وقدمت التمويل لجوانب هذا العمل من مختلف المصادر بما في ذلك الولايات المتحدة وزارة الزراعة الاتفاق التعاوني النوعي 58-6408-1-595 والمؤسسة الوطنية للعلوم (الجائزة 1049911).

تحليل اللونية من خارج الخلية نشاط انزيم في التربة والرواسب 1. إعداد الركيزة العازلة وحلول التحليلات اللونية من نشاط انزيم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 50 ملي العازلة خلات (درجة الحموضة 5،0-5،5) عن طريق خلط 50 مل 0.1 M حمض الخليك (2.87 مل حمض الخليك الجليدي في 500 مل من الماء)، 150 مل 0.1 M خلات الصوديوم، و 200 مل المقطر H 2 O. ضبط درجة الحموضة إلى 5،0-5،5 مع 0.1 M حمض الخليك إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد محلول من 1 هيدروكسيد الصوديوم M (هيدروكسيد الصوديوم) في H 2 O. المقطر </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد ف مرتبطة NP حلول الركيزة في 50 ملي العازلة خلات. لفحص إنزيم الفوسفاتيز إعداد 5 ملي ص NP-الفوسفات في 50 ملي العازلة خلات؛ لفحص β جلوكوزيد إعداد 5 ملي ص NP-β-glucopyranoside؛ لفحص ناغاسي إعداد 2 مم PNP-β-N-acetylglucosaminide. إعداد جميع الحلول العقيمة الركيزة في 15 مل أو 50 مل أنابيب الطرد المركزي. ويمكن تخزين الحلول في 4 درجات مئوية لمدة 2-3 أسابيع. </li></ol> 2. تحديد معيار لتحويل الامتصاصية ع NP تركيز <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد حلول مستوى ف نيتروفينول في 50 ملي العازلة خلات. ينبغي أن تركيزات تتراوح ،025-1 ملي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل ثلاثة مكررات من 100 ميكرولتر من كل تركيز واضح على صفيحة ميكروسكوبية 96 جيدا. إضافة 10 ميكرولتر 1 M هيدروكسيد الصوديوم و190 ميكرولتر المقطر H 2 O إلى كل بئر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الامتصاصية 410 نانومتر في سجل باستخدام قارئ صفيحة ميكروسكوبية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تركيزات تتكاثر في المنحنى القياسي بنسبة 0.3 في الحصول μmoles ص NP في 300 ميكرولتر حجم رد الفعل. رسم منحنى الامتصاصية مقابل μmole ع NP. المنحدر من منحنى بمثابة عامل التحويل (C) التي من شأنها أن تتصل الامتصاصية لμmole ع NP في كل رد فعل الانزيم. </li></ol> 3. إجراء فحص انزيم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للتربة، وإعداد الطين من كل عينة إلى أن يعاير في العقيمة 15 مل أنبوب الطرد المركزي في concentrأوجه من حوالي 1 جم / مل -1 باستخدام 50 ملي العازلة خلات. لالرواسب، إضافة المخزن ما يكفي من خلات لجعل الطين pipettable بسهولة. فإن حجم الدقيق الطين اللازمة تختلف وفقا لعدد من الإنزيمات يعاير، ولكن ينصح كحد أدنى من 5 مل. دوامة كل الطين حتى فرقت جميع كتل من التربة أو الرواسب ثم لاحظ الحجم النهائي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعادة دوامة كل الطين وماصة على الفور 150 ميكرولتر في كل من ستة آبار على كتلة 96 جيدا deepwell (الشكل 1). من المهم أن دوامة بدقة وبشكل متكرر من اجل الحفاظ على جسيمات التربة في التعليق. ترك اثنين على الأقل من الآبار في كتلة فارغة لتكون بمثابة الركيزة السيطرة. ملاحظة: مقطع نهاية نصائح ماصة مع مقص قبل pipetting لكما تميل عجائن التربة لتسد النصائح. إعداد كتلة واحدة 96-جيدا لكل انزيم أن يعاير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب حوالي 5 مل من العازلة خلات في خزان ماصة واستخدام pipettor 8 قنوات لإضافة 150 ميكرولتر من العازلة للترAST بئرين من كل عينة (هذه ستكون الضوابط عينة العازلة) واثنين من آبار المراقبة الركيزة (الشكل 1) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب حوالي 10 مل من ع الحل المناسب NP-الركيزة في خزان ماصة واستخدام pipettor 8 قنوات لإضافة 150 ميكرولتر من الحل الركيزة إلى الآبار الأربعة الأولى من كل عينة واثنين من آبار المراقبة الركيزة (الشكل 1). لاحظ الوقت الذي يبدأ رد الفعل في أقرب وقت يتم إضافة حل الركيزة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان لوحات في RT (22 درجة مئوية) ل0،5-4 ساعة. بالضبط فترة حضانة سوف تختلف تبعا لمستوى النشاط في عينات وانزيم أن يعاير. لمعظم أنواع التربة والرواسب، والفوسفاتيز β جلوكوزيد تتطلب مرات حضانة 0.5-1.5 ساعة، في حين ناغاسي والإنزيمات الأخرى تتطلب مرات حضانة&gt; 2 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بينما تحتضن إعداد المقايسات واضح 96 جيدا microplates لقراءة الامتصاصية. إعداد صفيحة ميكروسكوبية