وأيد هذا العمل من قبل NSF منحة IOS 1121692، وجامعة مؤسسة البحوث واشنطن.

1. متقلبة Follection <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في هذا المثال، فإننا نستخدم عينات المتطايرة من M. lewisii الزهور - زهرة برية في جبال الألب الأم إلى ولاية كاليفورنيا. يتم جمع المواد المتطايرة باستخدام أساليب الامتصاص الحيوي وفقا لوآخرون Riffell 14. لفترة وجيزة، وهذه الطريقة تستخدم لمحاصرة نظام حلقة مغلقة حيث يتم تضمين الزهور في كيس تفلون. باستخدام مضخة فراغ خاملة، وامتص الهواء حول الزهور من خلال &quot;فخ&quot; تتألف من ماصة باستور مليئة Porapak Q المصفوفة. يتم تصفية الهواء من مضخة العودة من الفحم المنشط. بعد فترة زمنية محددة، في ح لدينا 24 حالة، ومزال سؤال Porapak مصفوفة مع المذيبات غير القطبية الهكسين عادة، لجمع استخراج المركزة. ثم يتم تخزين واستخراج في -80 درجة مئوية حتى التحليل. إذا لزم الأمر، يمكن أن تتركز عينات قبل التحليل في إطار تيار من غاز النيتروجين. ما لم يتم بالفعل العينة جيدا من تميز، تشغيل قسامة من ذلك من خلالالغاز اللوني مطياف الكتلة (GC-MS) لتحديد المكونات المتطايرة قبل استخدام العينة. </li></ol> 2. إعداد الكهربية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع ما يقرب من 1 سم من نهاية تلميح ماصة ميكرولتر 1000. وضع النحل تلعثم (impatiens Bombus) في قاعدة غيض ماصة، ودفع برفق نحو الطرف الآخر من طرف حتى يتعرض فقط الرأس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تذوب الشمع الأسنان وقولبته حول الرأس المكشوفة، والتأكد من أن تلتزم الشمع على أعين الأمن ومجمع لجعل رأس النحلة قادرة على الحركة تماما. تأكد من عدم حصول أي الشمع على الهوائي للنحل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة في الرأس آمنة، وجعل مربع، نافذة مثل شق في كبسولة الرأس باستخدام شفرة الحلاقة أو ثقيل الحجم المناسب مشرط لقطع بشرة. باستخدام شفرة الكسارة، بدء من الجانب الظهري من الكبسولة الرأس، على الفور وراء هوائي واحد وبالقرب من مجمع للعيون. قطعخط مستقيم، من واحد إلى مجمع العين بالعين مجمع المقابل. بعد قطع خط مستقيم إلى مجمع العين المعاكس، البدء بتقديم شق ظهريا حتى منحنيات كبسولة الرأس وينتهي بالقرب من الصدر. في هذه المرحلة، تبدأ في خفض نحو الطرف الآخر من الكبسولة الرأس. وأخيرا، مرة واحدة وقد تم قطع خط إلى الطرف الآخر، وقطع خط العودة إلى نقطة الانطلاق للشق الأول. من المهم إزالة إهاب هذا هو المتاخمة للهوائي، حيث سيؤدي ذلك إلى إعاقة إدخال القطب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة يتم قطع بشرة، استخدام زوج من ملقط لإزالة إهاب النحل، التي ينبغي أن تعرض الدماغ ثم النحل والأهم من ذلك الفص antennal. تبدأ على الفور مع superfusing الدماغ المالحة الحشرات، بحيث لا يصبح الدماغ المجفف. بعد تعرض الدماغ، استخدم بعناية زوج من ملقط دقيق جدا لإزالة غمد حول العصب مباشرة فوق فصوص antennal. يكون حريصا جدا على ألاثقب الدماغ النحل مع ملقط. </li></ol> 3. اللوني للغاز مع تسجيل متعدد القنوات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> النحلة &quot;إعداد&quot; - ثابتة في أنبوب مع دماغها يتعرض - على استعداد الآن لتسجيل الكهربية. وضع النحل في المشبك، مثبتة في قاعدة المغناطيسي الموجود على جدول الهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترتيب حقيبة IV، تحكم في التدفق، وأنابيب (مليئة المالحة الحشرات) بحيث المالحة superfuses باستمرار الدماغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مياداة مجهرية، القطب insertareference، مصنوعة من الأسلاك التنغستن، في عين النحلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مياداة مجهرية منفصلة، ​​تضاف القناة متعدد القطب، مثل سلك ملفوف tetrode، أو السيليكون متعدد القنوات الكهربائي (Neuronexus تكنولوجيز)، في فصوص antennal للنحل. ويرتبط هذا القطب إلى مكبر للصوت قبل مثل نظام TDT في سلسلة S-3 Z إلى المعالج Z-bioamp حافلة من نظام TDT. الإخراج من الغاز CHROيمكن كشف matogram، عبر الكابل BNC محمية يكون ربطه مع نظام مكبر للصوت واقتناء مثل هذه البيانات التي يتم مزامنتها كل من إشارة العصبية وGC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الانتظار حوالي 30-60 دقيقة للتسجيلات العصبية لتحقيق الاستقرار. وبمجرد أن النشاط العفوي وشكل الموجي وحدات تسجيل في القنوات أصبحت متسقة، استخدم حقنة لتحفيز رائحة النحل ومراقبة الاستجابة للقنوات التسجيل للرائحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسجيل المسامير خارج الخلية من الخلايا العصبية التي كتبها لصناعة السيارات في العتبة القنوات التسجيل عن طريق 3،5 حتي 5 سيجما للإشارة على القنوات الفردية تسجيل. قد تكون هناك حاجة لدليل العتبة بعض القنوات لتجنب التلوث من الضوضاء الكهربائية. فإن إمكانات العمل من الخلايا العصبية تظهر ارتفاع الجهد في القناة التسجيل. عندما الجهد القناة يتجاوز عتبة، ونظام المخازن المؤقتة، وتقي جزء من الثانية قبل وبعد عبور العتبة، تاكين بذلكGA المفاجئة شوت للالموجي، أو ارتفاع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> على الفور بجانب الجدول الهواء هو GC. قبل حقن خلاصة الزهور في GC، تأكد من أن طريقة لتعلية درجة حرارة التشغيل GC هو الصحيح. في مثالنا، ونحن نستخدم طريقة درجة الحرارة ابتداء من الساعة 50 درجة مئوية لمدة 4 دقائق تليها زيادة في درجة الحرارة بمعدل 10 درجة مئوية / دقيقة. إلى 220 ° C، في الوقت الذي نحن نحمل GC لحد أدنى 6 إضافية. نستخدم DB-5 العمود GC (J &amp; W العلمية، فولسوم، CA، الولايات المتحدة الأمريكية)، مع الهليوم والغاز الناقل. مدخل هو إنعدام التقسيم، مع درجة حرارة 200 درجة لتعيين C. تم تعيين كاشف التأين درجة حرارة اللهب إلى 230 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن العينة مستخرج من فراغ الرأس الموجود الأزهار في منفذ الحقن الساخنة في GC للافراج عن المواد المتطايرة كثف في العمود GC. يتم تقسيم النفايات السائلة من العمود 1:1 بين الشعلة كاشف التأين (FID) والهوائي النحل باستخدام الزجاج &quot;Y&quot; موصل (J &amp; W العلمية). تبدأ تفصيلأوردينج من القطب كما كنت حقن عينة في GC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد انتهاء المدى GC، والسماح للبقية إعداد لمدة 5 إلى 15 دقيقة. ثم حقن عينة أخرى إما في GC أو تحفيز إعداد باستخدام مركبات طيارة واحد أو خليط من المركبات. في هذا الأسلوب الأخير لتحفيز إعداد، يتم تحويل البقول من الهواء من تيار الهواء المستمر من خلال حقنة زجاجية تحتوي على قطعة من ورق الترشيح الذي يكون قد تم فيه إيداع