نشكر دينيس Flipo لمعالجة الصور وتحليلها وتقديم المشورة، وديفيد دبليو السيلفر في المختبر الذي تم إنشاء خط الماوس Gata4p [5KB]-GFP. ويتم تمويل البحوث في المختبر بيلون من قبل CIHR، NSERC، FRQS وFRQNT.

بيان الأخلاق وأجريت التجارب على الفئران التالية المجلس الكندي للرعاية الحيوان المبادئ التوجيهية لرعاية والتلاعب من الحيوانات المستخدمة في البحوث الطبية. تمت الموافقة على البروتوكولات التي تنطوي على التلاعب في الحيوانات من قبل لجنة الأخلاق المؤسسي للجامعة كيبيك في مونتريال (لجنة حماية Institutionnel دي دي Animaux؛ الرقم المرجعي 0512-R3-650-0513). 1. إعداد الهلام الكولاجين العمل بطريقة عقيمة، تحت غطاء زراعة الأنسجة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد كاملة 5X DMEM (النسر تعديل الوسيلة الأساسية) بما في ذلك المضادات الحيوية القياسية. حل 3.37 غرام من مسحوق DMEM و0.925 غرام من NaHCO 3 في 20 مل من الماء. تعقيم عن طريق تمرير من خلال مرشح 0.22 ميكرون. إضافة 2.5 مل من العقيمة 100X البنسلين / الستربتوميسين و 25 مل من مصل بقري جنيني العقيمة للحرارة المعطل. تخزين عند 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> على الجليد، ومزيج 800 ميكرولترمن الكولاجين أنا الحل (3.77 ملغ / مل في 0.02 N حامض الخليك، فلتر تعقيم)، 600 ميكرولتر من DMEM كاملة 5X و 17 ميكرولتر من هيدروكسيد الصوديوم N 1. تمييع مع الماء المعقم إلى الحجم النهائي من 3 مل. وتشمل عوامل النمو ذات الصلة في هذا المزيج. نحن عادة استخدام GDNF في 10 نانوغرام / مل لتحفيز المعوي الهجرة NCC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الودائع حوالي 480 ميكرولتر في كل بئر من صف واحد في 24 لوحة جيدا. تجنب الفقاعات. الصفوف المتبقية يمكن استخدامها لاختبار تأثير عوامل النمو الأخرى على الهجرة الخلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح للالكولاجين بلمرة لا يقل عن 1 ساعة في حاضنة معقمة عند 37 درجة مئوية. </li></ol> 2. تشريح الحيوانات 16 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد التزاوج والتحقق من وجود المقابس المهبلية في صباح اليوم التالي. e0.5 اليوم يجري ظهر اليوم تم العثور على المكونات المهبل، وعزل الإناث والانتظار 12 يوما حتى E12.5. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفئران الحوامل مع isoflurane والموت ببطء وعن طريق استنشاق ثاني أكسيد الكربون 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رش الفأر مع الايثانول 70٪. رفع و البطنالقربى وفتح تجويف البطن مع مقص تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الرحم في طبق بتري زجاجية مملوءة الجليد الباردة PBS (الفوسفات مخزنة المالحة). قطع الرحم بشكل مستعرض بين تورمات deciduum الفردية لعزل كل موقع غرس الجنين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العمل على كل موقع على حدة زرع في طبق بتري الزجاج أخرى مليئة PBS الجليد الباردة. تحت المجهر تشريح، واستخدام ملقط غرامة لإزالة طبقة عضلة الرحم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فتح الكيس المحي الحشوية والسلى للكشف عن الجنين. أخذ الحذر عند قطع الأوعية الدموية الانضمام إلى الجنين إلى المشيمة / الحشوية الكيس المحي، كما أنها تتشابك مع الأمعاء النامية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع رأس الجنين في الرقبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج ملقط مغلقة في تجويف البطن للجنين، فوق الكبد حمراء بلون الظلام، والسماح للملقط مفتوحة من نفسها (وقف الضغط) لجعل افتتاح مستعرضة في تجويف البطن. سحب الملقط فتحت أسفل نحونهاية الخلفي من الجنين لفتح البطن تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستيلاء على الأنسجة الضامة وراء الكبد وسحب الشجاعة للخروج من البطن، والحرص على عدم كسر الأمعاء (مرفق القولون إلى الشرج). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع القولون لتحرير الشجاعة من بقية الجنين. ويمكن إجراء خفض في أي مكان على طول القولون. نحتفظ جزء الذيل في وقت لاحق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ندف من النسيج الضام من الأعور، ثم بقية الأمعاء. يجب الحرص على عدم جرح الأمعاء أثناء القيام بذلك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع بعيدا الكبد والمعدة (على نهاية منقاري من الأمعاء الدقيقة)، وكذلك mesonephros والتلال الأعضاء التناسلية إذا كان بعض موجودة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل الأمعاء الدقيقة. مرة أخرى، يجب الحرص على عدم وأد الأمعاء. من الآن فصاعدا، يمكن تتبع التوجه rosrrocaudal من أنسجة الأمعاء باستخدام انحناء حاد موجودة على نهاية منقاري. ترك الأمعاء الدقيقة في برنامج تلفزيوني في درجة حرارة الغرفة لفترة قصيرة قدر الإمكان قبل مالفراش (انظر الخطوة 3.3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أخيرا، تسجيل عدد من somites الذيل لكل الجنين لتحديد بدقة مرحلة التطور الجنيني. </li></ol> 3. باجتزاء الجنينية الأمعاء <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل الشروع في تشريح الجنين، تذوب 1.5 غرام الاغاروز في 100 مل PBS (الفوسفات مخزنة