واحد لكل كتلة deepwell (أي لكل الإلكترونيةnzyme يعاير). ماصة 10 ميكرولتر 1 M هيدروكسيد الصوديوم و190 ميكرولتر من الماء المقطر في كل بئر من صفيحة ميكروسكوبية. ملاحظة: هيدروكسيد الصوديوم يؤدي إلى إبطاء رد الفعل الأنزيمية ويرفع درجة الحموضة التي تعزز من لون NP ص صدر خلال رد الفعل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الحضانة، وأجهزة الطرد المركزي لبنات 96 جيدا في 2،000-5،000 x ج لمدة 5 دقائق لتكوير جزيئات التربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ماصة الأقنية لسحب 100 ميكرولتر من كل بئر، والحرص على تجنب بيليه، وتحويلها إلى المقابلة بشكل جيد على إعداد اضحة صفيحة ميكروسكوبية 96 جيدا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على قارئ صفيحة ميكروسكوبية وإنشاء أي برامج ضرورية. الامتصاصية سجل في 410 نانومتر. إذا الامتصاصية من بئر خاص هو أعلى من الحد الكشف خطية من قارئ لوحة، وتمييع ذلك جيدا بالماء و01:01 إعادة قياس. إذا الامتصاصية لا تزال مرتفعة للغاية، وينبغي تكرار الفحص مع فترة حضانة أقصر. </li></ol> 4. تحديد كتلة الجاف العينات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصة 1 مل من كل sampl<html> ه الطين في وعاء الألومنيوم preweighed. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الجافة في فرن التجفيف 75 درجة مئوية لمدة 48 ساعة وتزن. طرح وزن عموم من هذه القيمة للحصول على كتلة جافة من التربة أو الرواسب في 1 مل من الطين. تتكاثر بعامل 0.15 لتحديد كتلة جافة من العينة في 150 ميكرولتر تضاف إلى كل بئر في فحص انزيم. </li></ol> 5. حساب نشاط انزيم في قداس الجاف للتربة أو الرواسب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب الامتصاصية النهائي من كل عينة عن طريق طرح الامتصاصية السيطرة عينة من الامتصاصية عينة الفحص. إذا الضوابط الركيزة يكون الامتصاصية العالية (حوالي&gt; 0.060) ثم طرح تلك أيضا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب نشاط انزيم في μmoles ساعة -1 غرام وزن جاف -1 من المعادلة: </li></ol> نشاط انزيم = الامتصاصية النهائي / (C س س فترة حضانة العينة الجافة الشامل) تحليل الفلورسنت من خارج الخلية نشاط انزيم في المياه الطبيعية حلول TLE &quot;&gt; 1. إعداد الركيزة، قياسي، وعازلة للتحليلات فلوروميتريك من نشاط انزيم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 200 ميكرومتر الحلول من ركائز MUB مرتبطة (على سبيل المثال 4-MUB-β-glucopyranoside، 4-MUB فوسفات، 4-MUB-N-أسيتيل β-D-glucosaminide) عن طريق إذابة الركيزة المناسبة في العقيمة (تعقيمها) المقطر H 2 O في العقيمة 15 مل أو 50 مل أنابيب الطرد المركزي. التفاف الأنابيب في رقائق الألومنيوم لاستبعاد الضوء وتخزينها في الثلاجة قبل الاستخدام. وينبغي أن تكون ركائز مستقرة لا يقل عن 1 أسبوع إذا المخزنة في هذا الطريق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد معيار MUB بجعل حل الأسهم من 100 ميكرومتر 4 methylumbelliferone في العقيمة H 2 O. المقطر مخزن تبريد في العنبر أو زجاجة ملفوفة احباط. مباشرة قبل الاستخدام، تمييع الحل 100 ميكرومتر الأسهم قبل 10/1 إلى العقيمة H 2 O لجعل حل العاملة من 10 ميكرومتر لفحوصات الانزيم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد محلول المخزون من 100 ملي العازلة بيكربونات عن طريق إذابة 8.4 غرام من NaHCO &lt;الفرعية&gt; 3 في 1 LH 2 O والتعقيم. تمييع هذا الحل الأسهم 1/20 إلى H 2 O معقمة حسب الحاجة لجعل الحل يعمل من 5 ملم لفحوصات الانزيم. </li></ol> 2. تنظيم عينات المياه على 96 صفيحة ميكروسكوبية حسنا الأسود <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيم صفيحة ميكروسكوبية لكل انزيم اقتداء هو مبين في الشكل 2. لاحظ أن السماح للنسخ المتماثل كافية، والمعايير، والضوابط، وهذا الإجراء يمكن مقايسة نشاط إنزيم واحد لمدة تصل إلى تسعة عينات من المياه على واحد أسود 96 صفيحة ميكروسكوبية جيدا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب حوالي 5 مل من العينة الأولى إلى خزان ماصة واستخدام pipettor 8 قنوات لpipette200 ميكرولتر في جميع الآبار في العمود 1 من صفيحة ميكروسكوبية (ق). تجاهل نصائح ماصة المستعملة وكرر حسب الحاجة لكل عينة المياه لملء الأعمدة 1-9. </li></ol> 3. إنشاء نموذج، قياسي، إرو، وعناصر التحكم الركيزة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الضوابط لحساب العينات، ومعيارق، الركيزة والتبريد في نفس صفيحة ميكروسكوبية