الكتاب الامتنان نيل ايتهاوس (WPI وهيغنز صناعة الآلات) لمساعدته مع التصنيع باستخدام الحاسب الآلي. بالإضافة إلى ذلك ، نود أن نشكر أدريانا هيرا (WPI الحاسبات ومركز للاتصالات) ليساعدها مع برمجة MATLAB ، وكذلك المشروبات كيت وجوزيف كوتنوير (WPI الأكاديمية مركز تقنية) للحصول على المساعدة مع كمتسا. قدمت صوفي وبورك Jacleen بيكر (WPI الأكاديمية مركز تقنية) تكميلية لقطات الفيديو. وقد تم تمويل هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة (R15 HL097332) ، وبحوث الطبية UMass المدرسة التجريبية WPI المبادرة ، وجمعية القلب الأميركية (الزمالة البحثية الجامعية إلى JZH) ، ورسستر معهد البوليتكنيك (زمالة البحوث الجامعية الصيفية لJZH والمؤسسية بدء الأموال لMWR).

1. تصنيع خلية بذر العفن يبدأ الطحن (أ) 1 / 2 &quot;قطعة سميكة من البولي لإنشاء 15 ، ذهابا والقاع ، والآبار الحلقي مع مركز قطر آخر من 2 ملم. القنوات المضروب 6 ملم وعميقة واسعة 3.75 ملم. النظيفة والجافة الى القالب البولي إزالة أي حطام البلاستيك من عملية الطحن. مزيج polydimethylsiloxane (PDMS) في نسبة 10:01 (ث / ث) من قاعدة لوكيل علاج ، ديغا لإزالة جميع فقاعات الهواء ، ويسكب على القالب البولي. ديغا مرة أخرى لإزالة أي فقاعات المتبقية ، والشفاء في الفرن عند درجة 60 لمدة 4 ساعات. الشفاء مرة واحدة ، وإزالة القالب بعناية PDMS بواسطة تقشير ببطء بعيدا عن البولي ، ويغسل بالماء والصابون ، والأوتوكلاف. الأوتوكلاف أيضا حلا من اثنين في المئة agarose (ث / ت) الذائب في النسر Dulbecco والمتوسطة المحورة (DMEM). مكان القالب PDMS على سطح مستو وملء مع الآغا المنصهر<html> ارتفعت بنسبة agarose pipetting الأولى في كل من مركز القوالب آخر ، وpipetting ثم الى الفضاء من حوله. السماح لترسيخ agarose (حوالي 15 دقيقة) ، ثم عكس القالب للافراج عن agarose من PDMS. agarose خفض الفائض من حول كل من الآبار ، ووضع الآبار في 12 agarose جيدا لوحات. 2. خلية ثقافة وبذر الحلبة إضافة خلية الإعلام الثقافة (FBS DMEM مع 10 ٪ و 1 ٪ البنسلين ستربتومايسين) حول الجزء الخارجي من العفن agarose ، من دون تغطية الجزء العلوي من القوالب. وضع لوحات في الحاضنة ، والسماح لهم لكي تتوازن لحوالي 15 دقيقة أثناء تحضير الخلايا. في التقاء 90 ٪ ، ويعرض للتريبسين الفئران خلايا العضلات الملساء الأبهر (rSMCs) وresuspend في تركيز خلايا 5x10 6 / مل. ماصة 100 ميكرولتر من تعليق الخلية في كل من آبار agarose الحلقي ، وذلك باستخدام حركة دائرية لتطبيق الخلايا إلى كل بئر. محتوى &quot;&gt; تأكد من الرفوف هي حاضنة المستوى ، ثم ضع الأطباق في الحاضنة والسماح لهم الجلوس دون عائق لمدة 24 ساعة. بورصة المتوسطة كل يومين بعد ذلك بواسطة الشفط وسائل الإعلام من حول البئر ، وإعادة ملء كل جيدا حتى agarose البئر المغمورة تماما. 3. حصاد النسيج الدائري والقياسات سماكة في ختام والثقافة ، وإزالة عصابة من العفن agarose من الانزلاق أكثر من ذلك الجزء العلوي من مركز آخر. مخزنة مكان الخاتم في طبق بتري الصغيرة مع الفوسفات الملحي (PBS) ، ومركز العينة ، والحصول على صورة باستخدام نظام التصوير الرقمي. استخدام برنامج تحليل الصور من أجل الكشف عن الحافة وقياس سماكة من الحلبة في 4 وظائف (أعلى ، أسفل ، اليسار واليمين) حول محيطها. حساب قيمة سمك يعني (ر) لكل حلقة الفردية ، واستخدام هذه القيمة لحساب مساحة مستعرضة(2π (ر) 2 / 2). 4. الميكانيكية اختبار الخواتم إعداد جهاز اختبار الشد (EPS Instron 1000) في وضع أفقي. نعلق خلية تحميل 1N ± 1mN والعرف السيطرة سلك رقيق (تم إنشاؤه بواسطة أسلاك الفولاذ المقاوم للصدأ الانحناء). تحميل عينة الخاتم في السيطرة two أسلاك رقيقة. تمديد السيطرة حتى يتم تطبيق 5 مليون تحميل الفارغة للعينة. دخول المنطقة مستعرضة (المحسوبة من قياسات سمك) وسجل قياس طول. قبل دورة الحلقات 8 مرات بين الحمولة الفارغة و 50 كيلو باسكال الضغط بمعدل 10 مم / دقيقة. بعد الثامنة ما قبل الدورة ، وإلى الفشل في سحب 10 مم / دقيقة. كما لوحظ عدم حدوث انخفاض في القوة بنسبة 40 ٪ من قياس إلى آخر. لكل عينة الخاتم ، وقياس الضغط الشد النهائي (UTS) ، وسلالة الفشل وحساب الحد الأقصى لمعامل الظل (MTM) من البيانات التي يحصل عليها. 