فإن الكتاب أود أن أشكر التالية لتمويل هذا العمل: السخي بدء الأموال من قسم الهندسة الطبية الحيوية في جامعة واشنطن، وهو مركز العلوم العصبية ماكدونيل لأنظمة المنح، ومكتب بحوث البحرية منحة (المنح #: N000141210089) إلى BR

1. إعداد رائحة و التوصيل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمييع حلول رائحة في الزيوت المعدنية من حيث الحجم لتحقيق مستوى تركيز المطلوب. تخزين خليط 20 مل من الزيوت المعدنية والرائحة في زجاجة والزجاج 60 مل. إدراج الإبر المحاقن اثنين الى سدادة مطاطية (قياس 19)، واحدة من أسفل والأخرى من أعلى، لتوفير مدخل ومخرج خط. ختم زجاجة مع سدادة مطاطية وهذا إرفاق مصممة خصيصا الكربون المنشط تصفية لمدخل خط (الشكل 1A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم تصفية الكربون باستخدام اثنين من الحقن مل 6. قطع الحقن في نصف نهاية وتجاهل الغواص. ملء كل القطع المتبقية مع القطن والفحم المنشط قبل ربطها معا باستخدام انكماش الأنابيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل خط مخرج من القمقم رائحة (باستخدام أنابيب البولي ايثيلين، ID 0،86 ملم) إلى أنبوب بلاستيكي (Nalgene FEP الأنابيب، ID 5.8 ملم) التي تزود تدفق الهواء المستمر عبر الهوائي (1B الشكل </stرونغ&gt;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المباشرة الكربون تصفيتها، جفف الهواء (الغاز الناقل؛ تدفق معدل، 0.75 لتر / دقيقة) نحو الجراد باستخدام أنبوب بلاستيكي يوضع داخل سم قليل من الهوائي الجراد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحفيز رائحة وتهجير وحدة تخزين ثابتة (0.1 لتر / دقيقة) من فراغ الرأس ثابت فوق حل رائحة في زجاجة. ويتحقق هذا عن طريق حقن مبلغ مساو من الهواء في زجاجة جفف باستخدام مضخة بيكو (WPI، PV-820). يتم توجيه الأبخرة من الزجاجة رائحة من خلال خط الأنبوب منفذ على تدفق الهواء (1B الشكل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة رائحة أبخرة تسليمها عن طريق وضع قمع فراغ ~ 10 سم خلف الهوائي الجراد. </li></ol> 2. إعداد الهوائي لتسجيل Sensillum الجراد واحدة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد الجراد الشباب والكبار من كلا الجنسين مع أجنحة بالكامل نمت، ولكن قبل مرحلة التزاوج من مستعمرة المزدحمة. لكبح الجراد، بتر ساقيه 1. ختم مواقع بتر الأنسجة بمادة لاصقة (Vetbond، 3M). آمنة رانه الجراد إلى غرفة مصممة خصيصا باستخدام قطعة صغيرة من الشريط الكهربائية رايات حول الصدر والخمسين (الشكل 2A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت المجهر تشريح، وجعل الأخدود الضحلة في منهاج الشمع (الشكل 2A) لوضع الهوائي. وضع الهوائي في الأخدود واستقرار ذلك باستخدام الشمع في الباتيك طرفي الهوائي (الشكل 2B، يتم استخدام electrowaxer للذوبان الشمع). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اضافة الى وجود القطب الأرض (chlorided الأسلاك الفضية) في الصدر (~ 1 سم بعيدا عن الرأس). استخدام الباتيك الشمع لختم كل موقع مع الاستمرار على شق الأرض في مكان الأسلاك (الشكل 2A). </li></ol> 3. واحد تسجيل Sensillum لرصد رائحة أثار ردود من الخلايا العصبية مستقبلات الشم (ORNs) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الهوائي الجراد استقرت تحت stereomicroscope (لايكا M205C) على طاولة الاهتزاز العزلة (TMC) (الشكل 3A). تأكد من أن قاعدة sensillum تسجيل واضحلاي مرئية (الشكل 3B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مجتذب micropipette (سوتر P-1000) لصنع أقطاب الزجاج (3-10 مقاومة عند MΩ مليئة المالحة الجراد 9، تلميح ميكرومتر قطرها 1-3) باستخدام أنبوب زجاجي البورسليكات الشعرية (OD 1.2 مم، ID 0،69 ملم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع قطب كهربائي في الزجاج حامل micropipette التي يتم تركيبها على الآلية مياداة مجهرية (سوتر MP-285). إدراج بلطف القطب في قاعدة لsensillum (الشكل 3B). لاحظ أن كل sensillum يمكن أن تحتوي على 3-50 في ORNs الجراد 10. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تضخيم إشارة (10،000 مرات) باستخدام مكبر للصوت AC (العشب P-55). تصفية الإشارة بين 0،3 حتي 10،0 كيلوهرتز واكتساب بمعدل كيلو هرتز أخذ العينات 15 (الشكل 3D) باستخدام نظام الحصول على البيانات (ابفيف، PCI-MIO-16E-4 بطاقات دق؛ الصكوك الوطنية). </li></ol> 4. الجراد إجراء تشريح للوب Antennal والتسجيلات الجسم الفطر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اتبع restrainiإجراءات نانوغرام كما هو موضح في القسم 2.1. وضع الجراد في غرفة مصمم خصيصا كما هو موضح في الشكل 4A وB. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ليروي المالحة أثناء وبعد العملية تشريح، وبناء كوب الشمع حول الرأس الجراد. يجب أن نبدأ كأس الشمع فوق أجزاء الفم، وتتجاوز عيون مركبة تشمل المنطقة بين الهوائيين كما هو موضح في الشكل 4C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للسماح للهوائيات لتمرير خلال كأس الشمع، وخلق الأنفاق الصغيرة في كلا الجانبين باستخدام البلاستيك (البولي ايثيلين) أنابيب (5 ملم طويلة، ID 0،86 ملم). تأكد من أن أنابيب بلاستيكية يمكن أن تنزلق من خلال كأس الشمع. ويتحقق هذا الأخير باستخدام طوقا المطاط التي يلتف بإحكام حول الأنبوب البلاستيك ولكن تعلق على كأس الشمع (الشكل 4C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام راتنجات الايبوكسي، ونعلق على قاعدة هوائيات إلى نهاية الجزء السفلي من الأنابيب البلاستيكية. تضمن هذه الخطوة التي عقدت في مكان الهوائيات حتى بعد المحيطةتتم إزالة بشرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على كأس مليئة الشمع محلول ملحي 9 من هذه اللحظة فصاعدا. تبدأ عن طريق إزالة منطقة وسط المستطيل بين الهوائيين (أطول جانب من المستطيل تتماشى مع محور الأمامي الخلفي). بعد ذلك، قم بإزالة بشرة في المناطق المجاورة من دون إزعاج أعين المجمع وبشرة في قاعدة الهوائي (الشكل 4D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط غرامة، وإزالة بلطف الحويصلات الهوائية والأجسام الدهنية المحيطة الدماغ. في نهاية هذه الخطوة، ينبغي الدماغ الجراد رؤيتها بوضوح (الشكل 4D). لاحظ أن تقع في مناطق الدماغ التي تعالج المعلومات الشمية (مع تصبغ أصفر فاتح) بين الهوائيين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في القناة الهضمية الجراد يعمل تحت الدماغ وعلى طول الجسم. لمنع حركة الأمعاء من زعزعة الاستقرار إعداد، وسحب بلطف المعى الأمامي وقطع عليه غرامة باستخدام مقص. جعل شق صغير في البطن فقطفوق المستقيم والأمعاء إزالة عن طريق سحب المعى المؤخر مع ملقط الخشنة. لمنع تسرب المياه المالحة، ربط البطن الأمامي على الفور إلى موقع شق مع الدرز المواضيع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام منصة صغيرة مصنوعة من أسلاك رقيقة مطلية بطبقة من الشمع غرامة لرفع الدماغ والاستقرار فيه 11 خلال الكهربية كما هو موضح في الشكل 4D. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تتناول الدماغ بواسطة الحشرات غمد رقيقة عازلة التي تحتاج إلى إزالة قبل التجارب. لdesheath الدماغ، وانتشار بلطف كمية صغيرة من انزيم (0،3-0،4 ملغ البروتيني، سيغما الدريتش) على سطح الدماغ باستخدام ملقط غرامة 9. بعد ق ~ 5-10 من تطبيق الانزيم، وشطف الدماغ تماما مع المياه المالحة. باستخدام ملقط غرامة فائقة بلطف جدا قرصة وسحب صعودا وغمد المسيل للدموع بعد ذلك فتح مواقع على تسجيل (AL MB و؛ هو مبين في الشكل 4E، F). </li></ol> 5. تسجيلات متعددة الوحدات من الفص Antennal ووفطر الجسم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع إعداد الجراد (الشكل 5A) تحت stereomicroscope علقت من موقف الازدهار وضعت على طاولة الاهتزاز العزلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على معدل ثابت نضح المياه المالحة (نحو 0.04 لتر / ساعة) في كافة مراحل التجربة. استخدام سلك الفضة chlorided مغمورة في كأس الشمع المالحة مليئة والقطب الأرض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للتسجيلات PN، استخدم 16-قناة السيليكون التحقيق (NeuroNexus تكنولوجيز، البند رقم A2x2-تيت-3MM-150-150-121-A16، 5B الشكل). قبل كل تجربة، بالكهرباء الأقطاب مع الذهب لتحقيق المعاوقات الكهربائية في مجموعة أوم 200-300. استخدام الدائرة هو موضح في الشكل 7 لالكهربائي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع القطب الكهربائي على مقربة من سطح الفص antennal وضعه برفق في الأنسجة باستخدام دليل مياداة مجهرية (WPI، M3301R) (الشكل 5D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقدم القطب في الخطوات 10 ~ ميكرومتر. الانتظار 2-3 دقائق في كل خطوة وتقييم اكتسابد إشارة الجودة. في موقع مثالي تسجيل، سيتم التقطت إشارات خارج الخلية من قبل قنوات متعددة تسجيل وسيكون لها عالية إشارة إلى نسبة الضوضاء (SNR&gt; 3-5 مرات الضوضاء SDS). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للتسجيلات KC، استخدم حسب الطلب tetrode الأسلاك الملتوية (الشكل 5C؛ خطوة بخطوة الإجراء تلفيق المعروضة في القسم 6). هذه الأقطاب بالكهرباء كما نوقش في الخطوة 5.3. وضع tetrode على سطح MB (الشكل 5E) كما يتم تقييد KC somata إلى الطبقة السطحية للMB 8. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويمكن إجراء كل PN والتسجيلات KC في وقت واحد من الجراد إعداد نفسه كما هو موضح في الشكل 5A تخطيطي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الانتظار على الأقل 15 دقيقة بعد العثور على موقع التسجيل للسماح استقرار الأقطاب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على جميع الإشارات خارج الخلية في 15 كيلوهرتز، فلتر بين 0،3-6 كيلو هيرتز، وتضخيم (10،000 مرات) باستخدام مكبر للصوت AC 16 قناة (علم الأحياء إلكترونيات تسوق؛ معهد كاليفورنيا للتكنولوجيا في باسادينا، كاليفورنيا) (الرقم 6A، B). </li></ol> 6. إجراءات لجعل ملتوية الكهربائي أسلاك للتسجيلات KC <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتصميم القطب متعددة الوحدات للتسجيلات KC، استخدم سلك معزول الكروم والنيكل (RO800، 0،0005 &quot;خيوط) 8. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا المطلوب ثمانية أقطاب ثم لف السلك حول قطعة طويلة من 10-15 سم 4 مرات من الورق المقوى. ويمكن تغطية نهايات الورق المقوى مع أنابيب بلاستيكية لمنع حواف قطع من السلك. في حين التفاف، تأكد من وجود الركود قليلا، ولكن تأكد من أن السلك ليس مشدود. التعامل مع الأسلاك بعناية لأنه يكسر بسهولة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مجموعة الأسلاك معا في الجزء العلوي من الورق المقوى واستخدام قطعة من الشريط (الشريط الزمن، T-534-RP) لتحميلهم معا. قطع فروع في الطرف الآخر. إزالة الأسلاك والخيوط مجموعة الأسلاك في نهاية قص وكذلك باستخدام قطعة أخرى من الشريط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام لوحة عيار شاكر (الحرارية العلمية، النموذج 4625Q)، الريح جدائل معا (~ 72 لفة / دقيقة لمدة 3دقيقة) لتشكيل سلك واحد الملتوية. ويمكن قص الجزء السفلي من خيوط ملصقة على لوحة عيار الدوار ويمكن قص الجزء العلوي الى وقفة الازدهار. خلال تصفية، ينبغي أن يكون السلك الركود قليلا، ولكن لا يكون مشدود. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذابة العزل مع بندقية الحرارة (يلر 6966C) التمسك فروع الفردية معا وتشكيل سلك واحد. يجب أن يمر بطيئا 3-4 (3-4 ثانية لكل منهما) على طول السلك يكون كافيا لتسخين وصهر خيوط معا. ثم حرر السلك من أسفل والسماح له للاسترخاء. تقليم الأسلاك بالقرب من طرفي لإزالة الشريط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج واحدة من نهاية السلك من خلال أنبوب 5-6 سم طويلة الزجاج، الشعرية (OD 1.0 ملم، ID 0،58 ملم). ندف بصرف النظر عن الأسلاك الملتوية في نهاية واحدة باستخدام الملقط غرامة وإزالة الطلاء من إحراق لفترة وجيزة جدا نهاية باستخدام اللهب. ويجب أن يتم هذه الخطوة بعناية؛ تعريض السلك إلى اللهب لفترة طويلة جدا سوف تتسبب في فروع متشابكة لإذابة و. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل بلطف فروع 8 على نهاية ملتهب علىالثانية جندى كل على حدة حبلا إلى مأخذ IC 8-دبوس. معطف أعلى مأخذ IC مع الايبوكسي لعقد الخيوط والزجاج الشعرية في المكان. أيضا وضع قطرة صغيرة من الايبوكسي في الطرف الآخر من شعري لعقد الأسلاك في مكانها (الشكل 5C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وأخيرا، وقطع طرف السلك بزاوية 45 درجة مع مقص كربيد حوالي 0.5 سم من الحافة الشعرية. </li></ol>

