1. إنشاء الثقافات الخلايا الليفية من الجلد إإكسبلنتس <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توضع 4 مم الخزعات كمة تم الحصول عليها من الساعد الإنسان في MEM استكمال 100 وحدة / مل البنسلين، 100 الستربتوميسين ميكروغرام / لتر، و 0.25 ميكروغرام / مل Fungizone. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقليم أي الدهون تحت الجلد ودقة ختم خزعة الى قطع صغيرة بواسطة هزاز رقم 24 شفرة مشرط ضد الجزء السفلي من طبق بتري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وأضاف المركز في الطين الأنسجة من 25 سم 2 الأنسجة قارورة الثقافة مع وسائل الإعلام نمو الخلايا الليفية الأولية (MEM تستكمل مع FCS 10٪، 100 وحدة / مل البنسلين، 100 الستربتوميسين ميكروغرام / لتر، و 25 ميكروغرام / مل Fungizone) حتى سطح القارورة هي لكن عمق السائل تغطية غير كافية لأنسجة لتعويم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 3 أيام الحضانة عند 37 درجة مئوية في جو من مرطب 5٪ CO 2، 3 مل من إضافة وسائل الإعلام نمو الخلايا الليفية الأولية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد أيام آخر الحضانة وسائل الإعلام تغيير 3 مع وسائل الإعلام الطازجة الأولية نمو الخلايا الليفية، أو إذا سلLS هي متموجة تقريبا ويمكن تقسيم وسائل الاعلام في أنهم 1:04 الطازجة. (يمكن حذف Fungizone من هذه اللحظة فصاعدا). </li></ol> 2. المرحلة الأولى - إعداد الكولاجين I ذيول الفئران من ملاحظة: بروتوكول لحوالي 12-14 ذيول الفئران المراهقين (الطازجة أو المجمدة) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد ذيل الفئران عن طريق الغسيل في الايثانول 70٪ وإزالة الأوتار على النحو التالي: </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الجلد من ذيل الفئران عن طريق تشريح في منتصف الذيل من أعلى إلى أسفل مع. مشرط وتدوي على طول الذيل </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل وتر من صميم المنطقة القريبة من الذيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة وتر تجاه المنطقة البعيدة من الذيل تجنب استخدام الملقط وغمد مسننة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 1 غرام من استخراج وتر / 250 مل من حمض الخليك 0،5 M من التحريك وعلى C ° 4 لمدة 48 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أجهزة الطرد المركزي لاستخراج (7،500 x ج) لمدة 30 دقيقة وتجاهل بيليه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة حجم مساو من 10٪ (W / V) كلوريد الصوديوم لطاف، ويحرك المزيج لمدة 30-60 دقيقة. </li><lط&gt; جهاز طرد مركزي (10،000 XG) لمدة 30 دقيقة، تجاهل طاف، وإعادة حل الراسب في حمض الخليك 0،25 M في نسبة 1:1 ~ بواسطة التحريك لمدة 24 ساعة في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Dialyze الحل الكولاجين ضد التغييرات 6-8 من 6L ~ 17،5 حمض الخليك ملي (1 مل حمض الخليك الجليدي لكل لتر من الماء البارد، وتغير 2 × يوميا). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أجهزة الطرد المركزي في 30000 الكولاجين dialysed x ج لمدة 1.5 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة طاف ومكان في قارورة معقمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط الكولاجين I تركيز على 2 ملغ ~ / مل باستخدام حمض 0،5 ملي الخليك في 4 درجات مئوية </li></ol> 3. المرحلة الثانية - إعداد مصفوفة 3D مع الخلايا الليفية مضمن (السماح للتعاقد لمدة 8 أيام). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع مزيج باستخدام الكواشف الباردة عند 4 ° C في زجاجة قبل مبردة. I حفاظ على الكولاجين على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لقارورة واحدة من الخلايا الليفية T75 الأولية متموجة (~ عدد الخلايا 1 × 10 6) الاستخدام: <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 25 مل الكولاجين ذيل الفئران (تقريبا اضرب 2mg/ml) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 3 مل 10XMEM </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هيدروكسيد الصوديوم 0،22 M: أولا، إضافة 2ml، ثم الانقطاع عن الحكمة في حين التحريك، حتى يتحول الكولاجين البرتقال، </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ولكن ليس الوردي (عادة ما يصل إلى 3 مل). تقريبي ع H = 7.2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملاحظة: من المهم للتأكد من أن متوسط ​​/ هلام يبقى محايدا أو الحمضية قليلا والخلايا الليفية لن ينكمش الجل إذا تعرضت لظروف قلوية حتى قليلا. </li></ul></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Trypsinise في الخلايا الليفية، وتدور في 400 x ج لمدة 5 دقائق وإزالة طاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلال 5 دقائق تدور أعلاه: إعداد 12 × 35 ملم الأطباق البلاستيك - تحقيق العادة 12 أطباق من قارورة من الخلايا الليفية / مزيج الكولاجين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اعادة تعليق الخلايا الليفية في FCS مل 3 و إضافة إلى هذا المزيج على الفور الكولاجين ويحرك المزيج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لوحة ما يقرب من 2.5 مل من الكولاجين / الخلايا الليفية في طبق في أسرع وقت ممكن. في محاولة لتجنب فقاعات ووضع الكولاجين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح للالكولاجين وضعت في C ° 37 في جو من مرطب 5٪ CO 2 في الهواء لمدة 10 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 1ml من الخلايا الليفية تنموال وسائل الإعلام (DMEM + 10٪ FCS). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل مادة الكولاجين / الخلايا الليفية من جوانب الطبق باستخدام ماصة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اليوم التالي: إضافة 1ml من وسائل الإعلام نمو الخلايا الليفية (FCS DMEM + 10٪). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغيير وسائل الإعلام كل يوم. تسمح الكولاجين / مصفوفة الخلايا الليفية إلى ما يقرب من عقد لمدة 8 أيام، حتى أنها تناسب في طبق بشكل جيد 24 (تقلص من الطول 3.5 ~ 1.5 سم لفي قطر، انظر الشكل 1). </li></ol> ملاحظة: يجب أن يتم ضبط تركيز الكولاجين لتناسب التطبيق. أكثر تمييع الحل الكولاجين، فإن أسرع يتم التعاقد من قبل الخلايا الليفية. وسوف يكون من ذوي الخبرة اختلافات طفيفة في معدل الانكماش مع مجموعات مختلفة من الكولاجين في نفس التركيز. وبالمثل، والثقافات المختلفة الخلايا الليفية ستتعاقد المواد الهلامية الكولاجين بمعدلات مختلفة، وتقديم المزيد من الخلايا الليفية، وأسرع معدل انكماش. وبالتالي، يمكن تركيز وكثافة الخلايا الليفية الكولاجين من تعديلها لتعديل معدل الانكماش،والكثافة النهائية للهلام الكولاجين. 4. المرحلة الثانية - الخلايا تصفيح الفائدة على رأس المصفوفة ملاحظة: تعقيم جميع المعدات وملقط مع الايثانول قبل الاستخدام. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط حادة، نقل بلطف مصفوفة المتعاقد عليها إلى 24 جيدا الطبق. تأكد من أنه لا أضعاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد تعليق خلايا الفائدة عند ما يقرب من 4 1ML 10 × 4 / مل وصفيحة (بعد trypsinising، وتدور الخلايا للتخلص من التربسين) على رأس المصفوفة. والعدد الفعلي للخلايا اللازمة تختلف تبعا لنوع من الخلايا المستخدمة. يجب أن تكون طبيعية الخلية المتوسطة المتوسطة النمو للخلايا ذات الاهتمام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمح الخلايا لتنمو لالتقاء على رأس المصفوفة، ما يقرب من 3-5 أيام. </li></ol> 5. المرحلة الثالثة - نقل المصفوفة إلى الشبكة للغزو (حوالي 0-21 يوم) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع شبكات الفولاذ المقاوم للصدأ لإنشاء ترايبود والأوتوكلاف قبل استخدامها (انظر الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع شبكة العقيمة في6 طبق سم، إضافة الوسائط النمو إلى مستوى أعلى من الشبكة (تقريبا 10.5ml). مصفوفة مكان على الشبكة ونضح بلطف وسائل الإعلام حتى أسفل المصفوفة على اتصال مع وسائل الاعلام ولكن لا المغمورة. ويشار إلى هذا على أنه واجهة الهواء / السائل، مما يخلق التدرج التي تشجع الغزو. استبدال المتوسطة كل يومين (انظر الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيش خلية، يمكن تصويرها باستخدام خلايا التصوير السياقية الفلورية في هذه المرحلة أو في وقت سابق. يمكن للالكولاجين المتعاقد عليها أو ييفي يمكن تصوير I باستخدام الجيل التوافقي الثاني (SHG، انظر الشكل 3). استخدام متعدد الفوتون الإثارة جنبا إلى جنب مع واسعة المجال نجد أن الكشف ولا يمكن تصوير SHG لا يقل عن 100 ميكرومتر في مصفوفة، في حين ولا يمكن تصوير الخلايا معربا عن GFP حشوية لا يقل عن 200 ميكرون عميقة. </li></ol> ملاحظة: فيما يتعلق الكمي للغزو، وهو اليوم الذي توضع matricies على شبكات يحدد يوم 0. التنسيب على شبكات الانحدار يولد من وسائل الإعلام التي تروج ثقافة الخلية الباحث الغزو<html> يا المصفوفة. ولا يمكن تصوير عينات على مدى 1 التالي - 21 يوما (أو أكثر) لتقييم العمليات البيولوجية مثل غزو بقاء والانتشار أو التفريق (انظر قائمة المراجع). 6. المرحلة الرابعة - التثبيت <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 5 مل من PFA 4٪ في أنبوب فالكون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل المصفوفة على سطح مستو. قطع في نصف المصفوفة مع مشرط نظيفة جديدة (كما تكونوا تلطيخ المقطع العرضي)، ورفع المصفوفة مع مشرط ونقل إلى PFA 4٪، وإصلاح أكثر من ليلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المصفوفات عضوي النمط الآن على استعداد لوصمة عار مع الأجسام المضادة / وصمة عار في الاختيار (انظر الشكل 3). </li></ol> 7. ممثل النتائج: <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/3089/3089fig1.jpg" /> الشكل 1 مثال على الخلايا الليفية المتعاقدة مع الكولاجين خليط من الخلايا الليفية I. والفئران الكولاجين الذيل بعيدة عن طبق بتري وسمح للتعاقد على 6-8 أيام. الشكل 2 &quot;SRC =&quot; / files/ftp_upload/3089/3089fig2.jpg &quot;/&gt; الشكل 2 تطور عضوي النمط الفحص. A التخطيطي، من مجموعة يصل عضوي النمط والتقدم. B، مثال على الكولاجين / مصفوفة الخلايا الليفية على رأس من الفولاذ المقاوم للصدأ، شبكة العقيمة لإنشاء الهواء / واجهة السائل. <img alt="الشكل 3" src="/files/ftp_upload/3089/3089fig3.jpg" /> الشكل 3 تطبيقات الفحص عضوي النمط. A، B البنكرياس القنوي غير الغازية والغازية غدية (PDAC) الخلايا الغازية مع مرور الوقت مع مصفوفة عضوي النمط. C، ما يعادل يعيشون الجلد تظهر البشرة طبقية على مكون الخلايا الليفية الجلدية المتعاقدة مع كولاجيني. D، خلايا سرطان الجلد C8161 غزو الخلايا الليفية في ل التعاقد عن طريق الجلد، أي ما يعادل كولاجيني. E، الخلايا PDAC الغازية (الخضراء) والتفاعل مع الخلايا الليفية الغازية (الأحمر) داخل مصفوفة عضوي النمط. F </stronز&gt;، تصور الخلايا PDAC الغازية (الأخضر) التفاعل مع المهينة المحيطة المصفوفة خارج الخلية (اللون الأرجواني) باستخدام multiphoton القائمة على توليد التوافقي الثاني.