5. حلقة الأنسجة كماsembly الى افتعال أنابيب الأنسجة يتم تشكيله أصحاب أنبوب مخصص من الأقراص 5 سم مع جولة البولي القواطع مستطيلة (2 سم * 3 سم). حفر ثقوب مترابطة من خلال هذه الأقراص للسماح ثمل two أصحاب معا. الأوتوكلاف أصحاب أنبوب مخصص ، ومن ثم نقل الى مجلس الوزراء للسلامة الأحيائية وضعها في طبق بيتري فارغة. استخدام مقص لقطع الجراحية نهايات 1.9 ملم أنابيب قطرها سيليكون بزاوية لإنشاء مشطوف الحواف ، ثم الأوتوكلاف أنابيب السيليكون. بينما يجري تعقيمها الأنابيب ، وملء طبق بيتري مع وسائل الاعلام. إزالة الحلقات من الآبار agarose ووضعها في صحن بيتري مع وسائل الاعلام. تعقيمها مكان أنابيب السيليكون في طبق بتري نفس الرطب عليها قبل استخدامها. استخدام ملقط لوضع نهاية مشطوف من أنبوب السيليكون في وسط الحلقة والشريحة بلطف على عصابة للأنابيب السيليكون. كرر مع العدد المرغوب فيه من ريخ ع. الشريحة يرن في اتصال مع بعضهم البعض عن طريق دفع بلطف لهم على التوالي في كلا الاتجاهين على طول الأنبوب. ويمكن استخدام هذه الطريقة لحلقات حصادها بعد يوم واحد فقط في مجال الثقافة. مرة واحدة هي التي شنت الخواتم ، ومحاذاة أنابيب السيليكون داخل أصحاب البولي والمسمار شطري حامل معا. مكان حامل في طبق بيتري 100 ملم و 55 ملم إضافة الوسائط. تبادل وسائل الاعلام كل 3 أيام لمدة الثقافة. لإزالة أنابيب الأنسجة ، والإفراج عن أنابيب السيليكون من صاحب البولي واستخدام ملقط لتمرير أنابيب أنسجة قبالة أنبوب السيليكون والى صحن بيتري مليئة برنامج تلفزيوني. 6. ممثل النتائج : تجميع الخلايا عند تنفيذ البروتوكول بشكل صحيح ، على شكل حلقات النسيج التي يبلغ قطرها الداخلي يساوي القطر من العفن آخر المناظرة في غضون 24 ساعة. حواف ناعمة الحلقة عادة في مظهر (وإذا الثقافةالطبعة على سطح مستو) ، هي موحدة في جميع أنحاء سماكة محيط بأكمله. الحلقات الأنسجة من السهل التعامل معها ويمكن إزالتها من آبارهم لاحقة تحليل الميكانيكية والنسيجية (انظر في Gwyther وآخرون ، 2011 8). مورفولوجيا الأنسجة الدائري ، تكوين مصفوفة ، والخواص الميكانيكية تختلف تبعا لعدد ونوع من الخلايا المصنفة. وتظهر نتائج ممثلة من الخواتم المصنوعة من الأنسجة المختلفة أنواع الخلايا ، بذر الشروط ، وطول الثقافة في الجدول 1. عرض حلقتين من معرف مم خلق 5 rSMCs 5x10 أعلى UTS من خلق حلقات من وجهة نظرنا تنطبق حلقات مم 2 (مصنوعة من rSMCs 6.6x10 5) 8 مماثلة لخلايا الفئران ، وخلايا العضلات الملساء (hSMC) تجميعها بسهولة لتشكيل انسجة الخواتم ، والتي تحتوي على كمية كبيرة من الكولاجين بعد 14 يوما فقط في الثقافة (لا تظهر البيانات). الإنسان الخلايا الجذعية الوسيطة (hMSC) مجمعة أيضا وشكلت حلقات متماسكة ، ولكن لاcked القوة الميكانيكية واندلعت خلال المراحل الأولية من precycling اختبار الشد أحادي المحور. <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td></td><td> ن </td><td> عدد الخلايا </td><td> سمك (ملم) </td><td> طول الثقافة (أيام) </td><td> UTS (باسكال) </td><td> MTM (باسكال) </td><td> فشل سلالة (مم / مم) </td></tr><tr><td> rSMC الخواتم </td><td> 6 </td><td> 660000 </td><td> 0.94 ± 0.12 </td><td> 14 </td><td> 97 ± 30 </td><td> 497 ± 91 </td><td> 0.50 ± 0.08 </td></tr><tr><td> rSMC الخواتم </td><td> 4 </td><td> 500000 </td><td> 0.53 ± 0.02 </td><td> 7 </td><td> 113 ± 8 </td><td> 189 ± 15 </td><td> 0.88 ± 0.05 </td></tr><tr><td> hSMC الخواتم </td><td> 3 </td><td> 750000 </td><td> 0.51 ± 0.05 </td><td> 14 </td><td> 160 ± 30 </td><td> 270 ± 20 </td><td> 0.92 ± 0.08 </td></tr><tr><td> hMSC الخواتم </td><td> 3 </td><td> 750000 </td><td> 0.40 ± 0.07 </td><td> 14 </td><td> N / A </td><td> N / A </td><td> N / A </td></tr></tbody></table> الجدول 1. جدول يبين معالم الثقافة والخواص الميكانيكية للخواتم 2 ملم المتولدة من أنواع مختلفة من الخلايا ، وتركيزات البذر ، وفترات الثقافة. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/3366/3366fig1.jpg" /> الشكل 1 (أ) تخطيطي لعملية توليد الأنسجة الحلبة. (ب) مخصص مع البولي العفن الحلقي الآبار المضروب. بأقطار آخر المركزية هي 2 ملم. (C) PDMS القالب بعد مقشر بعيدا عن العفن البولي. (د) حلقة مجمعة الأنسجة المستنبتة في قالب agarose مع آخر 2 ملم. (E) الأنسجة قطرها اثنان ملم حلقة في برنامج تلفزيوني. أشرطة مقياس ملم 6 ملم (B ، C) و 2 = (D ، E). <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/3366/3366fig2.jpg" /> الشكل 2. مؤامرة ممثل الم Ù منحنى الإجهاد والانفعالدائرة الهندسة المدنية من اختبار الشد أحادي المحور.