المالحة) والحفاظ على 50 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب ذاب الاغاروز إلى العفن التضمين (على سبيل المثال مغلقة 2 مل أنبوب microcentrifuge التي تم قطع بالطول لاستئصال حوالي 1/4 من جدار الأنبوب). السماح للالاغاروز يبرد إلى حوالي 42-45 درجة مئوية، وينبغي أن يكون فقط دافئ قليلا لمسة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تضمين الأمعاء الجنينية قبل يتصلب الاغاروز (وهذا يمكن أن يتم تقييمها مع ملقط النصائح وسوف تحدث حول 36-38 درجة مئوية). عقد الأمعاء مع ملقط بحلول نهاية منقاري مطوية، تسحبه ببطء شديد من خلال الاغاروز على طول القالب. وهذا يساعد على الحفاظ على الأمعاء على التوالي في حين أن مجموعات الاغاروز. الافراج عن رتصدر بمجرد أن تبدأ لمقاومة يجري نقلها. تتبع توجيه منقاري الذيلية للامعاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع القالب في الثلاجة مدة 2-3 دقائق، لضمان الاغاروز وقد وضعت تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اخراج الاغاروز من العفن (من الانزلاق للخروج من أنبوب إيبندورف فتح). بشفرة، واخراج الاغاروز الزائدة عند كلا الطرفين، مما يجعل التخفيضات عمودي على الأمعاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الغراء نهاية منقاري من الأمعاء / الاغاروز منع أسفل على المسرح معدنيه مشراح تهتز مع النصل. تقليم الاغاروز الزائدة على جانبي كتلة الأمعاء / الاغاروز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جبل المرحلة المعدنية على غرفة مشراح تهتز. إذا لزم الأمر، وضبط زاوية من مرحلة حتى الأمعاء رأسيا قدر الإمكان (وبالتالي عمودي على النصل). تغطية العينة مع برنامج تلفزيوني الجليد الباردة. جلب شفرة مشراح وصولا الى بضعة ملليمترات تحت سطح العازلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 200 ميكرون vibratome عرضية تخفيضات من الأمعاء-الذيلية معظم الصغيرة، وضمان أن هيحتوي منظمة العمل ضد الجوع شريحة الاغاروز قسم المعوية الكاملة. </li></ol> 4. ثقافة المعوية إإكسبلنتس <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إيداع بلطف قطع طازجة شرائح الأمعاء / الاغاروز شقة على المواد الهلامية الكولاجين مع ملقط، ووضع شريحة واحدة نحو منتصف كل بئر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان 3 أيام عند 37 درجة مئوية، في الرطبة 5٪ CO 2 الغلاف الجوي، للسماح للهجرة NCC من ازدراع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أخذ شرائح الأمعاء / الاغاروز قبالة هلام الكولاجين بلطف شديد مع ملقط. والحرص على عدم تلف هلام أدناه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجنب لمس هلام الكولاجين مباشرة خلال الخطوات الحضانة وغسل اللاحقة من أجل ضمان أن نمط الهجرة الخلية لا تضطرب. إصلاح مع 500 ميكرولتر من PFA 4٪ (بارافورمالدهيد) (في برنامج تلفزيوني) لكل بئر 1 ساعة في درجة حرارة الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استبدال تثبيتي مع 500 ميكرولتر من دابي (4 &#39;،6-diamidino-2-phenylindole) حل (5 ميكروغرام / مل في برنامج تلفزيوني) لكل بئر واحتضان 10 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يغسل كل 3X جيدامع 500 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني لمدة 5 دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصوير الخلايا الفلورسنت (GFP القنوات ودابي) جزءا لا يتجزأ من هلام الكولاجين داخل كل بئر. </li></ol> 5. تحليل صورة قدمنا ​​الاستخدام الواسع النطاق لليماغيج 17 إلى معالجة وتحديد الصور ولدت بعد الثقافة ازدراع. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبدأ من خلال التصوير شريحة ميكرون في نفس التكبير كما الصور الخلية الفلورسنت. قياس طول واحد ميكرون بالبكسل (باستخدام أداة خط مستقيم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين مقياس (تحليل / مجموعة مقياس، وعدد من المدخلات بكسل / ميكرون). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لكل صورة GFP مضان، وتغيير شكل صورة إلى 8 بت والرمادي (Image/Type/8-bit). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط شدة الإشارة (صورة / ضبط / السطوع / التباين). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> طرح ضجيج في الخلفية إذا لزم الأمر (عملية / طرح الخلفية؛ ضبط نصف قطرها المتداول الكرة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع عتبة لتسليط الضوء على الخلايا وكتل الخلية (الصورة / ضبط / عتبة)، ون تطبيق مستجمعات المياه لتقسيم كتل (عملية / ثنائي / مستجمعات المياه). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل الجزيئات لتحديد المناطق ذات الاهتمام (ROI) وتوليد إحصاءات عدد الخلايا (تحليل / تحليل الجسيمات، وحجم مجموعة الحد الأدنى لاستبعاد المتبقية بكسل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين خيارات القياس لتشمل القطر فيريه في (تحليل / مجموعة القياسات). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مجموعة رويس وقياس ككل لتحديد قطرها فيريه، ومؤشرا على انتشار الخلية (تحليل / أدوات / مدير ROI / عن / OR، ثم مدير ROI / إضافة، ومدير ROI / قياس). </li></ol>