الأسود كما العينات (الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عينة الضوابط تحتوي على الماء وعينة العازلة بيكربونات، والتي لا تستخدم في العمليات الحسابية النشاط ولكن سوف تثبت قراءة الاتساق طوال فترة التجربة. تتكون الضوابط إخماد عينة من الماء وكمية قياسية من العلامة الفلورسنت وتستخدم لقياس حيود مضان في الماء العينة. مصنوعة الركيزة والضوابط القياسية حتى من العازلة إما مرتبطة الركيزة أو علامة الفلورسنت القياسية، على التوالي، وبيكربونات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب حوالي 5 مل من 5 ملي العازلة بيكربونات في خزان ماصة نظيفة. ماصة 50 ميكرولتر من العازلة في آبار صفيحة ميكروسكوبية من 1 إلى 9 في صفوف D و E لتشكيل اثنين من تكرار الآبار الضوابط عينة كل عينة. نصائح تغير ماصة ثم نقل 200 ميكرولتر من العازلة بيكربونات إلى الآبار من 10 إلى 12 في الصفوف ألف وحاء </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خفض الإضاءة المحيطة عن طريق يعتم أو إيقاف لىghts كمعيار الفلورسنت خفيفة حساسة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب حوالي 5 مل من 10 ميكرومتر 4 methylumbelliferone في خزان ماصة نظيفة. ماصة 50 ميكرولتر في آبار صفيحة ميكروسكوبية من 1 إلى 12 في صف H، وإلى الآبار من 1 إلى 9 في صفوف G و F لتشكيل ثلاثة مكررات الضوابط إخماد لكل عينة والتحكم القياسية الشاملة. إما وضع صفيحة ميكروسكوبية في الظلام أو تغطية مع غطاء غير شفاف للحد من تدهور ضوء MUB. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على التألق وانشاء أي برنامج من الضروري أن تكون على استعداد لقراءة قبل إضافة الركيزة. ملاحظة: قد تتطلب بعض المصابيح التألق وقت الاحماء لمدة 3 دقائق أو أكثر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب حوالي 5 مل من الركيزة MUB المرتبطة المناسبة (على سبيل المثال 4-MUB فوسفات) إلى الخزان ماصة نظيفة. استخدام pipettor 12 قناة لماصة 50 ميكرولتر في آبار صفيحة ميكروسكوبية من 1 إلى 12 في صف A، وإلى الآبار من 1 إلى 9 في الصفوف B و C لتشكيل ثلاثة فحوصات تكرار لكل عينة وثلاثة عناصر تحكم الركيزة. فوراذ انتقل إلى الخطوة 4.1، وتسجيل مضان. </li></ol> 4. تسجيل الإسفار <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قراءة مضان الأولي مباشرة بعد الركيزة بالإضافة إلى صفيحة ميكروسكوبية. بعد قراءة مضان، احتضان صفيحة ميكروسكوبية RT (22 ° C) إما في الظلام أو مغطاة بغطاء غير شفاف للحد من تدهور ضوء MUB. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وفترة حضانة اللازمة لقياس الحد الأقصى للنشاط انزيم المحتملة في عينة المياه تعتمد على تركيز الانزيم داخل العينة. لأن هذا غير معروف قبل أن يتم الانتهاء من الفحص، فإن صفيحة ميكروسكوبية يجب أن تقرأ في خطوات زمنية متعددة. عادة، والقراءة على فترات من 10-15 دقيقة على مدار الساعة 1 هو مقبول بالنسبة للعديد من الإنزيمات، وعلى الرغم من أن العينات مع النشاط عالية جدا لبعض الأنزيمات قد يصل إلى ذروته قبل 10 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مواصلة القراءة مضان في صفيحة ميكروسكوبية على فترات الخاص المعين لمدة 1 ساعة على الأقل. تأكد للحفاظ على صفيحة ميكروسكوبية مغطاة أو في الظلام بين القراءةق. </li></ol> 5. حساب نشاط انزيم في حجم المياه <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لكل عينة في كل فترة زمنية حساب: يعني الأولية عينة مضان (الآبار D و E)، ومتوسط ​​العينة النهائية مضان (الآبار AC)، ومضان يعني القياسية (الآبار H10-11)، ويعني إخماد السيطرة مضان (الآبار FG). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لكل فترة زمنية، وحساب نشاط انزيم في nmoles ساعة -1 مل -1 من المعادلة: </li></ol> نشاط انزيم = (يعني العينة مضان - يعني الأولية عينة مضان) / ((يعني معيار مضان / 0.5 مول) × (يعني إرواء السيطرة مضان / يعني مضان القياسية) × (0.2 مل) × (الوقت في ساعة)) <ol start="3" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دراسة القيم النشاط يحسب لكل خطوة الوقت. تحديد النشاط المحتملة النهائي من الخطوة الوقت وفقا لأعلى نشاط. إذا استمرت قيم النشاط لزيادة ثم قد يكون مطلوبا الخطوات وقت لاحق، وإذا القيم النشاط يسقط ماراالحوت مسار المدى، ثم تشغيل مرة أخرى مع خطوات زمنية أقصر. النشاط الأخير هو في nmoles من الركيزة المستهلكة ساعة -1 مل -1 ولكن يمكن زيادتها للتعبير عن مثل μmoles ساعة -1 L -1. </li></ol>