<ol>
	<li>Roger, V. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+Disease+and+Stroke+Statistics--2011+Update:+A+Report+From+the+American+Heart+Association.">Heart Disease and Stroke Statistics--2011 Update: A Report From the American Heart Association.</a> Circulation. 123, e18-e209 (2011).</li><li>Kelm, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+concept+for+scaffold-free+vessel+tissue+engineering:+self-assembly+of+microtissue+building+blocks.">A novel concept for scaffold-free vessel tissue engineering: self-assembly of microtissue building blocks.</a> J. Biotechnol. 148, 46-55 (2010).</li><li>Gauvin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+single-step+self-assembly+approach+for+the+fabrication+of+tissue-engineered+vascular+constructs.">A novel single-step self-assembly approach for the fabrication of tissue-engineered vascular constructs.</a> Tissue. Eng. Part. A. 16, 1737-1747 (2010).</li><li>L'Heureux, N., McAllister, T. N., de la Fuente, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+blood+vessel+for+adult+arterial+revascularization.">Tissue-engineered blood vessel for adult arterial revascularization.</a> N. Engl. J. Med. 357, 1451-1453 (2007).</li><li>Norotte, C., Marga, F. S., Niklason, L. E., Forgacs, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scaffold-free+vascular+tissue+engineering+using+bioprinting.">Scaffold-free vascular tissue engineering using bioprinting.</a> Biomaterials. 30, 5910-5917 (2009).</li><li>Dean, D. M., Napolitano, A. P., Youssef, J., Morgan, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rods,+tori,+and+honeycombs:+the+directed+self-assembly+of+microtissues+with+prescribed+microscale+geometries.">Rods, tori, and honeycombs: the directed self-assembly of microtissues with prescribed microscale geometries.</a> FASEB. J. 21, 4005-4012 (2007).</li><li>Livoti, C. M., Morgan, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-assembly+and+tissue+fusion+of+toroid-shaped+minimal+building+units.">Self-assembly and tissue fusion of toroid-shaped minimal building units.</a> Tissue. Eng. Part. A. 16, 2051-2061 (2010).</li><li>Gwyther, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineered+vascular+tissue+fabricated+from+aggregated+smooth+muscle+cells.">Engineered vascular tissue fabricated from aggregated smooth muscle cells.</a> Cell. Tissues. Organs. 194, 13-24 (2011).</li><li>Seliktar, D., Black, R. A., Vito, R. P., Nerem, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+mechanical+conditioning+of+collagen-gel+blood+vessel+constructs+induces+remodeling+in+vitro.">Dynamic mechanical conditioning of collagen-gel blood vessel constructs induces remodeling in vitro.</a> Ann. Biomed. Eng. 28, 351-362 (2000).</li><li>Rowe, S. L., Stegemann, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interpenetrating+collagen-fibrin+composite+matrices+with+varying+protein+contents+and+ratios.">Interpenetrating collagen-fibrin composite matrices with varying protein contents and ratios.</a> Biomacromolecules. 7, 2942-2948 (2006).</li><li>Pins, G. D., Collins-Pavao, M. E., De Water, L. V. a. n., Yarmush, M. L., Morgan, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasmin+triggers+rapid+contraction+and+degradation+of+fibroblast-populated+collagen+lattices.">Plasmin triggers rapid contraction and degradation of fibroblast-populated collagen lattices.</a> J. Invest. Dermatol. 114, 647-653 (2000).</li><li>Konig, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+properties+of+completely+autologous+human+tissue+engineered+blood+vessels+compared+to+human+saphenous+vein+and+mammary+artery.">Mechanical properties of completely autologous human tissue engineered blood vessels compared to human saphenous vein and mammary artery.</a> Biomaterials. 30, 1542-1550 (2009).</li><li>Mironov, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organ+printing:+tissue+spheroids+as+building+blocks.">Organ printing: tissue spheroids as building blocks.</a> Biomaterials. 30, 2164-2174 (2009).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

