فإن الكتاب أود أن أشكر مختبر Kucenas لإجراء مناقشات قيمة وتقنيات النصاب القانوني، وشركة للحصول على الدعم الفني رائع. وأيد هذا العمل من قبل صندوق أوفا للتميز في العلوم والتكنولوجيا (فيست) (SK).

1. إعداد وتركيب الأجنة الزرد لتذرية وتصوير لايف <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد مخزون من 0.8٪ منخفضة ذوبان الاغاروز في الماء البيض. قسامة إلى 13X 100 ملم أنابيب القابل للتصرف ثقافة وتخزينها في 4 درجة مئوية لحين الحاجة إليها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الزرد الكبار الصليب تحتوي على الجينات المحورة ثابت متكاملة لتسمية fluorescently الخلايا العصبية الحركية وأنواع الخلايا الدبقية من الفائدة. جمع الأجنة الزرد في الماء البيض ووضعه في 28.5 درجة مئوية حاضنة للانطلاق الصحيح في وقت لاحق 3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وفي حوالي 24 ساعة بعد الإخصاب (HPF)، إزالة الماء البيض وإضافة 0.002٪ 1-2-فينيل ثيوريا (PTU) في الماء البيض. عودة الأجنة إلى الحاضنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بين 24 و 96 HPF، يجب فحص الأجنة لوجود الجينات المحورة المطلوب على نطاق تشريح فلوري. وضع الأجنة المختارة في المياه العذبة البيض PTU والعودة إلى الحاضنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما وصلت إلى يرقات 6 أيام آخر الإخصاب (DPF) (أو السن المطلوب)، بإزالتها من الحاضنة، حدد اليرقات قليلة للتركيب، ونقلها إلى طبق أصغر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الماء من الطبق واستبدالها فورا مع ما يقرب من 0.02٪ Tricane في PTU المياه البيض. تسمح اليرقات على الجلوس في مخدر حوالي 5 دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع قسامة من 0.8٪ منخفضة ذوبان الاغاروز في كوب مع ماء الصنبور والميكروويف لمدة 30 ثانية، أو حتى ذاب الاغاروز. تسمح الدورق ليبرد حتى الاغاروز في أنبوب الثقافة يشعر فاتر لمسة (لا ساخنة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حدد اليرقة تخدير وتحويلها إلى 35 مم طبق أسفل الزجاج واحدة أو متعددة أيضا. إزالة أي المياه التي تم نقلها مع يرقة، ثم يغطى فورا اليرقة مع ما يكفي من الاغاروز الحارة لملء جزء الزجاج ذات قاع الطبق ولكن ليس إنشاء قبة كبيرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كما يصلب الاغاروز، استخدام إبرة تشريح لوضع اليرقة على جانبها في قاع الطبق، ثم إمالة اليرقة فقط قليلا على ظهرها. لا بد للإصابة والتصوير لاحقة، أناليرقة التي شنت أن لمس الزجاج على الجزء السفلي من الطبق. استخدام إبرة تشريح للحفاظ على يرقة في هذا الموقف حتى يتم عززت agarose ويجمد اليرقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد تصلب الاغاروز تماما، ماصة ببطء المياه Tricane بما فيه الكفاية (وهذا يمكن أن يكون هو نفسه Tricane تستخدم للتخدير) في طبق لتغطية كامل الاغاروز واليرقة. </li></ol> 2. معايرة الليزر واختبار <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشغيل جميع الأجهزة متحد البؤر المجهر، وأشعة الليزر الصمام الثنائي المناسب لالجينات المحورة الزرد مثيرة، والنيتروجين ضخ ليزر الصبغة. تأكد من أن شعاع &quot;على بياض&quot; الخائن هو في مكان، والمخفف ليزر مفتوح تماما، ونانومتر الكومارين خلية الصبغة 435 هو في مكان. على الكمبيوتر، فتح برامج التصوير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل 63X 1.2NA الهدف الغمر بالماء في الموقف وتطبيق قطرة صغيرة من الغمر المتوسطة لتحقيق أهداف الماء على الهدف. وسيكون الهدف 63X تسمح للخير ليزر دقة الاجتثاث، والمياه طmmersion يسمح لمسافة عمل أكبر، وهو أمر ضروري عند العمل مع 6-7 DPF اليرقات الزرد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على شريحة زجاجية مع جانب واحد معكوسة لاستخدامها لمعايرة من الليزر. ضع الشريحة، مرآة جانبية أسفل، على خشبة المسرح المجهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام العدسة تحت إضاءة brightfield، والعثور على وتركز على خدش أو حفر في المرآة. ضوء brightfield سيتم ساطع يسقط على شريحة زجاجية، ولكن لن يمر إلا من خلال لهدف في الأماكن التي تم خدش المرآة أو محفورا بعيدا، مما تسبب في المرآة لتبدو سوداء من خلال العدسة، وختوم لتبدو وكأنها بقع أو خطوط من الضوء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عرض وتركيز ختوم على شاشة الكمبيوتر باستخدام برامج التصوير. فتح النافذة التي تسيطر على معايرة الليزر وإعدادات الطاقة. تعيين عدد النبضات إلى &quot;1&quot; و لوحة توهين إلى &quot;3&quot; انتقال٪. عدد نبضات يمثل عدد المرات فإن الليزر اطلاق النار داخل كل منطقة من الفائدة (ROI) وانتقال٪ يمثل قوة الليزر. تأكد من تحديد الإعداد المعايرة الصحيحة لل63X 1.2NA الهدف الغمر بالماء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حدد أداة القطع الناقص من شريط الأدوات الرئيسية، وانقر على الصورة على شاشة الكمبيوتر لإنشاء ROI دائري واحد. هل هذا 3 مرات أكثر حتى هناك 4 رويس دائرية متباعدة بشكل عشوائي فوق الصورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويمكن أن تشمل بعض النظم ميزة السلامة التي لن تسمح ليزر لاطلاق النار إذا كان مسار الضوء إلى خلال oculars مفتوح. إذا كان هذا هو الحال، يدويا إغلاق مسار الضوء إلى خلال oculars في هذا الوقت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إطلاق الليزر. هذا سيخلق 4 ختوم بقعة صغيرة، 1 ضمن كل ROI دائرية. إذا لا يتم إطلاق الليزر، وتحقق للتأكد من تشغيل الليزر على ومتصلة بشكل صحيح، وأنه تم إغلاق مسار الضوء إلى خلال oculars. إذا رأيت حرائق الليزر ولكن لا الحفر، تحقق للتأكد من أن &quot;على بياض&quot; شعاع الفاصل هو في مكان. إذا كان كل شيء في مكانه، وزيادة قوة الليزر و&quot;FRAP&quot; حتى ختوم عه مرئية. إذا طاقة الليزر وضع أكبر من 10 ضروري لحفر الزجاج، وهذا قد يشير إلى خرطوشة بلازما الليزر يحتاج إلى استبداله. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا ظهرت بقع محفورا تركزت داخل رويس المحددة، لا المعايرة ضروري (المضي قدما إلى 2.12). إذا لم يتم توسيط البقع، يحتاج إلى تحديث الإعداد المعايرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لمعايرة، انقر فوق التحديث الإعداد المعايرة. سوف الليزر اطلاق النار وسوف تظهر صورة تحتوي على نقطة واحدة المحفور. إذا لم يظهر نقطة، إلغاء المعايرة، وزيادة قوة الليزر، وبدء المعايرة مرة أخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انقر في وسط بقعة. سوف الليزر إطلاق النار مرة أخرى، وسوف تظهر نقطة أخرى. انقر فوق هذه النقطة، وتكرار هذه العملية حتى اكتمال المعايرة وتظهر بقع 9 بطريقة الشبكة. كرر الخطوات من 2،6-2،9 للتأكد من أن المعايرة كانت ناجحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة شريحة زجاجية من مرحلة المجهر وتنظيف الهدف. فتح مسار الضوء إلى مكتب تعزيز الوحدةلارس، واستبدال &quot;على بياض&quot; الخائن شعاع مع &quot;بنسبة 100٪ ILL&quot; الخائن شعاع. </li></ol> 3. عانى من قطع العصب عن طريق تذرية الليزر والوقت الفاصل بين التصوير متحد البؤر من السلوكيات الخلايا الغروية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مرحلة تستخدم لعقد الشريحة الزجاجية واستبدالها مع مرحلة مناسبة لعقد 35 ملم الأطباق الزجاجية القاع. الاستمرار في استخدام 63X 1.2NA الهدف الغمر بالماء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع قطرة صغيرة من متوسطة غمر المياه لهذا الهدف، ووضع الطبق مع اليرقة التي شنت على خشبة المسرح. تحقيق الاستقرار في طبق مع لقطات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام العدسة والإضاءة widefield، والتركيز اليرقة وتحديد الأعصاب الحركية. مسح الأعصاب في hemisegments 10-20 وتحديد العصب المحرك للعانى من قطع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إحضار الحية بالنظر إلى العصب على شاشة الكمبيوتر باستخدام برامج التصوير. اختر Z-الطائرات والحصول على صورة من محاور عصبية وخلايا الدبقية من العصب لم يصب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد إعدادات الوقت الفاصل بين التصوير في برامج التصوير لالتقاطZ-التوقعات من جميع أنواع الخلايا في فترات دقيقة 5-30، اعتمادا على التجربة. فمن الأفضل لتهيئة جميع الإعدادات اللازمة لمرور الوقت قبل تنفيذ الاجتثاث، حتى لا يكون هناك أي تأخير في بدء الفاصل بين وقت وقوع الضرر مرة واحدة كاملة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة &quot;بنسبة 100٪ ILL&quot; الخائن شعاع واستبدال &quot;على بياض&quot;. إغلاق مسار الضوء إلى خلال oculars. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العودة إلى طريقة العرض الحية من العصب. استخدام قناة الفلورسنت المناسب لعرض المحاور التي سيتم مقطوع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام أداة القطع الناقص، إنشاء ROI بيضاوي الشكل رقيقة في المنطقة ليكون ذاب، ثم خلق رويس أصغر داخل المنطقة المحددة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في النافذة التي تسيطر على إعدادات الليزر، وتعيين عدد النبضات إلى &quot;2&quot; ولوحة توهين إلى &quot;18&quot; نقل٪. اطلاق النار ليزر داخل رويس المحددة. إذا كان لا يزال مضان داخل رويس، وزيادة قوة الليزر، وانتظر حوالي 10 ثانية، واطلاق النار ليزر مرة أخرى. القيام بذلك حتى تصل إلى الإعداد الذي يسبب fluorescenCE لتختفي داخل رويس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انتظر 10 ثانية أو أكثر والتحقق من منطقة ذاب مرة أخرى لمضان. حذار أن العائد على الاستثمار قد يبدو في البداية ذاب، عندما هو في الواقع photobleached. في حالة عودة مضان، وزيادة قوة الليزر واطلاق النار ليزر مرة أخرى. كرر هذا حتى الإزهار يختفي داخل رويس ولا العودة في غضون 10 ثانية. فمن الأفضل أن تبدأ مع قوة الليزر أقل وزيادة في الطاقة اللازمة. قد تختلف قوة الليزر اللازمة استنادا إلى الأنظمة الفردية المجهري، عمر صبغ الكومارين، عينة تصاعد مستمر، وعمر اليرقات، وسمك الأنسجة. مرة واحدة وقد تم إنشاء قوة الليزر مثالية، ويمكن استخدام هذا الإعداد الطاقة مرة أخرى على الأعصاب اللاحقة في التجربة نفسها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد الانتهاء من الاجتثاث، وتبدأ الوقت الفاصل بين التصوير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما الفاصل بين وقت اكتمال، واستخدام برامج التصوير لتجميع البيانات وخلق لون مركب Z-التوقعات لكل نقطة زمنية. خلق فيلم كويك تايم لتحليل السلوكمن محاور عصبية وخلايا الدبقية في وقت واحد. </li></ol>