<ol>
	<li>Ache, B. W., Young, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction:+diverse+species,+conserved+principles.">Olfaction: diverse species, conserved principles.</a> Neuron. 48, 417-430 (2005).</li><li>Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+representations+of+odors+in+an+olfactory+network.">Temporal representations of odors in an olfactory network.</a> Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).</li><li>Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+identity+vs.+intensity+coding+in+an+olfactory+system.">Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system.</a> Neuron. 39, 991-1004 (2003).</li><li>Steven de Belle, J., Heisenberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Associative+odor+learning+in+Drosophila+abolished+by+chemical+ablation+of+mushroom+bodies.">Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies.</a> Science. 263, 692-695 (1994).</li><li>Cassenaer, S., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modulation+of+spike-timing-dependent+plasticity+for+olfactory+learning.">Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning.</a> Nature. 482, 47-52 (2012).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporally+diverse+firing+patterns+in+olfactory+receptor+neurons+underlie+spatiotemporal+neural+codes+for+odors.">Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors.</a> Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).</li><li>Perez-Orive, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillations+and+sparsening+of+odor+representations+in+the+mushroom+body.">Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body.</a> Science. 297, 359-365 (2002).</li><li>Naraghi, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant-induced+oscillations+in+the+mushroom+bodies+of+the+locust.">Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust.</a> The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).</li><li>Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fine+structure+and+distribution+of+antennal+sensilla+of+the+desert+locust,+Schistocerca+gregaria+(Orthoptera:+Acrididae).">Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae).</a> Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).</li><li>Burrows, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+Potentials+in+the+Central+Terminals+of+Locust+Proprioceptive+Afferents+Generated+by+Other+Afferents+from+the+Same+Sense+Organ.">Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ.</a> Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).</li><li>Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+noise+signature+to+optimize+spike-sorting+and+to+assess+neuronal+classification+quality.">Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality.</a> Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).</li><li>Mazor, O., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+dynamics+versus+fixed+points+in+odor+representations+by+locust+antennal+lobe+projection+neurons.">Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons.</a> Neuron. 48, 661-673 (2005).</li><li>Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-unit+recordings+reveal+context+dependent+modulation+of+synchrony+in+odor-specific+neural+ensembles.">Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles.</a> Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+Sensillum+Recordings+in+the+Insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J. Vis. Exp. (36), e1725 (2010).</li><li>Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+Encoding+of+Rapidly+Fluctuating+Odors.">Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors.</a> Neuron. 61, 570-586 (2009).</li><li>Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sparse+odor+representation+and+olfactory+learning.">Sparse odor representation and olfactory learning.</a> Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).</li><li>Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+network+dynamics+and+the+coding+of+multidimensional+signals.">Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals.</a> Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).</li><li>Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Encoding+a+temporally+structured+stimulus+with+a+temporally+structured+neural+representation.">Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation.</a> Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).</li><li>MacLeod, K., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+mechanism+for+synchronization+and+temporal+patterning+of+odor-encoding+neural+assemblies.">Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies.</a> Science. 274, 976-979 (1996).</li><li>Wehr, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+between+afferent+and+central+temporal+patterns+in+the+locust+olfactory+system.">Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system.</a> The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).</li><li>Moreaux, L., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimating+firing+rates+from+calcium+signals+in+locust+projection+neurons+in+vivo.">Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo.</a> Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).</li><li>Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+semi-in-vivo+preparation+for+optical+recording+of+the+insect+brain.">A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).</li><li>Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor-driven+attractor+dynamics+in+the+antennal+lobe+allow+for+simple+and+rapid+olfactory+pattern+classification.">Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification.</a> Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).</li><li>Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+Lobe+Processing+Correlates+to+Moth+Olfactory+Behavior.">Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior.</a> Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).</li><li>Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+Imaging+of+Odor-evoked+Responses+in+the+Drosophila+Antennal+Lobe.">Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe.</a> J. Vis. Exp. (61), e2976 (2012).</li><li>Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Representation+of+Primary+Plant+Odorants+in+the+Antennal+Lobe+of+the+Moth+Heliothis+virescens+Using+Calcium+Imaging.">Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging.</a> Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

