A. نشر الفيروس في خط خلية C6/36. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الخلايا تنمو إلى 80 ٪ في 75 قارورة confluency 2 سم ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة وسائل الاعلام مع مل 3-4 المتبقية في قارورة ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأخذ 0.5 مل الفيروس الأسهم وإضافة إلى الخلية المذكورة أعلاه مع تعدد العدوى من جزيئات الفيروس بنسبة 1.5 في الخلية. هز القارورة ببطء لمدة 15 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان لمدة 45 دقيقة في 5 ٪ CO 2 و 37 درجة مئوية </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة الوسائط 30 مل ، واحتضان لمدة 5 أيام. </li></ol> باء تحضير خليط من الفيروسات والدم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل الخلية مع مكشطة ونقل الخلايا وسائل الإعلام للأنابيب مخروطية 50 مل ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نباذة في 800G لمدة 10 دقيقة ، جمع طاف ، ولكن ترك 1ml من طاف مع بيليه الخلية ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميد أعلاه بيليه في الخلية الجافة CO 2 ثم الذوبان في الماء 37 درجة مئوية حمام ، كرر مرتين إلى ثلاث مرات ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نباذة في 800G لمدة 10 دقيقة ، واتخاذ طاف ، ويتحد مع طاف جمعها من الخطوة 3 ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع الدم البشري كله مع نفس الإجراء (الخطوة 3) لإعداد ثقافة العرسية تصيب الأنوفيلة البعوض مع المنجلية ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الجمع بين كمية متساوية من الدم البشري كله أعلاه طاف مع الفيروس من الخطوة 4 ، وإضافة مصل الإنسان (10 ٪ من حجم كاملة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان الخليط أعلاه من الدم البشري وفيروس حمى الضنك لمدة 30 دقيقة في حمام مائي 37 ° C </li></ol> جيم تغذية البعوض هذا الإجراء هو مطابق تقريبا الى ما تم وصفها في المقطع للعدوى الملاريا المنجلية في البعوض. نحن مقايسة العدوى المعى المتوسط ​​في يوم 7 وإصابة اللعابية في اليوم 14 بعد تغذية الدم. يتم التعامل مع جميع المواد التي جاءت في اتصال مع أول فيروس الايثانول مع 75 ٪ ثم 10 ٪ مع التبييض. د. عيار الفحص للفيروس في الأنسجة البعوض <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يومين أو ثلاثة أيام قبل تشريح الأنسجة البعوض ، وتنمو C6/36 خلية في 24 لوحة جيدا ان هذه الخلية إلى 80 ٪ في اليوم confluency عندما أجرى الفحص ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البعوض هي تخدير عند 4 درجات مئوية ، وظهرت التضحية العقيمة التي نقع عليها في الايثانول 75 ٪ لمدة 1 دقيقة. ثم تم غسلها بالماء المعقم البعوض مرتين قبل تشريح الغدة اللعابية المعي المتوسط ​​أو تشريح تحت المجهر. من هذه الخطوة ، كل الإجراء أدناه يجب أن تتم في بيئة معقمة مثل خزانة السلامة البيولوجية. يتم نقل هذه الأنسجة التي تحتوي على أنبوب 150 ميكرولتر وسائل الاعلام والمتجانس مع محرك Kontes مدقة بيليه لمدة 90 ثانية ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل التخفيف 1:100 بإضافة 10 ميكرولتر من جناسة في وسائل الاعلام ميكرولتر 990 ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كذلك جعل 1 : 10 ، 1:100 و 1:1000 التخفيف مع المتوسط ​​في 96 لوحة جيدا ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة وسائل الإعلام في لوحة 24 أيضا ، وإضافة 100 ميكرولتر من كل من التخفيفات الأربعة المذكورة أعلاه على كل جانب المقابلة ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هزة لوحة ببطء لمدة 15 دقيقة في درجة حرارة الغرفة ، ثم احتضان لمدة 45 دقيقة في 5 ٪ CO 2 و 37 درجة مئوية ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 1ml من تراكب methycellulose (1 ٪) على كل جانب ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان لوحات عند 37 درجة مئوية مع CO 2 5 ٪ لمدة 5 أيام ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الخطوات من هنا لا تتطلب بيئة معقمة ولكن ينبغي أن تؤخذ كما هو الحال مع أي رعاية الممرضة الأخرى في جميع الأوقات. تجاهل تراكب methycellulose من كل لوحة وصمة عار لازالة الزائدة وسائل الإعلام </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 1ml من الميثانول / الأسيتون تثبيتي (1:1) على كل بئر. تبقي على 4 درجات مئوية لمدة 1 ساعة ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخلصي من تثبيتي ، ويغسل مرة واحدة مع 1X PBS ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 1:1000 التخفيف إلى الأجسام المضادة ضد الفيروس الأولية مع blotto 5 ٪ ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 200 ميكرولتر من السائل المخفف لكل مفرط المناعة C جيدا ، واحتضان على 37 درجة لمدة 1 ساعة ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة السوائل ومفرط المناعة وحة يغسل مع PBS X 1 </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعد التخفيف من 1:1000 المتقارن المضادة للماوس الماعز (القط KPL # 074-1806) في 5 ٪ blotto (اللبن المجفف المنزوع 5G في 100 مل من برنامج تلفزيوني X 1) ، ثم قم بإضافة 200 ميكروليتر إلى كل بئر ، واحتضان في 37 درجة مئوية لمدة 1 ساعة ؛ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعد الركيزة على النحو التالي : 1 إضافة قرص من 3&#39; - Diaminobenzidine terrahydrochloride (سيغما القط # D5905) في 20 مل من برنامج تلفزيوني X 1 ، بعد حلها ، ومن ثم إضافة 8 ميكرولتر من البيروكسيداز الهيدروجين 30 ٪ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 200 ميكرولتر من الركيزة أعلاه إلى كل بئر. دعونا نقف عند درجة حرارة الغرفة لمدة 10 دقيقة </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الركيزة ووقف رد الفعل بإضافة 1ml من الماء المقطر إلى كل بئر </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب قبالة المياه وصمة عار لوحات لتجف </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عد جسيمات الفيروس </li></ol>