مؤخرا ، كان هناك اهتمام متزايد في بناء الخلية أو &quot;سقالة أقل&quot; أساليب هندسة الأنسجة لمعالجة بعض أوجه القصور في النهج القائمة على سقالة هندسة الأنسجة. بالنظر إلى أن يتم إنشاء خلية الأنسجة المشتقة من الخلايا والمصفوفة التي تنتجها ، أنها تحتوي بطبيعتها كثافة الخلية أعلى من ذلك بكثير ، لا تحتوي على مواد خارجية ، ويمكن أن يكون مصنوع بالكامل من خلايا الإنسان والبروتينات. يمكن ترقيع الأوعية المصنوعة من خلايا الإنسان تحقيق القوة الميكانيكية كبيرة في غياب السقالات الخارجية (على سبيل المثال ، والضغوط تنفجر 3400 مم زئبق مقارنة مع 1600 مم زئبقي للالصافن عروق الإنسان) 12. على الرغم من خلية مقرها الأنسجة الوعائية المعرض تحسين كثافة الخلايا والقوة الميكانيكية ، وطرق تصنيع معظم الحالية (مثل &quot;الهندسة ورقة تستند&quot; 3،4،12 أو &quot;bioprinting&quot; 5،13) تتطلب ثقافة واسعة فترات (&gt; 3 أشهر) أو المعدات المتخصصة للبناء الأنسجة 3D. الحلقة نسيج الخلايا المشتقة من ميثوصف التطوير التنظيمي هنا تمكن السريع الخلوية التجميع الذاتي لتشكيل نسيج متين يبني 3D في غضون فترة قصيرة من الزمن ، ودون استخدام معدات متخصصة. هذا البروتوكول تفاصيل الإجراء قمنا بتطويرها لإنشاء 2 ملم الجرذان قطرها الداخلي السلس الخلايا المشتقة من حلقات العضلات الأنسجة. في المثال الحالي ، ومثقف حلقات النسيج لمدة 7 أيام (لتربيتها ثم 7 أيام إضافية للاندماج وتكوين عصابة أنبوب). ومع ذلك ، 2 ملم الجرذان (والبشر) يمكن إزالة الخلايا العضلية سلسة حلقات من الآبار ومتماسكة بما فيه الكفاية للتعامل مع (على سبيل المثال ، نقل على أنابيب السيليكون) في أقرب وقت بعد يوم واحد زرع الخلايا. بالإضافة ، يمكن إنشاء شبكات قوية مع الأنسجة الداخلية بأقطار مختلفة (2 ، 4 ، و 6 ملم) مع هذا الأسلوب ببساطة عن طريق تغيير قطر آخر من العفن البولي الأصلي. 8 ونحن أيضا في الآونة الأخيرة تعديل تصميم قوالب البولي لتمكين five 2 آبار بذر ملم من المقرر ان يلقي في غرفة واحدة متعددة agarose جيدا ، والتيويستخدم أقل PDMS agarose ، ويناسب أيضا في واحدة من لوحة 6 - جيدا (لا تظهر البيانات). تغييرات في قطر آخر ، وعرض البذر أيضا ، في دائرة نصف قطرها من انحناء أسفل مدورة ، ويمكن كل عدد من الآبار البذر ، أو عمق الآبار بذر يمكن تعديل ببساطة عن طريق تغيير المواصفات في الملف CAD لCNC بالقطع من العفن البولي. أخيرا ، يمكن استخدام قالب واحد لافتعال البولي عدد غير محدود من القوالب PDMS ، ويمكن تنظيفها كل قالب PDMS ، تعقيمها وإعادة استخدامها عشرات المرات. بالإضافة إلى تغيير حجم الحلقات الأنسجة ، وحققنا الكثير من الخواتم من أنواع مختلفة من الخلايا ، بما في ذلك : SMCs الفئران الأساسية (تطبيقات الخليوي ، R354 - 05) ، المرحلة الابتدائية الإنسان SMCs الشريان التاجي (Lonza ، CC - 2583) ، الإنسان الأساسية الجلد الليفية 11 (هدية سخية من الدبابيس الدكتور جورج WPI قسم الهندسة الطبية الحيوية) ، الرئة الليفية الفئران (إعادة الروابط العائلية - 6 ، ATCC CCL - 192) ، والخلايا الجذعية الوسيطة (Lonza ، PT-2501). كل من هذه الخلية أنواع الركام والعقود حول الوظائف مركز على شكل حلقات الأنسجة ، على الرغم من تنظيم الخلوية ، وتكوين ECM ، والخصائص الميكانيكية للبنيات تختلف عن كل نوع من الخلايا. يجب أن تكون المعلمات بذر لكل نوع من الخلايا تحدد تجريبيا على أساس حجم الخلايا وقدرتها على تجميع. لذا ، في حين أن هذا النظام خلق حلقات نسيج الخلايا المشتقة مرنة للغاية ، قد تحتاج بروتوكول تعديلات طفيفة لتكوين الأنسجة الأمثل مع أنواع مختلفة من الخلايا. هندسة النسيج الدائري يسهل التحميل سهلة وتقييم خواص المواد الأنسجة عن طريق اختبار الشد أحادي المحور ، كما هو موضح. هناك أيضا سابقة كبيرة لاستخدام شرائح الدم حلقة السفينة لقياس تقلص الأوعية الدموية وظيفة فسيولوجية. الدراسات الأولية تشير إلى أن يمكن تركيبه حلقات نسيج الخلايا المشتقة على سلك جهاز myograph لقياس الاستجابة الدوائية ومقلص قوة جيل (لا تظهر البيانات). تماما ، والقدرة على افتعال بسرعة حلقات خلية الذاتي تجميع للتحليل النسيجي والميكانيكية والفسيولوجية والبيوكيميائية ويشير إلى وجود أداة قوية جديدة قد تكون مفيدة للبنية الأنسجة الوعائية النمذجة وظيفة في مجال الصحة والمرض.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><th> اسم كاشف / المعدات </th><th> شركة </th><th> كتالوج # </th></tr><tr><td> Polydimethylsiloxane (PDMS) </td><td> داو كورنينج </td><td> Sylgard 184 </td></tr><tr><td> Agarose </td><td> Lonza </td><td> 50000 </td></tr><tr><td> DMEM </td><td> Mediatech </td><td> 15-017 - CV </td></tr><tr><td> الجنين مصل البقر (FBS) </td><td> PAA </td><td> A05 - 201 </td></tr><tr><td> البنسلين / الستربتوميسين </td><td> Mediatech </td><td> 30-002 - CI </td></tr><tr><td> نظام التصوير الرقمي </td><td> مؤسسة DVT </td><td> طراز 630 </td></tr><tr><td> أحادي المحور اختبار الآلة </td><td> Instron </td><td> E1000 ElectroPuls </td></tr><tr><td> الكشف عن حافة برمجيات </td><td> مؤسسة DVT </td><td> الإطار 2.4.6 </td></tr></tbody></table>