<ol>
	<li>Bronner, M. E., Le Douarin, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+evolution+of+the+neural+crest:+An+overview.">Development and evolution of the neural crest: An overview.</a> Dev. Biol. 366 (1), 2-9 (2012).</li><li>Bergeron, K. F., Silversides, D. W., Pilon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+developmental+genetics+of+Hirschsprung's+disease.">The developmental genetics of Hirschsprung's disease.</a> Clin. Genet. 83 (1), 15-22 (2013).</li><li>Obermayr, F., Hotta, R., Enomoto, H., Young, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+developmental+disorders+of+the+enteric+nervous+system.">Development and developmental disorders of the enteric nervous system.</a> Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 10 (1), 43-57 (2012).</li><li>Sasselli, V., Pachnis, V., Bursn, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+enteric+nervous+system.">The enteric nervous system.</a> Dev. Biol. 366 (1), 64-73 (2012).</li><li>Sanchez, M. P., Silos-Santiago, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Renal+agenesis+and+the+absence+of+enteric+neurons+in+mice+lacking+GDNF.">Renal agenesis and the absence of enteric neurons in mice lacking GDNF.</a> Nature. 382 (6586), 70-73 (1996).</li><li>Baynash, A. G., Hosoda, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interaction+of+endothelin-3+with+endothelin-B+receptor+is+essential+for+development+of+epidermal+melanocytes+and+enteric+neurons.">Interaction of endothelin-3 with endothelin-B receptor is essential for development of epidermal melanocytes and enteric neurons.</a> Cell. 79 (7), 1277-1285 (1994).</li><li>Chalazonitis, A., Pham, T. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurotrophin-3+is+required+for+the+survival-differentiation+of+subsets+of+developing+enteric+neurons.">Neurotrophin-3 is required for the survival-differentiation of subsets of developing enteric neurons.</a> J. Neurosci. 21 (15), 5620-5636 (2001).</li><li>Goldstein, A. M., Brewer, K. C., Doyle, A. M., Nagy, N., Roberts, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BMP+signaling+is+necessary+for+neural+crest+cell+migration+and+ganglion+formation+in+the+enteric+nervous+system.">BMP signaling is necessary for neural crest cell migration and ganglion formation in the enteric nervous system.</a> Mech. Dev. 122 (6), 821-833 (2005).</li><li>Jiang, Y., Liu, M. T., Gershon, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Netrins+and+DCC+in+the+guidance+of+migrating+neural+crest-derived+cells+in+the+developing+bowel+and+pancreas.">Netrins and DCC in the guidance of migrating neural crest-derived cells in the developing bowel and pancreas.</a> Dev. Biol. 258 (2), 364-384 (2003).</li><li>Ramalho-Santos, M., Melton, D. A., McMahon, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hedgehog+signals+regulate+multiple+aspects+of+gastrointestinal+development.">Hedgehog signals regulate multiple aspects of gastrointestinal development.</a> Development. 127 (12), 2763-2772 (2000).</li><li>Natarajan, D., Marcos-Gutierrez, C., Pachnis, V., de Graaf, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Requirement+of+signaling+by+receptor+tyrosine+kinase+RET+for+the+directed+migration+of+enteric+nervous+system+progenitor+cells+during+mammalian+embryogenesis.">Requirement of signaling by receptor tyrosine kinase RET for the directed migration of enteric nervous system progenitor cells during mammalian embryogenesis.</a> Development. 129 (22), 5151-5160 (2002).</li><li>Young, H. M., Hearn, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GDNF+Is+a+chemoattractant+for+enteric+neural+cells.">GDNF Is a chemoattractant for enteric neural cells.</a> Dev. Biol. 229 (2), 503-516 (2001).</li><li>Amiel, J., Sproat-Emison, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hirschsprung+disease,+associated+syndromes+and+genetics:+a+review.">Hirschsprung disease, associated syndromes and genetics: a review.</a> J. Med. Genet. 45 (1), 1-14 (2008).</li><li>Pilon, N., Raiwet, D., Viger, R. S., Silversides, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+pre-+and+post-gastrulation+expression+of+Gata4+within+cells+of+the+inner+cell+mass+and+migratory+neural+crest+cells.">Novel pre- and post-gastrulation expression of Gata4 within cells of the inner cell mass and migratory neural crest cells.</a> Dev. Dyn. 237 (4), 1133-1143 (2008).</li><li>Nagy, N., Goldstein, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelin-3+regulates+neural+crest+cell+proliferation+and+differentiation+in+the+hindgut+enteric+nervous+system.">Endothelin-3 regulates neural crest cell proliferation and differentiation in the hindgut enteric nervous system.</a> Dev. Biol. 293 (1), 203-217 (2006).</li><li>Nagy, A., Gertsenstein, M., Vintersen, K., Behringer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Manipulating the mouse embryo: a laboratory manual. , 209-250 (2003).</li><li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+Image+to+ImageJ:+25+years+of+image+analysis.">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat. Methods. 9, 671-675 (2012).</li><li>Byth, K. F., Thomas, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AZD5438,+a+potent+oral+inhibitor+of+cyclin-dependent+kinases+1,+2,+and+9,+leads+to+pharmacodynamic+changes+and+potent+antitumor+effects+in+human+tumor+xenografts.">AZD5438, a potent oral inhibitor of cyclin-dependent kinases 1, 2, and 9, leads to pharmacodynamic changes and potent antitumor effects in human tumor xenografts.</a> Mol. Cancer Ther. 8 (7), 1856-1866 (2009).</li></ol>