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Incubator</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>with 5% CO2, 37oC</td>
</tr>
<tr>
<td>50 mL conical tubes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>plastic</td>
</tr>
<tr>
<td>human serum and blood</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>O+</td>
</tr>
<tr>
<td>pipette tip</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>for tissue culture </td>
</tr>
<tr>
<td>pipettman</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pasteur pipetts</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>glass, sterile</td>
</tr>
<tr>
<td>water bath</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>37C</td>
</tr>
<tr>
<td>centrifuge</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>parafilm</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>circulating water bath</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>glass membrane feeders</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>with rubber tubing to fit feeders</td>
</tr>
<tr>
<td>mosquito cups</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>75% ethanol</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>10% bleach</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tissue-culture plates</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>6-well, 24-well and 96-well plates</td>
</tr>
<tr>
<td>Petri dish</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>glass</td>
</tr>
<tr>
<td>Slides</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>fine-tip forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>PBS</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>1X, sterile</td>
</tr>
<tr>
<td>dissecting microscope</td>
<td>Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>C6/36 cells</td>
<td>cells</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>For virus propagation</td>
</tr>
<tr>
<td>C6/36 medium</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>MEM with 10% heat inactivated FBS, 1% L-glutamine and non-essential amino acid and 1% (v/v) Penicillin-Streptomycin.</td>
</tr>
<tr>
<td>3&#x2019;-Diaminobenzidine terrahydrochloride</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>D5905</td>
<td>1 tablet in 20 ml of 1 X PBS, dissolve and then add 8 &#181;l of 30% hydrogen peroxidase</td>
</tr>
<tr>
<td>30% hydrogen peroxidase</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>A. aegypti</td>
<td>Animal</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>mosquito</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

protocol for dengue infections in mosquitoes (a. aegypti) and infection phenotype determination