directed cellular self-assembly to fabricate cell-derived tissue rings for biomechanical analysis and tissue engineering

كل عام ، مئات الآلاف من المرضى الخضوع لعملية جراحية في الشريان التاجي في الولايات المتحدة. 1 حوالي ثلث هؤلاء المرضى لم يكن لديك مناسبة السفن المانحة ذاتي بسبب تطور المرض أو الحصاد السابق. ان الهدف من هندسة الأنسجة الوعائية هي تطوير مصدر بديل مناسب لهذه الطعوم الالتفافية. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن هندستها الأنسجة الوعائية تثبت قيمتها بوصفها كائنات حية نماذج الأوعية الدموية لدراسة أمراض القلب والأوعية الدموية. تم استكشاف العديد من النهج الواعدة في الأوعية الدموية والهندسة ، مع العديد من الدراسات الحديثة التي تركز على التنمية وتحليل الخلية المستندة إلى الأساليب. 2-5 وهنا ، فإننا نقدم وسيلة لتجميع الخلايا ذاتية بسرعة الى حلقات النسيج 3D التي يمكن استخدامها في المختبر لنموذج الأنسجة الوعائية. للقيام بذلك ، يتم تعليق المصنف خلايا العضلات الملساء في قاع بئر مستديرة agarose الحلقي. خصائص غير لاصقة للسماح عشر agaroseخلايا ه لتسوية والركام والعقد حول آخر في مركز جيد لتشكيل عصابة نسيج متماسك. 6،7 هذه الحلقات يمكن أن يكون المثقف لعدة أيام قبل الحصاد لالميكانيكية والتحليل ، والفسيولوجية البيوكيميائية ، أو النسيجية. لقد أثبتنا أن هذه الحلقات نسيج الخلايا المشتقة من العائد على 100-500 قوة الشد كيلوباسكال النهائي (8) الذي تجاوز قيمة المبلغ عنها ليبني أنسجة الأوعية الدموية الأخرى هندسيا مثقف لفترات مماثلة (&lt;30 كيلو باسكال). 9،10 نتائجنا تظهر ان الخلايا القوية لا يمكن أن يتحقق المستمدة من الأنسجة الوعائية حلقة جيل في غضون فترة زمنية قصيرة ، ويتيح الفرصة لتقييم مباشر والكمي للمساهمات من الخلايا والخلايا المشتقة من مصفوفة (CDM) لبنية الأنسجة الوعائية ووظيفتها.

Watch this Scientific Journal Video about Directed Cellular Self-Assembly to Fabricate Cell-Derived Tissue Rings for Biomechanical Analysis and Tissue Engineering at JoVE.com

Directed Cellular Self-Assembly to Fabricate Cell-Derived Tissue Rings for Biomechanical Analysis and Tissue Engineering

توضح هذه المقالة طريقة لخلق تنوعا حلقات نسيج الخلايا المشتقة من قبل الخلوية التجمع المصير. خلايا العضلات الملساء في البطولة على شكل حلقة الآبار التجميعية agarose وعقد لتشكيل قوة ثلاثية الأبعاد (3D) الأنسجة في غضون 7 أيام. حلقات الأنسجة ملليمتر النطاق تؤدي إلى اختبار الميكانيكية وتكون بمثابة اللبنات لتجميع الأنسجة.

توجه الخلوي الذاتي الجمعية الى افتعال خواتم نسيج الخلايا المستمدة من النشاط الحيوي لتحليل وهندسة الأنسجة

Each year, hundreds of thousands of patients undergo coronary artery bypass surgery in the United States.1 Approximately one third of these patients do ...

directed-cellular-self-assembly-to-fabricate-cell-derived-tissue

Research

JoVE Journal

Bioengineering

18.7K Views.  Worcester Polytechnic Institute. توضح هذه المقالة طريقة لخلق تنوعا حلقات نسيج الخلايا المشتقة من قبل الخلوية التجمع المصير. خلايا العضلات الملساء في البطولة على شكل حلقة الآبار التجميعية agarose وعقد لتشكيل قوة ثلاثية الأبعاد (3D) الأنسجة في غضون 7 أيام. حلقات الأنسجة ملليمتر النطاق تؤدي إلى اختبار ...