<ol>
	<li>Ljungdahl, L. G., Eriksson, K. -. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ecology+of+microbial+cellulose+degradation.">Ecology of microbial cellulose degradation.</a> Advances in microbial ecology. 8, 237-299 (1985).</li><li>Sinsabaugh, R. L., Antibus, R. K., Linkins, A. E., Mclaugherty, C. A., Rayburn, L., Repert, D., Weiland, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wood+decomposition+over+a+first-order+watershed:+mass+loss+as+a+function+of+lignocellulase+activity.">Wood decomposition over a first-order watershed: mass loss as a function of lignocellulase activity.</a> Soil biology and biochemistry. 24, 743-749 (1992).</li><li>Dalal, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soil+organic+phosphorus.">Soil organic phosphorus.</a> Advances in agronomy. 29, 83-113 (1977).</li><li>Sinsabaugh, R. L., Moorhead, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resource+allocation+to+extracellular+enzyme+production:+a+model+for+nitrogen+and+phosphorus+control+of+litter+decomposition.">Resource allocation to extracellular enzyme production: a model for nitrogen and phosphorus control of litter decomposition.</a> Soil biology and biochemistry. 26, 1305-1311 (1995).</li><li>Tabatabai, M. A., Bremner, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+p-nitrophenyl+phosphate+for+assay+of+soil+phosphatase+activity.">Use of p-nitrophenyl phosphate for assay of soil phosphatase activity.</a> Soil biology and biochemistry. 1, 301-307 (1969).</li><li>Parham, J. A., Deng, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection,+quantification+and+characterization+of+&#946;-glucosaminidase+activity+in+soil.">Detection, quantification and characterization of &#946;-glucosaminidase activity in soil.</a> Soil biology and biochemistry. 32, 1183-1190 (2000).</li><li>Kuperman, R. G., Carreiro, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soil+heavy+metal+concentrations,+microbial+biomass+and+enzyme+activities+in+a+contaminated+grassland+ecosystem.">Soil heavy metal concentrations, microbial biomass and enzyme activities in a contaminated grassland ecosystem.</a> Soil biology and biochemistry. 29, 179-190 (1997).</li><li>Olander, L. P., Vitousek, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+soil+phosphatase+and+chitinase+activity+by+N+and+P+availability.">Regulation of soil phosphatase and chitinase activity by N and P availability.</a> Biogeochemistry. 49, 175-190 (2000).</li><li>Jackson, C. R., Vallaire, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+salinity+and+nutrient+enrichment+on+microbial+assemblages+in+Louisiana+wetland+sediments.">Effects of salinity and nutrient enrichment on microbial assemblages in Louisiana wetland sediments.</a> Wetlands. 29, 277-287 (2009).</li><li>Hoppe, H. -. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Significance+of+exoenzymatic+activities+in+the+ecology+of+brackish+water:+measurements+by+means+of+methylumbelliferyl-substrates.">Significance of exoenzymatic activities in the ecology of brackish water: measurements by means of methylumbelliferyl-substrates.</a> Marine ecology progress series. 11, 299-308 (1983).</li><li>Somville, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+and+study+of+substrate+specificity+of+exoglucosidase+activity+in+eutrophic+water.">Measurement and study of substrate specificity of exoglucosidase activity in eutrophic water.</a> Applied and environmental microbiology. 48, 1181-1185 (1984).</li><li>Freeman, C., Liska, G., Ostle, N. J., Jones, S. E., Lock, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+fluorogenic+substrates+for+measuring+enzyme+activity+in+peatlands.">The use of fluorogenic substrates for measuring enzyme activity in peatlands.</a> Plant and soil. 175, 147-152 (1995).</li><li>Sinsabaugh, R. L., Findlay, S., Franchini, P., Fischer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzymatic+analysis+of+riverine+bacterioplankton+production.">Enzymatic analysis of riverine bacterioplankton production.</a> Limnology and oceanography. 42, 29-38 (1997).</li><li>Marx, M. -. C., Wood, M., Jarvis, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microplate+fluorometric+assay+for+the+study+of+enzyme+diversity+in+soils.">A microplate fluorometric assay for the study of enzyme diversity in soils.</a> Soil biology and biochemistry. 33, 1633-1640 (2001).</li><li>Jackson, C. R., Weeks, A. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+particle+size+on+bacterial+community+structure+in+aquatic+sediments+as+revealed+by+16S+rRNA+gene+sequence+analysis.">Influence of particle size on bacterial community structure in aquatic sediments as revealed by 16S rRNA gene sequence analysis.</a> Applied and environmental microbiology. 74, 5237-5240 (2008).</li><li>Canion, A. K., Ochs, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+population+dynamics+of+freshwater+armored+dinoflagellates+in+a+small+lake+in+Mississippi.">The population dynamics of freshwater armored dinoflagellates in a small lake in Mississippi.</a> Journal of freshwater ecology. 20, 617-626 (2005).</li><li>Sinsabaugh, R. L., Lauber, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stoichiometry+of+soil+enzyme+activity+at+global+scale.">Stoichiometry of soil enzyme activity at global scale.</a> Ecology letters. 11, 1252-1264 (2008).</li><li>Jackson, C. R., Foreman, C. M., Sinsabaugh, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microbial+enzyme+activities+as+indicators+of+organic+matter+processing+rates+in+a+Lake+Erie+coastal+wetland.">Microbial enzyme activities as indicators of organic matter processing rates in a Lake Erie coastal wetland.</a> Freshwater biology. 34, 329-342 (1995).</li><li>Jackson, C. R., Vallaire, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microbial+activity+and+decomposition+of+fine+particulate+organic+matter+in+a+Louisiana+cypress+swamp.">Microbial activity and decomposition of fine particulate organic matter in a Louisiana cypress swamp.</a> Journal of the north american benthological society. 26, 743-753 (2007).</li><li>Jackson, C. R., Liew, K. C., Yule, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+and+functional+changes+with+depth+in+microbial+communities+in+a+tropical+Malaysian+peat+swamp+forest.">Structural and functional changes with depth in microbial communities in a tropical Malaysian peat swamp forest.</a> Microbial ecology. 57, 402-412 (2009).</li><li>Rietl, A. J., Jackson, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+the+ecological+restoration+practices+of+prescribed+burning+and+mechanical+thinning+on+soil+microbial+enzyme+activities+and+leaf+litter+decomposition.">Effects of the ecological restoration practices of prescribed burning and mechanical thinning on soil microbial enzyme activities and leaf litter decomposition.</a> Soil biology and biochemistry. 50, 47-57 (2012).</li><li>Smart, K. A., Jackson, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fine+scale+patterns+in+microbial+extracellular+enzyme+activity+during+leaf+litter+decomposition+in+a+stream+and+its+floodplain.">Fine scale patterns in microbial extracellular enzyme activity during leaf litter decomposition in a stream and its floodplain.</a> Microbial ecology. 58, 591-598 (2009).</li></ol>

