-10 ميكرون في القطر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام قلم رصاص ليسجل الماس وقطع نهاية حادة من شعري ولذلك فمن ~ 2 سم أطول من سلك الفضة. النار تلميع نهاية قطع مع الشعلة البوتان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ذوبان agarose 0.5 ٪ في محلول تعديل رينغر. سحب كمية صغيرة من محلول agarose المصهور الى غيض من القطب الكهربائي باستخدام ماصة نقل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء الشعرية سحب حوالي 1 / 2 على الطريق مع الحل تعديل رينغر (حقنة الذي تم تسخينه وسحبت أن يكون لها نهاية فترة طويلة رقيقة من المفيد لهذا الغرض). نفض الغبار بلطف الشعرية لطرد أي فقاعات هواء. مخزن القطب شغلها في جرة تخزين مع كمية صغيرة من محلول رينغر تعديل في القاع حتى تكون جاهزة للاستخدام. مرة واحدة في عينات الأنسجة مستعدة وجاهزة للتسجيل وتثبيت الشعرية شغل أكثر من سلك كهربائي تسجيل. </li></ol> الجزء 3 : حلول إعداد الرائحة وخلات الأميل odorants وتستثير ردود heptaldehyde كبيرة وخيارات جيدة على النحو EOG المنشطات. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في أنابيب microcentrifuge ، وإعداد سلسلة من التخفيفات من الرائحة في سلفوكسيد ثنائي ميثيل (DMSO). كنقطة انطلاق لمنحنى الاستجابة للجرعة ، وإعداد 10 أضعاف التخفيفات في الفترة من 5 إلى 5 م × 10 -6 م. جعل التخفيفات جديدة كل يوم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كذلك تمييع odorants 50 ضعفا في المياه عن طريق خلط 100 سهم المخفف في ميكرولتر DMSO بالماء تراخيص 4.9 في زجاجات اوقية (الاونصة) 2 مع سدادات السيليكون. السماح للحلول يوازن في زجاجات لا يقل عن 30 دقيقة. نلاحظ أن تركيز بخار odorants في كل زجاجة غير معروف ، ولكن سوف تختلف كدالة للتركيز odorants في المرحلة السائلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج اثنين من عيار 18 عن طريق الإبر السدادة السيليكون لعrovide الإدخال والإخراج الموانئ. وينبغي أن تسد المنافذ عندما الزجاجة ليست في استخدامها. </li></ol> الجزء 4 : تسجيل البيانات وتحليلها EOG <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تضحية الماوس بواسطة القتل الرحيم CO 2 أو جرعة زائدة من مخدر تليها قطع الرأس. إزالة الجلد المغطي الجمجمة وشطر sagittally الرأس على طول خط الوسط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جبل نصف الرأس ، وحتى الجانب الإنسي ، على طبق المتزايدة. إزالة الحاجز بعناية لفضح القرائن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان الطبق مع الأنسجة المركبة على خشبة المسرح تسجيل. محاذاة المرحلة بحيث يتم توسيط موقع التسجيل على القرائن تحت المجهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على خزان الهواء لإيصال الهواء إلى السطح ترطيب المحارة. موقف التسليم أنبوب الهواء بحيث يكون حوالي 10 ملم بعيدا عن مكان التسجيل. معدل التدفق ~ 600 مل / دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين مكبر للصوت للوضع DC (AC التضخيم سوف تحفز التحف في إشارة EOG) مع المنخفضة تمرير التصفية في 1 كيلو هرتز ، وكسب في 100X. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جبل تسجيل وأقطاب المرجعية على micromanipulators. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انخفاض القطب المرجعية في البئر على الصحن وتغطية متزايدة مع الحل تعديل رينغر بحيث يتم توصيل كهربائيا على الأنسجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعناية أقل القطب تسجيل على سطح المحارة للبنك أو الثالث. وينبغي أن القطب بالكاد تلمس سطح الظهارة الشمية! عند القطب يأتي في اتصال مع ظهارة (أي اكتمال الدائرة الكهربائية) في الأساس على التوالي وسوف تظهر في الذبذبات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق زجاجة الرائحة إلى ميناء جنب على تسليم أنبوب الهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> على الكمبيوتر ، والشروع في وضع بروتوكول التحفيز. يجب أن معدل أخذ العينات للحصول على البيانات هو 2 كيلو هرتز أو أعلى. يقوم البرنامج يؤدي الى نبض الرائحة ويبدأ التسجيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويجوز للبروتوكول نموذجي يكون التحفيز نبض مدة 100 مللي ثانية واحدة ، المقترنة 100 ميللي ثانية البقول مفصولة فاصل زمني 1 ثانية ، أو 10 ثانية ، نبض المستدام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح لبعض الوقت بين بروتوكولات بحيث يتم تكييف الحد الأدنى من الأنسجة. دقيقة واحدة كافية لتركيز السائل من خلات الأميل وheptaldehyde تصل إلى 10 م -3 ؛ في تركيزات أعلى سماح 5 دقائق. بعد تسليم تركيزات عالية رائحة (مثل في نهاية منحنى الاستجابة للجرعة) قد تبقى رائحة متبقية في أنبوب. غسل أنبوب الهواء مع الايثانول 95 ٪ وجافة قبل المستمر مع عينات من الأنسجة الإضافية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مسجل المحاور البرنامج يوفر أدوات لقياس البارامترات الرئيسية للإشارة EOG. معلمات تشمل هذه السعة ردا على ذلك ، الكمون ، والوقت الى ذروتها ، والثوابت وقت الانهاء. قد يكون من المرغوب فيه لتصفية آثار رقميا عند 25 هرتز قبل إجراء مزيد من التحليل. </li></ol> ممثل النتائج <img src="/files/ftp_upload/1850/1850fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. معلمات EOG التحليل. المعلمات العديد من EOG مفيدة بشكل خاص للمقارنة بين ردود الفئران ، بما في ذلك السعة ردا على ذلك ، والكمون (الوقت بين عند إدارة التحفيز ويبدأ الاستجابة) ، وارتفاع الوقت (الوقت بين بداية للاستجابة وذروة) ، ومرة ​​إلى الذروة (الوقت من بدء التحفيز إلى ذروة الاستجابة) ، والوقت ثابت إنهاء (τ ، التي تحددها المناسب للمرحلة اضمحلال الرد على المعادلة الأسية واحد ). للمقارنة بين المعلمات الحركية مثل الكمون ، والوقت الارتفاع ، والوقت ثابت الإنهاء ، فإنه من المستحسن لتطبيع السعة القصوى للردود قبل التحليل. <img src="/files/ftp_upload/1850/1850fig2.jpg" alt="الشكل 2" /> الشكل 2. ممثل EOG إشارات بموجب بروتوكولات مختلفة التحفيز (أ) أمثلة على EOGs من ماوس ردا على التحفيز مع زيادة تركيزات خلات الأميل. خط أسود في أعلى لوحة تدل على توقيت ومدة التحفيز الرائحة. التركيزات في الأسطورة هي تركيز المحلول السائل. (ب) بالنسبة لمتوسط ​​الاستجابة للجرعة من خمسة فئران. أشرطة الخطأ وفترات الثقة 95 ٪. ويلاحظ في كثير من الأحيان انخفاض في السعة الذروة رائحة بتركيزات عالية جدا. (ج) مثال EOG ردا على التحفيز إقران النبض. نبضة واحدة قصيرة من الرائحة تثير تكيف دائم لعدة ثوان. (د) استمرار مثال EOG ردا على التحفيز - 10 ثوانى الرائحة. وتظهر الحساسية EOG الرائحة أثناء العرض المستمر.