<ol>
	<li>Geuna, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+3:+Histology+of+the+peripheral+nerve+and+changes+occurring+during+nerve+regeneration.">Chapter 3: Histology of the peripheral nerve and changes occurring during nerve regeneration.</a> Int. Rev. Neurobiol. 87, 27-46 (2009).</li><li>Hirata, K., Kawabuchi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myelin+phagocytosis+by+macrophages+and+nonmacrophages+during+Wallerian+degeneration.">Myelin phagocytosis by macrophages and nonmacrophages during Wallerian degeneration.</a> Microsc. Res. Tech. 57, 541-547 (2002).</li><li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+Embryonic+Development+of+the+Zebrafish.">Stages of Embryonic Development of the Zebrafish.</a> Developmental Dynamics. 203, 253-310 (1995).</li><li>Martin, S. M., O'Brien, G. S., Portera-Cailliau, C., Sagasti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wallerian+degeneration+of+zebrafish+trigeminal+axons+in+the+skin+is+required+for+regeneration+and+developmental+pruning.">Wallerian degeneration of zebrafish trigeminal axons in the skin is required for regeneration and developmental pruning.</a> Development. 137, 3985-3994 (2010).</li><li>O'Brien, G. S., Rieger, S., Martin, S. M., Cavanaugh, A. M., Portera-Cailliau, C., Sagasti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+axotomy+and+time-lapse+confocal+imaging+in+live+zebrafish+embryos.">Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos.</a> J. Vis. Exp. (24), e1129 (2009).</li><li>Parrinello, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EphB+signaling+directs+peripheral+nerve+regeneration+through+Sox2-dependent+Schwann+cell+sorting.">EphB signaling directs peripheral nerve regeneration through Sox2-dependent Schwann cell sorting.</a> Cell. 143, 145-155 (2010).</li><li>Rosenberg, A. F., Wolman, M. A., Franzini-Armstrong, C., Granato, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+nerve-macrophage+interactions+following+peripheral+nerve+injury.">In vivo nerve-macrophage interactions following peripheral nerve injury.</a> J. Neurosci. 32, 3898-3909 (2012).</li><li>Stoll, G., Muller, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+injury,+axonal+degeneration+and+neural+regeneration:+basic+insights.">Nerve injury, axonal degeneration and neural regeneration: basic insights.</a> Brain Pathol. 9, 313-325 (1999).</li><li>Villegas, R., Martin, S. M., O'Donnell, K., Carrillo, S., Sagasti, A., Allende, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+degeneration+and+regeneration+in+developing+zebrafish+peripheral+axons+reveals+a+requirement+for+extrinsic+cell+types.">Dynamics of degeneration and regeneration in developing zebrafish peripheral axons reveals a requirement for extrinsic cell types.</a> Neural Development. 7, 19 (2012).</li><li>Waller, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experiments+on+the+section+of+the+glossopharyngeal+and+hypoglossal+nerves+of+the+frog,+and+observations+of+the+alterations+pro-+duced+thereby+in+the+structure+of+their+primitive+fibres.">Experiments on the section of the glossopharyngeal and hypoglossal nerves of the frog, and observations of the alterations pro- duced thereby in the structure of their primitive fibres.</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. , 423-429 (1849).</li></ol>

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

الخطوات الأكثر أهمية من هذا التصميم التجريبي هي: 1) بشكل صحيح اليرقات المتزايدة للإصابة واللاحقة في الجسم الحي التصوير و2) معايرة الليزر واختيار إعدادات الطاقة الصحيح من أجل خلق الذي عانى من قطع العصب نظيفة ينتج عنه أضرار طفيفة خارج الأنسجة . للمساعدة في ضمان axotomy...

