الكتاب أود أن أشكر رينا Bizios لها تعليقات قيمة على المخطوطة.

الأخلاق بيان: إن الفئران المستخدمة في الدراسة الحالية تم علاجهم وفقا للمبادئ التوجيهية الصادرة عن اللجنة الأوروبية ل&quot;رعاية واستخدام الحيوانات المختبرية&quot; (التوجيه 2010/63 / الاتحاد الأوروبي والاتفاقية الأوروبية ETS 123). وتمت الموافقة على بروتوكول تجريبي لجنة الأخلاقيات في كلية الطب Lariboisière سانت لويس (CEEA LV / 2010-01-04). 1. الحيوانات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الفئران athymic (10 أسابيع من العمر). استخدام أقل عدد ممكن من 6 الفئران مع عيب تركت فارغة كمجموعة مراقبة سلبية. </li></ol> 2. إعداد السقالات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الكسب غير المشروع Syngenic <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام طعم إسوي العظام لملء عيب لتوفير مجموعة التحكم مع الحد الأدنى لعدد 6 الحيوانات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على isografts العظام عن طريق حصاد رفعه عظم الفخذ من الماوس ينتمون إما إلى &quot;العيوب تركت فارغة أو&quot; العيوب مليئة سقالة المرجانية &quot;مجموعة (الهو الابتعاد عن استخدام الحيوان اضافية لجمع العظام طعم إسوي) 11. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مسح العظام مقطوعة مع الفوسفات مخزنة المالحة (PBS) وابقائه عقيمة باستخدام رطبة ضغط الشاش. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد سقالة المرجانية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام السقالة التي هي مصنوعة من المرجان الطبيعي: أكروبورا ليرة سورية. مكعبات الهيكل الخارجي المرجانية، 3 × 3 × 3 مم كبديل العظام محتمل مع ما لا يقل عن 6 الحيوانات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نحت باليد كل مكعب المرجانية على شكل اسطوانة (3.5 الارتفاع، 2 مم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم كل سقالة قبل التعقيم (121 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة)، وغسله مع برنامج تلفزيوني العقيمة، ومغمورة في مستنبت الكامل (α-MEM) لمدة 24 ساعة قبل الزرع في الفئران. </li></ol></li></ol> 3. إجراءات التخدير وتسكين <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توفير تسكين الوقائي، 15 دقيقة قبل التخدير، عن طريق الحقن تحت الجلد البوبرينورفين (0.1 ملغم / كغم من وزن الجسم الحيوان). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مرهم في الحيوانعيون لمنع جفاف كل 30 دقيقة في حين أن الحيوانات تحت التخدير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الفئران على لوحة ظاهرة الاحتباس لمنع انخفاض حرارة الجسم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التخدير وتسكين الألم أثناء العملية الجراحية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن داخل الصفاق محلول يحتوي على زيلازين (8 ملغ / كلغ) والكيتامين (100 ملغ / كلغ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقديم الأكسجين عبر تدفق بنسبة (50 مل / دقيقة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكيد عمق كاف من التخدير بسبب وجود حسن استرخاء العضلات وعدم استجابة الحيوان لحافز الضارة (على سبيل المثال، مؤكدة قرصة أخمص قدميه). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن تحت الجلد بجرعة واحدة من إينروفلوكساسين (0.05 ملجم / كجم) كوقاية الميكروبية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسكين بعد العملية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توفير تسكين الألم بعد العملية الجراحية عن طريق الحقن تحت الجلد البوبرينورفين (0.1 ملغ / كلغ) كل 12 ساعة لمدة 3 أيام متتالية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التخدير أثناء إجراءات التصوير التشخيصي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الفئران في anesthetizinز-مربع، ومن ثم حمل والحفاظ على التخدير باستخدام ما يقرب من 4٪ و 2٪ الأيزوفلورين في الأكسجين، على التوالي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكيد عمق كاف من التخدير كتبها good استرخاء العضلات الحيوانية وقلة الحركة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شروط الانتعاش <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على الفئران على لوحة ظاهرة الاحتباس حتى الشفاء التام </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لا تترك حيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ على الاستلقاء القصية بعد الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لا عودة الحيوان الذي خضع لعملية جراحية للشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شروط ما بعد الجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استضافة الفئران بشكل منفصل خلال أول 3 أيام استضافة الفئران بنسبة 4 في أقفاص بعد 3 أيام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توفير المياه وتكييفها الإعلانية libitum الغذاء. السماح للفئران لوزن الدب، دون أي تقييد النشاط طوال الفترة اللاحقة للعمليات الجراحية. </li></ol></li></ol> 4. إجراء الجراحي:فخذي