والكتاب ليس لديهم ما يكشف.

وتبين لنا كيف يمكن استخدام لدينا فيفو السابقين الثقافة ازدراع تقنية لقياس بدقة المعوية المحتملة الهجرة NCC في وجود GDNF. ومثل هذا القياس الكمي الدقيق سهلت إلى حد كبير باستخدام 200 ميكرون سميكة المقاطع vibratome الأمعاء بدلا من قطع كبيرة من حجم تقريبي، كما هو موضح سابقا <su...

الخلايا العصبية قمة (NCC) هي نوع من الخلايا عابرة فريدة لالفقاريات التي تشكل العديد من المشتقات أثناء تطور الجنين. تنشأ هذه الفئة من السكان الخلية على الحدود من لوحة العصبية، المتاخمة للالأديم الظاهر غير العصبية 1. أثناء تكون العصيبة، الانحناء من الأماكن لوحة العصبية NCC على طول الحافة الظهرية من تشكيل الأنبوب العصبي. NCC ثم الخضوع لالظهارية الانتقالية الوسيطة، وفصل المهاجرة بعيدا عن الأنبوب العصبي. NCC استعمار مختلف الهياكل الجنينية، بما في ذلك الجهاز الهضمي حيث أنها تشكل الجهاز العصبي المعوي بأكمله (ENS)، وهي شبكة مترابطة من العقد العصبية جزءا لا يتجزأ في جدار الأمعاء. كما استعرضت مؤخرا 2،3، وقد شاركت العديد من الجينات في تطوير هذه البنية المعقدة. ويستمد معظم ENS من مجموعة صغيرة من NCC تنشأ من الأنبوب العصبي المبهم (أي حول الحدود المستقبلية الدماغ المؤخر / الحبل الشوكي) 4.هذه الأسلاف العصبية تصل إلى المعى الأمامي حول يوم الجنينية (ه) 9.0 في الفئران ثم تهاجر نحو caudally داخل اللحمة المتوسطة الأمعاء حتى e15.0 تقريبا لاستعمار الامعاء الجنينية كله. يتم توفير مجموعة فرعية صغيرة من الأسلاف العصبية القولون أيضا العجزية NCC، التي تغزو الأمعاء الخلفي في الاتجاه المعاكس حتى الأعور 4. كلا المبهم والعجزية NCC تتطلب متعددة الهجرة، الانتشار، والبقاء على قيد الحياة تعزيز التمايز العظة لضمان تشكيل كامل للENS. في هذا الصدد، النماذج الحيوانية - وخاصة الفئران المعدلة وراثيا - كان لها دور أساسي في تحديد عدة بروابط خارج الخلية الأساسية: GDNF (الدبقية المستمدة من الخلايا عامل التغذية العصبية)، Endothelin-3، Neurotrophin-3، أفضل الممارسات الإدارية (العظام البروتينات morphogenic)، Netrin ، وكذلك سونيك القنفذ الهندي و(شش وIHH) 5-10. من هذه، GDNF من خلال إشارات التيروزين كيناز عبر الغشاء مستقبلات RET (مؤجلة خلال ترنسفكأيشن) يتم التعرف على اله الطريق الأكثر أهمية لجذب وتوجيه NCC إلى وداخل القناة الهضمية الجنينية. ويفرز GDNF من اللحمة المتوسطة الأمعاء ويشكل التدرج rosrrocaudal تسيطر spatiotemporally هذا هو chemoattractive مباشرة إلى المعوية NCC والتي تعبر RET 11،12. بين وظائف أخرى، وENS ينظم الحركة داخل الجهاز الهضمي من خلال تفاعله مع العضلات الملساء في جدار الأمعاء. غياب العقد العصبية في المنطقة الطرفية من نتائج الأمعاء في مرض هيرشسبرونغ: انكماش منشط للجزء المتأثر يؤدي إلى انسداد، وتراكم المنبع من المواد هضمها وانتفاخ هائلة من الأمعاء والبطن. يحدث المرض هيرشسبرونغ ما يقرب من واحد في 5،000 ولادة حية. ويعتقد أن نمط الهجرة rostro الذيلية المعوي NCC أن يكون عاملا مساهما الرئيسي لمسببات المرض هيرشسبرونغ. القولون، أبعد من مصدر المهاجرة NCC والجزء الأخير من بowel أن المستعمر، هو الأكثر عرضة للعيوب في تشكيل ENS. وفقا لدورها الحاسم في المعوي الهجرة NCC، تعطل GDNF / RET الإشارات هو سبب وراثي معروف الرئيسي للمرض هيرشسبرونغ 13. لدراسة أفضل NCC والتنمية ENS، ولدت لدينا خط الماوس المعدلة وراثيا - اسمه Gata4p [5KB]-GFP 14 - التي وصفت المهاجرة NCC مع بروتين الفلورية الخضراء (GFP). نحن الكمال المقبل بحكم فيفو مقايسة الهجرة الخلية، مقتبسة من الأعمال المنشورة من قبل مجموعات أخرى 11،12،15، التي تسمح الآن الكمي الدقيق للالمعوية المحتملة الهجرة NCC في وجود عوامل النمو المختلفة، مثل GDNF.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>DMEM powder</td>
			<td>Wisent</td>
			<td>219-010-XK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Bioshop</td>
			<td>SOB999</td>
			<td>Biotechnology grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steriflip vacuum filtration system (0.22 micron)</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>SCGP00525</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicilin-Streptomycin solution, 100x</td>
			<td>Wisent</td>
			<td>450-201-EL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum</td>
			<td>Wisent</td>
			<td>095-150</td>
			<td>High quality grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagen I</td>
			<td>BD biosciences</td>
			<td>354236</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH</td>
			<td>Bioshop</td>
			<td>SHY700</td>
			<td>Diluted from 10 N stock then sterile-filtered</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GDNF</td>
			<td>Cedarlane</td>
			<td>CLCYT305</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon 24-well Plate</td>
			<td>BD biosciences</td>
			<td>353047</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting scissors</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>089515</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Petri dish</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89000-306</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P5493</td>
			<td>Cell culture grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Bioshop</td>
			<td>AGA001</td>
			<td>Biotechnology grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical blade</td>
			<td>Feather</td>
			<td>21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>All Purpose Instant Krazy Glue Pen</td>
			<td>Krazy Glue</td>
			<td>KG824</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HM 650V Vibrating-Blade Microtome</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>920110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P6148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D9564</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a quantitative cell migration assay for murine enteric neural progenitors