وقد استخدمت على نطاق واسع الزرد لدراسة تطور الجهاز العصبي بسبب الشفافية البصرية الخاصة بهم وسهولة نقل الجينات، التي عندما يقترن، تسمح للتصوير مذهلة من السلوكيات خلية حيوية في جنين المعيشة. بالإضافة إلى ذلك، لأن الزرد والثدييات مشاركة ما يقرب من جميع الجينات اللازمة لتكوين الجهاز العصبي، والمعلومات الخلوية والجزيئية التي تم جمعها في هذا النموذج الحي هو relatable مباشرة على أنواع الفقاريات الأخرى. وعلى الرغم قوية بشكل لا يصدق للدراسات التنموية العصبية، والزرد وسمات فريدة من نوعها لديها القدرة أيضا لتوضيح الآليات التي تحافظ على وإعادة بناء الجهاز العصبي بعد الإصابة. اليرقات الزرد الحفاظ على شفافية بهم إلى مراحل اليرقات في وقت متأخر وتصبغ يمكن أن يكون قد تم حظره بشكل فعال مع إما استخدام مثبطات الدوائية من إنتاج الميلانين أو طفرات الجينية التي تفتقر الخلايا الصبغية. وهكذا، وذلك باستخدام هذا النموذج الحي لدراسة الإصابات وregeneratايون في الحيوانات الأكبر سنا هو ممكن ويوفر فرصة فريدة للتحقيق مباشرة الآليات الخلوية والجزيئية التي إعادة بناء الجهاز العصبي. في هذا المخطوط، ونحن تصف كيفية تجرح بكفاءة وبتكاثر الأعصاب في الجهاز العصبي المحيطي من اليرقات الزرد. هذا النموذج إصابة يفسح المجال لدراسة انحطاط فحسب، بل أيضا ردود الدبقية الطرفية والخلايا المناعية وكذلك التفاعلات بين هؤلاء السكان خلال تجديد. الجهاز العصبي المحيطي هو عبارة عن شبكة معقدة من الأعصاب الحسية الحركية وما هو ضروري لتمرير المعلومات بين الجهاز العصبي المركزي (CNS) والجلد والأجهزة والعضلات من الجسم، مما يسمح للكائن الحي للتفاعل مع بيئته والبقاء على قيد الحياة. على طول هذه الأعصاب، الدبقية المحيطية، بما في ذلك myelinating وغير myelinating خلايا شوان والدبقية ظهارة الحزمة العصبية، وكذلك النسيج الضام، يغلف محاور عصبية وتشكل في نهاية المطاف العصب ناضجة. إصابة هذه الأعصاب يبدأ عملية Known كما ولري تنكس 10. هذه الآلية من تجزئة محور عصبي، والتوظيف المناعة، وإزالة الحطام والتجديد هو نمطي جدا ومنظم وراثيا 1. وقد وصفت دراسات السابقة في نظم الثدييات أدوار خلايا شوان خلال تنكس الأعصاب وتجديد 1، 2، 6، 8. في هذه الدراسات من الأنسجة الثابتة أو زراعة الخلايا، وخلايا شوان تجنيدهم ليس فقط الضامة إلى موقع الإصابة للمساعدة في إزالة الحطام، ولكن ساعد أيضا في المايلين البلعمة أنفسهم. في حين كانت هذه الدراسات لا يصدق مفيدة، لدينا أبدا من قبل الاستجابات الدبقية تصور للإصابة محوار الطرفية في الجسم الحي في الوقت الحقيقي، وحققت توجد دراسات أخرى العلاقة بين فئات مختلفة من الخلايا الدبقية الطرفية خلال هذه الأحداث. في الآونة الأخيرة، حققت عدة مختبرات wallerian انحطاط باستخدام الزرد وإصابة اكسون الليزر بوساطة مماثلة إلى ما وصفنا هنا <sup&gt; 4، 5، 7، 9. في بعض من هذه الدراسات، تم axotomized محاور عصبية حسية سطحية في اليرقات الشباب باستخدام بنيت العرف، واثنين من الفوتون المجهر متحد البؤر 4، 5، 9. في دراسة أخرى، والتي هي مشابهة جدا لمنطقتنا، ومقطوع محاور عصبية حادة داخل العصب المحرك بطني في اليرقات البالغة من العمر 5 أيام باستخدام نظام التذرية الليزر المتاحة تجاريا 7. في كل من هذه التجارب مجموعة عمليات، كان التركيز على wallerian انحطاط وكلا محاور عصبية وخلايا مناعية تم تصوير. التوسع في هذه الدراسات، ونحن تصف إصابة المحاور الحركية في اليرقات الأكبر سنا مع أكثر نضجا والأعصاب العصبي وفحص مدى استجابة كل الدبقية الأعصاب الطرفية المرتبطة خلال انحطاط والتجدد. للقيام بذلك، ونحن القطع الأعصاب الحركية في 6 و 7 أيام الإخصاب آخر (DPF) يرقات وتصور استجابات السكان الدبقية الفردية، وكذلك التحقيق في التفاعلات بين هؤلاء السكان على طول محاور عصبية المصاب. باستخدام هيئة تنظيم الاتصالات المزدوجة والثلاثيةخطوط nsgenic أن تسمية الخلايا الدبقية المحيطية، بما في ذلك خلايا شوان والدبقية ظهارة الحزمة العصبية، فضلا عن علامة للحصول على محاور عصبية، ونحن نستخدم نظام التذرية الليزر المتاحة تجاريا يتكون من النيتروجين ضخ صبغة الليزر (الطول الموجي 435 نانومتر) تعلق على نظام القرص الغزل مبائر لإنشاء transections محور عصبي. هذا التجريبية انشاء يتيح لنا أن تصور الحية، الزرد اليرقات، تجرح الطرفية مساحات محوار موتور محددة والصورة الوقت الفاصل بين استجابات السكان الدبقية متميزة للإصابة محور عصبي وعلاقتها مع بعضها البعض. هذا البروتوكول يمكن تكييفها لخلق مزيد من الإصابات العصبية في الزرد من مختلف الأعمار، مع خطوط المعدلة وراثيا مختلفة أو طفرات وراثية لمعالجة المسائل العلمية المختلفة.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of the reagent</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue number</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Phenylthiourea</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>P7629-100G</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Finquel Tricaine Methanesulfonate MS-222</td>
 <td>Argent Chemical</td>
 <td>C-FINQ-UE-100G</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Low melting point agarose</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>A9414-10G</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Quad CELLview Cell Culture Dishes, Glass Bottom, Sterile, Greiner Bio One</td>
 <td>VWR/Greiner</td>
 <td>89125-444</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Single well glass bottom Petri dishes 35 x 10 mm, 12 mm thick</td>
 <td>Willco Wells</td>
 <td><a href="http://www.willcowells.com/en/products/willco-dish-glass-bottom-dishes/gwst-3512/" target="_blank">GWSt-3512</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>MicroPoint Laser System with all components</td>
 <td>Andor Technology - purchased through Quorum Technologies, Inc.</td>
 <td>2203-SYS</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>MicroPoint Laser Courmarin dye (435 nm)</td>
 <td>Andor Technology </td>
 <td>MP-27-435-DYE</td>
 </tr>
 <tr> </tr>
 </tbody>
 </table>

motor nerve transection and time-lapse imaging of glial cell behaviors in live zebrafish