القطاعي عيب نموذج 11،12 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التخدير، ووضع كل فأر في الاستلقاء البطني مع الأطراف الخلفية اليسرى في التمديد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فرك الأطراف لإجراء عملية جراحية معقمة باستخدام 10٪ البوفيدون اليود لمدة 5 دقائق ثم قم بوضع ثنى العقيمة تحت أطرافهم لخلق سطح معقم (يتم استخدام الستارة شفافة معقمة من أجل أن تكون قادرة على رصد حركة التنفس أثناء العملية). والحرص على الحفاظ على عقم الجراحي الميداني أثناء العملية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 15-17 ملم الطولي شق الجلد على الجانب الأمامي الوحشي لعظم الفخذ، وتمتد من مفصل الورك للمشترك خنق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شق فافة العريضة، وتقسيم المتسعة الوحشية العضلات والعضلة ذات الرأسين الفخذية لفضح طول الكامل للdiaphysis الفخذ. وينبغي اتخاذ الحذر للحفاظ على العصب الوركي caudally وكبسولة المفصل بشكل أقصى (الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتعزيز الفخذ المعرض diaphysisبالتأكيد، القطع العضلة الألوية والعضلة ذات الرأسين الفخذية من المدور 3 الثالثة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء تشريح دائري من عظم الفخذ في منتصف diaphysis. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق 6 حفرة التيتانيوم لوحة، قفل الدقيقة (10 ملم طويلة؛ 1.5 ملم واسعة، الوزن: 30 ملغ) على الجانب الفخذ الأمامي. ملاحظة: الثقوب من لوحة، والتي توقفت بشكل مخروطي مع جزء أسطواني، استيعاب التنصت على الذات والتيتانيوم مسامير تأمين (2 مم طويلة، القطر الخارجي 0.47 ملم، الوزن: 5 ملغ، مع من undersurface المسمار رئيس الخيوط لتمكين قفل داخل حفرة لوحة) التي تتصل الجذعية، التي يلوي قبالة عندما تخوض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفر حفرة معظم القريبة من لوحة باستخدام مثقاب 0.3 مم وإما مخصصة قوة المحرك أو قوة المحرك غير مخصصة تعمل في 2500 دورة في الدقيقة في ما يقرب من 500 ميغاواط 12). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج المسمار الأول باستخدام مفك مخصص ثم قفله (الشكل 2). ملاحظة: منذ محاذاة تييتحدد كان لوحة من خلال تطبيق هذا المسمار الأول، من المهم وضع مواز لوحة لعظم الفخذ عند إدخال المسمار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفر حفرة معظم الأعلى من لوحة بطريقة مماثلة، إدراج وقفل المسمار (الشكل 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج، ولكن لا تفعل القفل، المسمارين الخارجية الأخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الأسلاك من مم 0.22 رأى جيجلي بشكل وثيق حول العظام في اتجاه ميديو الاطراف ثم أدخله في فتحات من رقصة (الشكل 4). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج رقصة مخصصة على جذع الماضيين مسامير وتطبيقه فوق لوحة (الشكل 5). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء ostectomy الفخذ 3.5 ملم طويلة منتصف الجدلي باستخدام رأى جيجلي تحت الري (باستخدام المياه المالحة متساوي التوتر معقمة) لمنع نخر الحراري. ومساعد الجراح أن تتخذ رقصة. هل لديك الجراح تنطبق توتر ثابت ثابت. يجب الحرص على عدم تشابك الأسلاك رأى واستخدام الوسط ثلثي السلك. تجنب السابقحركة سيس من أجل الحصول على قطع العظام على التوالي (الشكل 6). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد ostectomy، وإزالة رأى جيجلي. لتجنب تلف الأنسجة اللينة، وقطع الأسلاك قريبة منشار حتى العظم على جانب واحد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة تهزهز وقفل الماضيين مسامير (الشكل 7). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إما ترك عيب قطعي فارغة أو جراحيا تعبئته عن طريق وضع مواد لفحصها داخل عيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غزير شطف الجراحي الميداني مع المياه المالحة متساوي التوتر معقمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع العضلات العضلة المتسعة الوحشية فضفاضة على طبق من ذهب. إغلاق اللفافة والطائرات تحت الجلد باستخدام نمط خياطة المستمر بسيط و 5.0 glycomer 631 خياطة. إغلاق الجلد مع نمط خياطة توقف بسيط باستخدام 4.0 glycomer 631 خياطة. بدلا من ذلك، فمن الممكن أيضا لإغلاق الجلد باستخدام الغراء الجلد. </li></ol> 5. في فيفو تقييم من تجديد العظام <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع الفئران تحت التخدير، نفذ التصوير الشعاعيالتقييمات بطريقة طولية باستخدام كل من الأشعة السينية التقليدية (26 كيلو فولت، 10 ثانية؛ 2X التكبير، و 20 خطوط / ملم الدقة المكانية) وعالية الدقة التصوير المقطعي المحسوبة الدقيقة (μCT). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحليل μCT، الحصول على صور بدرجة وضوح 36 ميكرون (50 كيلو فولت و 478 مللي أمبير، في 40 زمن التعرض مللي ثانية، وذلك باستخدام فلتر 0.5 مم الألومنيوم، خطوة دوران 0.7 درجة، وتناوب الشعاعي الطبقي من 180 درجة). تحليل الصور باستخدام برنامج المقيمين. </li></ol> 6. فيفو السابقين التقييمات من تجديد العظام <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد عشرة أسابيع من الجراحة، لحث التخدير باستخدام الأيزوفلورين في الأكسجين، ومن ثم التضحية الفئران عن طريق الحقن داخل الصفاق من جرعة زائدة من الباربيتورات (1 مل من بنتوباربيتال). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استئصال عظام الفخذ، وإزالة تتراكب الأنسجة العضلية، وإصلاح عينات العظام في 4٪ امتصاص العرق (الرقم الهيدروجيني 7.4) لمدة أربعة أيام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة لوحة ومسامير من كل عينة العظام رفعه بعد fixa امتصاص العرقنشوئها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فيفو السابقين ميكرون تحليل CT <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع كل العظام رفعه والثابتة في أنابيب البولي ايثيلين مليئة 75٪ كحول وتحليلها باستخدام فيفو السابقين μCT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على صور في 80 كيلو فولت أمبير و 100 (زمن التعرض من 1000 ميللي ثانية، والألمنيوم 0.5 التصفية، و 4 ميكرون حجم بيكسل (2400 X 4000 مع حجم فوكسل من 7 ميكرون)، متوسط أربعة إطارات لكل زيادة دوران 0.9 درجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعادة بناء الصور 3-الأبعاد (متوسط ​​حجم فوكسل من 13 ميكرون) باستخدام الخلفية الإسقاط تصفيتها المبالغة مع البرنامج المقيم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للتحليل الكمي لتكوين العظام، واستخدام البرمجيات المقيمين للحصول على حجم الأنسجة المعدنية (أقل عتبة الرمادية من 45 مؤشرات الرمادي وعتبة الرمادية العليا من 240 مؤشرات تدرج الرمادي) في منطقة حازمة ومتسقة من الفائدة المقابلة لعيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء تحليلات بنفس الطريقة لكل الماوس مع نفس ريجأيون من الفائدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام اختبار في اتجاه واحد تحليل (فاصل الثقة - في 95٪ ومستوى كبير في ص &lt;0.05) لمقارنة معدل اتحاد العظام وحجم الأنسجة المعدنية في المنطقة في المصالح بين الجماعات. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل النسيجي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تضمين رفعه كل وعظم الفخذ في الراتنج ميتاكريليت الميثيل الثابتة وبمعالجة ذلك الأنسجة undecalcified. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع كل عينة العظام بالطول إلى قسم سميكة (200 ميكرون) باستخدام منشار دائري الماس المياه المبردة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطحن كل مقطع عينة العظام وصولا الى سماكة 100 ميكرون، تلميع، وصمة عار باستخدام Stevenel البقع الزرقاء وفان Gieson picrofuchsin. ملاحظة: بعد التلوين، تظهر الخلايا في الزرقاء، وعظم باللون الوردي، والمرجان في البني تحت المجهر الضوئي. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Auer, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refining+animal+models+in+fracture+research:+seeking+consensus+in+optimising+both+animal+welfare+and+scientific+validity+for+appropriate+biomedical+use.">Refining animal models in fracture research: seeking consensus in optimising both animal welfare and scientific validity for appropriate biomedical use.</a> BMC Musculoskelet Disord. 8 (72), (2007).</li><li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+bone+healing+models:+standards,+tips,+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting.">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li><li>Horner, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+bone+defect+models+for+tissue+engineering+applications:+criteria+for+choice.">Long bone defect models for tissue engineering applications: criteria for choice.</a> Tissue Eng. Part B Rev. 16 (2), 263-271 (2010).</li><li>Srouji, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+for+tissue+engineering+applications:+femoral+critical+size+defect+in+immunodeficient+mice.">A model for tissue engineering applications: femoral critical size defect in immunodeficient mice.</a> Tissue Eng. Part C Methods. 17 (5), 597-606 (2011).</li><li>Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+for+intramembranous+ossification+during+fracture+healing.">A model for intramembranous ossification during fracture healing.</a> J Orthop Res. 20 (5), 1091-1098 (2002).</li><li>Harris, J. S., Bemenderfer, T. B., Wessel, A. R., Kacena, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+mouse+critical+size+defect+models+in+weight+bearing+bones.">A review of mouse critical size defect models in weight bearing bones.</a> Bone. 55 (1), 241-247 (2013).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+LockingMouseNail--a+new+implant+for+standardized+stable+osteosynthesis+in+mice.">The LockingMouseNail--a new implant for standardized stable osteosynthesis in mice.</a> J. Surg. Res. 169 (2), 220-226 (2011).