المركبات. كان الحافز رائحة نابض عن طريق صمام الملف اللولبي تنشيط تسيطر عليها البرنامج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا توقف فجأة وحدة النشاط أو التغييرات، والتحقق من بالتنقيط المالحة، والسماح للبقية إعداد لمدة 15 دقيقة. إذا كان النشاط العفوي لا يستعيد مستواه السابق وينبغي بعد ذلك يتم تجاهل إعداد واستخدام النحل أخرى إذا كانت متوفرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التجربة، إصلاح الدماغ مع الفورمالين 5٪ لمدة 20 دقيقة مع التحقيق لا يزال في الأنسجة. المقبل، استئصال الدماغووضعه في غلوتارالدهيد 2٪ لمدة 4 ساعة، والقيام بعد ذلك الجفاف الإيثانول متدرج سلسلة ومسح الدماغ مع ساليسيلات الميثيل. بناء على نتائج المباريات والمقاصة من الأنسجة، والمواقع في AL حيث الأقطاب ثقب الأنسجة يجب أن يكون مميزا بوضوح من خلال الفحص المجهري متحد البؤر. </li></ol> 4. تحليل البيانات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل البيانات التي تم جمعها بعد التجربة لفصل وتحديد وحدات مسجل العصبية. استخدام برامج الحاسب الآلي نموذجي (فارز متصل، MClust، وSClust) إلى الطول الموجي منفصلة، ​​أو &quot;مسامير&quot;، استنادا إلى ارتفاع الأشكال، مثل وادي الذروة أو السعة، ذروة نصف العرض، وما إلى ذلك، أو تدابير خفض (المكونات الرئيسية) 17 ، 18 (الشكل 2). فقط استخدام تلك مجموعات من المسامير التي تفصل في حيز ثلاثي الأبعاد (PC1 PC3-) وتختلف إحصائيا عن بعضها البعض (ANOVA متعدد المتغيرات، P &lt;0.05) (الشكل 2) لمزيد من التحليل. يرجى الرجوع إلىالاقتباس # S 17-19 لوصف كامل للتسجيل ومنهجيات ارتفاع tetrode-الفرز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الوقت الطوابع المسامير في كل مجموعة، وتصدير هذه البيانات للتحليل باستخدام MATLAB أو Neuroexplorer (NEX تكنولوجيز، وينستون سالم، NC) لإنشاء المخططات النقطية والردود معدل اطلاق النار (أرقام 2، 3A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد أوقات الاحتفاظ المتطايرة باستخدام البيانات المسجلة في وقت واحد GC. استغلال الأوقات الإبقاء على المواد المتطايرة، والتي تحددها ذروة الذروة من كروماتوغرام، لدراسة ردود تلك النقاط في وحدة الزمن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لدراسة ردود الفردية من خلال وحدة على المدى GC بن عدد المسامير في فترات ميللي ثانية 100 و دراسة الوقت أثناء إطلاق استجابات معدل بالإشارة إلى الوقت الاحتفاظ يبلغ حجمه المتطايرة. وbinning من المسامير في فترات ميللي ثانية 100 يوفر ما يكفي من التفاصيل، أو إشارة، حول المسار الزمني للاستجابة الخلايا العصبية ليبلغ حجمه الرائحة من GC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لإكساءالألغام الردود عدد السكان يبلغ حجمه إلى المتطايرة المختلفة، ودمج الردود معدل إطلاق الوحدات الفردية أكثر من النافذة 3 ثوانى أخذ العينات، 1.5 ثانية من قبل، و 1.5 ثوان بعد، في الوقت الإبقاء على المتطايرة (الشكل 3). هذه الفترة الزمنية هي الحال في مدة ليبلغ حجمه المضطربة من GC. نعرض اطلاق ردود معدل وحدات من الترميز اللوني، منها (الأحمر هو معدل اطلاق النار عالية الاستجابة؛ الأزرق هو استجابة منخفضة) (وترتيبها ومصفوفة النشاط مع كل صف يمثل استجابة لفرقة النفايات السائلة GC (أعمدة) الشكل 3). </li></ol>