غالبا ما يوصف الجهاز العصبي كمكون يصعب السلكية من الجسم على الرغم من أنه هو نظام الجهاز السوائل إلى حد كبير أن يتفاعل مع المؤثرات الخارجية بطريقة متسقة وبطريقة نمطية، مع الحفاظ على المرونة لا يصدق واللدونة. وخلافا للنظام العصبي المركزي (CNS)، النظام العصبي الطرفي (المحيطي) قادر على إصلاح كبيرة، ولكننا قد بدأت لتوها لفهم الآليات الخلوية والجزيئية التي تحكم هذه الظاهرة. باستخدام الزرد كنظام نموذج، لدينا فرصة غير مسبوقة لدراسات التجدد زوجين مع التصوير في الجسم الحي والتلاعب الجيني. وتتكون الأعصاب الطرفية من محاور عصبية محاطة بطبقات من الخلايا الدبقية والنسيج الضام. ومغمد محاور عصبية من قبل myelinating أو غير myelinating خلايا شوان، والتي هي بدورها ملفوفة في كراسة من قبل غمد الخلوية تسمى perineurium. اثر اصابة والأعصاب الطرفية الكبار لديها قدرة فائقة على ريمولقد تضررت الحطام المحاور والأهداف إعادة يعصب. للتحقيق في أدوار جميع الدبقية الطرفية في الجهاز العصبي المحيطي التجديد، وصفنا هنا مقايسة عانى من قطع محور عصبي يستخدم ليزر صبغ المتاحة تجاريا النيتروجين ضخها إلى axotomize الأعصاب الحركية في الزرد المعدلة وراثيا حية. نحن تصف مزيد من الطرق لزوجين هذه التجارب إلى الوقت الفاصل بين التصوير من الأعصاب الجرحى والسيطرة. هذا النموذج التجريبي يمكن استخدامها لتقييم ليس فقط بالدور الذي تقوم به الخلايا الدبقية في تجديد العصبية، ولكن يمكن أيضا أن تكون منصة لتوضيح الآليات الجزيئية التي تتحكم في إصلاح الجهاز العصبي.

مقايسة الموصوفة هنا يمكن استخدامها لتقييم مدى استجابة الخلايا الدبقية وغيرهم من السكان الخلايا العصبية المرتبطة إلى إصابة محور عصبي في الجسم الحي. الفيلم 1 يبين مثالا لإصابة العصب التي تم إنشاؤها باستخدام هذه الطريقة واستجابة الخلايا الدبقية المحيطة....

Watch this Scientific Journal Video about Motor Nerve Transection and Time-lapse Imaging of Glial Cell Behaviors in Live Zebrafish at JoVE.com

Motor Nerve Transection and Time-lapse Imaging of Glial Cell Behaviors in Live Zebrafish

على الرغم من أن الجهاز العصبي المحيطي (السندات الإذنية) قادرة على إصلاح كبيرة بعد الإصابة، لا يعرف إلا القليل عن الآليات الخلوية والجزيئية التي تحكم هذه الظاهرة. باستخدام الحية، الزرد المعدلة وراثيا واستنساخه العصبية مقايسة عانى من قطع، يمكننا أن دراسة ديناميكية سلوكيات الخلية الدبقية خلال تنكس الأعصاب والتجدد.

محرك عانى من قطع الأعصاب والوقت الفاصل بين التصوير من السلوكيات الخلايا الغروية في اسماك الزرد لايف

The  nervous system is often described as a hard-wired component of the body even  though it is a considerably fluid organ system that reacts to external ...

motor-nerve-transection-time-lapse-imaging-glial-cell-behaviors-live

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.8K Views.  University of Virginia. على الرغم من أن الجهاز العصبي المحيطي (السندات الإذنية) قادرة على إصلاح كبيرة بعد الإصابة، لا يعرف إلا القليل عن الآليات الخلوية والجزيئية التي تحكم هذه الظاهرة. باستخدام الحية، الزرد المعدلة وراثيا واستنساخه العصبية مقايسة عانى من قطع، يمكننا أن دراسة ديناميك...