Video: Directed Cellular Self-Assembly to Fabricate Cell-Derived Tissue Rings for Biomechanical Analysis and Tissue Engineering

Elastomeric PGS Scaffolds in Arterial Tissue Engineering

Cardiovascular disease is one of the leading cause of mortality in the US and especially, coronary artery disease increases with an aging population and increasing obesity1. Currently, bypass surgery using autologous vessels, allografts, and synthetic grafts are known as a commonly used for arterial substitutes2. However, these grafts have limited applications when an inner diameter of arteries is less than 6 mm due to low availability, thrombotic complications, compliance mismatch, and late intimal hyperplasia3,4. To overcome these limitations, tissue engineering has been successfully applied as a promising alternative to develop small-diameter arterial constructs that are nonthrombogenic, robust, and compliant. Several previous studies have developed small-diameter arterial constructs with tri-lamellar structure, excellent mechanical properties and burst pressure comparable to native arteries5,6. While high tensile strength and burst pressure by increasing collagen production from a rigid material or cell sheet scaffold, these constructs still had low elastin production and compliance, which is a major problem to cause graft failure after implantation. Considering these issues, we hypothesized that an elastometric biomaterial combined with mechanical conditioning would provide elasticity and conduct mechanical signals more efficiently to vascular cells, which increase extracellular matrix production and support cellular orientation.
The objective of this report is to introduce a fabrication technique of porous tubular scaffolds and a dynamic mechanical conditioning for applying them to arterial tissue engineering. We used a biodegradable elastomer, poly (glycerol sebacate) (PGS)7 for fabricating porous tubular scaffolds from the salt fusion method. Adult primary baboon smooth muscle cells (SMCs) were seeded on the lumen of scaffolds, which cultured in our designed pulsatile flow bioreactor for 3 weeks. PGS scaffolds had consistent thickness and randomly distributed macro- and micro-pores. Mechanical conditioning from pulsatile flow bioreactor supported SMC orientation and enhanced ECM production in scaffolds. These results suggest that elastomeric scaffolds and mechanical conditioning of bioreactor culture may be a promising method for arterial tissue engineering.

Elastomeric PGS scaffolds with vascular smooth muscle cells cultured in a pulsatile flow bioreactor may lead to promising small-diameter arterial constructs with native ECM production in a relatively short culture period.

PGS السقالات المرنة في هندسة الأنسجة الشرياني

Cardiovascular disease is one of the leading cause of mortality in the US and especially, coronary artery disease increases with an aging population and ...

Electric Field-controlled Directed Migration of Neural Progenitor Cells in 2D and 3D Environments

Endogenous electric fields (EFs) occur naturally in vivo and play a critical role during tissue/organ development and regeneration, including that of the central nervous system1,2. These endogenous EFs are generated by cellular regulation of ionic transport combined with the electrical resistance of cells and tissues. It has been reported that applied EF treatment can promote functional repair of spinal cord injuries in animals and humans3,4. In particular, EF-directed cell migration has been demonstrated in a wide variety of cell types5,6, including neural progenitor cells (NPCs)7,8. Application of direct current (DC) EFs is not a commonly available technique in most laboratories. We have described detailed protocols for the application of DC EFs to cell and tissue cultures previously5,11. Here we present a video demonstration of standard methods based on a calculated field strength to set up 2D and 3D environments for NPCs, and to investigate cellular responses to EF stimulation in both single cell growth conditions in 2D, and the organotypic spinal cord slice in 3D. The spinal cordslice is an ideal recipient tissue for studying NPC ex vivo behaviours, post-transplantation, because the cytoarchitectonic tissue organization is well preserved within these cultures9,10. Additionally, this ex vivo model also allows procedures that are not technically feasible to track cells in vivo using time-lapse recording at the single cell level. It is critically essential to evaluate cell behaviours in not only a 2D environment, but also in a 3D organotypic condition which mimicks the in vivo environment. This system will allow high-resolution imaging using cover glass-based dishes in tissue or organ culture with 3D tracking of single cell migration in vitro and ex vivo and can be an intermediate step before moving onto in vivo paradigms.

This protocol demonstrates methods used to establish 2D and 3D environments in custom-designed electrotactic chambers, which can track cells in vivo/ex vivo using time-lapse recording at the single cell level, in order to investigate galvanotaxis/electrotaxis and other cellular responses to direct current (DC) electric fields (EFs).

الكهربائية الميدانية التي تسيطر عليها هجرة إخراج من الخلايا العصبية السلف في البيئات 2D و 3D

Endogenous electric fields (EFs) occur naturally in vivo and play a critical role during tissue/organ development and regeneration, including that of the ...

Non-contact, Label-free Monitoring of Cells and Extracellular Matrix using Raman Spectroscopy

Non-destructive, non-contact and label-free technologies to monitor cell and tissue cultures are needed in the field of biomedical research.1-5 However, currently available routine methods require processing steps and alter sample integrity. Raman spectroscopy is a fast method that enables the measurement of biological samples without the need for further processing steps. This laser-based technology detects the inelastic scattering of monochromatic light.6 As every chemical vibration is assigned to a specific Raman band (wavenumber in cm-1), each biological sample features a typical spectral pattern due to their inherent biochemical composition.7-9 Within Raman spectra, the peak intensities correlate with the amount of the present molecular bonds.1 Similarities and differences of the spectral data sets can be detected by employing a multivariate analysis (e.g. principal component analysis (PCA)).10
Here, we perform Raman spectroscopy of living cells and native tissues. Cells are either seeded on glass bottom dishes or kept in suspension under normal cell culture conditions (37 &deg;C, 5% CO2) before measurement. Native tissues are dissected and stored in phosphate buffered saline (PBS) at 4 &deg;C prior measurements. Depending on our experimental set up, we then either focused on the cell nucleus or extracellular matrix (ECM) proteins such as elastin and collagen. For all studies, a minimum of 30 cells or 30 random points of interest within the ECM are measured. Data processing steps included background subtraction and normalization.