<ol>
	<li>Hildebrand, J. G., Shepherd, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+olfactory:+converging+evidence+for+common+principles+across+phyla.">Mechanisms of olfactory: converging evidence for common principles across phyla.</a> Annual Review of Neuroscience. 20, 595-631 (1997).</li><li>Reisenman, C. E., Riffell, J. A., Bernays, E. A., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antagonistic+effects+of+floral+scent+in+an+insect-plant+interaction.">Antagonistic effects of floral scent in an insect-plant interaction.</a> Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 277, 2371-2379 (2010).</li><li>Reisenman, C. E., Riffell, J. A., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> International Symposium on Olfaction and Taste. 1170, 462-467 (2009).</li><li>Alarc&#243;n, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Congruence+between+visitation+and+pollen-transport+networks+in+a+California+plant-pollinator+community.">Congruence between visitation and pollen-transport networks in a California plant-pollinator community.</a> Oikos. 119, 35-44 (2010).</li><li>Alarc&#243;n, R., Waser, N. M., Ollerton, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Year-to-year+variation+in+the+topology+of+a+plant-pollinator+interaction+network.">Year-to-year variation in the topology of a plant-pollinator interaction network.</a> Oikos. 117, 1796-1807 (2008).</li><li>Riffell, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+consequences+of+innate+preferences+and+olfactory+learning+in+hawkmoth-flower+interactions.">Behavioral consequences of innate preferences and olfactory learning in hawkmoth-flower interactions.</a> P. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 3404-3409 (2008).</li><li>De Moraes, C. M., Lewis, W. J., Pare, P. W., Alborn, H. T., Tumlinson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Herbivore-infested+plants+selectively+attract+parasitoids.">Herbivore-infested plants selectively attract parasitoids.</a> Nature. 393, 570 (1998).</li><li>Carey, A. F., Wang, G., Su, C. -. Y., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+reception+in+the+malaria+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odorant reception in the malaria mosquito Anopheles gambiae.</a> Nature. 464, 66-71 (2010).</li><li>Turner, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultra-prolonged+activation+of+CO2-sensing+neurons+disorients+mosquitoes.">Ultra-prolonged activation of CO2-sensing neurons disorients mosquitoes.</a> Nature. 474, 87-91 (2011).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J Vis Exp. (36), e1725 (2010).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+measurements+from+a+moth+olfactory+system.">Electrophysiological measurements from a moth olfactory system.</a> J. Vis. Exp. (49), e2489 (2011).</li><li>Roelofs, W. L., Comeau, A., Hill, A., Milicevic, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+attractant+of+the+codling+moth:+characterization+with+electroantennogram+technique.">Sex attractant of the codling moth: characterization with electroantennogram technique.</a> Science. 174, 297-299 (1971).</li><li>Riffell, J. A., Lei, H., Christensen, T. A., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+and+coding+of+behaviorally+significant+odor+mixtures.">Characterization and coding of behaviorally significant odor mixtures.</a> Current Biology. 19, 335-340 .</li><li>Riffell, J. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+correlates+of+behavior+in+the+moth+Manduca+sexta+in+response+to+complex+odors.">Neural correlates of behavior in the moth Manduca sexta in response to complex odors.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the U.S.A. 106, 19219-19226 (2009).</li><li>Raguso, R. A., Pellmyr, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+headspace+analysis+of+floral+volatiles:+a+comparison+of+methods.">Dynamic headspace analysis of floral volatiles: a comparison of methods.</a> Oikos. 81, 238-254 (1998).</li><li>Rodriguez-Saona, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Herbivore-induced+blueberry+volatiles+and+intra-plant+signaling.">Herbivore-induced blueberry volatiles and intra-plant signaling.</a> J Vis Exp. , e3440 (2011).</li><li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording:+tetrode+assembly.">Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly.</a> J Vis Exp. , e1098 (2009).</li><li>Schjetnan, A. G. P., Luczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+large-scale+neuronal+ensembles+with+silicon+probes+in+the+anesthetized+rat.">Recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat.</a> J Vis Exp. , e3282 (2011).</li><li>Deisig, N., Giurfa, M., Lachnit, H., Sandoz, J. -. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+representation+of+olfactory+mixtures+in+the+honeybee+antennal+lobe.">Neural representation of olfactory mixtures in the honeybee antennal lobe.</a> European Journal of Neuroscience. 24, 1161-1174 (2006).</li><li>St&#246;kl, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+deceptive+pollination+system+targeting+drosophilids+through+olfactory+mimicry+of+yeast.">A deceptive pollination system targeting drosophilids through olfactory mimicry of yeast.</a> Current Biology. 20, 1846-1852 (2010).</li><li>Schneider, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elektrophysiologische+untersuchungen+von+chemo-+und+mechanorezeptoren+der+antenne+des+seidenspinners+Bombyx+mori+L.">Elektrophysiologische untersuchungen von chemo- und mechanorezeptoren der antenne des seidenspinners Bombyx mori L.</a> Journal of Comparative Physiology A: Neuroethology, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 40, 8-41 (1957).</li><li>Arn, H., St&#228;dler, E., Rauscher, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+electroantennographic+detector:+a+selective+and+senstitive+tool+in+the+gas+chromatographic+analysis+of+insect+pheromones.">The electroantennographic detector: a selective and senstitive tool in the gas chromatographic analysis of insect pheromones.</a> Zeitschrift f&#252;r Naturforschung. 30c, 722-725 (1975).</li><li>Schneider, D., Boeckh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rezeptorpotential+und+nervenimpulse+einzelner+olfaktorischer+sensillen+der+insektenantenne.">Rezeptorpotential und nervenimpulse einzelner olfaktorischer sensillen der insektenantenne.</a> Journal of Comparative Physiology A: Neuroethology, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 45, 405-412 (1962).</li><li>Blight, M. M., Pickett, J. A., Wadhams, L. J., Woodcock, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+perception+of+oilseed+rape+Brassica+napus+(Brassicaceae)+volatiles+by+the+cabbage+seed+weevil+Ceutorhynchus+assimilis+(Coleoptera,+Curculionidae).">Antennal perception of oilseed rape Brassica napus (Brassicaceae) volatiles by the cabbage seed weevil Ceutorhynchus assimilis (Coleoptera, Curculionidae).</a> Journal of Chemical Ecology. 21, 1649-1664 (1995).</li><li>Lin, D. Y., Shea, S. D., Katz, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Representation+of+natural+stimuli+in+the+rodent+main+olfactory+bulb.">Representation of natural stimuli in the rodent main olfactory bulb.</a> Neuron. 50, 937-949 (2006).</li><li>Lei, H., Reisenman, C. E., Wilson, C. H., Gabbur, P., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spiking+patterns+and+their+functional+implications+in+the+antennal+lobe+of+the+tobacco+hornworm+Manduca+sexta.">Spiking patterns and their functional implications in the antennal lobe of the tobacco hornworm Manduca sexta.</a> PLoS ONE. 6, e23382 (2011).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+olfactory+response+of+Culex+mosquitoes+to+a+human-+and+bird-derived+attractant.">Acute olfactory response of Culex mosquitoes to a human- and bird-derived attractant.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 106, 18803-18808 (2009).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