<ol>
	<li>Ottoson, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+the+electrical+activity+of+the+olfactory+epithelium.">Analysis of the electrical activity of the olfactory epithelium.</a> Acta Physiologica Scandinavica. 35, 1-83 (1956).</li><li>Scott, J. W., Scott-Johnson, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+electroolfactogram:+a+review+of+its+history+and+uses.">The electroolfactogram: a review of its history and uses.</a> Microsc Res Tech. 58, 152-160 (2002).</li><li>Brunet, L. J., Gold, G. H., Ngai, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=General+anosmia+caused+by+a+targeted+disruption+of+the+mouse+olfactory+cyclic+nucleotide-gated+cation+channel.">General anosmia caused by a targeted disruption of the mouse olfactory cyclic nucleotide-gated cation channel.</a> Neuron. 17, 681-693 (1996).</li><li>Belluscio, L., Gold, G. H., Nemes, A., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mice+deficient+in+G(olf)+are+anosmic.">Mice deficient in G(olf) are anosmic.</a> Neuron. 20, 69-81 (1998).</li><li>Zhao, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+expression+of+a+mammalian+odorant+receptor.">Functional expression of a mammalian odorant receptor.</a> Science. 279, 237-242 (1998).</li><li>Wong, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disruption+of+the+type+III+adenylyl+cyclase+gene+leads+to+peripheral+and+behavioral+anosmia+in+transgenic+mice.">Disruption of the type III adenylyl cyclase gene leads to peripheral and behavioral anosmia in transgenic mice.</a> Neuron. 27, 487-497 (2000).</li><li>Munger, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+role+of+the+CNGA4+channel+subunit+in+Ca2+-calmodulin-dependent+odor+adaptation.">Central role of the CNGA4 channel subunit in Ca2+-calmodulin-dependent odor adaptation.</a> Science. 294, 2172-2175 (2001).</li><li>Michalakis, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+CNGB1+protein+leads+to+olfactory+dysfunction+and+subciliary+cyclic+nucleotide-gated+channel+trapping.">Loss of CNGB1 protein leads to olfactory dysfunction and subciliary cyclic nucleotide-gated channel trapping.</a> J Biol Chem. 281, 35156-35166 (2006).</li><li>Buiakova, O. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+marker+protein+(OMP)+gene+deletion+causes+altered+physiological+activity+of+olfactory+sensory+neurons.">Olfactory marker protein (OMP) gene deletion causes altered physiological activity of olfactory sensory neurons.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 93, 9858-9863 (1996).</li><li>Nickell, W. T., Kleene, N. K., Gesteland, R. C., Kleene, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+chloride+accumulation+in+olfactory+epithelium+of+mice+lacking+NKCC1.">Neuronal chloride accumulation in olfactory epithelium of mice lacking NKCC1.</a> J Neurophysiol. 95, 2003-2006 (2006).</li><li>Song, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+CNG+channel+desensitization+by+Ca2+/CaM+via+the+B1b+subunit+affects+response+termination+but+not+sensitivity+to+recurring+stimulation.">Olfactory CNG channel desensitization by Ca2+/CaM via the B1b subunit affects response termination but not sensitivity to recurring stimulation.</a> Neuron. 58, 374-386 (2008).</li><li>Cygnar, K. D., Zhao, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphodiesterase+1C+is+dispensable+for+rapid+response+termination+of+olfactory+sensory+neurons.">Phosphodiesterase 1C is dispensable for rapid response termination of olfactory sensory neurons.</a> Nat Neurosci. 12, 454-462 (2009).</li><li>Kleene, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+electrochemical+basis+of+odor+transduction+in+vertebrate+olfactory+cilia.">The electrochemical basis of odor transduction in vertebrate olfactory cilia.</a> Chem Senses. 33, 839-859 (2008).</li><li>Chen, S., Lane, A. P., Bock, R., Leinders-Zufall, T., Zufall, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blocking+adenylyl+cyclase+inhibits+olfactory+generator+currents+induced+by+"IP(3)-odors".">Blocking adenylyl cyclase inhibits olfactory generator currents induced by "IP(3)-odors".</a> J Neurophysiol. 84, 575-5780 (2000).</li><li>Pinato, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroolfactogram+responses+from+organotypic+cultures+of+the+olfactory+epithelium+from+postnatal+mice.">Electroolfactogram responses from organotypic cultures of the olfactory epithelium from postnatal mice.</a> Chem Senses. 33, 397-404 (2008).</li><li>Ezeh, P. I., Davis, L. M., Scott, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+distribution+of+rat+electroolfactogram.">Regional distribution of rat electroolfactogram.</a> J Neurophysiol. 73, 2207-2220 (1995).</li><li>Scott-Johnson, P. E., Blakley, D., Scott, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+air+flow+on+rat+electroolfactogram.">Effects of air flow on rat electroolfactogram.</a> Chem Senses. 25, 761-768 (2000).</li></ol>