الغرض من هذا الاجراء هو لإصابة البعوضة الزاعجة مع فيروس حمى الضنك في حالة المختبرات وفحص مستوى العدوى وديناميكية من الفيروس في أنسجة البعوض. ويستخدم هذا البروتوكول بشكل روتيني لدراسة التفاعلات البعوض الفيروس ، وخاصة لتحديد العوامل المضيفة الرواية التي تكون قادرة على تحديد اختصاص النواقل. يجب أن تجرى التجربة في مختبر كامل BSL2. مماثلة للعدوى الملاريا المنجلية ، يجب أن تلبس الملابس المناسبة بما في ذلك القفازات ومعطف المختبر في جميع الأوقات. بعد التجربة ، وجميع المواد التي جاءت في اتصال مع الفيروس يجب أن يتم التعامل مع 75 ٪ من الإيثانول والمقشور قبل الشروع في غسل طبيعية. جميع المواد الأخرى يجب أن يتم تعقيمها قبل التخلص منها.

Watch this Scientific Journal Video about Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes A. aegypti and Infection Phenotype Determination at JoVE.com

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes A. aegypti and Infection Phenotype Determination

حالما يتم التعرف على الجينات المقاومة للحرارة كما يحتمل أن تكون للفيروس حمى الضنك ، لا بد من تقييمها لدورها في الوقاية من العدوى الفيروسية داخل البعوض. هذا البروتوكول يوضح كيف يمكن أن يعاير مدى الإصابات بحمى الضنك من البعوض. وأظهرت تقنيات لزراعة الفيروس حتى في الثقافة والدم غشاء البعوض تغذية الإنسان ، ويعاير التتر الفيروسية في المعي المتوسط ​​البعوض.

بروتوكول للعدوى حمى الضنك في البعوض (بعوض ألف) ، وتحديد النمط الظاهري العدوى

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of ...

protocol-for-dengue-infections-mosquitoes-aegypti-infection-phenotype

Research

JoVE Journal

Biology

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes (A. aegypti) and Infection Phenotype Determination

17.4K Views.  Johns Hopkins University. حالما يتم التعرف على الجينات المقاومة للحرارة كما يحتمل أن تكون للفيروس حمى الضنك ، لا بد من تقييمها لدورها في الوقاية من العدوى الفيروسية داخل البعوض. هذا البروتوكول يوضح كيف يمكن أن يعاير مدى الإصابات بحمى الضنك من البعوض. وأظهرت تقنيات لزراعة الفيروس حتى في ا...

Video: Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes A. aegypti and Infection Phenotype Determination

Microinjection of A. aegypti Embryos to Obtain Transgenic Mosquitoes

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever.  The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever. The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

Microinjection الجنين بعوض ألف الحصول على البعوض المعدلة وراثيا

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue ...

Protocol for Plasmodium falciparum Infections in Mosquitoes and Infection Phenotype Determination

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the mosquito.    This protocol illustrates how the extent of plasmodium infections of mosquitoes can be assayed.  The techniques for preparing the gametocyte culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the mosquito. This protocol illustrates how the extent of plasmodium infections of mosquitoes can be assayed. The techniques for preparing the gametocyte culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

بروتوكول للعدوى الملاريا المنجلية في تحديد النمط الظاهري البعوض والعدوى

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the ...

Dissection of Midgut and Salivary Glands from Ae. aegypti Mosquitoes

The mosquito midgut and salivary glands are key entry and exit points for pathogens such as Plasmodium parasites and Dengue viruses. This video protocol demonstrates dissection techniques for removal of the midgut and salivary glands from Aedes aegypti mosquitoes. 