</li><li>Garcia, P., Histing, T., Holstein, J. H., Pohlemann, T., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femoral+non-union+models+in+the+mouse.">Femoral non-union models in the mouse.</a> Injury. 41 (10), 1093-1094 (2010).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+reliable+non-union+model+in+mice.">Development of a reliable non-union model in mice.</a> J. Surg. Res. 147 (1), 84-91 (2008).</li><li>Viateau, V., Logeart-Avramoglou, D., Guillemin, G., Petite, H., Conn, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+for+bone+tisue+enginering+purposes.">Animal Models for bone tisue enginering purposes.</a> Sourcebook of models for biomedical research. , 725-738 (2008).</li><li>Manassero, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+murine+femoral+segmental+critical-sized+defect+model+stabilized+by+plate+osteosynthesis+for+bone+tissue+engineering+purposes.">A novel murine femoral segmental critical-sized defect model stabilized by plate osteosynthesis for bone tissue engineering purposes.</a> Tissue Eng. Part C Methods. 19 (4), 271-280 (2013).</li><li>Matthys, R., Perren, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Internal+fixator+for+use+in+the+mouse.">Internal fixator for use in the mouse.</a> Injury. 40 Suppl 4, S103-S109 (2009).</li><li>Becquart, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia+is+the+prime+but+not+the+only+cause+of+human+multipotent+stromal+cell+death+in+tissue-engineered+constructs+in+vivo.">Ischemia is the prime but not the only cause of human multipotent stromal cell death in tissue-engineered constructs in vivo.</a> Tissue Eng. Part A. 18 (19-20), 2084-2094 (2012).</li><li>Deschepper, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proangiogenic+and+prosurvival+functions+of+glucose+in+human+mesenchymal+stem+cells+upon+transplantation.">Proangiogenic and prosurvival functions of glucose in human mesenchymal stem cells upon transplantation.</a> Stem Cells. 31 (3), 526-535 (2013).</li><li>Oetgen, M. E., Merrell, G. A., Troiano, N. W., Horowitz, M. C., Kacena, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+femoral+non-union+model+in+the+mouse.">Development of a femoral non-union model in the mouse.</a> Injury. 39 (10), 1119-1126 (2008).</li><li>Liu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+murine+femoral+segmental+defect+model+for+bone+tissue+engineering+using+a+novel+rigid+internal+fixation+system.">A murine femoral segmental defect model for bone tissue engineering using a novel rigid internal fixation system.</a> J Surg Res. 183 (2), 493-502 (2013).</li><li>Zwingenberger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+a+femoral+critical-size+bone+defect+model+in+immunodeficient+mice.">Establishment of a femoral critical-size bone defect model in immunodeficient mice.</a> J Surg Res. 181 (1), e7-e14 (2013).</li><li>Cheung, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice.">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> J. Orthop Res. 21 (4), 685-690 (2003).</li><li>Claes, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hyperhomocysteinemia+is+associated+with+impaired+fracture+healing+in+mice.">Hyperhomocysteinemia is associated with impaired fracture healing in mice.</a> Calcif. Tissue Int. 85 (1), 17-21 (2009).</li><li>Drosse, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validation+of+a+femoral+critical+size+defect+model+for+orthotopic+evaluation+of+bone+healing:+a+biomechanical,+veterinary+and+trauma+surgical+perspective.">Validation of a femoral critical size defect model for orthotopic evaluation of bone healing: a biomechanical, veterinary and trauma surgical perspective.</a> Tissue Eng. Part C Methods. 14 (1), 79-88 (2008).</li><li>Holstein, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+the+establishment+of+defined+mouse+models+for+the+study+of+fracture+healing+and+bone+regeneration.">Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration.</a> J. Orthop. Trauma. 23 (5 Suppl), S31-S38 (2009).</li><li>Johnson, K. D., August, A., Sciadini, M. F., Smith, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+ground+cortical+autograft+as+a+bone+graft+material+in+a+new+canine+bilateral+segmental+long+bone+defect+model.">Evaluation of ground cortical autograft as a bone graft material in a new canine bilateral segmental long bone defect model.</a> J. Orthop. Trauma. 10 (1), 28-36 (1996).