<ol>
	<li>Yamada, K. M., Cukierman, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+tissue+morphogenesis+and+cancer+in+3D.">Modeling tissue morphogenesis and cancer in 3D.</a> Cell. 130, 601-610 (2007).</li><li>Edward, M., Gillan, C., Micha, D., Tammi, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tumour+regulation+of+fibroblast+hyaluronan+expression:+a+mechanism+to+facilitate+tumour+growth+and+invasion.">Tumour regulation of fibroblast hyaluronan expression: a mechanism to facilitate tumour growth and invasion.</a> Carcinogenesis. 26, 1215-1223 (2005).</li><li>Patsialou, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Invasion+of+human+breast+cancer+cells+in+vivo+requires+both+paracrine+and+autocrine+loops+involving+the+colony-stimulating+factor-1+receptor.">Invasion of human breast cancer cells in vivo requires both paracrine and autocrine loops involving the colony-stimulating factor-1 receptor.</a> Cancer Res. 69, 9498-9506 (2009).</li><li>Serrels, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+study+of+E-cadherin+and+membrane+dynamics+in+living+animals:+implications+for+disease+modeling+and+drug+development.">Real-time study of E-cadherin and membrane dynamics in living animals: implications for disease modeling and drug development.</a> Cancer Res. 69, 2714-2719 (2009).</li><li>Timpson, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+Regulation+of+RhoA+Activity+during+Pancreatic+Cancer+Cell+Invasion+Driven+by+Mutant+p53.">Spatial Regulation of RhoA Activity during Pancreatic Cancer Cell Invasion Driven by Mutant p53.</a> Cancer Res. 71, 747-757 (2011).</li><li>Edward, M., Quinn, J. A., Pasonen-Seppanen, S. M., McCann, B. A., Tammi, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=4-Methylumbelliferone+inhibits+tumour+cell+growth+and+the+activation+of+stromal+hyaluronan+synthesis+by+melanoma+cell-derived+factors.">4-Methylumbelliferone inhibits tumour cell growth and the activation of stromal hyaluronan synthesis by melanoma cell-derived factors.</a> Br. J. Dermatol. 162, 1224-1232 (2010).</li><li>Fusenig, N. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+and+differentiation+characteristics+of+transformed+keratinocytes+from+mouse+and+human+skin+in+vitro+and+in+vivo.">Growth and differentiation characteristics of transformed keratinocytes from mouse and human skin in vitro and in vivo.</a> J. Invest. Dermatol. 81, 168s-175s (1983).</li><li>Nystrom, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+quantitative+method+to+analyse+tumour+cell+invasion+in+organotypic+culture.">Development of a quantitative method to analyse tumour cell invasion in organotypic culture.</a> J. Pathol. 205, 468-475 (2005).</li><li>Sabeh, F., Shimizu-Hirota, R., Weiss, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protease-dependent+versus+-independent+cancer+cell+invasion+programs:+three-dimensional+amoeboid+movement+revisited.">Protease-dependent versus -independent cancer cell invasion programs: three-dimensional amoeboid movement revisited.</a> J. Cell. Biol. 185, 11-19 (2009).</li><li>Amjad, S. B., Carachi, R., Edward, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Keratinocyte+regulation+of+TGF-beta+and+connective+tissue+growth+factor+expression:+a+role+in+suppression+of+scar+tissue+formation.">Keratinocyte regulation of TGF-beta and connective tissue growth factor expression: a role in suppression of scar tissue formation.</a> Wound Repair Regen. 15, 748-755 (2007).</li><li>Gaggioli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fibroblast-led+collective+invasion+of+carcinoma+cells+with+differing+roles+for+RhoGTPases+in+leading+and+following+cells.">Fibroblast-led collective invasion of carcinoma cells with differing roles for RhoGTPases in leading and following cells.</a> Nat. Cell. Biol. 9, 1392-1400 (2007).</li></ol>