The mosquito midgut and salivary glands are key entry and exit points for vector pathogens like Plasmodium falciparum and the dengue virus. This video demonstrates the dissection techniques for removing the midgut and salivary glands from Aedes aegypti mosquitoes.

تشريح الغدد اللعابية والمعي المتوسط ​​من AE. بعوض البعوض

The mosquito midgut and salivary glands are key entry and exit points for pathogens such as Plasmodium parasites and Dengue viruses. This video protocol ...

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes (A. gambiae)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite.  The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes A. gambiae

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes. This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite. The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

بروتوكول للفحوصات رني في البعوض الكبار (A. الغامبية)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video ...

Preventing the Spread of Malaria and Dengue Fever Using Genetically Modified Mosquitoes

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission.   Population replacement strategy, the idea that transgenic mosquitoes can be released into the wild to control disease transmission, is introduced, as well as the concept of genetic drive and the design criterion for an effective genetic drive system. The ethical considerations of releasing genetically-modified organisms into the wild are also discussed.

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission. Population replacement strategy, the idea that transgenic mosquitoes can be released into the wild to control disease transmission, is introduced as well as the concept of genetic drive and the design criterion for an effective genetic drive system. The ethical considerations of releasing genetically-modified organisms into the wild are also discussed.

منع انتشار الملاريا وحمى الضنك عن طريق البعوض المعدل وراثيا

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission.   Population ...

Building a Better Mosquito: Identifying the Genes Enabling Malaria and Dengue Fever Resistance in A. gambiae and A. aegypti Mosquitoes

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus infections.   Explanation is given for how key refractory genes, those genes conferring resistance to vector pathogens, are identified in the mosquito and how this knowledge can be used to generate transgenic mosquitoes that are unable to carry the malaria parasite or dengue virus.

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus infections. Explanation is given for how key refractory genes, those genes conferring resistance to vector pathogens, are identified in the mosquito and how this knowledge can be used to generate transgenic mosquitoes that are unable to carry the malaria parasite or dengue virus.

بناء عالم أفضل البعوض : تحديد الجينات تمكين الملاريا وحمى الضنك حمى المقاومة في الغامبية ألف وألف البعوض بعوض

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus ...

RNAi-mediated Gene Knockdown and In Vivo Diuresis Assay in Adult Female Aedes aegypti Mosquitoes

This video protocol demonstrates an effective technique to knockdown a particular gene in an insect and conduct a novel bioassay to measure excretion rate. This method can be used to obtain a better understanding of the process of diuresis in insects and is especially useful in the study of diuresis in blood-feeding arthropods that are able to take up huge amounts of liquid in a single blood meal. 
This RNAi-mediated gene knockdown combined with an in vivo diuresis assay was developed by the Hansen lab to study the effects of RNAi-mediated knockdown of aquaporin genes on Aedes aegypti mosquito diuresis1. 
The protocol is setup in two parts: the first demonstration illustrates how to construct a simple mosquito injection device and how to prepare and inject dsRNA into the thorax of mosquitoes for RNAi-mediated gene knockdown. The second demonstration illustrates how to determine excretion rates in mosquitoes using an in vivo bioassay.

RNAi-mediated Gene Knockdown and In Vivo Diuresis Assay in Adult Female Aedes aegypti Mosquitoes

In this protocol we combine RNAi-mediated gene silencing with an in vivo diuresis assay to study the effects knockdown of genes of interest has on mosquito fluid excretion.

رني ضربة قاضية بوساطة الجينات و<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; فحص إدرار البول في الإناث البالغات<em&gt; الزاعجة المصرية</em&gt; البعوض

This video protocol demonstrates an effective technique to knockdown a particular gene in an insect and conduct a novel bioassay to measure excretion ...