Video: Motor Nerve Transection and Time-lapse Imaging of Glial Cell Behaviors in Live Zebrafish

Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. The optic nerve can be accessed within the orbit of the eye and completely transected (axotomized), cutting the axons of the entire RGC population. Optic nerve transection is a reproducible model of apoptotic neuronal cell death in the adult CNS 1-4. This model is particularly attractive because the vitreous chamber of the eye acts as a capsule for drug delivery to the retina, permitting experimental manipulations via intraocular injections. The diffusion of chemicals through the vitreous fluid ensures that they act upon the entire RGC population. Viral vectors, plasmids or short interfering RNAs (siRNAs) can also be delivered to the vitreous chamber in order to infect or transfect retinal cells 5-12. The high tropism of Adeno-Associated Virus (AAV) vectors is beneficial to target RGCs, with an infection rate approaching 90% of cells near the injection site 6, 7, 13-15. Moreover, RGCs can be selectively transfected by applying siRNAs, plasmids, or viral vectors to the cut end of the optic nerve 16-19 or injecting vectors into their target the superior colliculus 10. This allows researchers to study apoptotic mechanisms in the injured neuronal population without confounding effects on other bystander neurons or surrounding glia. RGC apoptosis has a characteristic time-course whereby cell death is delayed 3-4 days postaxotomy, after which the cells rapidly degenerate. This provides a window for experimental manipulations directed against pathways involved in apoptosis. Manipulations that directly target RGCs from the transected optic nerve stump are performed at the time of axotomy, immediately after cutting the nerve. In contrast, when substances are delivered via an intraocular route, they can be injected prior to surgery or within the first 3 days after surgery, preceding the initiation of apoptosis in axotomized RGCs. In the present article, we demonstrate several methods for experimental manipulations after optic nerve transection.

Optic Nerve transection is a widely used model of adult CNS injury. This model is ideal for performing a number of experimental manipulations that target the retina globally or directly target the injured neuronal population of retinal ganglion cells.

أساليب التلاعب التجريبية بعد Transection العصب البصري الثدييات في الجهاز العصبي المركزي

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. The optic nerve can be ...

Time-lapse Live Imaging of Clonally Related Neural Progenitor Cells in the Developing Zebrafish Forebrain

Precise patterns of division, migration and differentiation of neural progenitor cells are crucial for proper brain development and function1,2. To understand the behavior of neural progenitor cells in the complex in vivo environment, time-lapse live imaging of neural progenitor cells in an intact brain is critically required. In this video, we exploit the unique features of zebrafish embryos to visualize the development of forebrain neural progenitor cells in vivo. We use electroporation to genetically and sparsely label individual neural progenitor cells. Briefly, DNA constructs coding for fluorescent markers were injected into the forebrain ventricle of 22 hours post fertilization (hpf) zebrafish embryos and electric pulses were delivered immediately. Six hours later, the electroporated zebrafish embryos were mounted with low melting point agarose in glass bottom culture dishes. Fluorescently labeled neural progenitor cells were then imaged for 36hours with fixed intervals under a confocal microscope using water dipping objective lens. The present method provides a way to gain insights into the in vivo development of forebrain neural progenitor cells and can be applied to other parts of the central nervous system of the zebrafish embryo.

The present video demonstrates a method which takes advantage of the combination of electroporation and confocal microscopy to perform live imaging on individual neural progenitor cells in the developing zebrafish forebrain. In vivo analysis of the development of forebrain neural progenitor cells at a clonal level can be achieved in this way.

الوقت الفاصل بين التصوير حية من خلايا ذات صلة Clonally السلف العصبية في الدماغ المقدم اسماك الزرد النامية

Precise patterns of division, migration and differentiation of neural progenitor cells are crucial for proper brain development and function1,2. To ...

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells in restricted areas of the adult mammalian brain. Newborn neuroblasts from the subventricular zone (SVZ) migrate along the rostral migratory stream (RMS) to their final destination in the olfactory bulb (OB)1. In the RMS, neuroblasts migrate tangentially in chains ensheathed by astrocytic processes2,3 using blood vessels as a structural support and a source of molecular factors required for migration4,5. In the OB, neuroblasts detach from the chains and migrate radially into the different bulbar layers where they differentiate into interneurons and integrate into the existing network1, 6.
In this manuscript we describe the procedure for monitoring cell migration in acute slices of the rodent brain. The use of acute slices allows the assessment of cell migration in the microenvironment that closely resembling to in vivo conditions and in brain regions that are difficult to access for in vivo imaging. In addition, it avoids long culturing condition as in the case of organotypic and cell cultures that may eventually alter the migration properties of the cells. Neuronal precursors in acute slices can be visualized using DIC optics or fluorescent proteins. Viral labeling of neuronal precursors in the SVZ, grafting neuroblasts from reporter mice into the SVZ of wild-type mice, and using transgenic mice that express fluorescent protein in neuroblasts are all suitable methods for visualizing neuroblasts and following their migration. The later method, however, does not allow individual cells to be tracked for long periods of time because of the high density of labeled cells. We used a wide-field fluorescent upright microscope equipped with a CCD camera to achieve a relatively rapid acquisition interval (one image every 15 or 30 sec) to reliably identify the stationary and migratory phases. A precise identification of the duration of the stationary and migratory phases is crucial for the unambiguous interpretation of results. We also performed multiple z-step acquisitions to monitor neuroblasts migration in 3D. Wide-field fluorescent imaging has been used extensively to visualize neuronal migration7-10. Here, we describe detailed protocol for labeling neuroblasts, performing real-time video-imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain, and analyzing cell migration. While the described protocol exemplified the migration of neuroblasts in the adult RMS, it can also be used to follow cell migration in embryonic and early postnatal brains.

We describe a protocol for real-time videoimaging of neuronal migration in the mouse forebrain. The migration of virally-labeled or grafted neuronal precursors was recorded in acute live slices using wide-field fluorescent imaging with a relatively rapid acquisition interval to study the different phases of cell migration, including the durations of the stationary and migration phases and the speed of migration.

الوقت الفاصل بين التصوير للهجرة أرومة عصبية في شرائح الدماغ الأمامي الحاد للماوس الكبار

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells ...