</li><li>Meinig, R. P., Buesing, C. M., Helm, J., Gogolewski, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regeneration+of+diaphyseal+bone+defects+using+resorbable+poly(L/DL-lactide)+and+poly(D-lactide)+membranes+in+the+Yucatan+pig+model.">Regeneration of diaphyseal bone defects using resorbable poly(L/DL-lactide) and poly(D-lactide) membranes in the Yucatan pig model.</a> J. Orthop. Trauma. 11 (8), 551-558 (1997).</li><li>Wu, J. J., Shyr, H. S., Chao, E. Y., Kelly, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+osteotomy+healing+under+external+fixation+devices+with+different+stiffness+characteristics.">Comparison of osteotomy healing under external fixation devices with different stiffness characteristics.</a> J. Bone Joint Surg. Am. 66 (8), 1258-1264 (1984).</li><li>Xing, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+a+bilateral+femoral+large+segmental+bone+defect+mouse+model+potentially+applicable+to+basic+research+in+bone+tissue+engineering.">Establishment of a bilateral femoral large segmental bone defect mouse model potentially applicable to basic research in bone tissue engineering.</a> J. Surg. Res. 192 (2), 454-463 (2014).</li><li>Manassero, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+Survival+and+Osteogenic+Ability+of+Human+Mesenchymal+Stem+Cells+in+Orthotopic+and+Ectopic+Sites+in+Mice.">Comparison of Survival and Osteogenic Ability of Human Mesenchymal Stem Cells in Orthotopic and Ectopic Sites in Mice.</a> Tissue Eng. Part A. 22 (5-6), 534-544 (2016).</li><li>Bos, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Degradation+of+and+tissue+reaction+to+biodegradable+poly(L-lactide)+for+use+as+internal+fixation+of+fractures:+a+study+in+rats.">Degradation of and tissue reaction to biodegradable poly(L-lactide) for use as internal fixation of fractures: a study in rats.</a> Biomaterials. 12 (1), 32-36 (1991).</li><li>Oest, M. E., Dupont, K. M., Kong, H. J., Mooney, D. J., Guldberg, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+scaffold+and+growth+factor-mediated+repair+of+critically+sized+bone+defects.">Quantitative assessment of scaffold and growth factor-mediated repair of critically sized bone defects.</a> J.Orthop. Res. 25 (7), 941-950 (2007).</li><li>Pihlajamaki, H., Bostman, O., Tynninen, O., Laitinen, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+tissue+response+to+bioabsorbable+poly-L-lactide+and+metallic+screws:+an+experimental+study.">Long-term tissue response to bioabsorbable poly-L-lactide and metallic screws: an experimental study.</a> Bone. 39 (4), 932-937 (2006).</li><li>Rai, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+of+platelet-rich+plasma+with+polycaprolactone-tricalcium+phosphate+scaffolds+for+segmental+bone+defect+repair.">Combination of platelet-rich plasma with polycaprolactone-tricalcium phosphate scaffolds for segmental bone defect repair.</a> J. Biomed. Mater Res. A. 81 (4), 888-899 (2007).</li><li>Komlev, V. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetics+of+in+vivo+bone+deposition+by+bone+marrow+stromal+cells+into+porous+calcium+phosphate+scaffolds:+an+X-ray+computed+microtomography+study.">Kinetics of in vivo bone deposition by bone marrow stromal cells into porous calcium phosphate scaffolds: an X-ray computed microtomography study.</a> Tissue Eng. 12 (12), 3449-3458 (2006).</li></ol>

الكتاب تعلن أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

يتم تنفيذ زرع خارج الرحم من المواد ذات الصلة العظام والجهاز في الفئران عادة لتقييم العظام تشكيل قدرات مختلفة السقالات 13،14. ومع وجود اختلافات هامة بين النماذج خارج الرحم ومثلي، بما في ذلك العوامل المكونة للعظم الإشارات المحلية والتفاعلات نظير الصماوي مع الخلايا المكونة للعظام المضيف. هذه الدراسة تؤسس استنساخه قطعي كبير الفئران، الحجم الحرج عيب الفخذ (3.5 ملم، ما يقرب من 20-25٪ من طول عظم الفخذ). بالنظر إلى حجم هذا عيب والاستقرار الذي توفره لوحة تثبيت طرفي العظم الناتجة، وهذا نموذج يحاكي العظام الضموري غير الاتحاد سريريا واجهتها. الفترة الزمنية اللاحقة للعمليات الجراحية المختارة في هذه الدراسة، هي في خط مع سبق وصفها الفئران نماذج غير النقابية، مما يدل على عدم وجود الشفاء الكافي بعد 8 إلى 12 أسابيع 4،9،15،16. الأهم من ذلك، reproduوقد تم الحصول على cible ومستقر تثبيت طرفي العظم، وكذلك الاستقرار في بدائل العظام زرعها دون قسط كبير من المراضة والوفيات 1،2 مع استخدام كل لوحة القفل ورقصة لأداء ostectomy. هذه النتيجة تتناقض أيضا النتائج المعلنة عندما استخدمت إما المثبتة الخارجية أو مسمار داخل النخاع 4،5،17-24. لالمثبتات الخارجية وتشمل العيوب المحتملة: التباين في وصلابة، والتهابات