A Video Protocol of Retroviral Infection in Primary Intestinal Organoid Culture

Lgr5-positive stem cells can be supplemented with the essential growth factors Egf, Noggin, and R-Spondin, which allows us to culture ever-expanding primary 3D epithelial structures in vitro. Both the architecture and physiological properties of these &#39;mini-guts&#39;, also called organoids, closely resemble their in vivo counterparts. This makes them an attractive model system for the small intestinal epithelium. Using retroviral transduction, functional genetics can now be performed by conditional gene overexpression or knockdown. This video demonstrates the procedure of organoid culture, the generation of retroviruses, and the retroviral transduction of organoids to assist phenotypic analysis of the small intestinal epithelium in vitro. This novel organotypic model system in combination with retroviral mediated gene expression provides a valuable tool for rapid analysis of gene function in vitro without the need of costly and time-consuming generation for transgenic animals.

This protocol explains primary Lgr5-positve organoid culture and the subsequent performance of retroviral transduction. This enables Cre-inducible overexpression or knockdown of the delivered transgene and allows functional studies to be carried out in the novel in vitro organotypic model system.

بروتوكول الفيديو من عدوى فيروسات الرجعية في الابتدائية المعوية عضي الثقافة

Lgr5-positive stem cells can be supplemented with the essential growth factors Egf, Noggin, and R-Spondin, which allows us to culture ever-expanding ...

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, chikungunya and Zika. Wolbachia-infected mosquitoes can be released into the field to either reduce population sizes through incompatible matings or to transform populations with mosquitoes that are refractory to virus transmission. For these strategies to succeed, the mosquitoes released into the field from the laboratory must be competitive with native mosquitoes. However, maintaining mosquitoes in the laboratory can result in inbreeding, genetic drift and laboratory adaptation which can reduce their fitness in the field and may confound the results of experiments. To test the suitability of different Wolbachia infections for deployment in the field, it is necessary to maintain mosquitoes in a controlled laboratory environment across multiple generations. We describe a simple protocol for maintaining Ae. aegypti mosquitoes in the laboratory, which is suitable for both Wolbachia-infected and wild-type mosquitoes. The methods minimize laboratory adaptation and implement outcrossing to increase the relevance of experiments to field mosquitoes. Additionally, colonies are maintained under optimal conditions to maximize their fitness for open field releases.

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes infected with Wolbachia are being released into natural populations to suppress the transmission of arboviruses. We describe methods to rear Ae. aegypti with Wolbachia infections in the laboratory for experiments and field release, taking precautions to minimize laboratory adaptation and selection.

الحفاظ على بعوض الزاعجة المصرية "البعوض مصابة" ولبخيه

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, ...

Protocols for Testing the Toxicity of Novel Insecticidal Chemistries to Mosquitoes

New classes of insecticides with novel modes of action are needed to control insecticide resistant populations of mosquitoes that transmit diseases such as Zika, dengue and malaria. Assays for rapid, high-throughput analyses of unformulated novel chemistries against mosquito larvae and adults are presented. We describe protocols for single point-dose and dose response assays to evaluate the toxicity of small molecule chemistries to the Aedes aegypti vector of Zika, dengue and yellow fever,&#160;the malaria vector, Anopheles gambiae and the northern house mosquito, Culex quinquefasciatus, on contact and via ingestion. As an example, we evaluated the toxicity of amitriptyline, a small molecule antagonist of G protein-coupled receptors, via larval, adult topical and adult blood-feeding assay. The protocols provide a starting point to investigate insecticide potential. Results are discussed in the context of additional experiments to explore product applications and mechanisms for delivery.

Protocols are described for assessing the toxicity of chemistries to immature and adult mosquitoes for development as new classes of larvicides, adulticides and endectocides. The protocols enable high-throughput testing of multiple chemistries at single-point dose and subsequent evaluation via dose response assay to determine toxicity on contact or via ingestion.

بروتوكولات لاختبار السمية لرواية كيمياء مبيدات الحشرات للبعوض

New classes of insecticides with novel modes of action are needed to control insecticide resistant populations of mosquitoes that transmit diseases such ...