يعلن الكتاب أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

يمكن تحديد النشاط من مجموعة متنوعة من الانزيمات خارج الخلية الجرثومية في التربة والرواسب توفير معلومات مفيدة في معدلات تمعدن المواد الغذائية ومعالجة المواد العضوية 17. ومع ذلك، يمكن التربة تختلف في مستويات الرطوبة، لذلك فمن المهم لتوحيد النشاط على التربة الوز...

الكائنات الدقيقة مثل البكتيريا والفطريات الحصول على المواد الغذائية والكربون من المركبات العضوية المعقدة من خلال إنتاج إنزيمات خارج الخلية. هذه الإنزيمات عادة يتحلل البوليمرات في مفارز الصغيرة التي يمكن اتخاذها في الخلية. لذلك، على المستوى البيئي، وهذه الانزيمات خارج الخلية الجرثومية هي المسؤولة عن الكثير من تمعدن المواد الغذائية وتحلل المواد العضوية التي تحدث في البيئات الطبيعية. الانزيمات مثل cellobiohydrolase (CBH) وβ جلوكوزيد مهمة لتدهور السليلوز والعمل في انسجام لتحفيز التحلل من السليلوز إلى جلوكوز 1،2، الذي يوفر ركيزة للاستعمال الكربون لامتصاص الميكروبية والاستيعاب. انزيم الفوسفاتيز تطلق مجموعات الفوسفات غير العضوية القابلة للذوبان من الفوسفات العضوية، التمعدن أساسا الفوسفات وجعلها متاحة للاستخدام من قبل معظم الكائنات الحية 3. الأنزيمات الأخرى، مثل N-acetylglucosaminidase (ناغاسي)، ومهمر في تدهور الكيتين ويمكن أن تجعل كلا من الكربون والنيتروجين المتاحة لاكتساب الجراثيم 4. واحدة من إجراءات الفحص من نشاط انزيم الميكروبية خارج الخلية في البيئات الطبيعية هو استخدام الاصطناعي البارانتروفنيل (ع NP) ركائز مرتبطة، وهو النهج الذي وضعت أصلا للكشف عن نشاط إنزيم الفوسفاتيز التربة 5. يعتمد هذا النهج على الكشف عن المنتج النهائي الملونة، ف نيتروفينول، والتي يتم تحريرها عندما يتم تحلل الركيزة الاصطناعي بواسطة انزيم المناسبة. للنيتروفينول ع يمكن قياسها كميا في وقت لاحق من خلال قياس الامتصاصية colorimetrically لها في حوالي 400-410 نانومتر. ومنذ ذلك الحين تم تطبيق هذه الطريقة للكشف عن إنزيمات أخرى مثل ناغاسي 6، واستخدمت في دراسات مختلفة تبحث في نشاط انزيم الميكروبية خارج الخلية في التربة والرواسب 7-9. النهج البديل الذي كان اصلاوضعت ذ لتقييم النشاط جلوكوسيديز خارج الخلية في البيئات المائية 10،11 يجعل من استخدام 4 methylumbelliferone (MUB) ركائز المرتبطة. المنتج النهائي سراح (4 methylumbelliferone) هو الفلورسنت للغاية ويمكن الكشف عن ذلك باستخدام مقياس التألق مع أجواء الإثارة / الانبعاثات حوالي 360/460 نانومتر. هي مجموعة متنوعة من ركائز اصطناعية MUB مرتبطة المتاحة، والسماح قياس فلوروميتريك لنشاط ما لا يقل عن العديد من الإنزيمات (مثل β جلوكوزيد، cellobiohydrolase، ناغاسي، الفوسفاتيز) كما يمكن أن يعاير باستخدام ف NP الركيزة الإجراء اللونية. الانزيمات خارج الخلية الميكروبية الأخرى، مثل البروتين المهينة يسين أمينوببتيداز، يمكن أن يعاير fluorometrically باستخدام 7-الأمينية-4-methylcoumarin (كال) ركائز المرتبطة. وقد استخدمت كل من MUB وركائز كال المرتبطة لتحديد نشاط انزيم في مختلف العينات الأرضية والمائية 12،13. بينما الدراسات السابقة لها descrنهج ibed صفيحة ميكروسكوبية فلوروميتريك أو اللونية لتحديد نشاط انزيم خارج الخلية 14، وليس هناك حاجة لتقديم عرض واضح لكيفية إجراء مثل هذه المقايسات. نحن هنا لشرح الإجراءات لإجراء تقنيات عالية الإنتاجية صفيحة ميكروسكوبية لتحليل نشاط انزيم خارج الخلية في التربة والرواسب باستخدام النهج ص ركائز مرتبطة NP اللونية في المياه الطبيعية وباستخدام تقنية ركائز MUB المرتبطة الفلورسنت. ونحن نركز على قياس أنشطة β جلوكوزيد، ناغاسي، والفوسفاتيز وهذه الأنزيمات يمكن أن تكون مرتبطة إلى الكربون، والنيتروجين، والفوسفور وركوب الدراجات، على التوالي. ومع ذلك، فإن الإجراءات المذكورة هنا يمكن تطبيقها على قياس الانزيمات خارج الخلية الأخرى باستخدام ركائز اصطناعية مختلفة.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>REAGENTS AND MATERIALS</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Glacial acetic acid</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Various suppliers</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium acetate</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Various suppliers</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium hydroxide</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Various suppliers</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>p-Nitrophenol</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP612-1</td>
			<td>Alternates available</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>p-Nitrophenyl (pNP)-phosphate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>N3234</td>
			<td>pNP-substrate</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>pNP-&beta;-glucopyranoside</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>N7006</td>
			<td>pNP-substrate</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>pNP-&beta;-N-acetylglucosaminide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>N9376</td>
			<td>pNP-substrate</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Clear 96-well microplates</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>12-563-301</td>
			<td>Alternates available</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>96-well deep well blocks</td>
			<td>Costar</td>
			<td>3958</td>
			<td>Alternates available</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Aluminum weigh pans</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Various suppliers</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sterile 15 ml centrifuge tubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Various suppliers</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sterile 50 ml centrifuge tubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Various suppliers</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>4-Methylumbelliferone</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M1381</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl (MUB)-phosphate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M8883</td>
			<td>MUB-substrate</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>4-MUB-glucopyranoside</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M3633</td>
			<td>MUB-substrate</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>4-MUB-N-acetylglucosaminide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M2133</td>
			<td>MUB-substrate</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Various suppliers</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Black 96-well microplate</td>
			<td>Costar</td>
			<td>3792</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Pipette reservoir</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Various suppliers</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>EQUIPMENT</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>5810R</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Centrifuge rotor</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>A-4-81</td>
			<td>For microplates/deep-well blocks</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Microplate reader</td>
			<td>BioTek</td>
			<td>Synergy HT</td>
			<td>Alternates available</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Microplate fluorometer</td>
			<td>BioTek</td>
			<td>FLx 800</td>
			<td>Alternates available</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>8-channel pipettor</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Various suppliers</td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

determination of microbial extracellular enzyme activity in waters, soils, and sediments using high throughput microplate assays

الكثير من تدوير المغذيات وتجهيز الكربون في البيئات الطبيعية يحدث من خلال نشاط الانزيمات خارج الخلية الصادرة عن الكائنات الحية الدقيقة. وبالتالي، يمكن قياس نشاط هذه الانزيمات خارج الخلية تعطي نظرة ثاقبة معدلات العمليات مستوى الأنظمة الإيكولوجية، مثل التحلل المواد العضوية أو النيتروجين والفوسفور تمعدن. المقايسات من نشاط انزيم خارج الخلية في العينات البيئية تنطوي عادة تعريض عينات لركائز اللونية أو فلوروميتريك الاصطناعي وتتبع معدل الركيزة التحلل. نحن هنا تصف أساليب صفيحة ميكروسكوبية استنادا لهذه الإجراءات التي تسمح للتحليل عدد كبير من العينات في غضون فترة زمنية قصيرة. ويسمح للعينات لتتفاعل مع ركائز الاصطناعي خلال 96 جيدا microplates أو بئر عميقة كتل صفيحة ميكروسكوبية، ويتم تحديد نشاط انزيم في وقت لاحق عن طريق امتصاص أو مضان من المنتج النهائي مما أدى باستخدام صفيحة ميكروسكوبية ريد نموذجيةص أو التألق. هذه الإجراءات إنتاجية عالية ليس فقط تسهيل المقارنات بين المواقع أو النظم الإيكولوجية منفصلة مكانيا، ولكن أيضا تخفيض كبير في تكلفة هذه المقايسات من خلال تقليل كميات كاشف الشاملة المطلوبة لكل عينة.

التربة والرواسب المائية وعادة ما يكون مستويات ملحوظة من نشاط انزيم خارج الخلية نتيجة للمجتمعات الميكروبية المرفقة (الأغشية الحيوية) تنمو على سطح الجسيمات. الشكل 3 يبين كيف يغير هذا النشاط اعتمادا على حجم الجسيمات التي تم الحصول عليها من الرواسب السطحية من ث...