المسالك الدبابيس، وتخفيف من المسامير وإمكانيات الإصابات الناجمة عن المسامير ووزن المواد (4-20٪ من وزن جسم الفأر). لمسمار داخل النقي وتشمل العيوب المحتملة: ملء تجويف النخاع مع مسمار والضرر علاجي المنشأ من السطوح المفصلية. وقد وصفت قطعي الفئران، الحرجة حجم العيوب الفخذ أخرى استقرت لوحة تثبيت طرفي العظم مع خلل العظام إنشاؤها بواسطة لدغ وتتراوح ما بين 1.5 إلى طول 2 ملم 16،25. في الالبريد النموذج الحالي، واستخدام رقصة وسلك رأى سمح ostectomy دقة 3.5 ملم طويلة دون عضلات كبيرة الصدمة. ومع ذلك، لتحقيق النجاح في تنفيذ الإجراء ينبغي لأحد أن يأخذ على الاعتبار عدة نقاط رئيسية: عدم استخدام الفئران الصغيرة (الفئران عارية إما مع وزن تحت 25 غراما أو تقل أعمارهم عن 8 أسابيع) على خلاف ذلك ينبغي أن تكون لوحة وقتا طويلا. عندما تقترب من عظم الفخذ، نحرص على الحفاظ على كل من العصب الوركي caudally وكبسولة المفصل بشكل أقصى. تطبيق لوحة على الجانب الأمامي من عظم الفخذ ومنذ يتم تحديد محاذاة لوحة من خلال تطبيق هذا المسمار الأول، الحرص على وضع مواز لوحة لعظم الفخذ عند إدخال هذا المسمار الأول. قبل اتخاذ ostectomy، نحرص على إجراء تشريح دائري من عظم الفخذ في منتصف diaphysis لتجنب الصدمة العضلات. عند تنفيذ ostectomy، يجب مساعد الجراح اعتقادا راسخا في دليل وسوريجب أن يكون حذرا جيون (ط) عدم تشابك الأسلاك المنشار، (ب) لاستخدام الوسط ثلثي السلك أثناء تطبيق التوتر ثابت ثابت، و (ج) لتجنب الحركة الزائدة للحصول على قطع العظام على التوالي. التئام العظام ممكن في النموذج الحالي بشرط ان يتم استخدام الكسب غير المشروع العظام. وعلاوة على ذلك، هذا النموذج يسمح مزيد من الدراسات من الآليات التي تشارك في استراتيجيات استبدال العظام عند استخدام إما الأصل الإنساني ترقيع أو الخلايا في المنمط جيدا، كبيرة، قطعي، عيب العظام. وبالإضافة إلى ذلك، في خط للاتجاهات الحالية تتطلب الصقل والحد من استخدام الحيوانات في البحوث المتعلقة العظام، وهذا النموذج يمكن استخدامها جنبا إلى جنب مع في الجسم الحي تقنيات التصوير مثل تلألؤ بيولوجي. هذه التقنيات غير الغازية تسمح بمراقبة كلا بقاء الخلية المزروعة وشفاء الأنسجة دون الحاجة إلى التضحية الحيوانية 26. القيود الرئيسية من النموذج الحالي هي كل منشروط الحاملة وحجم الخلل العظام التي تم إنشاؤها لأنها لا تحاكي تماما تلك التي واجهتها سريريا في البشر. قيود أخرى من طراز هي (ط) الراديو-التعتيم من لوحة والتي قد تتطلب إزالة لوحة قبل فيفو السابقين μCT تحليل وقد يعقد تفسير نتائج الفحص الشعاعي طولية، و (ب) عدم القدرة على تعديل لوحة تصلب التي قد تكون معلمة الميكانيكية الرئيسية في تكوين العظام 27-30. يجب على المرء أن نأخذ في الاعتبار أيضا، عند استخدام أي طعم إسوي العظام أو السقالات أخرى تحتوي على مكون المعدنية (على وجه التحديد كربونات الكالسيوم)، التي يتم تقديمها بعض التحيز في عملية تجزئة التحليل الجزئي CT، بسبب كثافة العظام التي تشكلت حديثا تتداخل جزئيا مع إما كثافة طعم إسوي أو كثافة سقالة. لهذا السبب، فإن حجم العظام الحصول من خلال تحليل-CT الجزئي تعكس في الغالب حجم الأنسجة المعدنية (العظام التي شكلت حديثا زائدالعظام بديلا) 11،26،31.

ضخمة عيوب العظام جدلي تشكل تحديا كبيرا لجراح العظام. استبدال العظام مع الكسب غير المشروع العظام ذاتي، والذي يعتبر حاليا منصب المعاملة معيار الذهب، في العرض المحدود ويترافق مع اعتلال المتعلقة الحصاد. لهذه الأسباب، تم استكشاف يبني العظام الأنسجة المهندسة الجمع بين خلايا نخاع العظام الجذعية الوسيطة مع السقالات عظمي كبديل للطعم ذاتي في جراحة العظام. حتى الآن، فإن معظم الدراسات قد أجريت في النماذج الحيوانية سريريا ذات الصلة مثل الكلاب والخنازير والأغنام 1-3، ولكن تقييم أولي لهذه البناءات في، قطعي، عيوب العظام الحجم الحرج مثلي في نماذج الحيوانات الصغيرة (مثل الفئران) يمكن أن يكون العديد من المزايا: (ط) نفقات منخفضة، (ب) أعداد كبيرة من الحيوانات يمكن تشغيلها. (ج) وعلى النقيض من نماذج حيوانية كبيرة، تجانس سلالات الفئران يحد الاختلافات الفردية في سقالة ارتشاف لالثانية تكوين العظام و. (د) الأهم من ذلك، توفر الأجسام المضادة المحددة والحيوانات المستهدفة الجينات يمكن تقييم عملية بيولوجية تشارك في التئام العظام. وأخيرا وليس آخرا، واستخدام سلالات من الفئران العوز المناعي يمكن أيضا الدراسات التي تستخدم إما ترقيع أو خلايا المنشأ البشري دون الاستجابات المناعية الضارة في الفئران. على الرغم من المزايا المذكورة أعلاه، ضخمة جدلي نماذج عيب العظام في الفئران متفرق. معظم هذه النماذج استخدام تثبيت العظام مع دبوس داخل النخاع الذي يملأ تجويف نخاع العظم (وبالتالي الحد من حجم المواد لفحصها) وأيضا يعيق استنساخ من خلال عدم توفير التناوب والمحوري الاستقرار 2،4-7. أهداف الدراسة الحالية هي (ط) محاكاة العظام السريري الوضع غير النقابي، لوصف استنساخه، الحرجة الحجم وقطعي، نموذج عيب الفخذ لدى الفئران، التي استقرت دقيقة واستنساخه قفل لوحة osteosynthESIS التي توفر بيئة النشاط الحيوي درجة عالية من الاستقرار 8-10. (ب) لتوضيح النموذج الحالي مع اثنين من بدائل العظام المحتملة ووصف تكوين العظام ويحلل التي يمكن استخدامها.