الحشرات حاسة الشم بوساطة السلوكيات دفع العديد من الإجراءات المختلفة، بما في ذلك الاستنساخ، واختيار المضيف في الموقع، وتحديد الموارد الغذائية المناسبة. دراسة هذه العمليات يحتاج الى القدرة على تحديد المواد المتطايرة المنبعثة من المصدر، وكذلك القدرة على تحديد تلك ال...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> اسم البند </td><td> شركة </td><td> كتالوج رقم </td><td> تعليقات </td></tr><tr><td> Porapak نوع س 80-100 شبكة </td><td> مياه </td><td> WAT027060 </td><td></td></tr><tr><td> حقائب رينولدز فرن </td><td> رينولدز </td><td></td><td></td></tr><tr><td> GC </td><td> اجيلنت </td><td> 7820A </td><td></td></tr><tr><td> GC العمود </td><td> J &amp; W العلمية، فولسوم، CA، الولايات المتحدة الأمريكية </td><td> DB-5 (30 م، 0.25 ملم، 0.25 ميكرون) </td><td></td></tr><tr><td> التحليلية غاز الهيليوم الناقل </td><td> PRAXAIR </td><td> سعادة K </td><td> 1 سم مكعب / دقيقة </td></tr><tr><td> 16-قناة السيليكون الكهربائي </td><td> Neuronexus ميتاليكاذكر </td><td> a4x4-3mm50-177 </td><td></td></tr><tr><td> غرامة NiCr الأسلاك، 0،012 مم) </td><td> SANDVIK Kanthal HP ريد </td><td> PX000004 </td><td> لجعل العرف وtetrodes stereotrodes </td></tr><tr><td> قبل مكبر للصوت </td><td> تاكر-ديفيس النظام </td><td> PZ-2 </td><td></td></tr><tr><td> مكبر الصوت </td><td> تاكر-ديفيس النظام </td><td> RZ-2 </td><td></td></tr><tr><td> نظام الحصول على البيانات - جناح OpenEx </td><td> تاكر-ديفيس النظام </td><td></td><td></td></tr><tr><td> ارتفاع الانترنت، برامج الفرز - SpikePac </td><td> تاكر-ديفيس النظام </td><td></td><td></td></tr><tr><td> حاليا، ارتفاع الفرز البرمجيات - Mclust سبايك-الفرز الأدوات </td><td> ديفيد Redish، قسم العلوم العصبية في جامعةمينيسوتا </td><td> تحميل مجاني في <a href="http://redishlab.neuroscience.umn.edu/MClust/MClust.html" target="_blank">http://redishlab.neuroscience.umn.edu/MClust/MClust.html</a> </td><td> MATLAB الأدوات </td></tr></tbody></table>