Watch this Scientific Journal Video about Determination of Microbial Extracellular Enzyme Activity in Waters, Soils, and Sediments using High Throughput Microplate Assays at JoVE.com

Determination of Microbial Extracellular Enzyme Activity in Waters, Soils, and Sediments using High Throughput Microplate Assays

ووصف الإجراءات صفيحة ميكروسكوبية استنادا لتحليل اللونية أو فلوروميتريك من نشاط انزيم خارج الخلية. تسمح هذه الإجراءات للفحص السريع للنشاط من هذا القبيل في أعداد كبيرة من العينات البيئية ضمن إطار زمني يمكن التحكم فيها.

تقرير من خارج الخلية الميكروبية نشاط انزيم في المياه، والتربة، والرواسب باستخدام إنتاجية عالية صفيحة ميكروسكوبية فحوصات

Much of the nutrient cycling and carbon  processing in natural environments occurs through the activity of extracellular  enzymes released by ...

determination-microbial-extracellular-enzyme-activity-waters-soils

Research

JoVE Journal

Environment

38.4K Views.  The University of Mississippi.  ووصف الإجراءات صفيحة ميكروسكوبية استنادا لتحليل اللونية أو فلوروميتريك من نشاط انزيم خارج الخلية. تسمح هذه الإجراءات للفحص السريع للنشاط من هذا القبيل في أعداد كبيرة من العينات البيئية ضمن إطار زمني يمكن التحكم فيها. 

Video: Determination of Microbial Extracellular Enzyme Activity in Waters, Soils, and Sediments using High Throughput Microplate Assays

High-throughput Fluorometric Measurement of Potential Soil Extracellular Enzyme Activities

Microbes in soils and other environments produce extracellular enzymes to depolymerize and hydrolyze organic macromolecules so that they can be assimilated for energy and nutrients. Measuring soil microbial enzyme activity is crucial in understanding soil ecosystem functional dynamics. The general concept of the fluorescence enzyme assay is that synthetic C-, N-, or P-rich substrates bound with a fluorescent dye are added to soil samples. When intact, the labeled substrates do not fluoresce. Enzyme activity is measured as the increase in fluorescence as the fluorescent dyes are cleaved from their substrates, which allows them to fluoresce. Enzyme measurements can be expressed in units of molarity or activity. To perform this assay, soil slurries are prepared by combining soil with a pH buffer. The pH buffer (typically a 50 mM sodium acetate or 50 mM Tris buffer), is chosen for the buffer&#39;s particular acid dissociation constant (pKa) to best match the soil sample pH. The soil slurries are inoculated with a nonlimiting amount of fluorescently labeled (i.e. C-, N-, or P-rich) substrate. Using soil slurries in the assay serves to minimize limitations on enzyme and substrate diffusion. Therefore, this assay controls for differences in substrate limitation, diffusion rates, and soil pH conditions; thus detecting potential enzyme activity rates as a function of the difference in enzyme concentrations (per sample).
Fluorescence enzyme assays are typically more sensitive than spectrophotometric (i.e. colorimetric) assays,&#160;but can suffer from interference caused by impurities and the instability of many fluorescent compounds when exposed to light; so caution is required when handling fluorescent substrates. Likewise, this method only assesses potential enzyme activities under laboratory conditions when substrates are not limiting. Caution should be used when interpreting the data representing cross-site comparisons with differing temperatures or soil types, as in situ soil type and temperature can influence enzyme kinetics.

To measure potential rates of soil extracellular enzyme activities, synthetic substrates that are bound to a fluorescent dye are added to soil samples. Enzyme activity is measured as the fluorescent dye is released from the substrate by an enzyme-catalyzed reaction, where higher fluorescence indicates more substrate degradation.

الإنتاجية العالية فلوروميتريك قياس التربة المحتملة خارج الخلية أنزيم الأنشطة

Microbes in soils and other environments produce extracellular enzymes to depolymerize and hydrolyze organic macromolecules so that they can be ...

Measurement of Greenhouse Gas Flux from Agricultural Soils Using Static Chambers

Measurement of greenhouse gas (GHG) fluxes between the soil and the atmosphere, in both managed and unmanaged ecosystems, is critical to understanding the biogeochemical drivers of climate change and to the development and evaluation of GHG mitigation strategies based on modulation of landscape management practices. The static chamber-based method described here is based on trapping gases emitted from the soil surface within a chamber and collecting samples from the chamber headspace at regular intervals for analysis by gas chromatography. Change in gas concentration over time is used to calculate flux. This method can be utilized to measure landscape-based flux of carbon dioxide, nitrous oxide, and methane, and to estimate differences between treatments or explore system dynamics over seasons or years. Infrastructure requirements are modest, but a comprehensive experimental design is essential. This method is easily deployed in the field, conforms to established guidelines, and produces data suitable to large-scale GHG emissions studies.

This article showcases the static chamber-based method for measurement of greenhouse gas flux from soil systems. With relatively modest infrastructure investments, measurements may be obtained from multiple treatments/locations and over timeframes ranging from hours to years.

قياس الجريان غازات الاحتباس الحراري من الأراضي الزراعية عن طريق الغرف ثابت

Measurement of greenhouse gas (GHG) fluxes between the soil and the atmosphere, in both managed and unmanaged ecosystems, is critical to understanding the ...

Development of Sulfidogenic Sludge from Marine Sediments and Trichloroethylene Reduction in an Upflow Anaerobic Sludge Blanket Reactor

The importance of microbial sulfate reduction relies on the various applications that it offers in environmental biotechnology. Engineered sulfate reduction is used in industrial wastewater treatment to remove large concentrations of sulfate along with the chemical oxygen demand (COD) and heavy metals. The most common approach to the process is with anaerobic bioreactors in which sulfidogenic sludge is obtained through adaptation of predominantly methanogenic granular sludge to sulfidogenesis. This process may take a long time and does not always eliminate the competition for substrate due to the presence of methanogens in the sludge. In this work, we propose a novel approach to obtain sulfidogenic sludge in which hydrothermal vents sediments are the original source of microorganisms. The microbial community developed in the presence of sulfate and volatile fatty acids is wide enough to sustain sulfate reduction over a long period of time without exhibiting inhibition due to sulfide. 
This protocol describes the procedure to generate the sludge from the sediments in an upflow anaerobic sludge blanket (UASB) type of reactor. Furthermore, the protocol presents the procedure to demonstrate the capability of the sludge to remove by reductive dechlorination a model of a highly toxic organic pollutant such as trichloroethylene (TCE). The protocol is divided in three stages: (1) the formation of the sludge and the determination of its sulfate reducing activity in the UASB, (2) the experiment to remove the TCE by the sludge, and (3) the identification of microorganisms in the sludge after the TCE reduction. Although in this case the sediments were taken from a site located in Mexico, the generation of a sulfidogenic sludge by using this procedure may work if a different source of sediments is taken since marine sediments are a natural pool of microorganisms that may be enriched in sulfate reducing bacteria.