الخلايا العصبية قمة (NCC) هي خلية السكان عابرة ومتعددة القدرات التي تنبع من الأنبوب العصبي الظهري ويهاجر على نطاق واسع في جميع أنحاء الفقاريات النامية الجنين. بالإضافة إلى توفير الدبقية والخلايا العصبية الطرفية، NCC توليد الخلايا الصباغية وكذلك معظم هيكل عظمي القحف الوجهي. يتم التحكم NCC الهجرة والتمايز من خلال مزيج من الأصل المحوري على طول الأنبوب العصبي وتعرضهم للالعظة خارج الخلية متميزة إقليميا. هذه المساهمة من خارج الخلية بروابط هو واضح خصوصا خلال تشكيل النظام العصبي المعوي (ENS)، وهي شبكة معقدة مترابطة من العقد العصبية التي تتحكم محليا (بين أمور أخرى) حركة العضلات والأمعاء على الحركة المعوية. ويستمد معظم ENS من مجموعة صغيرة من الأولي NCC أن القيام برحلة طويلة من أجل استعمار - في منقاري إلى الذيلية الأزياء - على طول القناة الهضمية المحتملين. من بين عدة مسارات الإشارات المعروفة لالتأثير المعوي NCC الاستعمار، ومن المسلم به GDNF / RET إشارات على أنها الأكثر أهمية. في الواقع، تسيطر إفراز spatiotemporally من RET يجند GDNF من اللحمة المتوسطة الأمعاء هو المسؤول الرئيسي لجذب وتوجيه، معربا عن RET المعوي NCC إلى وداخل القناة الهضمية الجنينية. هنا، نحن تصف فيفو السابقين فحص الهجرة الخلية، والاستفادة من خط الماوس المعدلة وراثيا امتلاك fluorescently المسمى NCC، والذي يسمح الكمي الدقيق للالمعوية المحتملة الهجرة NCC في وجود عوامل النمو المختلفة، بما في ذلك GDNF.

النتائج التالية تمثل ما يمكن الحصول مع تقنية الموضحة هنا (الشكل 1). استخدام عوامل النمو (أي GDNF) يحفز هجرة المعوي NCC من ازدراع المعوية وإلى هلام الكولاجين، معربا عن GFP (الشكل 2). على الرغم من بعض الخلايا تخرج من ازدراع في غياب عوامل النمو، وهذه هي في ?...

Watch this Scientific Journal Video about A Quantitative Cell Migration Assay for Murine Enteric Neural Progenitors at JoVE.com

A Quantitative Cell Migration Assay for Murine Enteric Neural Progenitors

نقدم بحكم فيفو خلية مقايسة الهجرة التي تسمح الكمي الدقيق للالمعوي العصبية المحتملة الهجرة الخلية قمة في وجود عوامل النمو المختلفة.

مقايسة الهجرة الخلية الكمي لالفئران العصبية المعوية أسلاف

Neural crest cells (NCC) are a transient and multipotent cell population that originates from the dorsal neural tube and migrates extensively throughout ...

a-quantitative-cell-migration-assay-for-murine-enteric-neural

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.2K Views.  UQAM.  نقدم بحكم فيفو خلية مقايسة الهجرة التي تسمح الكمي الدقيق للالمعوي العصبية المحتملة الهجرة الخلية قمة في وجود عوامل النمو المختلفة. 

Video: A Quantitative Cell Migration Assay for Murine Enteric Neural Progenitors

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or thinned-skull 3 preparations. While the open-skull technique is very versatile, it is not optimal for studying microglia because it is invasive and can cause microglial activation. Even though the thinned-skull approach is minimally invasive, the repeated re-thinning of skull required for chronic imaging increases the risks of tissue injury and microglial activation and allows for a limited number of imaging sessions. Here we present a chronic thin-skull window method for monitoring murine microglia in vivo over an extended period of time using two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a stable, accessible, thinned-skull cortical window (TSCW) with an apposed glass coverslip that remains translucent over the course of three weeks of intermittent observation. This TSCW preparation is far more immunologically inert with respect to microglial activation than open craniotomy or repeated skull thinning and allows an arbitrary number of imaging sessions during a time period of weeks. We prepare TSCW in CX3CR1 GFP/+ mice 4 to visualize microglia with enhanced green fluorescent protein to &le;150 &mu;m beneath the pial surface. We also show that this preparation can be used in conjunction with stereotactic brain injections of the HIV-1 neurotoxic protein Tat, adjacent to the TSCW, which is capable of inducing durable microgliosis. Therefore, this method is extremely useful for examining changes in microglial morphology and motility over time in the living brain in models of HIV Associated Neurocognitive Disorder (HAND) and other neurodegenerative diseases with a neuroinflammatory component.

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

We describe a method for repeatedly visualizing murine microglia and circulating monocytes in vivo over hours, days or weeks using transcranial two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a thinned-skull window that allows intermittent observation of quiescent microglia that can be activated by adjacent stereotactic injection of the HIV-1 regulatory protein Tat.

تقنية نافذة رقيقة الجمجمة لالمزمنة ثنائي الفوتون في الجسم الحي التصوير من الخلايا الدبقية الصغيرة في الفئران نماذج من Neuroinflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or ...

Establishing Embryonic Mouse Neural Stem Cell Culture Using the Neurosphere Assay

In mammalians, stem cells acts as a source of undifferentiated cells to maintain cell genesis and renewal in different tissues and organs during the life span of the animal. They can potentially replace cells that are lost in the aging process or in the process of injury and disease. The existence of neural stem cells (NSCs) was first described by Reynolds and Weiss (1992) in the adult mammalian central nervous system (CNS) using a novel serum&#8208;free culture system, the neurosphere assay (NSA). Using this assay, it is also feasible to isolate and expand NSCs from different regions of the embryonic CNS. These in vitro expanded NSCs are multipotent and can give rise to the three major cell types of the CNS. While the NSA seems relatively simple to perform, attention to the procedures demonstrated here is required in order to achieve reliable and consistent results. This video practically demonstrates NSA to generate and expand NSCs from embryonic day 14-mouse brain tissue and provides technical details so one can achieve reproducible neurosphere cultures. The procedure includes harvesting E14 mouse embryos, brain microdissection to harvest the ganglionic eminences, dissociation of the harvested tissue in NSC medium to gain a single cell suspension, and finally plating cells in NSA culture. After 5-7 days in culture, the resulting primary neurospheres are passaged to further expand the number of the NSCs for future experiments.