وقد تم التعامل مع الفئران والموت الرحيم مع الأساليب المعتمدة من قبل لجان رعاية الحيوان واستخدم من جامعة جونز هوبكنز.

مع الإعداد الموصوفة في هذا البروتوكول ، فإن الرائحة المحفزات على سطح الظهارة الشمية تكون متسقة بين الاستعدادات الأنسجة ، والسماح للمقارنة بين الانواع البرية وفئرانا معدلة وراثيا ، على الرغم من تركيز الرائحة الدقيق والديناميات غير معروفة. عوامل عدة ، لا سيما الموقع وتسجيل معدل تدفق الهواء مرطب ، تسبب تغيرات في EOG. وينبغي الحرص على سجل من مواقف مشابهة على المحارة نفسها للحد من التباين. يمكن بسهولة يمكن تحقيق ذلك من خلال تسجيل باستمرار من الجانب نفسه من الرأس والحفاظ على البصمة من المجهر ، ورائحة أنبوب التسليم ، وmicromanipulators على الطاولة دون تغيير الهواء بين عينات الأنسجة. بالإضافة ، يجب أن عينات الأنسجة على الفور وضعت في مجرى الهواء مرطب بعد تشريح لمنع جفاف المفرط للنسيج. ويمكن أيضا تسجيلات EOG على الفئران أن تنفذ مع جهاز نضح السائل على استعداد الماوس القرائن 7 ، 14 ، 15 ، أو من خلال ترك الرأس سليمة وإدخال القطب الى حفر حفرة صغيرة فوق القرائن 16 و 17. كل الاختلاف من تسجيل EOG وقوتها الخاصة : الهواء مرحلة التسجيلات على الاستعدادات الأنسجة كما هو موضح في هذا البروتوكول يتطلب الحد الأدنى من الإعداد وهي الاسهل في السلوك ؛ التسجيلات باستخدام جهاز نضح السوائل تسهيل استخدام الكواشف الدوائية ، على الرغم من أن طبيعة مسعور من odorants العديد من تعقيد التسليم رائحة ؛ أخيرا ، يمكن استخدام التسجيلات التي تركت سليمة في الرأس &quot;مصطنعة شم&#39; التجارب ، على الرغم من موضع القطب هو أكثر صعوبة مما كانت عليه عندما يتم كشفها بالكامل القرائن.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Air delivery tube</td>
<td>equipment</td>
<td>Custom fabricated</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>The barrel of a 1-mL syringe with a T-fitting can be used as a substitute</td>
</tr>
<tr>
<td>Air table</td>
<td>equipment</td>
<td>Newport</td>
<td>LW3030B-OPT</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Amplifier</td>
<td>equipment</td>
<td>Warner</td>
<td>DP-301</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Computer and Data Acquisition Software</td>
<td>equipment</td>
<td>Axograph 4.9.2 on Apple Macintosh</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Updated versions of Axograph for Mac OS X and Windows are available from http://axographx.com/.</td>
</tr>
<tr>
<td>Butane torch</td>
<td>equipment</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>A cr&egrave;me br&ucirc;l&egrave;e torch works well</td>
</tr>
<tr>
<td>Digitizer</td>
<td>equipment</td>
<td>Axon Instruments</td>
<td>Digidata 1322A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dissecting Scope</td>
<td>equipment</td>
<td>Scienscope</td>
<td>SSZ</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Electrode holder</td>
<td>equipment</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>64-1021</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Magnetic Holding Devices (12 mm)</td>
<td>equipment</td>
<td>World Precision Instruments</td>
<td>M10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Micromanipulators</td>
<td>equipment</td>
<td>World Precision Instruments</td>
<td>M3301R M3301L</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Micropipette Puller</td>
<td>equipment</td>
<td>Sutter Instrument Co.</td>
<td>P2000</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Oscilloscope</td>
<td>equipment</td>
<td>Tektronix </td>
<td>5110</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Picospritzer III</td>
<td>equipment</td>
<td>Parker Instrumentation</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Silicone tubing</td>
<td>equipment</td>
<td>Nalge Nunc</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Specimen stage</td>
<td>equipment</td>
<td>Custom fabricated</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Any small solid object can be used to elevate the mounting dish. Immobilize the dish with modeling clay.</td>
</tr>
<tr>
<td>18 gage needles</td>
<td>material</td>
<td>Becton Dickinson</td>
<td>305195</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>2 oz. glass bottles</td>
<td>material</td>
<td>VWR International</td>
<td>16152-201</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glass capillaries</td>
<td>material</td>
<td>World Precision Instruments</td>
<td>TW150F-6</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Silicone stoppers size 16D</td>
<td>material</td>
<td>Chemware</td>
<td>D1069809</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Silver wire</td>
<td>material</td>
<td>World Precision Instruments</td>
<td>AGW1010</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>SylGuard 184</td>
<td>material</td>
<td>Dow Corning </td>
<td>SYLG184</td>
<td>From World Precision Instruments</td>
</tr>
<tr>
<td>Agarose</td>
<td>reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>15510-027</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Amyl acetate</td>
<td>reagent</td>
<td>Aldrich</td>
<td>W504009</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Calcium chloride (CaCl2)</td>
<td>reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>C-1016</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dimethyl sulfoxide (DMSO)</td>
<td>reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>D5879</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>HEPES</td>
<td>reagent</td>
<td>Fisher</td>
<td>BP310</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Heptaldehyde</td>
<td>reagent</td>
<td>Aldrich</td>
<td>H2120</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Magnesium chloride hexahydrate (MgCl2+6H2O)</td>
<td>reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>M9272</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sodium chloride (NaCl)</td>
<td>reagent</td>
<td>JT Baker</td>
<td>3624-05</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>flowmeter</td>
<td>equipment</td>
<td>Gilmont</td>
<td>GF-2260</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