ليس لدينا شيء في الكشف عنها.

هنا نقدم طريقة لإنتاج مصفوفة الأبعاد 3-مناسبة لدراسات الهجرة الخلية الغازية 6-8. المصفوفة يتكون من الألياف الكولاجين من النوع 1، والتي يتم التعاقد على مدى فترة من عدة أيام من الخلايا الليفية الأولية البشرة الإنسان. مستعدة الكولاجين من استخلاص الحمض، وليس الهضم الأنزيمية، الذي يحافظ على تفاعل في نهايات بولي ببتيد ويعزز عبر ربط الألياف الكولاجين في أكبر المجاميع على تحييد الظروف العازلة 9. وهذا يؤدي إلى هلام إعادة تشكيلها على نحو أوثق الذي يحاكي ملامح الكولاجين في الجسم الحي ولها عواقب مهمة بالنسبة لخصائص الغازية من الخلايا المستزرعة في المواد الهلامية. لا يهم ما إذا كان يتم استخدام المواد الطازجة أو المجمدة البداية، ولكن استخدام من ذيول الفئران المراهقين أمر مهم لأن الكولاجين عبر ربط أكثر عطوب في أصغر الحيوانات. I الكولاجين من الحيوانات الأصغر وبالتالي أسهل للاستخراج، وإعادة تشكل ثإيث أعلى الإخلاص. يمكن ان تكون ثابتة في مادة الكولاجين وملطخة الأجسام المضادة الموجهة ضد خلايا الورم إما الغازية أو الخلايا الليفية اللحمية 2،10 ومفيدة للغاية لاختبار نجاعة الأدوية التي قد تحول دون غزو 5،6. على الرغم من أن هذا البروتوكول يشير إلى استخدام الخلايا الليفية الأولية جلد الإنسان، فمن الممكن استخدام الخلايا الليفية الأولية من أنواع الأنسجة الأخرى، وفقا لنوع الأنسجة قيد التحقيق. ومن الممكن أيضا لإنشاء الثقافات باستخدام الخلايا الليفية خلد، بما في ذلك الخلايا التي تم ستابلي مع تقارن بروتين فلوري. وبهذه الطريقة يمكن أن توصف الخلايا اللحمية والأورام على حد سواء لتصور خلية خلية التفاعلات أثناء غزو 11.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><th> اسم كاشف </th><th> شركة </th><th> كتالوج رقم </th><th> التعليقات (اختياري) </th></tr><tr><td> 10X MEM </td><td> Gibco </td><td> 21430 </td><td> - </td></tr><tr><td> هيدروكسيد الصوديوم </td><td> سيجما </td><td> 367176-500G </td><td> إعداد 0،22 M الأسهم في الماء </td></tr><tr><td> FCS </td><td> PAA المختبرات </td><td> A15-101 </td><td> - </td></tr><tr><td> 35 ملم الأطباق </td><td> صقر </td><td> 353001 </td><td> لخطوة 3،4 </td></tr><tr><td> 60 ملم الأطباق </td><td> صقر </td><td> 353004 </td><td> لخطوة 5،2 </td></tr><tr><td> الربيع ملقط حادة </td><td> سامكو </td><td> E003/02 </td><td> مسننة، وليس على نحو سلس </td></tr><tr><td> 16٪ بارافورمالدهيد </td><td> الخدمات المجهر الإلكتروني </td><td> 15710 </td><td> تمييع إلى 4٪ في برنامج تلفزيوني قبل استخدامها </td></tr><tr><td> شاشات لCD-1، شبكة 40 المقاس </td><td> سيجما </td><td> S07707-5EA </td><td> شبكات الفولاذ المقاوم للصدأ، 5 في حزمة </td></tr><tr><td> غسيل الكلى أنابيب </td><td> Medicell الدولية </td><td> 7607 2295 </td><td> 12 حتي 14 دينار كويتي </td></tr><tr><td> PBS </td><td> OXOID </td><td> BR0014G </td><td> - </td></tr><tr><td> حمض الخليك </td><td> سيجما </td><td> 242853 </td><td> - </td></tr><tr><td> 24 طبق جيدا </td><td> صقر </td><td> 353047 </td><td> لخطوة 4،1 </td></tr><tr><td> Fungizone </td><td> في vitrogen </td><td> 15290018 </td><td> - </td></tr></tbody></table>

organotypic collagen i assay: a malleable platform to assess cell behaviour in a 3-dimensional context

الهجرة الخلية الأساسية لكثير من جوانب علم الأحياء، بما في ذلك الشفاء التنمية الجرح، والاستجابات الخلوية في الجهاز المناعي، وورم خبيث من خلايا الورم. وقد درس الهجرة على coverslips الزجاج من أجل جعل ديناميات الخلوية قابلة للتحقيق من قبل المجهر الضوئي. ومع ذلك، فقد أصبح من الواضح أن العديد من جوانب الهجرة الخلية تعتمد على ملامح البيئة المحلية بما في ذلك مرونته، وتكوين البروتين، وحجم المسام، والتي لا تمثل بأمانة من ركائز صلبة 2 الأبعاد مثل الزجاج والبلاستيك 1. وعلاوة على ذلك، فقد تبين التفاعل مع أنواع الخلايا الأخرى، بما في ذلك الخلايا الليفية اللحمية (2) والخلايا المناعية 3، لتلعب دورا حاسما في تعزيز غزو الخلايا السرطانية. وقد أظهرت التحقيقات على المستوى الجزيئي على نحو متزايد أن ديناميات الجزيئية، بما في ذلك الاستجابة للعلاج المخدرات، من الخلايا متطابقة تختلف اختلافا كبيرا بالمقارنة <em&gt; في التجارب المختبرية والحية 4. من الناحية المثالية، فإنه سيكون من الأفضل لدراسة الهجرة الخلية في سياقها التي تحدث بشكل طبيعي في الكائنات الحية، ولكن هذا ليس من الممكن دائما. نظم زراعة الأنسجة وسيطة، مثل مصفوفة الخلايا المشتقة، matrigel والثقافة عضوي النمط (الموصوفة هنا) إإكسبلنتس الأنسجة، organoids، والأعضاء المستمدة من الحيوانات، ولذلك فإن وسيطة التجريبية الهامة. هذه الأنظمة بعض جوانب التقريبي لفي الجسم الحي ولكن البيئة هي أكثر قابلية للتلاعب التجريبية مثل استخدام خطوط الخلايا ثابت بالنقل، ونظم العلاج من تعاطي المخدرات، على المدى الطويل والتصوير عالية الدقة. نظم وسيطة مثل هذه مفيدة خاصة أن تثبت الأسباب للتحقق من صحة تحقيقات ووضع معايير المطلوبة لصورة الاستجابة الديناميكية للخلايا وصحفيين الفلورسنت قبل إجراء التصوير في الجسم الحي 5. على هذا النحو، فإنها يمكن أن تؤدي دورا هاما في الحد من الحاجة لإجراء تجارب على يفينز الحيوانات.