This video protocol demonstrates the application of the neurosphere assay for the isolation and expansion of neural stem cells from the ganglionic eminences of embryonic day 14-mouse brain.

تأسيس الخلايا الجذعية الجنينية الماوس العصبية الثقافة باستخدام الفحص Neurosphere

In mammalians, stem cells acts as a source of undifferentiated cells to maintain cell genesis and renewal in different tissues and organs during the life ...

Neural-Colony Forming Cell Assay: An Assay To Discriminate Bona Fide Neural Stem Cells from Neural Progenitor Cells

The neurosphere assay (NSA) is one of the most frequently used methods to isolate, expand and also calculate the frequency of neural stem cells (NSCs). Furthermore, this serum-free culture system has also been employed to expand stem cells and determine their frequency from a variety of tumors and normal tissues. It has been shown recently that a one-to-one relationship does not exist between neurosphere formation and NSCs. This suggests that the NSA as currently applied, overestimates the frequency of NSCs in a mixed population of neural precursor cells isolated from both the embryonic and adult mammalian brain. This video practically demonstrates a novel collagen based semi- solid assay, the neural-colony forming cell assay (N-CFCA), which has the ability to discriminate stem from progenitor cells based on their long-term proliferative potential, and thus provides a method to enumerate NSC frequency. In the N-CFCA, colonies &ge;2 mm in diameter are derived from cells that meet all the functional criteria of a NSC, while colonies &lt; 2mm are derived from progenitors. The N-CFCA procedure can be used for cells prepared from different sources including primary and cultured adult or embryonic mouse CNS cells. Here we use cells prepared from passage one neurospheres generated from embryonic day 14 mice brain to perform N-CFCA. The cultures are replenished with proliferation medium every seven days for three weeks to allow the plated cells to exhibit their full proliferative potential and then the frequency of neural progenitor and bona fide neural stem cells is calculated respectively by counting the number of colonies that are &lt; 2mm and the ones that are &ge;2mm in reference to the number of cells that were initially plated.

This video protocol demonstrates how to discriminate and enumerate bona fide neural stem cells in a mixed population of neural precursor cells using the neural colony-forming cell assay.

العصبية تشكيل مستعمرة الفحص الخلوي : إن الفحص تميز بحسن نية الخلايا الجذعية العصبية من الخلايا العصبية السلف

The neurosphere assay (NSA) is one of the most frequently used methods to isolate, expand and also calculate the frequency of neural stem cells (NSCs). ...

Analysis of Trunk Neural Crest Cell Migration using a Modified Zigmond Chamber Assay

Neural crest cells (NCCs) are a transient population of cells present in vertebrate development that emigrate from the dorsal neural tube (NT) after undergoing an epithelial-mesenchymal transition 1,2. Following EMT, NCCs migrate large distances along stereotypic pathways until they reach their targets. NCCs differentiate into a vast array of cell types including neurons, glia, melanocytes, and chromaffin cells 1-3. The ability of NCCs to reach and recognize their proper target locations is foundational for the appropriate formation of all structures containing trunk NCC-derived components 3. Elucidating the mechanisms of guidance for trunk NCC migration has therefore been a matter of great significance. Numerous molecules have been demonstrated to guide NCC migration 4. For instance, trunk NCCs are known to be repelled by negative guidance cues such as Semaphorin, Ephrin, and Slit ligands 5-8. However, not until recently have any chemoattractants of trunk NCCs been identified 9. 
Conventional in vitro approaches to studying the chemotactic behavior of adherent cells work best with immortalized, homogenously distributed cells, but are more challenging to apply to certain primary stem cell cultures that initially lack a homogenous distribution and rapidly differentiate (such as NCCs). One approach to homogenize the distribution of trunk NCCs for chemotaxis studies is to isolate trunk NCCs from primary NT explant cultures, then lift and replate them to be almost 100% confluent. However, this plating approach requires substantial amounts of time and effort to explant enough cells, is harsh, and distributes trunk NCCs in a dissimilar manner to that found in in vivo conditions. 
Here, we report an in vitro approach that is able to evaluate chemotaxis and other migratory responses of trunk NCCs without requiring a homogenous cell distribution. This technique utilizes time-lapse imaging of primary, unperturbed trunk NCCs inside a modified Zigmond chamber (a standard Zigmond chamber is described elsewhere10). By exposing trunk NCCs at the periphery of the culture to a chemotactant gradient that is perpendicular to their predicted natural directionality, alterations in migratory polarity induced by the applied chemotactant gradient can be detected. This technique is inexpensive, requires the culturing of only two NT explants per replicate treatment, avoids harsh cell lifting (such as trypsinization), leaves trunk NCCs in a more similar distribution to in vivo conditions, cuts down the amount of time between explantation and experimentation (which likely reduces the risk of differentiation), and allows time-lapse evaluation of numerous migratory characteristics.

An approach to analyze the migration of explanted cells (trunk neural crest cells) is described. This method is inexpensive, gentle, and capable of distinguishing chemotaxis from both chemokinesis and other influences on migratory polarity such as those derived from cell-cell interactions within the primary trunk neural crest cell culture.

تحليل العصبية كريست الهجرة جذع الخلية باستخدام التعديل الفحص غرفة زيجموند

Neural crest cells (NCCs) are a transient population of cells present in vertebrate development that emigrate from the dorsal neural tube (NT) after ...