analyzing responses of mouse olfactory sensory neurons using the air-phase electroolfactogram recording

الحيوانات تعتمد على حاسة الشم لسلوكيات الكثير من الحرج ، مثل العثور على مصادر الغذاء وتجنب الحيوانات المفترسة ، وتحديد conspecifics عن التزاوج والتفاعلات الاجتماعية الأخرى. وelectroolfactogram (EOG) هي طريقة تسجيل بالمعلومات وسهل السلوك ، ويمكن الاعتماد عليها لتعمل فحص حاسة الشم عند مستوى الظهارة الشمية. منذ 1956 وصفا للEOG بواسطة Ottoson في الضفادع 1 ، وقد تم تطبيق تسجيل EOG في الفقاريات بما في ذلك العديد من السلمندر والأرانب والجرذان والفئران والبشر (استعرضها سكوت وسكوت جونسون ، 2002 ، المرجع 2). وقد أذكت التطورات الحديثة في مجال التعديل الوراثي في ​​الفئران الفائدة في تسجيل EOG الفسيولوجية لتوصيف وظيفة حاسة الشم في خارج تدق وتدق في الفئران. وقد تم تطبيقها بنجاح تسجيلات EOG للتدليل على الدور المركزي للالشمية مكونات نقل الإشارة 3-8 ، ومؤخرا لتوصيف مساهمة آليات تنظيمية معينة لردود OSN 12/09. الكشف عن الرائحة يحدث على سطح الظهارة الشمية على أهداب OSNs من حيث تتالي تنبيغ الإشارة يؤدي إلى فتح قنوات ايون ، وتوليد الحالية التي تصب في وأهداب الغشاء depolarizes 13. وEOG هو السلبية المحتملة المسجلة خارج الخلية على سطح الظهارة الشمية على تحفيز الرائحة الناتجة عن محصلة للتغيرات المحتملة التي تنجم عن استجابة OSNs الفردية في مجال تسجيل 2. مقارنة بين السعة وحركية من EOG بالتالي توفير معلومات قيمة حول كيفية التعديل الجيني والتلاعب تجريبية أخرى تؤثر على الإشارات الجزيئية الكامنة وراء الاستجابة لOSN الرائحة. نحن هنا وصفا للتسجيل EOG الهواء المرحلة على إعداد القرائن الماوس الشمية. لفترة وجيزة ، وبعد التضحية الماوس يتعرض لها القرائن التي تتوسط الشمية الرأس على طول خط الوسط وإزالة الحاجز. ثم يتم وضع إعداد المحارة في الإعداد التسجيل ، ويتم وضع قطب كهربائي في تسجيل سطح الظهارة الشمية على واحدة من القرائن وسطي. متصلا كهربائيا القطب إشارة إلى النسيج من خلال حل العازلة. هو في مهب تيار مستمر من الهواء مرطب على سطح البشرة لإبقائها رطبة. هو ينفخ بخار الحلول الرائحة في تيار من الهواء مرطب لتحفيز ظهارة. يتم تسجيل الاستجابات والرقمية لمزيد من التحليل.

Watch this Scientific Journal Video about Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording at JoVE.com

Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording

وelectroolfactogram (EOG) هو تسجيل بالمعلومات ، طريقة سهلة لقواعد السلوك ، وموثوق بها لتقييم وظيفة حاسة الشم عند مستوى الظهارة الشمية. يصف هذا البروتوكول على إعداد تسجيل ، والماوس إعداد الأنسجة ، وجمع البيانات وتحليل البيانات الأساسية.