Watch this Scientific Journal Video about Organotypic Collagen I Assay: A Malleable Platform to Assess Cell Behaviour in a 3-Dimensional Context at JoVE.com

Organotypic Collagen I Assay: A Malleable Platform to Assess Cell Behaviour in a 3-Dimensional Context

يوصف أسلوب لإعداد مصفوفة الأبعاد 3-تتكون من نوع الكولاجين الأول والخلايا الليفية الإنسان الأساسية. هذا جل عضوي النمط بمثابة الركيزة مفيدة لتقييم الغازية الهجرة الخلية لأنه يحاكي السمات الأساسية للأنسجة سدى، وهي قابلة للكثير من أشكال المجهري.

عضوي النمط I الكولاجين الفحص: A منهاج طيع لتقييم سلوك الخلية في سياق الأبعاد 3-

Cell migration is fundamental to many aspects of biology, including development, wound healing, the cellular responses of the immune system, and ...

organotypic-collagen-i-assay-malleable-platform-to-assess-cell

Research

JoVE Journal

Bioengineering

22.3K Views.  University of Glasgow. يوصف أسلوب لإعداد مصفوفة الأبعاد 3-تتكون من نوع الكولاجين الأول والخلايا الليفية الإنسان الأساسية. هذا جل عضوي النمط بمثابة الركيزة مفيدة لتقييم الغازية الهجرة الخلية لأنه يحاكي السمات الأساسية للأنسجة سدى، وهي قابلة للكثير من أشكال المجهري.

Video: Organotypic Collagen I Assay: A Malleable Platform to Assess Cell Behaviour in a 3-Dimensional Context

A Method for Ovarian Follicle Encapsulation and Culture in a Proteolytically Degradable 3 Dimensional System

The ovarian follicle is the functional unit of the ovary that secretes sex hormones and supports oocyte maturation. In vitro follicle techniques provide a tool to model follicle development in order to investigate basic biology, and are further being developed as a technique to preserve fertility in the clinic1-4. Our in vitro culture system employs hydrogels in order to mimic the native ovarian environment by maintaining the 3D follicular architecture, cell-cell interactions and paracrine signaling that direct follicle development 5. Previously, follicles were successfully cultured in alginate, an inert algae-derived polysaccharide that undergoes gelation with calcium ions6-8. Alginate hydrogels formed at a concentration of 0.25% w/v were the most permissive for follicle culture, and retained the highest developmental competence 9. Alginate hydrogels are not degradable, thus an increase in the follicle diameter results in a compressive force on the follicle that can impact follicle growth10. We subsequently developed a culture system based on a fibrin-alginate interpenetrating network (FA-IPN), in which a mixture of fibrin and alginate are gelled simultaneously. This combination provides a dynamic mechanical environment because both components contribute to matrix rigidity initially; however, proteases secreted by the growing follicle degrade fibrin in the matrix leaving only alginate to provide support. With the IPN, the alginate content can be reduced below 0.25%, which is not possible with alginate alone 5. Thus, as the follicle expands, it will experience a reduced compressive force due to the reduced solids content. Herein, we describe an encapsulation method and an in vitro culture system for ovarian follicles within a FA-IPN. The dynamic mechanical environment mimics the natural ovarian environment in which small follicles reside in a rigid cortex and move to a more permissive medulla as they increase in size11. The degradable component may be particularly critical for clinical translation in order to support the greater than 106-fold increase in volume that human follicles normally undergo in vivo .

A new method for ovarian follicle encapsulation in a 3D fibrin-alginate interpenetrating network is described. This system combines structural support with proteolytic degradation to support the development of immature follicles to produce mature oocytes. This method may be applied to culture cell aggregates to maintain cell-cell contacts without limiting expansion.

وهناك طريقة لتغليف المسام المبيض والثقافة في نظام 3 تحلل Proteolytically الأبعاد

The ovarian follicle is the functional unit of the ovary that secretes sex hormones and supports oocyte maturation. In vitro  follicle techniques provide ...