المحفزات الحسية الأكثر إثارة ردود اندماجي التي يتم توزيعها عبر مجموعات من الخلايا العصبية. وبالتالي، رصد في وقت واحد متعدد الخلايا العصبية النشاط ضروري لفهم كيفية تحفيز محددة يتم تمثيل المعلومات ومعالجتها بواسطة الدوائر العصبية في الدماغ. هنا، لقد أثبتنا خارج الخل...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> اسم </td><td> شركة </td><td> كتالوج رقم </td><td> تعليقات </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> معدات الكهربية </td></tr><tr><td> AC مكبر للصوت </td><td> GRASS </td><td> نموذج P55 </td><td> للتسجيلات sensillum واحد </td></tr><tr><td> رصد الصوت (نموذج 3300) </td><td> نظم AM </td><td> 940000 </td><td></td></tr><tr><td> مصنوعة خصيصا 16 قناة ما قبل مكبر للصوت ومكبر للصوت </td><td> كال. التكنولوجيا. البيولوجيا إلكترونيات تسوق </td><td></td><td> لAL MB والتسجيلات </td></tr><tr><td> الحصول على البيانات وحدة </td><td> الصكوك الوطنية </td><td> BNC-2090 </td><td></td></tr><tr><td> الألياف البصرية ضوء </td><td> WPI </td><td> SI-72-8 </td><td> &lt;/ TD&gt; </tr><tr><td> مصدر الضوء 115 V </td><td> WPI </td><td> NOVA </td><td></td></tr><tr><td> دليل مياداة مجهرية </td><td> WPI </td><td> M3301R </td><td> للتسجيلات الدماغ الجراد </td></tr><tr><td> Stereomicroscope1 على موقف الازدهار </td><td> لايكا </td><td> M80 </td><td> للتسجيلات الدماغ الجراد </td></tr><tr><td> Stereomicroscope2 </td><td> لايكا </td><td> M205C </td><td> للتسجيلات sensillum واحد </td></tr><tr><td> الاهتزاز والعزل الجدول </td><td> TMC </td><td> سلسلة 63-500 </td><td></td></tr><tr><td> الآلية مياداة مجهرية </td><td> سوتر الآلات </td><td> MP285 / T </td><td></td></tr><tr><td> مرسمة الذبذبات </td><td> تكترونكس </td><td> TD2014B </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> الأقطاب الكهربائية / أدوات البناء &lt;/ TD&gt; </tr><tr><td> 16-قناة الكهربائي </td><td> NeuroNexus </td><td> A2x2-تيت-3MM-150-121 </td><td> للتسجيلات الفص antennal </td></tr><tr><td> الشعرية أنابيب البورسليكات مع شعيرات، ID 0،69 مم </td><td> سوتر الآلات </td><td> BF120-69-10 </td><td> لصنع أقطاب الزجاج </td></tr><tr><td> Micropipette مجتذب </td><td> سوتر الآلات </td><td> P-1000 </td><td></td></tr><tr><td> وظيفة المولد </td><td> متعدد مستودع </td><td> SG1639A </td><td> عن الذهب الطلاء أقطاب </td></tr><tr><td> الذهب حل الطلاء (غير السيانيد) </td><td> SIFCO صناعات </td><td> NC SPS 5355 </td><td></td></tr><tr><td> اختبار مقاومة </td><td> BAK إلكترونيات شركة </td><td> IMP-2 </td><td> عن الذهب الطلاء أقطاب </td></tr><tr><td> التبديل الروتاري </td><td> Electroswitch </td><td> C7D0123N </td><td> لجمع الذهبating الأقطاب </td></tr><tr><td> نبض المعزل </td><td> WPI </td><td> A365 </td><td> عن الذهب الطلاء أقطاب </td></tr><tr><td> س صاحب سلسلة القطب </td><td> وارنر الصكوك </td><td> 64-1091 </td><td></td></tr><tr><td> الفضة سلك 0،010 &quot;قطر </td><td> نظم AM </td><td> 782500 </td><td> الأرض الكهربائي </td></tr><tr><td> 8 دبوس مأخذ DIP IC </td><td> Digikey </td><td> ED90032-ND </td><td></td></tr><tr><td> الشعرية أنابيب البورسليكات مع شعيرات، ID 0،58 مم </td><td> وارنر الصكوك </td><td> 64-0787 </td><td> الملتوية بناء الأسلاك tetrode </td></tr><tr><td> الحرارة بندقية </td><td> يلر </td><td> 6966C </td><td></td></tr><tr><td> Rediohm-800 سلك </td><td> Kanthal الدقة تكنولوجيا </td><td> PF002005 </td><td></td></tr><tr><td> عيار وحة شاكر </td><td> الحراريةعلمي </td><td> 4625Q </td><td> التواء الأسلاك </td></tr><tr><td> كربيد مقص، 4.5 &quot; </td><td> البحوث الطبية الحيوية INSTR </td><td> 25-1000 </td><td> لقطع الأسلاك الملتوية tetrode </td></tr><tr><td> ملاقط نقطة غرامة </td><td> HECO </td><td> 91-EF5-SA </td><td> لإغاظة وبصرف النظر الأسلاك tetrode </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> رائحة التسليم </td></tr><tr><td> 6 مل حقنة </td><td> كيندال </td><td> 1180600777 </td><td> لمصممة خصيصا تصفية الكربون المنشط </td></tr><tr><td> رائحة زجاجات البني </td><td> الصياد </td><td> 08-912-165 </td><td></td></tr><tr><td> فحم </td><td> <a href="http://BuyActivatedCharcoal.com" target="_blank">BuyActivatedCharcoal.com</a> </td><td> GAC-48C </td><td></td></tr><tr><td> المجففة </td><td> Drierite </td><td> 23005 </td><td></td></tr><tr><td> Drierite الغاز تجفيف جرة </td><td> فيشر العلمية </td><td> 09-204 </td><td></td></tr><tr><td> أنبوب الانكماش الحراري </td><td> 3M </td><td> EPS-200 </td><td> إعداد رائحة تصفية </td></tr><tr><td> المحور تحت الجلد الألومنيوم إبرة، قياس 19 </td><td> كيندال </td><td> 8881-200136 </td><td> لتوفير مدخل ومخرج للخطوط زجاجات رائحة </td></tr><tr><td> الزيوت المعدنية </td><td> مالينكرودت كيماويات </td><td> 6357-04 </td><td> للتخفيف الرائحة </td></tr><tr><td> Nalgene أنابيب بلاستيكية، 890 FEP </td><td> الحرارية العلمية </td><td> 8050-0310 </td><td> لتوصيل الغاز الناقل </td></tr><tr><td> هوائي picopump </td><td> WPI </td><td> SYS-pv820 </td><td> تسليم رائحة </td></tr><tr><td> البولي ايثيلين أنابيب ID 0،86 مم </td><td> Intramedic </td><td> 427421 </td><td> لرائحة زجاجة مخرج connectiإضافات والمالحة أنابيب إسراف </td></tr><tr><td> سدادات </td><td> مختبر الصرفة </td><td> 97041 </td><td> لاغلاق زجاجات رائحة </td></tr><tr><td> الوقت الشريط </td><td> PDC </td><td> T-534-RP </td><td></td></tr><tr><td> أنابيب الأنبوب </td><td> كول-Parmer </td><td> 30600-66 </td><td></td></tr><tr><td> فراغ أنبوب </td><td> ماكماستر-كار </td><td> 5488K66 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> إعداد / تشريح </td></tr><tr><td> 100 × 15 مم طبق بتري </td><td> VWR الدولية </td><td> 89000-304 </td><td></td></tr><tr><td> 18 AWG الذين تقطعت بهم السبل الأسلاك النحاسية </td><td> لاب كابيل </td><td> 4510013 </td><td> يستخدم العزل الأسلاك ومقاطع المطاط </td></tr><tr><td> 22 AWG الذين تقطعت بهم السبل الأسلاك هوكوب </td><td> AlphaWire </td><td> 1551 </td><td> دماغمنصة </td></tr><tr><td> الباتيك الشمع </td><td> الجاكار قماش </td><td> 7946000 </td><td></td></tr><tr><td> محيط الأسنان الشمع </td><td> هنري شين-الأسنان </td><td> 6652151 </td><td></td></tr><tr><td> Electrowaxer </td><td> Almore الدولية </td><td> 66000 </td><td></td></tr><tr><td> الايبوكسي، 5 دقائق </td><td> PERMATEX </td><td> 84101 </td><td></td></tr><tr><td> مركز إبرة تحت الجلد الألومنيوم </td><td> كيندال </td><td> 8881-200136 </td><td></td></tr><tr><td> البروتيني من غريس المتسلسلة </td><td> سيغما الدريخ </td><td> P5147 </td><td> لdesheathing الدماغ الجراد </td></tr><tr><td> الموضوع خياطة غير معقمة </td><td> الصياد </td><td> NC9087024 </td><td> لربط البطن بعد إزالة الأمعاء </td></tr><tr><td> Vetbond </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td><td> لاغلاق صباحاputation المواقع </td></tr><tr><td> دومون # 1 ملقط (الخشنة) </td><td> WPI </td><td> 500335 </td><td></td></tr><tr><td> دومون # 5 ملقط التيتانيوم (غرامة) </td><td> WPI </td><td> 14096 </td><td></td></tr><tr><td> دومون # 5SF ملقط (فائقة غرامة) </td><td> WPI </td><td> 500085 </td><td> desheathing الدماغ الجراد </td></tr><tr><td> 10 سم تشريح مقص </td><td> WPI </td><td> 14393 </td><td> لإزالة الأرجل والأجنحة </td></tr><tr><td> Vannas مقص (غرامة) </td><td> WPI </td><td> 500086 </td><td> لإزالة إهاب، قطع المعى الأمامي </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> المالحة الوفرة </td></tr><tr><td> تمديد مع مجموعة منظم تدفق معدل </td><td> مور الطبية </td><td> 69136 </td><td> لتنظيم تدفق المياه المالحة </td></tr><tr><td> تعيين IV مع الإدارةY حقن موقع </td><td> مور الطبية </td><td> 73190 </td><td> لتنظيم تدفق المياه المالحة </td></tr></tbody></table>

multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (schistocerca americana) olfactory circuits

كشف وتفسير الإشارات الشمية حاسمة لبقاء العديد من الكائنات الحية. بشكل ملحوظ، والأنواع عبر حاسة الشم لديها نظم تظهر شعبة مماثلة لافت للنظر مما يشير إلى أن تم تحسين النهج البيولوجية الكيميائية إلى الاستشعار على مر الزمن التطوري 1. في النظام الشمي الحشرات، وtransduced odorants من الخلايا العصبية مستقبلات الشم (ORN) في الهوائي، التي تحول المحفزات الكيميائية في القطارات من إمكانات العمل. ثم يتم ترحيل المدخلات الحسية من ORNs إلى الفص antennal (AL؛ بنية مماثلة لمبة حاسة الشم في الفقاريات). في AL، تمثيل العصبية للروائح على شكل أنماط الزمانية المكانية اطلاق موزعة على مجموعات من الخلايا العصبية الرئيسية (السندات الإذنية، كما يشار إلى الخلايا العصبية الإسقاط) 2،3. بعد ذلك تتم معالجة الناتج من الخلايا AL كينيون (KCS) في الجسم الفطر المصب (MB)، بنية الذاكرة المرتبطة حاسة الشم والتعلم 4،5. لهاه، نقدم تقنيات التسجيل الكهربية لمراقبة رائحة استجابات العصبية في هذه الدوائر حاسة الشم. أولا، نقدم تسجيل sensillum واحد طريقة لدراسة رائحة استجابات على مستوى السكان من 6،7 ORNs. نناقش استخدام ماصات زجاجية مليئة المالحة وشحذ أقطاب لرصد ردود ORN خارج الخلية. المقبل، نقدم طريقة لرصد ردود PN خارج الخلية باستخدام التجارية 16-قناة الكهربائي 3. ويتجلى نهج مماثل باستخدام مصنوعة خصيصا tetrode الأسلاك الملتوية 8-قناة لخلية كينيون التسجيلات 8. ونحن نقدم تفاصيل الإعداد لدينا التجريبية والحاضر آثار التسجيل ممثل لكل من هذه التقنيات.