تحليل الردود من الخلايا العصبية الحسية الشمية ماوس باستخدام تسجيل Electroolfactogram الهواء المرحلة

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and ...

analyzing-responses-mouse-olfactory-sensory-neurons-using-air-phase

Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.4K Views.  Johns Hopkins University. وelectroolfactogram (EOG) هو تسجيل بالمعلومات ، طريقة سهلة لقواعد السلوك ، وموثوق بها لتقييم وظيفة حاسة الشم عند مستوى الظهارة الشمية. يصف هذا البروتوكول على إعداد تسجيل ، والماوس إعداد الأنسجة ، وجمع البيانات وتحليل البيانات الأساسية.

Video: Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the olfactory bulb (OB). The molecular mechanisms of OSN axon growth and targeting are not well understood. Manipulating gene expression and subsequent 
visualizing of single OSN axons and their terminal arbor morphology have thus far been challenging. To study gene function at the single cell level within a specified 
time frame, we developed a lentiviral based technique to manipulate gene expression in OSNs in vivo. Lentiviral particles are delivered to OSNs by microinjection 
into the olfactory epithelium (OE). Expression cassettes are then permanently integrated into the genome of transduced OSNs. Green fluorescent protein expression 
identifies infected OSNs and outlines their entire morphology, including the axon terminal arbor. Due to the short turnaround time between microinjection and 
reporter detection, gene function studies can be focused within a very narrow period of development. With this method, we have detected GFP expression within as 
few as three days and as long as three months following injection. We have achieved both over-expression and shRNA mediated knock-down by lentiviral microinjection. 
This method provides detailed morphologies of OSN cell bodies and axons at the single cell level in vivo, and thus allows characterization of candidate gene function 
during olfactory development.

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

We present a lentiviral technique for genetic manipulation and visualization of single olfactory sensory neuron axon and its terminal arborization in vivo.

الفيروسة البطيئة بوساطة التلاعب الجيني والتخيل من العصبونات الحسية الشمية في الجسم الحي</em

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the ...

Flash Photolysis of Caged Compounds in the Cilia of Olfactory Sensory  Neurons

Photolysis of caged compounds allows the production of rapid and localized increases in the concentration of various physiologically active compounds1. Caged compounds are molecules made physiologically inactive by a chemical cage that can be broken by a flash of ultraviolet light. Here, we show how to obtain patch-clamp recordings combined with photolysis of caged compounds for the study of olfactory transduction in dissociated mouse olfactory sensory neurons. The process of olfactory transduction (Figure 1) takes place in the cilia of olfactory sensory neurons, where odorant binding to receptors leads to the increase of cAMP that opens cyclic nucleotide-gated (CNG) channels2. Ca entry through CNG channels activates Ca-activated Cl channels. We show how to dissociate neurons from the mouse olfactory epithelium3 and how to activate CNG channels or Ca-activated Cl channels by photolysis of caged cAMP4 or caged Ca5. We use a flash lamp6,7 to apply ultraviolet flashes to the ciliary region to uncage cAMP or Ca while patch-clamp recordings are taken to measure the current in the whole-cell voltage-clamp configuration8-11.

Photolysis of caged compounds allows the production of rapid and localized increases in the concentration of various physiologically active compounds. Here, we show how to obtain patch-clamp recordings combined with photolysis of caged cAMP or caged Ca for the study of olfactory transduction in dissociated mouse olfactory sensory neurons.

فلاش التحلل الضوئي للمركبات محبوس في سيليا من العصبونات الحسية الشمية

Photolysis of caged compounds allows the production of rapid and localized increases in the concentration of various physiologically active compounds1. ...

Odorant-induced Responses Recorded from Olfactory Receptor Neurons using the Suction Pipette Technique