identification of olfactory volatiles using gas chromatography-multi-unit recordings (gcmr) in the insect antennal lobe

جميع الكائنات الحية تعيش في عالم مليء من المحفزات الحسية التي تحدد استجابتها السلوكية والفسيولوجية لبيئتهم. الشم أهمية خاصة في الحشرات، والتي تستخدم نظمها حاسة الشم للرد على، وتميز بين، المحفزات الرائحة المعقدة. هذه الروائح تثير السلوكيات التي تتوسط عمليات مثل الاستنساخ واختيار السكن 1-3. بالإضافة إلى ذلك، والاستشعار الكيميائية السلوكيات يتوسط الحشرات التي تكون مهمة للغاية من أجل الزراعة وصحة الإنسان، بما في ذلك التلقيح 4-6 و الحيوانات العاشبة من المحاصيل الغذائية 7، وانتقال الأمراض 8،9. تحديد إشارات حاسة الشم ودورها في سلوك الحشرات وبالتالي من المهم لفهم كل العمليات الإيكولوجية والموارد الغذائية البشرية ورفاهها. حتى الآن، وقد تم تحديد المواد المتطايرة التي تدفع سلوك الحشرات صعبة وشاقة في كثير من الأحيان. وتشمل التقنيات الحاليةتسجيل electroantennogram الغاز اللوني يقترن (GC-EAG)، والغاز اللوني جانب واحد التسجيلات sensillum (GC-SSR) 10-12. أثبتت هذه التقنيات لتكون حيوية في تحديد المركبات النشطة بيولوجيا. قمنا بتطوير الطريقة التي يستخدم الغاز اللوني بالإضافة إلى متعدد القنوات التسجيلات الكهربية (وهو ما يسمى &#39;GCMR&#39;) من الخلايا العصبية في الفص antennal (AL؛ مركز الحشرة حاسة الشم الأولية) 13،14. هذه التقنية للدولة من بين الفن يسمح لنا لبحث كيفية تمثيل المعلومات في الدماغ رائحة الحشرات. وعلاوة على ذلك، وذلك لأن الاستجابات العصبية للروائح على هذا المستوى من التجهيز حاسة الشم هي حساسة للغاية نظرا لدرجة التقارب بين الخلايا العصبية مستقبلات الهوائي في الخلايا العصبية AL، سوف تسمح التسجيلات AL الكشف عن المكونات النشطة من الروائح الطبيعية بكفاءة ومع حساسية عالية. نحن هنا وصف GCMR وتعطي مثالا على استخدامها. العديد من الخطوات العامة هي involفيد في الكشف عن المواد المتطايرة والاستجابة النشطة بيولوجيا الحشرات. المتطايرة تحتاج أولا إلى أن تم جمعها من مصادر ذات الاهتمام (في هذا المثال نستخدم الزهور من جنس Mimulus (Phyrmaceae)) وتتميز حسب الحاجة باستخدام معيار GC-MS تقنيات 14-16. وتعد الحشرات لدراسة باستخدام الحد الأدنى من تشريح، وبعد ذلك يتم إدخال إلكترود تسجيل في الفص antennal وتسجيل متعدد القنوات العصبية تبدأ. بعد معالجة البيانات العصبية التي تكشف ثم odorants خاصة تسبب ردود العصبية كبيرة من الجهاز العصبي للحشرات. على الرغم من أن المثال هنا هو نقدم محددة لدراسات التلقيح، يمكن توسيع GCMR لطائفة واسعة من الكائنات الحية ومصادر الدراسة المتقلبة. على سبيل المثال، يمكن استخدام هذه الطريقة في تحديد odorants جذب الحشرات أو صد النواقل وآفات المحاصيل. وعلاوة على ذلك، يمكن أيضا أن تستخدم لGCMR تحديد جاذبة للحشرات النافعة، مثل بوllinators. ويمكن توسيع هذه التقنية في مواضيع غير الحشرات أيضا.

في مقايسة GCMR باستخدام M. lewisii رائحة الأزهار، ونحن حقن 3 ميكرولتر من استخراج في GC. العدد الإجمالي للالمتطايرة يبلغ حجمه من خلال GC هو عادة 60-70 المتطايرة. رائحة M. وتتكون في الغالب من lewisii monoterpenoids، بما في ذلك ميرسين-β (لا حلقية) وبينين α-، مع ما تبقى من ...

Watch this Scientific Journal Video about Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe at JoVE.com

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

العظة حاسة الشم التوسط السلوكيات المختلفة في الحشرات، وغالبا ما تكون معقدة هي مزيج يتألف من عشرات إلى مئات من مركبات طيارة. باستخدام كروماتوغرافيا الغاز مع تسجيل متعدد القنوات في الفص antennal الحشرات، ونحن تصف طريقة لتحديد المركبات النشطة بيولوجيا.

تحديد مواد متطايرة الشم باستخدام الغاز اللوني موضوع وحدة تسجيلات (GCMR) في الفص Antennal الحشرات

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

identification-olfactory-volatiles-using-gas-chromatography-multi

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

14.2K Views.  University of Washington. العظة حاسة الشم التوسط السلوكيات المختلفة في الحشرات، وغالبا ما تكون معقدة هي مزيج يتألف من عشرات إلى مئات من مركبات طيارة. باستخدام كروماتوغرافيا الغاز مع تسجيل متعدد القنوات في الفص antennal الحشرات، ونحن تصف طريقة لتحديد المركبات النشطة بيولوجيا.