Microbial sulfate reduction is a process of great importance in environmental biotechnology. The success of the sulfidogenic reactors depends among other factors on the microbial composition of the sludge. Here, we present a protocol to develop sulfidogenic sludge from hydrothermal vents sediments in a UASB reactor for reductive dechlorination purposes.

تطوير المولدة للكبريتيد الحمأة من الرواسب البحرية والحد من Trichloroethylene في غطاء المفاعل Upflow اللاهوائية الحمأة

The importance of microbial sulfate reduction relies on the various applications that it offers in environmental biotechnology. Engineered sulfate ...

High-throughput Screening of Recalcitrance Variations in Lignocellulosic Biomass: Total Lignin, Lignin Monomers, and Enzymatic Sugar Release

The conversion of lignocellulosic biomass to fuels, chemicals, and other commodities has been explored as one possible pathway toward reductions in the use of non-renewable energy sources. In order to identify which plants, out of a diverse pool, have the desired chemical traits for downstream applications, attributes, such as cellulose and lignin content, or monomeric sugar release following an enzymatic saccharification, must be compared. The experimental and data analysis protocols of the standard methods of analysis can be time-consuming, thereby limiting the number of samples that can be measured. High-throughput (HTP) methods alleviate the shortcomings of the standard methods, and permit the rapid screening of available samples to isolate those possessing the desired traits. This study illustrates the HTP sugar release and pyrolysis-molecular beam mass spectrometry pipelines employed at the National Renewable Energy Lab. These pipelines have enabled the efficient assessment of thousands of plants while decreasing experimental time and costs through reductions in labor and consumables.

Plant cell wall structure and chemistry traits are evaluated to identify ideal feedstocks for biofuels and bio-materials. Standard methods have limitations when applied to large data sets. These high-throughput pretreatment, enzyme saccharification, and pyrolysis-molecular beam mass spectrometry methods compare large numbers of biomass samples with decreased experimental time and cost.

الإنتاجية العالية فحص الاختلافات الإستعصاء في Lignocellulosic الكتلة الحيوية: إجمالي اللجنين، اللجنين مونمرات، والأنزيمية السكر الإصدار

The conversion of lignocellulosic biomass to fuels, chemicals, and other commodities has been explored as one possible pathway toward reductions in the ...

Sediment Core Sectioning and Extraction of Pore Waters under Anoxic Conditions

We demonstrate a method for sectioning sediment cores and extracting pore waters while maintaining oxygen-free conditions. A simple, inexpensive system is built and can be transported to a temporary work space close to field sampling site(s) to facilitate rapid analysis. Cores are extruded into a portable glove bag, where they are sectioned and each 1-3 cm thick section (depending on core diameter) is sealed into 50 ml centrifuge tubes. Pore waters are separated with centrifugation outside of the glove bag and then returned to the glove bag for separation from the sediment. These extracted pore water samples can be analyzed immediately. Immediate analyses of redox sensitive species, such as sulfide, iron speciation, and arsenic speciation indicate that oxidation of pore waters is minimal; some samples show approximately 100% of the reduced species, e.g. 100% Fe(II) with no detectable Fe(III). Both sediment and pore water samples can be preserved to maintain chemical species for further analysis upon return to the laboratory.

A protocol for sectioning sediment cores and extracting pore waters under anoxic conditions in order to permit analysis of redox sensitive species in both solids and fluids is presented.

الرواسب الأساسية باجتزاء واستخراج المسام المياه تحت ظروف نقص الأكسجين

We demonstrate a method for sectioning sediment cores and extracting pore waters while maintaining oxygen-free conditions. A simple, inexpensive system is ...

Clean Sampling and Analysis of River and Estuarine Waters for Trace Metal Studies

Most of the trace metal concentrations in ambient waters obtained a few decades ago have been considered unreliable owing to the lack of contamination control. Developments of some techniques aiming to reduce trace metal contamination in the last couple of decades have resulted in concentrations reported now being orders of magnitude lower than those in the past. These low concentrations often necessitate preconcentration of water samples prior to instrumental analysis of samples. Since contamination can appear in all phases of trace metal analyses, including sample collection (and during preparation of sampling containers), storage and handling, pretreatments, and instrumental analysis, specific care needs to be taken in order to reduce contamination levels at all steps. The effort to develop and utilize "clean techniques" in trace metal studies allows scientists to investigate trace metal distributions and chemical and biological behavior in greater details. This advancement also provides the required accuracy and precision of trace metal data allowing for environmental conditions to be related to trace metal concentrations in aquatic environments.
This protocol that is presented here details needed materials for sample preparation, sample collection, sample pretreatment including preconcentration, and instrumental analysis. By reducing contamination throughout all phases mentioned above for trace metal analysis, much lower detection limits and thus accuracy can be achieved. The effectiveness of "clean techniques" is further demonstrated using low field blanks and good recoveries for standard reference material. The data quality that can be obtained thus enables the assessment of trace metal distributions and their relationships to environmental parameters.

Special care using "clean techniques" is required to properly collect and process water samples for trace metal studies in aquatic environments. A protocol for sampling, processing, and analytical procedures with the aim of obtaining reliable environmental monitoring data and results with high sensitivity for detailed trace metal studies is presented.

نظيفة أخذ العينات وتحليل نهر ومصبات الأنهار المياه للدراسات المعدنية تتبع

Most of the trace metal concentrations in ambient waters obtained a few decades ago have been considered unreliable owing to the lack of contamination ...