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

استنساخه سحق الفأر العصب الوركي وتقييم لاحق للتجديد من قبل الجامعة جبل تحليل العضلات

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Analysis of Neural Crest Migration and Differentiation by Cross-species Transplantation

Avian embryos provide a unique platform for studying many vertebrate developmental processes, due to the easy access of the embryos within the egg. Chimeric avian embryos, in which quail donor tissue is transplanted into a chick embryo in ovo, combine the power of indelible genetic labeling of cell populations with the ease of manipulation presented by the avian embryo.
Quail-chick chimeras are a classical tool for tracing migratory neural crest cells (NCCs)1-3. NCCs are a transient migratory population of cells in the embryo, which originate in the dorsal region of the developing neural tube4. They undergo an epithelial to mesenchymal transition and subsequently migrate to other regions of the embryo, where they differentiate into various cell types including cartilage5-13, melanocytes11,14-20, neurons and glia21-32. NCCs are multipotent, and their ultimate fate is influenced by 1) the region of the neural tube in which they originate along the rostro-caudal axis of the embryo11,33-37, 2) signals from neighboring cells as they migrate38-44, and 3) the microenvironment of their ultimate destination within the embryo45,46. Tracing these cells from their point of origin at the neural tube, to their final position and fate within the embryo, provides important insight into the developmental processes that regulate patterning and organogenesis.
Transplantation of complementary regions of donor neural tube (homotopic grafting) or different regions of donor neural tube (heterotopic grafting) can reveal differences in pre-specification of NCCs along the rostro-caudal axis2,47. This technique can be further adapted to transplant a unilateral compartment of the neural tube, such that one side is derived from donor tissue, and the contralateral side remains unperturbed in the host embryo, yielding an internal control within the same sample2,47. It can also be adapted for transplantation of brain segments in later embryos, after HH10, when the anterior neural tube has closed47.
Here we report techniques for generating quail-chick chimeras via neural tube transplantation, which allow for tracing of migratory NCCs derived from a discrete segment of the neural tube. Species-specific labeling of the donor-derived cells with the quail-specific QCPN antibody48-56 allows the researcher to distinguish donor and host cells at the experimental end point. This technique is straightforward, inexpensive, and has many applications, including fate-mapping, cell lineage tracing, and identifying pre-patterning events along the rostro-caudal axis45. Because of the ease of access to the avian embryo, the quail-chick graft technique may be combined with other manipulations, including but not limited to lens ablation40, injection of inhibitory molecules57,58, or genetic manipulation via electroporation of expression plasmids59-61, to identify the response of particular migratory streams of NCCs to perturbations in the embryo's developmental program. Furthermore, this grafting technique may also be used to generate other interspecific chimeric embryos such as quail-duck chimeras to study NCC contribution to craniofacial morphogenesis, or mouse-chick chimeras to combine the power of mouse genetics with the ease of manipulation of the avian embryo.62

An approach for analyzing migration and eventual fate of avian neural crest cells in quail-chick chimeric embryos is described. This method is a simple and straightforward technique for tracing neural crest cells during migration and differentiation that are otherwise difficult to distinguish within an unmanipulated chick embryo.

تحليل للهجرة كريست العصبية والتمايز بواسطة الصليب الأنواع زرع

Avian embryos provide a unique platform for studying many vertebrate developmental processes, due to the easy access of the embryos within the egg. ...

The Neuroblast Assay: An Assay for the Generation and Enrichment of Neuronal Progenitor Cells from Differentiating Neural Stem Cell Progeny Using Flow Cytometry

Neural stem cells (NSCs) can be isolated and expanded in large-scale, using the neurosphere assay and differentiated into the three major cell types of the central nervous system (CNS); namely, astrocytes, oligodendrocytes and neurons. These characteristics make neural stem and progenitor cells an invaluable renewable source of cells for in vitro studies such as drug screening, neurotoxicology and electrophysiology and also for cell replacement therapy in many neurological diseases. In practice, however, heterogeneity of NSC progeny, low production of neurons and oligodendrocytes, and predominance of astrocytes following differentiation limit their clinical applications. Here, we describe a novel methodology for the generation and subsequent purification of immature neurons from murine NSC progeny using fluorescence activated cell sorting (FACS) technology. Using this methodology, a highly enriched neuronal progenitor cell population can be achieved without any noticeable astrocyte and bona fide NSC contamination. The procedure includes differentiation of NSC progeny isolated and expanded from E14 mouse ganglionic eminences using the neurosphere assay, followed by isolation and enrichment of immature neuronal cells based on their physical (size and internal complexity) and fluorescent properties using flow cytometry technology. Overall, it takes 5-7 days to generate neurospheres and 6-8 days to differentiate NSC progeny and isolate highly purified immature neuronal cells.

This video protocol demonstrates a novel method for the generation and subsequent purification of neuronal progenitor cells from a renewable source of neural stem cells (NSCs) based on their physical (size and internal granularity) and fluorescent properties using flow cytometry technology.

الفحص Neuroblast: والفحص للانشاء وإثراء خلايا متعلق بالخلايا العصبية السلف من التفريق العصبية الجذعية آله الخلية باستخدام التدفق الخلوي

Neural stem cells (NSCs) can be isolated and expanded in large-scale, using the neurosphere assay and differentiated into the three major cell types of ...