Video: Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and other social interactions. The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy to conduct, and reliable method to assay olfactory function at the level of the olfactory epithelium. Since the 1956 description of the EOG by Ottoson in frogs1, the EOG recording has been applied in many vertebrates including salamanders, rabbits, rats, mice, and humans (reviewed by Scott and Scott-Johnson, 2002, ref. 2). The recent advances in genetic modification in mice have rekindled interest in recording the EOG for physiological characterization of olfactory function in knock-out and knock-in mice. EOG recordings have been successfully applied to demonstrate the central role of olfactory signal transduction components3-8, and more recently to characterize the contribution of certain regulatory mechanisms to OSN responses9-12.
Odorant detection occurs at the surface of the olfactory epithelium on the cilia of OSNs, where a signal transduction cascade leads to opening of ion channels, generating a current that flows into the cilia and depolarizes the membrane13. The EOG is the negative potential recorded extracellularly at the surface of the olfactory epithelium upon odorant stimulation, resulting from a summation of the potential changes caused by individual responsive OSNs in the recording field2. Comparison of the amplitude and kinetics of the EOG thus provide valuable information about how genetic modification and other experimental manipulations influence the molecular signaling underlying the OSN response to odor. 
Here we describe an air-phase EOG recording on a preparation of mouse olfactory turbinates. Briefly, after sacrificing the mouse, the olfactory turbinates are exposed by bisecting the head along the midline and removing the septum. The turbinate preparation is then placed in the recording setup, and a recording electrode is placed at the surface of the olfactory epithelium on one of the medial turbinates. A reference electrode is electrically connected to the tissue through a buffer solution. A continuous stream of humidified air is blown over the surface of the epithelium to keep it moist. The vapor of odorant solutions is puffed into the stream of humidified air to stimulate the epithelium. Responses are recorded and digitized for further analysis.

The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy-to-conduct, and reliable way of assessing olfactory function at the level of the olfactory epithelium. This protocol describes a recording setup, mouse tissue preparation, data collection, and basic data analysis.

تحليل الردود من الخلايا العصبية الحسية الشمية ماوس باستخدام تسجيل Electroolfactogram الهواء المرحلة

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and ...

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory bulb1-5. Olfactory information in the external world is transmitted to the antennal lobe by olfactory sensory neurons (OSNs), which segregate to distinct regions of neuropil called glomeruli according to the specific olfactory receptor they express. Here, OSN axons synapse with both local interneurons (LNs), whose processes can innervate many different glomeruli, and projection neurons (PNs), which convey olfactory information to higher olfactory brain regions.
Optical imaging of the activity of OSNs, LNs and PNs in the antennal lobe - traditionally using synthetic calcium indicators (e.g. calcium green, FURA-2) or voltage-sensitive dyes (e.g. RH414) - has long been an important technique to understand how olfactory stimuli are represented as spatial and temporal patterns of glomerular activity in many species of insects6-10. Development of genetically-encoded neural activity reporters, such as the fluorescent calcium indicators G-CaMP11,12 and Cameleon13, the bioluminescent calcium indicator GFP-aequorin14,15, or a reporter of synaptic transmission, synapto-pHluorin16 has made the olfactory system of the fruitfly, Drosophila melanogaster, particularly accessible to neurophysiological imaging, complementing its comprehensively-described molecular, electrophysiological and neuroanatomical properties2,4,17. These reporters can be selectively expressed via binary transcriptional control systems (e.g. GAL4/UAS18, LexA/LexAop19,20, Q system21) in defined populations of neurons within the olfactory circuitry to dissect with high spatial and temporal resolution how odor-evoked neural activity is represented, modulated and transformed22-24.
Here we describe the preparation and analysis methods to measure odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe using G-CaMP25-27. The animal preparation is minimally invasive and can be adapted to imaging using wide-field fluorescence, confocal and two-photon microscopes.

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

We describe an established technique to measure and analyze odor-evoked calcium responses in the antennal lobe of living Drosophila melanogaster.

التصوير الكالسيوم من الردود، رائحة أثار في ذبابة الفاكهة لوب Antennal

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

تسجيلات الكهربية المزدوجة للSynaptically-استجابات Astroglial والخلايا العصبية في الحصين شرائح الحاد

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

طرق تسجيل متعددة الوحدات لوصف النشاط العصبي في الجراد (<em&gt; الجراد الصحراوي أمريكانا</em&gt;) الدوائر الشم

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Using Insect Electroantennogram Sensors on Autonomous Robots for Olfactory Searches

Robots designed to track chemical leaks in hazardous industrial facilities1 or explosive traces in landmine fields2 face the same problem as insects foraging for food or searching for mates3: the olfactory search is constrained by the physics of turbulent transport4. The concentration landscape of wind borne odors is discontinuous and consists of sporadically located patches. A pre-requisite to olfactory search is that intermittent odor patches are detected. Because of its high speed and sensitivity5-6, the olfactory organ of insects provides a unique opportunity for detection. Insect antennae have been used in the past to detect not only sex pheromones7 but also chemicals that are relevant to humans, e.g., volatile compounds emanating from cancer cells8 or toxic and illicit substances9-11. We describe here a protocol for using insect antennae on autonomous robots and present a proof of concept for tracking odor plumes to their source. The global response of olfactory neurons is recorded in situ in the form of electroantennograms (EAGs). Our experimental design, based on a whole insect preparation, allows stable recordings within a working day. In comparison, EAGs on excised antennae have a lifetime of 2 hr. A custom hardware/software interface was developed between the EAG electrodes and a robot. The measurement system resolves individual odor patches up to 10 Hz, which exceeds the time scale of artificial chemical sensors12. The efficiency of EAG sensors for olfactory searches is further demonstrated in driving the robot toward a source of pheromone. By using identical olfactory stimuli and sensors as in real animals, our robotic platform provides a direct means for testing biological hypotheses about olfactory coding and search strategies13. It may also prove beneficial for detecting other odorants of interests by combining EAGs from different insect species in a bioelectronic nose configuration14 or using nanostructured gas sensors that mimic insect antennae15.