Creating Two-Dimensional Patterned Substrates for Protein and Cell Confinement

Microcontact printing provides a rapid, highly reproducible method for the creation of well-defined patterned substrates.1 While microcontact printing can be employed to directly print a large number of molecules, including proteins,2 DNA,3 and silanes,4 the formation of self-assembled monolayers (SAMs) from long chain alkane thiols on gold provides a simple way to confine proteins and cells to specific patterns containing adhesive and resistant regions. This confinement can be used to control cell morphology and is useful for examining a variety of questions in protein and cell biology. Here, we describe a general method for the creation of well-defined protein patterns for cellular studies.5 This process involves three steps: the production of a patterned master using photolithography, the creation of a PDMS stamp, and microcontact printing of a gold-coated substrate. Once patterned, these cell culture substrates are capable of confining proteins and/or cells (primary cells or cell lines) to the pattern.
The use of self-assembled monolayer chemistry allows for precise control over the patterned protein/cell adhesive regions and non-adhesive regions; this cannot be achieved using direct protein stamping. Hexadecanethiol, the long chain alkane thiol used in the microcontact printing step, produces a hydrophobic surface that readily adsorbs protein from solution. The glycol-terminated thiol, used for backfilling the non-printed regions of the substrate, creates a monolayer that is resistant to protein adsorption and therefore cell growth.6 These thiol monomers produce highly structured monolayers that precisely define regions of the substrate that can support protein adsorption and cell growth. As a result, these substrates are useful for a wide variety of applications from the study of intercellular behavior7 to the creation of microelectronics.8
While other types of monolayer chemistry have been used for cell culture studies, including work from our group using trichlorosilanes to create patterns directly on glass substrates,9 patterned monolayers formed from alkane thiols on gold are straight-forward to prepare. Moreover, the monomers used for monolayer preparation are commercially available, stable, and do not require storage or handling under inert atmosphere. Patterned substrates prepared from alkane thiols can also be recycled and reused several times, maintaining cell confinement.10

Self-assembled monolayers (SAMs) formed from long chain alkane thiols on gold provide well-defined substrates for the formation of protein patterns and cell confinement. Microcontact printing of hexadecanethiol using a polydimethylsiloxane (PDMS) stamp followed by backfilling with a glycol-terminated alkane thiol monomer produces a pattern where protein and cells adsorb only to the stamped hexadecanethiol region.

إنشاء ثنائي الأبعاد ركائز منقوشة على الحبس البروتين والخلايا

Microcontact printing provides a rapid, highly reproducible method for the creation of well-defined patterned substrates.1  While microcontact printing ...

Cultivation of Human Neural Progenitor Cells in a 3-dimensional Self-assembling Peptide Hydrogel

The influence of 3-dimensional (3D) scaffolds on growth, proliferation and finally neuronal differentiation is of great interest in order to find new methods for cell-based and standardised therapies in neurological disorders or neurodegenerative diseases. 3D structures are expected to provide an environment much closer to the in vivo situation than 2D cultures. In the context of regenerative medicine, the combination of biomaterial scaffolds with neural stem and progenitor cells holds great promise as a therapeutic tool.1-5 Culture systems emulating a three dimensional environment have been shown to influence proliferation and differentiation in different types of stem and progenitor cells. Herein, the formation and functionalisation of the 3D-microenviroment is important to determine the survival and fate of the embedded cells.6-8 Here we used PuraMatrix9,10 (RADA16, PM), a peptide based hydrogel scaffold, which is well described and used to study the influence of a 3D-environment on different cell types.7,11-14 PuraMatrix can be customised easily and the synthetic fabrication of the nano-fibers provides a 3D-culture system of high reliability, which is in addition xeno-free.
Recently we have studied the influence of the PM-concentration on the formation of the scaffold.13 In this study the used concentrations of PM had a direct impact on the formation of the 3D-structure, which was demonstrated by atomic force microscopy. A subsequent analysis of the survival and differentiation of the hNPCs revealed an influence of the used concentrations of PM on the fate of the embedded cells. However, the analysis of survival or neuronal differentiation by means of immunofluorescence techniques posses some hurdles. To gain reliable data, one has to determine the total number of cells within a matrix to obtain the relative number of e.g. neuronal cells marked by &beta;III-tubulin. This prerequisites a technique to analyse the scaffolds in all 3-dimensions by a confocal microscope or a comparable technique like fluorescence microscopes able to take z-stacks of the specimen. Furthermore this kind of analysis is extremely time consuming. 
Here we demonstrate a method to release cells from the 3D-scaffolds for the later analysis e.g. by flow cytometry. In this protocol human neural progenitor cells (hNPCs) of the ReNcell VM cell line (Millipore USA) were cultured and differentiated in 3D-scaffolds consisting of PuraMatrix (PM) or PuraMatrix supplemented with laminin (PML). In our hands a PM-concentration of 0.25% was optimal for the cultivation of the cells13, however the concentration might be adapted to other cell types.12 The released cells can be used for e.g. immunocytochemical studies and subsequently analysed by flow cytometry. This speeds up the analysis and more over, the obtained data rest upon a wider base, improving the reliability of the data.

Here we describe the use of a self-assembling 3-dimensional scaffold to culture human neural progenitor cells. We present a protocol to release the cells from the scaffolds to be analysed subsequently e.g. by flow cytometry. This protocol might be adapted to other cell types to perform detailed mechanistically studies.

زراعة خلايا العصبية السلف في هيدروجيل 3 الابعاد الذاتي تجميع الببتيد

The  influence of 3-dimensional (3D) scaffolds on growth, proliferation and finally  neuronal differentiation is of great interest in order to find new ...

Self-reporting Scaffolds for 3-Dimensional Cell Culture

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting 3D cellular construct can often be more relevant to studying the molecular events and cell-cell interactions than similar experiments studied in 2D. To create effective 3D cultures with high cell viability throughout the scaffold the culture conditions such as oxygen and pH need to be carefully controlled as gradients in analyte concentration can exist throughout the 3D construct. Here we describe the methods of preparing biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors and their incorporation into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds along with their subsequent preparation for the culture of mammalian cells. The pH responsive scaffolds can be used as tools to determine microenvironmental pH within a 3D cellular construct. Furthermore, we detail the delivery of pH responsive nanosensors to the intracellular environment of mammalian cells whose growth was supported by electrospun PLGA scaffolds. The cytoplasmic location of the pH responsive nanosensors can be utilized to monitor intracellular pH (pHi) during ongoing experimentation.

Biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors can be incorporated into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds. The produced self-reporting scaffolds can be used for in&#160;situ monitoring of microenvironmental conditions whilst culturing cells upon the scaffold. This is beneficial as the 3D cellular construct can be monitored in real-time without disturbing the experiment.

سقالات الإبلاغ الذاتي للخلية ثقافة 3 الأبعاد

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting ...

An Improved Method for the Preparation of Type I Collagen From Skin

Soluble type 1 collagen (COL1) is used extensively as an adhesive substrate for cell cultures and as a cellular scaffold for regenerative applications. Clinically, this protein is widely used for cosmetic surgery, dermal injections, bone grafting, and reconstructive surgery. The sources of COL1 for these procedures are commonly nonhuman, which increases the potential for inflammation and rejection as well as xenobiotic disease transmission. In view of this, a method to efficiently and quickly purify COL1 from limited quantities of autologously-derived tissues would circumvent many of these issues; however, standard isolation protocols are lengthy and often require large quantities of collagenous tissues. Here, we demonstrate an efficient COL1 extraction method that reduces the time needed to isolate and purify this protein from about 10 days to less than 3 hr. We chose the dermis as our tissue source because of its availability during many surgical procedures. This method uses traditional extraction buffers combined with forceful agitation and centrifugal filtration to obtain highly-pure, soluble COL1 from small amounts of corium. Briefly, dermal biopsies are washed thoroughly in ice-cold dH2O after removing fat, connective tissue, and hair. The skin samples are stripped of noncollagenous proteins and polysaccharides using 0.5 M sodium acetate and a high speed bench-top homogenizer. Collagen from residual solids is subsequently extracted with a 0.075 M sodium citrate buffer using the homogenizer. These extracts are purified using 100,000 MW cut-off centrifugal filters that yield COL1 preparations of comparable or superior quality to commercial products or those obtained using traditional procedures. We anticipate this method will facilitate the utilization of autologously-derived COL1 for a multitude of research and clinical applications.

Traditional procedures for the isolation of soluble type 1 collagen (COL1) require about 10 days from start to finish because of lengthy buffer incubations and laborious resuspensions of fibrils. Here, we describe a means to purify COL1 from small dermal biopsies in less than 3 hr.

طريقة محسنة لإعداد النوع الأول الكولاجين من الجلد

Soluble type 1 collagen (COL1) is used extensively as an adhesive substrate for cell cultures and as a cellular scaffold for regenerative applications. ...

Analysis of Cell Migration within a Three-dimensional Collagen Matrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic development, wound healing, and immune responses. However, cell migration is also a key mechanism in cancer enabling these cancer cells to detach from the primary tumor to start metastatic spreading. Within the past years various cell migration assays have been developed to analyze the migratory behavior of different cell types. Because the locomotory behavior of cells markedly differs between a two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) environment it can be assumed that the analysis of the migration of cells that are embedded within a 3D environment would yield in more significant cell migration data. The advantage of the described 3D collagen matrix migration assay is that cells are embedded within a physiological 3D network of collagen fibers representing the major component of the extracellular matrix. Due to time-lapse video microscopy real cell migration is measured allowing the determination of several migration parameters as well as their alterations in response to pro-migratory factors or inhibitors. Various cell types could be analyzed using this technique, including lymphocytes/leukocytes, stem cells, and tumor cells. Likewise, also cell clusters or spheroids could be embedded within the collagen matrix concomitant with analysis of the emigration of single cells from the cell cluster/ spheroid into the collagen lattice. We conclude that the 3D collagen matrix migration assay is a versatile method to analyze the migration of cells within a physiological-like 3D environment.

Cell migration is a biological phenomenon that is involved in a plethora of physiological, such as wound healing and immune responses, and pathophysiological processes, like cancer. The 3D-collagen matrix migration assay is a versatile tool to analyze the migratory properties of different cell types within in a 3D physiological-like environment.

تحليل الهجرة خلية داخل الكولاجين مصفوفة ثلاثية الأبعاد

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic ...

Planar Gradient Diffusion System to Investigate Chemotaxis in a 3D Collagen Matrix

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to their surrounding area, leading to cell movement and migration. In order to understand the mechanisms that can alter and/or affect cell migration, one can study these forces. In theory, understanding the fundamental mechanisms and forces underlying cell migration holds the promise of effective approaches for treating diseases and promoting cellular transplantation. Unfortunately, modern chemotaxis chambers that have been developed are usually restricted to two dimensions (2D) and have complex diffusion gradients that make the experiment difficult to interpret. To this end, we have developed, and describe in this paper, a direct-viewing chamber for chemotaxis studies, which allows one to overcome modern chemotaxis chamber obstacles able to measure cell forces and specific concentration within the chamber in a 3D environment to study cell 3D migration. More compelling, this approach allows one to successfully model diffusion through 3D collagen matrices and calculate the coefficient of diffusion of a chemoattractant through multiple different concentrations of collagen, while keeping the system simple and user friendly for traction force microscopy (TFM) and digital volume correlation (DVC) analysis.

Cell migration is an important part of human development and life. In order to understand the mechanisms that can alter cell migration, we present a planar gradient diffusion system to investigate chemotaxis in a 3D collagen matrix, which allows one to overcome modern diffusion chamber limitations of existing assays.