Isolation and Culture of Neural Crest Cells from Embryonic Murine Neural Tube

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to mesenchymal transition (EMT) and migrates throughout the embryo, giving rise to diverse cell types 1-3. NC also has the unique ability to influence the differentiation and maturation of target organs4-6. When explanted in vitro, NC progenitors undergo self-renewal, migrate and differentiate into a variety of tissue types including neurons, glia, smooth muscle cells, cartilage and bone. 
NC multipotency was first described from explants of the avian neural tube7-9. In vitro isolation of NC cells facilitates the study of NC dynamics including proliferation, migration, and multipotency. Further work in the avian and rat systems demonstrated that explanted NC cells retain their NC potential when transplanted back into the embryo10-13. Because these inherent cellular properties are preserved in explanted NC progenitors, the neural tube explant assay provides an attractive option for studying the NC in vitro. 
To attain a better understanding of the mammalian NC, many methods have been employed to isolate NC populations. NC-derived progenitors can be cultured from post-migratory locations in both the embryo and adult to study the dynamics of post-migratory NC progenitors11,14-20, however isolation of NC progenitors as they emigrate from the neural tube provides optimal preservation of NC cell potential and migratory properties13,21,22. Some protocols employ fluorescence activated cell sorting (FACS) to isolate a NC population enriched for particular progenitors11,13,14,17. However, when starting with early stage embryos, cell numbers adequate for analyses are difficult to obtain with FACS, complicating the isolation of early NC populations from individual embryos. Here, we describe an approach that does not rely on FACS and results in an approximately 96% pure NC population based on a Wnt1-Cre activated lineage reporter23. 
The method presented here is adapted from protocols optimized for the culture of rat NC11,13. The advantages of this protocol compared to previous methods are that 1) the cells are not grown on a feeder layer, 2) FACS is not required to obtain a relatively pure NC population, 3) premigratory NC cells are isolated and 4) results are easily quantified. Furthermore, this protocol can be used for isolation of NC from any mutant mouse model, facilitating the study of NC characteristics with different genetic manipulations. The limitation of this approach is that the NC is removed from the context of the embryo, which is known to influence the survival, migration and differentiation of the NC2,24-28.

Isolation of embryonic neural crest from the neural tube facilitates the use of in vitro methods for studying migration, self-renewal, and multipotency of neural crest.

العزلة والثقافة من الخلايا العصبية كريست من الأنبوبة العصبية الجنينية الفئران

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to ...

A Galvanotaxis Assay for Analysis of Neural Precursor Cell Migration Kinetics in an Externally Applied Direct Current Electric Field

The discovery of neural stem and progenitor cells (collectively termed neural precursor cells) (NPCs) in the adult mammalian brain has led to a body of research aimed at utilizing the multipotent and proliferative properties of these cells for the development of neuroregenerative strategies. A critical step for the success of such strategies is the mobilization of NPCs toward a lesion site following exogenous transplantation or to enhance the response of the endogenous precursors that are found in the periventricular region of the CNS. Accordingly, it is essential to understand the mechanisms that promote, guide, and enhance NPC migration. Our work focuses on the utilization of direct current electric fields (dcEFs) to promote and direct NPC migration - a phenomenon known as galvanotaxis. Endogenous physiological electric fields function as critical cues for cell migration during normal development and wound repair. Pharmacological disruption of the trans-neural tube potential in axolotl embryos causes severe developmental malformations1. In the context of wound healing, the rate of repair of wounded cornea is directly correlated with the magnitude of the epithelial wound potential that arises after injury, as shown by pharmacological enhancement or disruption of this dcEF2-3. We have demonstrated that adult subependymal NPCs undergo rapid and directed cathodal migration in vitro when exposed to an externally applied dcEF. In this protocol we describe our lab's techniques for creating a simple and effective galvanotaxis assay for high-resolution, long-term observation of directed cell body translocation (migration) on a single-cell level. This assay would be suitable for investigating the mechanisms that regulate dcEF transduction into cellular motility through the use of transgenic or knockout mice, short interfering RNA, or specific receptor agonists/antagonists.

In this protocol we demonstrate how to construct custom chambers that permit the application of a direct current electric field to enable time-lapse imaging of adult brain derived neural precursor cell translocation during galvanotaxis.

A الفحص انجذاب غلفاني لتحليل حركية العصبية السلائف الهجرة خلية في الحقل الحالي مباشرة التطبيقية خارجيا الكهربائية

The discovery of neural stem and progenitor  cells (collectively termed neural precursor cells) (NPCs) in the adult  mammalian brain has led to a body of ...

Development of a Refined Protocol for Trans-scleral Subretinal Transplantation of Human Retinal Pigment Epithelial Cells into Rat Eyes

Degenerative retinal diseases such as age-related macular degeneration (AMD) are the leading cause of irreversible vision loss worldwide. AMD is characterized by the degeneration of retinal pigment epithelial (RPE) cells, which are a monolayer of cells functionally supporting and anatomically wrapping around the neural retina. Current pharmacological treatments for the non-neovascular AMD (dry AMD) only slow down the disease progression but cannot restore vision, necessitating studies aimed at identifying novel therapeutic strategies. Replacing the degenerative RPE cells with healthy cells holds promise to treat dry AMD in the future. Extensive preclinical studies of stem cell replacement therapies for AMD involve the transplantation of stem cell-derived RPE cells into the subretinal space of animal models, in which the subretinal injection technique is applied. The approach most frequently used in these preclinical animal studies is through the trans-scleral route, which is made difficult by the lack of direct visualization of the needle end and can often result in retinal damage. An alternative approach through the vitreous allows for direct observation of the needle end position, but it carries a high risk of surgical traumas as more eye tissues are disturbed. We have developed a less risky and reproducible modified trans-scleral injection method that uses defined needle angles and depths to successfully and consistently deliver RPE cells into the rat subretinal space and avoid excessive retinal damage. Cells delivered in this manner have been previously demonstrated to be efficacious in the Royal College of Surgeons (RCS) rat for at least 2 months. This technique can be used not only for cell transplantation but also for delivery of small molecules or gene therapies.

Subretinal injection has been widely applied in preclinical studies of stem cell replacement therapy for age-related macular degeneration. In this visualized article, we describe a less risky, reproducible and precisely modified subretinal injection technique via the trans-scleral approach to deliver cells into rat eyes.