Animals sample the odorous environment around them through the chemosensory systems located in the nasal cavity. Chemosensory signals affect complex behaviors such as food choice, predator, conspecific and mate recognition and other socially relevant cues. Olfactory receptor neurons (ORNs) are located in the dorsal part of the nasal cavity embedded in the olfactory epithelium. These bipolar neurons send an axon to the olfactory bulb (see Fig. 1, Reisert &amp; Zhao1, originally published in the Journal of General Physiology) and extend a single dendrite to the epithelial border from where cilia radiate into the mucus that covers the olfactory epithelium. The cilia contain the signal transduction machinery that ultimately leads to excitatory current influx through the ciliary transduction channels, a cyclic nucleotide-gated (CNG) channel and a Ca2+-activated Cl- channel (Fig. 1). The ensuing depolarization triggers action potential generation at the cell body2-4.
In this video we describe the use of the "suction pipette technique" to record odorant-induced responses from ORNs. This method was originally developed to record from rod photoreceptors5 and a variant of this method can be found at jove.com modified to record from mouse cone photoreceptors6. The suction pipette technique was later adapted to also record from ORNs7,8. Briefly, following dissociation of the olfactory epithelium and cell isolation, the entire cell body of an ORN is sucked into the tip of a recording pipette. The dendrite and the cilia remain exposed to the bath solution and thus accessible to solution changes to enable e.g. odorant or pharmacological blocker application. In this configuration, no access to the intracellular environment is gained (no whole-cell voltage clamp) and the intracellular voltage remains free to vary. This allows the simultaneous recording of the slow receptor current that originates at the cilia and fast action potentials fired by the cell body9. The difference in kinetics between these two signals allows them to be separated using different filter settings. This technique can be used on any wild type or knockout mouse or to record selectively from ORNs that also express GFP to label specific subsets of ORNs, e.g. expressing a given odorant receptor or ion channel.

Olfactory receptor neurons (ORNs) convert odor signals first into a receptor current that in turn triggers action potentials that are conveyed to second order neurons in the olfactory bulb. Here we describe the suction pipette technique to record simultaneously the odorant-induced receptor current and action potentials from mouse ORNs.

الرائحة التي يسببها الردود المسجلة من الخلايا العصبية مستقبلات الشم باستخدام تقنية شفط الماصة

Animals sample the odorous environment around them through the chemosensory systems located in the nasal cavity. Chemosensory signals affect complex ...

Intracellular Recording, Sensory Field Mapping, and Culturing Identified Neurons in the Leech, Hirudo medicinalis

The freshwater leech, Hirudo medicinalis, is a versatile model organism that has been used to address scientific questions in the fields of neurophysiology, neuroethology, and developmental biology. The goal of this report is to consolidate experimental techniques from the leech system into a single article that will be of use to physiologists with expertise in other nervous system preparations, or to biology students with little or no electrophysiology experience. We demonstrate how to dissect the leech for recording intracellularly from identified neural circuits in the ganglion. Next we show how individual cells of known function can be removed from the ganglion to be cultured in a Petri dish, and how to record from those neurons in culture. Then we demonstrate how to prepare a patch of innervated skin to be used for mapping sensory or motor fields. These leech preparations are still widely used to address basic electrical properties of neural networks, behavior, synaptogenesis, and development. They are also an appropriate training module for neuroscience or physiology teaching laboratories.

Intracellular Recording, Sensory Field Mapping, and Culturing Identified Neurons in the Leech, Hirudo medicinalis

This article describes three nervous system preparations using leeches: intracellular recording from neurons in ventral ganglia, culturing neurons from ventral ganglia, and recording from a patch of innervated skin to map sensory fields.

تسجيل داخل الخلايا، الحسي الميداني رسم الخرائط، والخلايا العصبية التي تم تحديدها في المستنزف، العلقة الطبية</i

The freshwater leech, Hirudo medicinalis, is a versatile model organism that has been used to address scientific questions in the fields of ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

كله من جبل Immunolabeling الشم مستقبلات الخلايا العصبية في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; الهوائي

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

Recording Light-evoked Postsynaptic Responses in Neurons in Dark-adapted, Mouse Retinal Slice Preparations Using Patch Clamp Techniques

The retina is the gateway to the visual system. To understand visual signal processing mechanisms, we investigate retinal neural network functions. Retinal neurons in the network comprise of numerous subtypes. More than 10 subtypes of bipolar cells, ganglion cells, and amacrine cells have been identified by morphological studies. Multiple subtypes of retinal neurons are thought to encode distinct features of visual signaling, such as motion and color, and form multiple neural pathways. However, the functional roles of each neuron in visual signal processing are not fully understood. The patch clamp method is useful to address this fundamental question. Here, a protocol to record light-evoked synaptic responses in mouse retinal neurons using patch clamp recordings in dark-adapted conditions is provided. The mouse eyes are dark-adapted O/N, and retinal slice preparations are dissected in a dark room using infrared illumination and viewers. Infrared light does not activate mouse photoreceptors and thus preserves their light responsiveness. Patch clamp is used to record light-evoked responses in retinal neurons. A fluorescent dye is injected during recordings to characterize neuronal morphological subtypes. This procedure enables us to determine the physiological functions of each neuron in the mouse retina.