وترد ردود رائحة أثار واحدة من ORN لاثنين من الكحول مختلفة في الشكل 3D. اعتمادا على موقع التسجيل لا يمكن أن يتحقق (sensilla النوع، وضع القطب الكهربائي) متعددة الوحدات التسجيلات. ويرد الموجي الخام خارج الخلية من تسجيل AL في ال?...

Watch this Scientific Journal Video about Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits at JoVE.com

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

علينا أن نبرهن أشكال مختلفة من هذه التقنية خارج الخلية تسجيل متعددة الوحدات لوصف رائحة استجابات في المراحل الثلاثة الأولى من مسار لحاسة الشم اللافقارية. يمكن بسهولة أن تتكيف هذه التقنيات لدراسة النشاط العصبي في نظم فرقة أخرى أيضا.

طرق تسجيل متعددة الوحدات لوصف النشاط العصبي في الجراد (<em&gt; الجراد الصحراوي أمريكانا</em&gt;) الدوائر الشم

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

multi-unit-recording-methods-to-characterize-neural-activity-locust

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

26.8K Views.  Washington University in St. Louis. علينا أن نبرهن أشكال مختلفة من هذه التقنية خارج الخلية تسجيل متعددة الوحدات لوصف رائحة استجابات في المراحل الثلاثة الأولى من مسار لحاسة الشم اللافقارية. يمكن بسهولة أن تتكيف هذه التقنيات لدراسة النشاط العصبي في نظم فرقة أخرى أيضا.