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to neuroblasts able to move along the rostral migratory stream (RMS) towards the olfactory bulb (OB). This long-distance migration is required for the subsequent maturation of newborn neurons in the OB, but the molecular mechanisms regulating this process are still unclear. Investigating the signaling pathways controlling neuroblast motility may not only help understand a fundamental step in neurogenesis, but also have therapeutic regenerative potential, given the ability of these neuroblasts to target brain sites affected by injury, stroke, or degeneration.
In this manuscript we describe a detailed protocol for in vivo postnatal electroporation and subsequent time-lapse imaging of neuroblast migration in the mouse RMS. Postnatal electroporation can efficiently transfect SVZ progenitor cells, which in turn generate neuroblasts migrating along the RMS. Using confocal spinning disk time-lapse microscopy on acute brain slice cultures, neuroblast migration can be monitored in an environment closely resembling the in vivo condition. Moreover, neuroblast motility can be tracked and quantitatively analyzed. As an example, we describe how to use in vivo postnatal electroporation of a GFP-expressing plasmid to label and visualize neuroblasts migrating along the RMS. Electroporation of shRNA or CRE recombinase-expressing plasmids in conditional knockout mice employing the LoxP system can also be used to target genes of interest. Pharmacological manipulation of acute brain slice cultures can be performed to investigate the role of different signaling molecules in neuroblast migration. By coupling in vivo electroporation with time-lapse imaging, we hope to understand the molecular mechanisms controlling neuroblast motility and contribute to the development of novel approaches to promote brain repair.

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

Neuroblast migration is a fundamental event in postnatal neurogenesis. We describe a protocol for efficient labeling of neuroblasts by in vivo postnatal electroporation and subsequent visualization of their migration using time-lapse imaging of acute brain slices. We include a description for the quantitative analysis of neuroblast dynamics by video tracking.

في الجسم الحي بعد الولادة التثقيب الكهربائي والوقت الفاصل بين التصوير من أرومة عصبية الهجرة في الدماغ الحادة ماوس شرائح

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to ...

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability to reinitiate spinal neurogenesis. However, some anamniotes including the zebrafish Danio rerio exhibit both sensory and functional recovery even after complete transection of the spinal cord. The adult zebrafish is an established model organism for studying regeneration following spinal cord injury, with sensory and motor recovery by 6&#160;weeks post-injury. To take advantage of in vivo analysis of the regenerative process available in the transparent larval zebrafish as well as genetic tools not accessible in the adult, we use the larval zebrafish to study regeneration after spinal cord transection. Here we demonstrate a method for reproducibly and verifiably transecting the larval spinal cord. After transection, our data shows sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury (dpi), with the C-bend movement detectable by 3 dpi and resumption of free swimming by 5 dpi. Thus we propose the larval zebrafish as a companion tool to the adult zebrafish for the study of recovery after spinal cord injury.

After spinal transection, adult zebrafish have functional recovery by six weeks post-injury. To take advantage of larval transparency and faster recovery, we present a method for transecting the larval spinal cord. After transection, we observe sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury, and C-bend movement by 3 days post-injury.

Transection الحبل الشوكي في اليرقات الزرد

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

Long-term Time Lapse Imaging of Mouse Cochlear Explants

Here we present a method for long-term time-lapse imaging of live embryonic mouse cochlear explants. The developmental program responsible for building the highly ordered, complex structure of the mammalian cochlea proceeds for around ten days. In order to study changes in gene expression over this period and their response to pharmaceutical or genetic manipulation, long-term imaging is necessary. Previously, live imaging has typically been limited by the viability of explanted tissue in a humidified chamber atop a standard microscope. Difficulty in maintaining optimal conditions for culture growth with regard to humidity and temperature has placed limits on the length of imaging experiments. A microscope integrated into a modified tissue culture incubator provides an excellent environment for long term-live imaging. In this method we demonstrate how to establish embryonic mouse cochlear explants and how to use an incubator microscope to conduct time lapse imaging using both bright field and fluorescent microscopy to examine the behavior of a typical embryonic day (E) 13 cochlear explant and Sox2, a marker of the prosensory cells of the cochlea, over 5 days.

Live imaging of the embryonic mammalian cochlea is challenging because the developmental processes at hand operate on a temporal gradient over ten days. Here we present a method for culturing and then imaging embryonic cochlear explant tissue taken from a fluorescent reporter mouse over five days.

على المدى الطويل الوقت الفاصل بين التصوير من الفأر القوقعة إإكسبلنتس

Here we present a method for long-term time-lapse imaging of live embryonic mouse cochlear explants. The developmental program responsible for building ...

Ex Vivo Oculomotor Slice Culture from Embryonic GFP-Expressing Mice for Time-Lapse Imaging of Oculomotor Nerve Outgrowth

Accurate eye movements are crucial for vision, but the development of the ocular motor system, especially the molecular pathways controlling axon guidance, has not been fully elucidated. This is partly due to technical limitations of traditional axon guidance assays. To identify additional axon guidance cues influencing the oculomotor nerve, an ex vivo slice assay to image the oculomotor nerve in real-time as it grows towards the eye was developed. E10.5 IslMN-GFP embryos are used to generate ex vivo slices by embedding them in agarose, slicing on a vibratome, then growing them in a microscope stage-top incubator with time-lapse photomicroscopy for 24-72 h. Control slices recapitulate the in vivo timing of outgrowth of axons from the nucleus to the orbit. Small molecule inhibitors or recombinant proteins can be added to the culture media to assess the role of different axon guidance pathways. This method has the advantages of maintaining more of the local microenvironment through which axons traverse, not axotomizing the growing axons, and assessing the axons at multiple points along their trajectory. It can also identify effects on specific subsets of axons. For example, inhibition of CXCR4 causes axons still within the midbrain to grow dorsally rather than ventrally, but axons that have already exited ventrally are not affected.