We describe a protocol for using insect antennae in the form of electroantennograms (EAGs) on autonomous robots. Our experimental design allows stable recordings within a day and resolves individual odor patches up to 10 Hz. The efficiency of EAG sensors for olfactory searches is demonstrated in driving a robot toward an odor source.

باستخدام الحشرات Electroantennogram مجسات على الحكم الذاتي الروبوتات لبحث الشم

Robots designed to track chemical leaks in hazardous industrial facilities1 or explosive traces in landmine fields2 face the same problem as insects ...

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first neural circuit in the AOS pathway, called the accessory olfactory bulb (AOB), plays an important role in establishing sex-typical behaviors such as territorial aggression and mating. This small (&#60;1 mm3) circuit possesses the capacity to distinguish unique behavioral states, such as sex, strain, and stress from chemosensory cues in the secretions and excretions of conspecifics. While the compact organization of this system presents unique opportunities for recording from large portions of the circuit simultaneously, investigation of sensory processing in the AOB remains challenging, largely due to its experimentally disadvantageous location in the brain. Here, we demonstrate a multi-stage dissection that removes the intact AOB inside a single hemisphere of the anterior mouse skull, leaving connections to both the peripheral vomeronasal sensory neurons (VSNs) and local neuronal circuitry intact. The procedure exposes the AOB surface to direct visual inspection, facilitating electrophysiological and optical recordings from AOB circuit elements in the absence of anesthetics. Upon inserting a thin cannula into the vomeronasal organ (VNO), which houses the VSNs, one can directly expose the periphery to social odors and pheromones while recording downstream activity in the AOB. This procedure enables controlled inquiries into AOS information processing, which can shed light on mechanisms linking pheromone exposure to changes in behavior.

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory bulb (AOB) has been difficult to study in the context of sensory coding. Here, we demonstrate a dissection that produces an ex vivo preparation in which AOB neurons remain functionally connected to their peripheral inputs, facilitating research into information processing of mouse pheromones and kairomones.

فيفو السابقين الاستعدادات للالميكعي الجهاز سليمة والإكسسوار الشم لمبة

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

تحديد مبصرة خلية الحساسية الطيفية في نموذج الحشرات من<em&gt; في فيفو</em&gt; بين الخلايا تسجيلات

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

Insect-controlled Robot: A Mobile Robot Platform to Evaluate the Odor-tracking Capability of an Insect

Robotic odor source localization has been a challenging area and one to which biological knowledge has been expected to contribute, as finding odor sources is an essential task for organism survival. Insects are well-studied organisms with regard to odor tracking, and their behavioral strategies have been applied to mobile robots for evaluation. This "bottom-up" approach is a fundamental way to develop biomimetic robots; however, the biological analyses and the modeling of behavioral mechanisms are still ongoing. Therefore, it is still unknown how such a biological system actually works as the controller of a robotic platform. To answer this question, we have developed an insect-controlled robot in which a male adult silkmoth (Bombyx mori) drives a robot car in response to odor stimuli; this can be regarded as a prototype of a future insect-mimetic robot. In the cockpit of the robot, a tethered silkmoth walked on an air-supported ball and an optical sensor measured the ball rotations. These rotations were translated into the movement of the two-wheeled robot. The advantage of this "hybrid" approach is that experimenters can manipulate any parameter of the robot, which enables the evaluation of the odor-tracking capability of insects and provides useful suggestions for robotic odor-tracking. Furthermore, these manipulations are non-invasive ways to alter the sensory-motor relationship of a pilot insect and will be a useful technique for understanding adaptive behaviors.

The capability to localize an odor source is necessary for insect survival and is expected to be applicable to artificial odor-tracking. The insect-controlled robot is driven by an actual silkmoth and enables us to evaluate the odor-tracking capability of insects through a robotic platform.

روبوت تسيطر عليها الحشرات: منصة موبايل روبوت لتقييم الرائحة تتبع القدرة من الحشرات

Robotic odor source localization has been a challenging area and one to which biological knowledge has been expected to contribute, as finding odor ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

رباعية المناعية من لمبة الشمية لتصور رموز حسية أكسون الجزيئية الحسية

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

التحقيق تمثيلات الكائن في مجرى Visual الظهرية المكاك استخدام التسجيلات وحدة واحدة

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...