مستو التدرج نظام إنتشار المعنية بالتحقيق في الانجذاب الكيميائي في الكولاجين مصفوفة 3D

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to ...

Minced Tissue in Compressed Collagen: A Cell-containing Biotransplant for Single-staged Reconstructive Repair

Conventional techniques for cell expansion and transplantation of autologous cells for tissue engineering purposes can take place in specially equipped human cell culture facilities. These methods include isolation of cells in single cell suspension and several laborious and time-consuming events before transplantation back to the patient. Previous studies suggest that the body itself could be used as a bioreactor for cell expansion and regeneration of tissue in order to minimize ex vivo manipulations of tissues and cells before transplanting to the patient. The aim of this study was to demonstrate a method for tissue harvesting, isolation of continuous epithelium, mincing of the epithelium into small pieces and incorporating them into a three-layered biomaterial. The three-layered biomaterial then served as a delivery vehicle, to allow surgical handling, exchange of nutrition across the transplant, and a controlled degradation. The biomaterial consisted of two outer layers of collagen and a core of a mechanically stable and slowly degradable polymer. The minced epithelium was incorporated into one of the collagen layers before transplantation. By mincing the epithelial tissue into small pieces, the pieces could be spread and thereby the propagation of cells was stimulated. After the initial take of the transplants, cell expansion and reorganization would take place and extracellular matrix mature to allow ingrowth of capillaries and nerves and further maturation of the extracellular matrix. The technique minimizes ex vivo manipulations and allow cell harvesting, preparation of autograft, and transplantation to the patient as a simple one-stage intervention. In the future, tissue expansion could be initiated around a 3D mold inside the body itself, according to the specific needs of the patient. Additionally, the technique could be performed in an ordinary surgical setting without the need for sophisticated cell culturing facilities.

Tissue engineering often includes in vitro expansion in order to create autografts for tissue regeneration. In this study a method for tissue expansion, regeneration, and reconstruction in vivo was developed in order to minimize the processing of cells and biological materials outside the body.

الأنسجة المفروم في المضغوط الكولاجين: وBiotransplant التي تحتوي على خلية لإصلاح الترميمية نظموا وحيد

Conventional techniques for cell expansion and transplantation of autologous cells for tissue engineering purposes can take place in specially equipped ...

Recombinant Collagen I Peptide Microcarriers for Cell Expansion and Their Potential Use As Cell Delivery System in a Bioreactor Model

Tissue engineering is a promising field, focused on developing solutions for the increasing demand on tissues and organs regarding transplantation purposes. The process to generate such tissues is complex, and includes an appropriate combination of specific cell types, scaffolds, and physical or biochemical stimuli to guide cell growth and differentiation. Microcarriers represent an appealing tool to expand cells in a three-dimensional (3D) microenvironment, since they provide higher surface-to volume ratios and mimic more closely the in vivo situation compared to traditional two-dimensional methods. The vascular system, supplying oxygen and nutrients to the cells and ensuring waste removal, constitutes an important building block when generating engineered tissues. In fact, most constructs fail after being implanted due to lacking vascular support. In this study, we present a protocol for endothelial cell expansion on recombinant collagen-based microcarriers under dynamic conditions in spinner flask and bioreactors, and we explain how to determine in this setting cell viability and functionality. In addition, we propose a method for cell delivery for vascularization purposes without additional detachment steps necessary. Furthermore, we provide a strategy to evaluate the cell vascularization potential in a perfusion bioreactor on a decellularized&#160;biological matrix. We believe that the use of the presented methods could lead to the development of new cell-based therapies for a large range of tissue engineering applications in the clinical practice.

We propose a cell expansion protocol on macroporous microcarriers and their use as delivery system in a perfusion bioreactor to seed a decellularized tissue matrix. We also include different techniques to determine cell proliferation and viability of cells cultured on microcarriers. Furthermore, we demonstrate functionality of cells after bioreactor cultures.

المؤتلف الكولاجين أنا ميكروكاريرس الببتيد لتوسيع الخلية وإمكانية استخدامها كنظام إيصال خلية في مفاعل حيوي نموذج

Tissue engineering is a promising field, focused on developing solutions for the increasing demand on tissues and organs regarding transplantation ...

Rodent Behavioral Testing to Assess Functional Deficits Caused by Microelectrode Implantation in the Rat Motor Cortex

Medical devices implanted in the brain hold tremendous potential. As part of a Brain Machine Interface (BMI) system, intracortical microelectrodes demonstrate the ability to record action potentials from individual or small groups of neurons. Such recorded signals have successfully been used to allow patients to interface with or control&#160;computers, robotic limbs, and their own limbs. However, previous animal studies have shown that a microelectrode implantation in the brain not only damages the surrounding tissue but can also result in functional deficits. Here, we discuss a series of behavioral tests to quantify potential motor impairments following the implantation of intracortical microelectrodes into the motor cortex of a rat. The methods for open field grid, ladder crossing, and grip strength testing provide valuable information regarding the potential complications resulting from a microelectrode implantation. The results of the behavioral testing are correlated with endpoint histology, providing additional information on the pathological outcomes and impacts of this procedure on the adjacent tissue.

We have shown that a microelectrode implantation in the motor cortex of rats causes immediate and lasting motor deficits. The methods proposed herein outline a microelectrode implantation surgery and three rodent behavioral tasks to elucidate potential changes in the fine or gross motor function due to implantation-caused damage to the motor cortex.