A Bending Test for Determining the Atterberg Plastic Limit in Soils

The thread rolling test is the most commonly used method to determine the plastic limit (PL) in soils. It has been widely criticized, because a considerable subjective judgment from the operator that carries out the test is involved during its performance, which may affect the final result significantly. Different alternative methods have been put forward, but they cannot compete with the standard rolling test in speed, simplicity and cost.
In an earlier study by the authors, a simple method with a simple device to determine the PL was presented (the &#34;thread bending test&#34; or simply &#34;bending test&#34;); this method allowed the PL to be obtained with minimal operator interference. In the present paper a version of the original bending test is shown. The experimental basis is the same as the original bending test: soil threads which are 3 mm in diameter and 52 mm long are bent until they start to crack, so that both the bending produced and its related moisture content are determined. However, this new version enables the calculation of PL from an equation, so it is not necessary to plot any curve or straight line to obtain this parameter and, in fact, the PL can be achieved with only one experimental point (but two experimental points are recommended).
The PL results obtained with this new version are very similar to those obtained through the original bending test and the standard rolling test by a highly experienced operator. Only in particular cases of high plasticity cohesive soils, there is a greater difference in the result. Despite this, the bending test works very well for all types of soil, both cohesive and very low plasticity soils, where the latter are the most difficult to test via the standard thread rolling method.

The traditional standardized test for determining the plastic limit in soils is performed by hand, and the result varies depending on the operator. An alternative method based on bending measurements is presented in this study. This allows the plastic limit to be obtained with a clear and objective criterion.

واختبار الانحناء لتحديد الحد البلاستيك Atterberg في التربة

The thread rolling test is the most commonly used method to determine the plastic limit (PL) in soils. It has been widely criticized, because a ...

Extraction and Analysis of Microbial Phospholipid Fatty Acids in Soils

Phospholipid fatty acids (PLFAs) are key components of microbial cell membranes. The analysis of PLFAs extracted from soils can provide information about the overall structure of terrestrial microbial communities. PLFA profiling has been extensively used in a range of ecosystems as a biological index of overall soil quality, and as a quantitative indicator of soil response to land management and other environmental stressors.
The standard method presented here outlines four key steps: 1. lipid extraction from soil samples with a single-phase chloroform mixture, 2. fractionation using solid phase extraction columns to isolate phospholipids from other extracted lipids, 3. methanolysis of phospholipids to produce fatty acid methyl esters (FAMEs), and 4. FAME analysis by capillary gas chromatography using a flame ionization detector (GC-FID). Two standards are used, including 1,2-dinonadecanoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (PC(19:0/19:0)) to assess the overall recovery of the extraction method, and methyl decanoate (MeC10:0) as an internal standard (ISTD) for the GC analysis.

Phospholipid fatty acids provide information about the structure of soil microbial communities. We present methods for extraction from soil samples with a single-phase chloroform mixture, fractionation of extracted lipids using solid phase extraction columns, and methanolysis to produce fatty acid methyl esters, which are analyzed by capillary gas chromatography.

استخراج وتحليل الميكروبية الفوسفوليبيدية الأحماض الدهنية في التربة

Phospholipid fatty acids (PLFAs) are key components of microbial cell membranes. The analysis of PLFAs extracted from soils can provide information about ...

Methods of Soil Resampling to Monitor Changes in the Chemical Concentrations of Forest Soils

Recent soils research has shown that important chemical soil characteristics can change in less than a decade, often the result of broad environmental changes. Repeated sampling to monitor these changes in forest soils is a relatively new practice that is not well documented in the literature and has only recently been broadly embraced by the scientific community. The objective of this protocol is therefore to synthesize the latest information on methods of soil resampling in a format that can be used to design and implement a soil monitoring program. Successful monitoring of forest soils requires that a study unit be defined within an area of forested land that can be characterized with replicate sampling locations. A resampling interval of 5 years is recommended, but if monitoring is done to evaluate a specific environmental driver, the rate of change expected in that driver should be taken into consideration. Here, we show that the sampling of the profile can be done by horizon where boundaries can be clearly identified and horizons are sufficiently thick to remove soil without contamination from horizons above or below. Otherwise, sampling can be done by depth interval. Archiving of sample for future reanalysis is a key step in avoiding analytical bias and providing the opportunity for additional analyses as new questions arise.

Repeated soil sampling has recently been shown to be an effective way to monitor forest soil change over years and decades. To support its use, a protocol is presented that synthesizes the latest information on soil resampling methods to aid in the design and implementation of successful soil monitoring programs.

طرق اختزال التربة لرصد التغيرات في تركيزات الكيميائية للتربة الغابات

Recent soils research has shown that important chemical soil characteristics can change in less than a decade, often the result of broad environmental ...

Preparation of Authigenic Pyrite from Methane-bearing Sediments for In Situ Sulfur Isotope Analysis Using SIMS

Different sulfur isotope compositions of authigenic pyrite typically result from the sulfate-driven anaerobic oxidation of methane (SO4-AOM) and organiclastic sulfate reduction (OSR) in marine sediments. However, unravelling the complex pyritization sequence is a challenge because of the coexistence of different sequentially formed pyrite phases. This manuscript describes a sample preparation procedure that enables the use of secondary ion mass spectroscopy (SIMS) to obtain in situ &#948;34S values of various pyrite generations. This allows researchers to constrain how SO4-AOM affects pyritization in methane-bearing sediments. SIMS analysis revealed an extreme range in &#948;34S values, spanning from -41.6 to +114.8&#8240;, which is much wider than the range of &#948;34S values obtained by the traditional bulk sulfur isotope analysis of the same samples. Pyrite in the shallow sediment mainly consists of 34S-depleted framboids, suggesting early diagenetic formation by OSR. Deeper in the sediment, more pyrite occurs as overgrowths and euhedral crystals, which display much higher SIMS &#948;34S values than the framboids. Such 34S-enriched pyrite is related to enhanced SO4-AOM at the sulfate-methane transition zone, postdating OSR. High-resolution in situ SIMS sulfur isotope analyses allow for the reconstruction of the pyritization processes, which cannot be resolved by bulk sulfur isotope analysis.

Preparation of Authigenic Pyrite from Methane-bearing Sediments for In Situ Sulfur Isotope Analysis Using SIMS

Analyses of the sulfur isotopic composition (&#948;34S) of pyrite from methane-bearing sediments have typically focused on bulk samples. Here, we applied secondary ion mass spectroscopy to analyze the &#948;34S values of various pyrite generations to understand the diagenetic history of pyritization.