<table><tbody><tr><td>&amp;alpha;-MEM , Minimum Essential Medium Eagle</td><td>Sigma-Aldrich, France</td><td>M4526</td><td>500 ml&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Acropora&lt;/em&gt; sp. coral exoskeleton cubes, Biocoral&amp;reg;</td><td>Biocoral&amp;reg;, Inoteb, France</td><td></td><td>3 x 3 x 3 mm cubes, autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization</td></tr><tr><td>Buprenorphine, Buprecare&amp;reg;</td><td>Axience, Pantin, France</td><td></td><td>0.3 mg/ml</td></tr><tr><td>Xylazine, Rompun&amp;reg; 2%</td><td>Bayer HealthCare, Puteaux, France</td><td>20 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine, Ketamine 500&amp;reg;</td><td>Virbac, Carros, France</td><td></td><td>50 mg/ml</td></tr><tr><td>Isoflurane, For&amp;egrave;ne&amp;reg;</td><td>Abbott, Arcueil, France</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Enrofloxacine, Baytril&amp;reg; 5%</td><td>Bayer HealthCare, Puteaux, France</td><td>50 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital, Dolethal&amp;reg;</td><td>V&amp;eacute;toquinol, Lure, France</td><td></td><td>182.2 mg/ml</td></tr><tr><td>Anesthetizing box</td><td>Ugo Basile, Gemonio, Italy</td><td>7900/10</td><td></td></tr><tr><td>Plastic transparent sterile drape, BusterOpCover 30 x 45 cm</td><td>Buster, Coveto, Montagu, France</td><td>613867</td><td></td></tr><tr><td>10% povidone iodine, V&amp;eacute;t&amp;eacute;dine&amp;reg; Solution</td><td>V&amp;eacute;toquinol, Lure, France</td><td></td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Titanium micro- locking plate, MouseFix Plate XL</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.401.120</td><td>6 holes, 10 mm long and 1.5 mm wide, autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>0.3 mm drill bit, Drill Bit 0.30 mm</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.592.200</td><td>autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>Engine power</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>AccuPen</td><td>Cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>Screw driver, Handrill</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.390.130</td><td>autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>Self-tapping locking screws, MouseFix Screw 2 mm</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.401.100</td><td>2 mm long, 0.47 mm outer diameter and 0.34 mm core diameter, autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>Jig, MouseFix XL Drill and Saw Guide</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.301.103</td><td>3.5 mm between the slots, autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>0.22-mm Gigli saws (0.22 mm Saws)</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5.0 glycomer 631, Biosyn</td><td>Covidien, V&amp;eacute;toquinol, Lure, France</td><td></td><td>Tapper-cut needle</td></tr><tr><td>4.0 glycomer 631, Biosyn</td><td>Covidien, V&amp;eacute;toquinol, Lure, France</td><td></td><td>Tapper-cut needle</td></tr><tr><td>X-ray, MX20</td><td>Faxitron X-ray Corp, Edimex, Le Plessis Grammorie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;i&gt;In vivo&lt;/i&gt; high-resolution microcomputed tomography, Skyscan 1176</td><td>Skyscan, Aartselaar, Belgium</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;i&gt;Ex vivo&lt;/i&gt; high-resolution microcomputed tomography, Skyscan 1172</td><td>Skyscan, Aartselaar, Belgium</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Resident software: Nrecon (v1.6.9) / Ctan (v.1.14.4)</td><td>Skyscan, Aartselaar, Belgium</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

establishment of a segmental femoral critical-size defect model in mice stabilized by plate osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