Raman spectroscopy is a suitable technique for the non-contact, label-free analysis of living cells, tissue-engineered constructs and native tissues. Source-specific spectral fingerprints can be generated and analyzed using multivariate analysis.

عدم الاتصال، تسمية خالية من رصد خلايا المصفوفة خارج الخلية، وباستخدام التحليل الطيفي رامان

Non-destructive, non-contact and label-free technologies to monitor cell and tissue cultures are needed in the field of biomedical research.1-5 However, ...

Capillary Force Lithography for Cardiac Tissue Engineering

Cardiovascular disease remains the leading cause of death worldwide1. Cardiac tissue engineering holds much promise to deliver groundbreaking medical discoveries with the aims of developing functional tissues for cardiac regeneration as well as in vitro screening assays. However, the ability to create high-fidelity models of heart tissue has proven difficult. The heart&#8217;s extracellular matrix (ECM) is a complex structure consisting of both biochemical and biomechanical signals ranging from the micro- to the nanometer scale2. Local mechanical loading conditions and cell-ECM interactions have recently been recognized as vital components in cardiac tissue engineering3-5.
A large portion of the cardiac ECM is composed of aligned collagen fibers with nano-scale diameters that significantly influences tissue architecture and electromechanical coupling2. Unfortunately, few methods have been able to mimic the organization of ECM fibers down to the nanometer scale. Recent advancements in nanofabrication techniques, however, have enabled the design and fabrication of scalable scaffolds that mimic the in vivo structural and substrate stiffness cues of the ECM in the heart6-9.
Here we present the development of two reproducible, cost-effective, and scalable nanopatterning processes for the functional alignment of cardiac cells using the biocompatible polymer poly(lactide-co-glycolide) (PLGA)8 and a polyurethane (PU) based polymer. These anisotropically nanofabricated substrata (ANFS) mimic the underlying ECM of well-organized, aligned tissues and can be used to investigate the role of nanotopography on cell morphology and function10-14.
Using a nanopatterned (NP) silicon master as a template, a polyurethane acrylate (PUA) mold is fabricated. This PUA mold is then used to pattern the PU or PLGA hydrogel via UV-assisted or solvent-mediated capillary force lithography (CFL), respectively15,16. Briefly, PU or PLGA pre-polymer is drop dispensed onto a glass coverslip and the PUA mold is placed on top. For UV-assisted CFL, the PU is then exposed to UV radiation (&#955; = 250-400 nm) for curing. For solvent-mediated CFL, the PLGA is embossed using heat (120 &#176;C) and pressure (100 kPa). After curing, the PUA mold is peeled off, leaving behind an ANFS for cell culture. Primary cells, such as neonatal rat ventricular myocytes, as well as human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes, can be maintained on the ANFS2.

In this protocol, we demonstrate the fabrication of biomimetic cardiac cell culture substrata made from two distinct polymeric materials using capillary force lithography. The described methods provide a scalable, cost-effective technique to engineer the structure and function of macroscopic cardiac tissues for in vitro and in vivo applications.

الشعرية قوة الطباعة الحجرية لهندسة الأنسجة القلبية

Cardiovascular disease remains the leading cause of death worldwide1. Cardiac tissue engineering holds much promise to deliver groundbreaking medical ...

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Cancer is one of the leading causes of death worldwide. Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture systems, which inadequately reflect physiological conditions in vivo. Biological 3D matrices provide cells an environment in which cells can self-organize, allowing the study of tissue organization and cell differentiation. Such scaffolds can be seeded with a mixture of different cell types to study direct 3D cell-cell-interactions. To mimic the 3D complexity of cancer tumors, our group has developed a 3D in vitro tumor test system.	
	Our 3D tissue test system models the in vivo situation of malignant peripheral nerve sheath tumors (MPNSTs), which we established with our decellularized porcine jejunal segment derived biological vascularized scaffold (BioVaSc). In our model, we reseeded a modified BioVaSc matrix with primary fibroblasts, microvascular endothelial cells (mvECs) and the S462 tumor cell line. For static culture, the vascular structure of the BioVaSc is removed and the remaining scaffold is cut open on one side (Small Intestinal Submucosa SIS-Muc). The resulting matrix is then fixed between two metal rings (cell crowns).	
	Another option is to culture the cell-seeded SIS-Muc in a flow bioreactor system that exposes the cells to shear stress. Here, the bioreactor is connected to a peristaltic pump in a self-constructed incubator. A computer regulates the arterial oxygen and nutrient supply via parameters such as blood pressure, temperature, and flow rate. This setup allows for a dynamic culture with either pressure-regulated pulsatile or constant flow.	
	In this study, we could successfully establish both a static and dynamic 3D culture system for MPNSTs. The ability to model cancer tumors in a more natural 3D environment will enable the discovery, testing, and validation of future pharmaceuticals in a human-like model.