We will demonstrate how to prepare retinal slices from the mouse eye and record light responses in retinal neurons. The entire procedure is conducted in dark-adapted conditions.

تسجيل الخفيفة أثار-الردود بعد المشبكي في الخلايا العصبية في الظلام تكييفها، الاستعدادات ماوس الشبكية شريحة عن طريق تقنيات المشبك التصحيح

The retina is the gateway to the visual system. To understand visual signal processing mechanisms, we investigate retinal neural network functions. ...

Perforated Patch-clamp Recording of Mouse Olfactory Sensory Neurons in Intact Neuroepithelium: Functional Analysis of Neurons Expressing an Identified Odorant Receptor

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of olfactory-driven behaviors and their modulation. These coding properties depend heavily on the initial interaction between odor molecules and the olfactory receptor (OR) expressed in the OSNs. The identity, specificity and ligand spectrum of the expressed OR are critical. The probability to find the ligand of the OR expressed in an OSN chosen randomly within the epithelium is very low. To address this challenge, this protocol uses genetically tagged mice expressing the fluorescent protein GFP under the control of the promoter of defined ORs. OSNs are located in a tight and organized epithelium lining the nasal cavity, with neighboring cells influencing their maturation and function. Here we describe a method to isolate an intact olfactory epithelium and record through patch-clamp recordings the properties of OSNs expressing defined odorant receptors. The protocol allows one to characterize OSN membrane properties while keeping the influence of the neighboring tissue. Analysis of patch-clamp results yields&#160;a precise quantification of ligand/OR interactions, transduction pathways and pharmacology, OSNs&#39; coding properties and their modulation at the membrane level.&#160;

Analyzing the physiological properties of olfactory sensory neurons still faces technical limitations. Here we record them through perforated patch-clamp in an intact preparation of the olfactory epithelium in gene-targeted mice. This technique allows the characterization of membrane properties and responses to specific ligands of neurons expressing defined olfactory receptors.

مثقب تسجيل التصحيح، المشبك من الماوس العصبونات الحسية الشمية في الظهارة العصبية السليمة: التحليل الوظيفي من الخلايا العصبية التي تم تحديدها إبداء الرائحة مستقبلات

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of ...

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

باستخدام Sensillum واحدة تسجيل لكشف الردود الشم العصبية من بق الفراش لSemiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an excellent model system for such investigations due to its complex behaviors, powerful genetic techniques, and compact nervous system. Laboratory behavioral assays have long been used with Drosophila to simulate properties of the natural environment and study the neural mechanisms underlying the corresponding behaviors (e.g. phototaxis, chemotaxis, sensory learning and memory)1-3. With the recent availability of large collections of transgenic Drosophila lines that label specific neural subsets, behavioral assays have taken on a prominent role to link neurons with behaviors4-11. Versatile and reproducible paradigms, together with the underlying computational routines for data analysis, are indispensable for rapid tests of candidate fly lines with various genotypes. Particularly useful are setups that are flexible in the number of animals tested, duration of experiments and nature of presented stimuli. The assay of choice should also generate reproducible data that is easy to acquire and analyze. Here, we present a detailed description of a system and protocol for assaying behavioral responses of Drosophila flies in a large four-field arena. The setup is used here to assay responses of flies to a single olfactory stimulus; however, the same setup may be modified to test multiple olfactory, visual or optogenetic stimuli, or a combination of these. The olfactometer setup records the activity of fly populations responding to odors, and computational analytical methods are applied to quantify fly behaviors. The collected data are analyzed to get a quick read-out of an experimental run, which is essential for efficient data collection and the optimization of experimental conditions.

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

We describe here a behavioral setup and data analysis method for assaying olfactory responses of up to 100 vinegar flies (Drosophila melanogaster). This system may be used with single or multiple olfactory stimuli, and adaptable for optogenetic activation or silencing of neuronal subsets.

السلوكيات حاسة الشم يعاير التي تتبع الكمبيوتر<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; في Olfactometer أربعة رباعي

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

رباعية المناعية من لمبة الشمية لتصور رموز حسية أكسون الجزيئية الحسية

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...