Video: Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

الجراحية زرع الأقطاب الكهربائية العصبية المزمنة لتسجيل نشاط وحدة واحدة وإشارات Electrocorticographic

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

بصري تسجيل النشاط العصبي للقرار suprathreshold وحيدة الخلية واحد مسمار-

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

All organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is especially important in insects, which use their olfactory systems to respond to, and discriminate amongst, complex odor stimuli. These odors elicit behaviors that mediate processes such as reproduction and habitat selection1-3. Additionally, chemical sensing by insects mediates behaviors that are highly significant for agriculture and human health, including pollination4-6, herbivory of food crops7, and transmission of disease8,9. Identification of olfactory signals and their role in insect behavior is thus important for understanding both ecological processes and human food resources and well-being.
	To date, the identification of volatiles that drive insect behavior has been difficult and often tedious. Current techniques include gas chromatography-coupled electroantennogram recording (GC-EAG), and gas chromatography-coupled single sensillum recordings (GC-SSR)10-12. These techniques proved to be vital in the identification of bioactive compounds. We have developed a method that uses gas chromatography coupled to multi-channel electrophysiological recordings (termed 'GCMR') from neurons in the antennal lobe (AL; the insect's primary olfactory center)13,14. This state-of-the-art technique allows us to probe how odor information is represented in the insect brain. Moreover, because neural responses to odors at this level of olfactory processing are highly sensitive owing to the degree of convergence of the antenna's receptor neurons into AL neurons, AL recordings will allow the detection of active constituents of natural odors efficiently and with high sensitivity. Here we describe GCMR and give an example of its use.
	Several general steps are involved in the detection of bioactive volatiles and insect response. Volatiles first need to be collected from sources of interest (in this example we use flowers from the genus Mimulus (Phyrmaceae)) and characterized as needed using standard GC-MS techniques14-16. Insects are prepared for study using minimal dissection, after which a recording electrode is inserted into the antennal lobe and multi-channel neural recording begins. Post-processing of the neural data then reveals which particular odorants cause significant neural responses by the insect nervous system.
	Although the example we present here is specific to pollination studies, GCMR can be expanded to a wide range of study organisms and volatile sources. For instance, this method can be used in the identification of odorants attracting or repelling vector insects and crop pests. Moreover, GCMR can also be used to identify attractants for beneficial insects, such as pollinators. The technique may be expanded to non-insect subjects as well.

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Olfactory cues mediate many different behaviors in insects, and are often complex mixtures comprised of tens to hundreds of volatile compounds. Using gas chromatography with multi-channel recording in the insect antennal lobe, we describe a method for the identification of bioactive compounds.

تحديد مواد متطايرة الشم باستخدام الغاز اللوني موضوع وحدة تسجيلات (GCMR) في الفص Antennal الحشرات

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

تسجيل وتحليل إيقاعات الساعة البيولوجية في تشغيل عجلة النشاط في القوارض

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Optogenetic اضطراب النشاط العصبي مع إضاءة الليزر في شبه سليمة<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات في الحركة

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

باستخدام Sensillum واحدة تسجيل لكشف الردود الشم العصبية من بق الفراش لSemiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

خارج الخلية تسجيل النشاط العصبية جنبا إلى جنب مع Microiontophoretic تطبيق المواد Neuroactive في الفئران مستيقظا

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. However, there is piling evidence that olfaction is not solely limited to chemical sensitivity, but also includes temperature sensitivity. Premetamorphic Xenopus laevis are translucent animals, with protruding nasal cavities deprived of the cribriform plate separating the nose and the olfactory bulb. These characteristics make them well suited for studying olfaction, and particularly thermosensitivity. The present article describes the complete procedure for measuring temperature responses in the olfactory bulb of X. laevis larvae. Firstly, the electroporation of olfactory receptor neurons (ORNs) is performed with spectrally distinct dyes loaded into the nasal cavities in order to stain their axon terminals in the bulbar neuropil. The differential staining between left and right receptor neurons serves to identify the &#947;-glomerulus as the only structure innervated by contralateral presynaptic afferents. Secondly, the electroporation is combined with focal bolus loading in the olfactory bulb in order to stain mitral cells and their dendrites. The 3D brain volume is then scanned under line-illumination microscopy for the acquisition of fast calcium imaging data while small temperature drops are induced at the olfactory epithelium. Lastly, the post-acquisition analysis allows the morphological reconstruction of the thermosensitive network comprising the &#947;-glomerulus and its innervating mitral cells, based on specific temperature-induced Ca2+ traces. Using chemical odorants as stimuli in addition to temperature jumps enables the comparison between thermosensitive and chemosensitive networks in the olfactory bulb.

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

Here we describe a protocol for measuring and analyzing temperature responses in the olfactory bulb of Xenopus laevis. Olfactory receptor neurons and mitral cells are differentially stained, after which calcium changes are recorded, reflecting a sensitivity of some neural networks in the bulb to temperature drops induced at the nose.

تسجيل درجة الحرارة التي يسببها العصبية آخر من خلال مراقبة التغيرات الكالسيوم في البصلة الشمية من<em&gt; القيطم المورق</em

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

رباعية المناعية من لمبة الشمية لتصور رموز حسية أكسون الجزيئية الحسية

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

حاد<em&gt; في فيفو</em&gt; تسجيلات الكهربية للميكانيات الميدانية المحلية والنشاط متعدد الوحدات من مسار هيبيرديركت في الفئران تخدير

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...