An ex vivo slice assay allows oculomotor nerve outgrowth to be imaged in real time. Slices are generated by embedding E10.5 IslMN:GFP embryos in agarose, slicing on a vibratome, and growing in a stage-top incubator. The role of axon guidance pathways is assessed by adding inhibitors to the culture media.

السابق فيفو أوكولوموتور شريحة الثقافة من الفئران الجنينية GFP التعبير عن التصوير الفاصل الزمني من نمو الأعصاب أوكولوموتور

Accurate eye movements are crucial for vision, but the development of the ocular motor system, especially the molecular pathways controlling axon ...

3D Kinematic Analysis for the Functional Evaluation in the Rat Model of Sciatic Nerve Crush Injury

Compared to the Sciatic Functional Index (SFI), kinematic analysis is a more reliable and sensitive method for performing functional evaluations of sciatic nerve injury rodent models. In this protocol, we describe a novel kinematic analysis method that uses a three-dimensional (3D) motion capture apparatus for functional evaluations using a rat sciatic nerve crush injury model. First, the rat is familiarized with treadmill walking. Markers are then attached to the designated bone landmarks and the rat is made to walk on the treadmill at the desired speed. Meanwhile, the posterior limb movements of the rat are recorded using four cameras. Depending on the software used, marker tracings are created using both automatic and manual modes and the desired data are produced after subtle adjustments. This method of kinematic analysis, which uses a 3D motion capture apparatus, offers numerous advantages, including superior precision and accuracy. Many more parameters can be investigated during the comprehensive functional evaluations. This method has several shortcomings that require consideration: The system is expensive, can be complicated to operate, and may produce data deviations due to skin shifting. Nevertheless, kinematic analysis using a 3D motion capture apparatus is useful for performing functional anterior and posterior limb evaluations. In the future, this method may become increasingly useful for generating accurate assessments of various traumas and diseases.

We introduce a kinematic analysis method that uses a three-dimensional motion capture apparatus containing four cameras and data processing software for performing functional evaluations during fundamental research involving rodent models.

3D تحليل الحركية للتقييم الوظيفي في نموذج الفئران من عرق النسا الأعصاب سحق الإصابة

Compared to the Sciatic Functional Index (SFI), kinematic analysis is a more reliable and sensitive method for performing functional evaluations of ...

Time-lapse Live Imaging and Quantification of Fast Dendritic Branch Dynamics in Developing Drosophila Neurons

Highly motile dendritic filopodia are widely present in neurons at early developmental stages. These exploratory dynamic branches sample the surrounding environment and initiate contacts with potential synaptic partners. Although the connection between dendritic branch dynamics and synaptogenesis is well established, how developmental and activity-dependent processes regulate dendritic branch dynamics is not well understood. This is partly due to the technical difficulties associated with the live imaging and quantitative analyses of these fine structures using an in vivo system. We established a method to study dendrite dynamics using Drosophila larval ventral lateral neurons (LNvs), which can be individually labeled using genetic approaches and are accessible for live imaging. Taking advantage of this system, we developed protocols to capture branch dynamics of the whole dendritic arbor of a single labeled LNv through time-lapse live imaging. We then performed post-processing to improve image quality through drift correction and deconvolution, followed by analyzing branch dynamics at the single-branch level by annotating spatial positions of all branch terminals. Lastly, we developed R scripts (Supplementary File) and specific parameters to quantify branch dynamics using the coordinate information generated by the terminal tracing. Collectively, this protocol allows us to achieve a detailed quantitative description of branch dynamics of the neuronal dendritic arbor with high temporal and spatial resolution. The methods we developed are generally applicable to sparsely labeled neurons in both in vitro and in vivo conditions.

Time-lapse Live Imaging and Quantification of Fast Dendritic Branch Dynamics in Developing Drosophila Neurons

Here, we describe the method we employed to image highly motile dendritic filopodia in a live preparation of the Drosophila larval brain, and the protocol we developed to quantify time-lapse 3D imaging datasets for quantitative assessments of dendrite dynamics in developing neurons.

الفاصل الزمني التصوير الحي والقياس الكمي لديناميات فرع التقشر السريع في تطوير الخلايا العصبية Drosophila

Highly motile dendritic filopodia are widely present in neurons at early developmental stages. These exploratory dynamic branches sample the surrounding ...

Purification of Fibroblasts and Schwann Cells from Sensory and Motor Nerves in Vitro

The principal cells in the peripheral nervous system are the Schwann cells (SCs) and the fibroblasts. Both these cells distinctly express the sensory and motor phenotypes involved in different patterns of neurotrophic factor gene expression and other biological processes, affecting nerve regeneration. The present study has established a protocol to obtain highly purified rat sensory and motor SCs and fibroblasts more rapidly. The ventral root (motor nerve) and the dorsal root (sensory nerve) of neonatal rats (7-days-old) were dissociated and the cells were cultured for 4-5 days, followed by isolation of sensory and motor fibroblasts and SCs by combining differential digestion and differential adherence methods sequentially. The results of immunocytochemistry and flow cytometry analyses showed that the purity of the sensory and motor SCs and fibroblasts were &#62;90%. This protocol can be used to obtain a large number of sensory and motor fibroblasts/SCs more rapidly, contributing to the exploration of sensory and motor nerve regeneration.

Here, we present a method to purify fibroblasts and Schwann cells from sensory and motor nerves in vitro.

تنقية الخلايا الليفية وخلايا شوان من الأعصاب الحسية والحركية في المختبر

The principal cells in the peripheral nervous system are the Schwann cells (SCs) and the fibroblasts. Both these cells distinctly express the sensory and ...