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Methods to create human 3D tumor tissues as test systems are described. These technologies are based on a decellularized Biological Vascularized Scaffold (BioVaSc), primary human cells and a tumor cell line, which can be cultured under static as well as under dynamic conditions in a flow bioreactor.

هندسة الأنسجة ل3D الإنسان<em&gt; في المختبر</em&gt; نظام ورم اختبار

Cancer is one of the leading causes of death worldwide.  Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture  systems, which ...

Self-reporting Scaffolds for 3-Dimensional Cell Culture

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting 3D cellular construct can often be more relevant to studying the molecular events and cell-cell interactions than similar experiments studied in 2D. To create effective 3D cultures with high cell viability throughout the scaffold the culture conditions such as oxygen and pH need to be carefully controlled as gradients in analyte concentration can exist throughout the 3D construct. Here we describe the methods of preparing biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors and their incorporation into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds along with their subsequent preparation for the culture of mammalian cells. The pH responsive scaffolds can be used as tools to determine microenvironmental pH within a 3D cellular construct. Furthermore, we detail the delivery of pH responsive nanosensors to the intracellular environment of mammalian cells whose growth was supported by electrospun PLGA scaffolds. The cytoplasmic location of the pH responsive nanosensors can be utilized to monitor intracellular pH (pHi) during ongoing experimentation.

Biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors can be incorporated into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds. The produced self-reporting scaffolds can be used for in&#160;situ monitoring of microenvironmental conditions whilst culturing cells upon the scaffold. This is beneficial as the 3D cellular construct can be monitored in real-time without disturbing the experiment.

سقالات الإبلاغ الذاتي للخلية ثقافة 3 الأبعاد

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

الهندسة 3D Cellularized الهلام الكولاجين لتجديد الأنسجة الوعائية

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Sandwich-like Microenvironments to Harness Cell/Material Interactions

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. However in vivo, most of the cells are completely surrounded by the extracellular matrix (ECM), resulting in a three-dimensional (3D) distribution of receptors. This may trigger differences in the outside-in signaling pathways and thus in cell behavior.
This article shows that stimulating the dorsal receptors of cells already adhered to a 2D substrate by overlaying a film of a new material (a sandwich-like culture) triggers important changes with respect to standard 2D cultures. Furthermore, the simultaneous excitation of ventral and dorsal receptors shifts cell behavior closer to that found in 3D environments. Additionally, due to the nature of the system, a sandwich-like culture is a versatile tool that allows the study of different parameters in cell/material interactions, e.g., topography, stiffness and different protein coatings at both the ventral and dorsal sides. Finally, since sandwich-like cultures are based on 2D substrates, several analysis procedures already developed for standard 2D cultures can be used normally, overcoming more complex procedures needed for 3D systems.

The following protocol describes the procedure to assemble sandwich-like cultures to be used as an intermediate stage between bi-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) cellular environments. The engineered systems can have applications in microscopy, biomechanics, biochemistry and cell biology assays.

Microenvironments-شطيرة مثل لتسخير خلية / المواد التفاعلات

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. ...

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and trade one defect for another. Tissue engineering holds the promise to address this increasing demand. However, most tissue engineering strategies fail to generate stable and functional tissue substitutes because of poor vascularization. This paper focuses on an in vivo tissue engineering chamber model of intrinsic vascularization where a perfused artery and a vein either as an arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration is directed inside a protected hollow chamber. In this chamber-based system angiogenic sprouting occurs from the arteriovenous vessels and this system attracts ischemic and inflammatory driven endogenous cell migration which gradually fills the chamber space with fibro-vascular tissue. Exogenous cell/matrix implantation at the time of chamber construction enhances cell survival and determines specificity of the engineered tissues which develop. Our studies have shown that this chamber model can successfully generate different tissues such as fat, cardiac muscle, liver and others. However, modifications and refinements are required to ensure target tissue formation is consistent and reproducible. This article describes a standardized protocol for the fabrication of two different vascularized tissue engineering chamber models in vivo.

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

هندسة الأنسجة عن طريق الجوهرية الأوعية الدموية في<em&gt; في فيفو</em&gt; غرفة هندسة الأنسجة

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...

Synthesis of Cationized Magnetoferritin for Ultra-fast Magnetization of Cells

Many important biomedical applications, such as cell imaging and remote manipulation, can be achieved by labeling cells with superparamagnetic iron oxide nanoparticles (SPIONs). Achieving sufficient cellular uptake of SPIONs is a challenge that has traditionally been met by exposing cells to elevated concentrations of SPIONs or by prolonging exposure times (up to 72 hr). However, these strategies are likely to mediate toxicity. Here, we present the synthesis of the protein-based SPION magnetoferritin as well as a facile surface functionalization protocol that enables rapid cell magnetization using low exposure concentrations. The SPION core of magnetoferritin consists of cobalt-doped iron oxide with an average particle diameter of 8.2 nm mineralized inside the cavity of horse spleen apo-ferritin. Chemical cationization of magnetoferritin produced a novel, highly membrane-active SPION that magnetized human mesenchymal stem cells (hMSCs) using incubation times as short as one minute and iron concentrations as lows as 0.2 mM.

A protocol for the synthesis and cationization of cobalt-doped magnetoferritin is presented, as well as a method to rapidly magnetize stem cells with cationized magnetoferritin.

توليف Cationized Magnetoferritin للمغنطة فائقة السرعة من الخلايا

Many important biomedical applications, such as cell imaging and remote manipulation, can be achieved by labeling cells with superparamagnetic iron oxide ...