استمرت العمليات الجراحية المذكورة آنفا 45-60 دقيقة. كانت Ostectomy وتثبيت طرفي العظم من السهل القيام بمساعدة مساعد الجراح ولكن من دون استخدام أي نظام مكبرة. حدثت أي مضاعفات أثناء العملية. في دراسة أولية في 18 الفئران 11، الأشعة ما بعد الجراحة قدمت أدلة على أن طول عيب العظام (3.43 ± 0.12 ملم) ووضع لوحة (المسافة بين تجويف المفصل خنق والجزء الأعلى من لوحة = 2.65 ± 0.56 ملم) كانت قابلة للتكرار. وكان معدل الوفيات الناجمة عن التخدير حوالي 5٪. كان الانتعاش وظيفية للطرف تعمل ممتاز في جميع الحيوانات والكامل تحمل الوزن لوحظ خلال يوم واحد بعد الجراحة (الرسوم المتحركة الشكل 1). وزن تثبيت طرفي العظم (لوحة ومسامير) المستخدمة في صوكانت دراسة يستاءون حوالي 0.1٪ من وزن جسم الفأر. حدثت أي مضاعفات ما بعد الجراحة (على سبيل المثال، عدوى الجرح، فشل الزرع والعظام الكسب غير المشروع الهجرة، وما إلى ذلك). لم تقع إصابات الذاتي أو الإصابات الناجمة عن cagemates. عندما تركت عيوب العظام التي يسببها جراحيا فارغة، لم يلاحظ أي تكوين العظام كبير مع عدم اتحاد العظام ثابت. في المقابل، عندما امتلأت العيوب إما مع طعم إسوي أو سقالة المرجانية، عظم المشكلة حديثا تمتد من الداني والقاصي حواف العظام لوحظ. وبالإضافة إلى ذلك، سمح في حين تكوين العظام إعادة إنشاء الاستمرارية العظام في معظم العيوب تعامل مع ذلك، لوحظ فقط داخل سقالة المرجانية في العيوب مليئة هذه المواد isografts (الشكل 8). في الواقع، لم يلاحظ أي العظام على مسافة تزيد عن 1 ملم من الحواف العظمية. غياب الغضروف في كل النسيجية ويحلل النتائج تقدم دليلا للاستقرار تثبيت طرفي العظم حققت (الشكل 9، الشكل 10). صور الأشعة والتحاليل microCT قدمت أدلة على أن اتحاد العظام لم يحدث في أي حيوان من مجموعة من العيوب اليسار فارغة، مشاركة 10 أسابيع الزرع. بلغ حجم الأنسجة المعدنية المقررة من قبل التحليلات microCT 0.8 ± 0.3 ملم 3 وكان ممثل العظام التي شكلت حديثا. في المجموعات سقالة طعم إسوي والمرجان، تم الحصول اتحاد العظام في 4 و 4 الحيوانات على التوالي. بلغ حجم الأنسجة المعدنية المقررة من قبل التحليلات microCT 4.4 ± 0.9 مم 3 و 8.9 ± 0.7 مم 3. في هذه المجموعات، ولكن لأن كلا من طعم إسوي والسقالة المرجانية يرد المعادن، تشكيل العظام الجديدة لا يمكن أن يكون المرموقين من المواد زرع المتبقية (طعم إسوي أو سقالة المرجانية). كل من معدل الاتحاد بون وحجم الأنسجة المعدنية التي تم الحصول عليها من مجموعة طعم إسوي ومن مجموعة سقالة المرجانية كانت معنويا (P &lt;0.001) أعلى من تلك التي تم الحصول عليها من مجموعة من العيوب اليسار فارغة. <img alt="شكل 1" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig1.jpg" /> الشكل 1: التعرض الجراحي للإبداع من فخذي القطاعي عيب و15-17 ملم شق طولي الجلد، وتمتد من مفصل الورك للمشترك خنق جاء، على الجانب الأمامي الوحشي لعظم الفخذ. وقطعي لفافة العريضة. والمتسعة الوحشية العضلات والعضلة ذات الرأسين الفخذية انقسمت لفضح طول الكامل للdiaphysis الفخذ. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig2.jpg" /> الشكل 2: لوحةتحديد المواقع والدانية برغي التنسيب. تم تطبيق لوحة على جانب الفخذ الأمامي. تم حفر حفرة معظم القريبة من لوحة؛ تم إدراج المسمار الأول، وبعد ذلك، مؤمن. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig3.jpg" /> الشكل (3):. القاصي برغي التنسيب تم حفر حفرة معظم الأعلى من لوحة وتم إدراج المسمار ومؤمن. (طبع بإذن من الأنسجة المهندس الجزء C، 2013، 19 (4)، 271-280) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (4)" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig4.jpg" /> الشكل (4): </قوي&gt; جيجلي شهدت المواقع. وتم إدخال اثنين من البراغي الخارجية الأخرى ولكن لا يتم تأمين وربط الأسلاك من 0.22 مم مناشير جيجلي بشكل وثيق حول العظام في اتجاه ميديو الاطراف. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig4large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الرقم 5" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig5.jpg" /> الرقم 5: الرقصة المواقع تم إدراج تهزهز على جذع الماضيين مسامير وتطبيقها فوق لوحة وسلك المنشار ثم إدراجه في فتحات من رقصة. (طبع بإذن من الأنسجة المهندس الجزء C، 2013، 19 (4)، 271-280) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig5large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt= &quot;الشكل 6&quot; SRC = &quot;/ ملفات / ftp_upload / 52940 / 52940fig6.jpg&quot; /&gt; تم تنفيذ Ostectomy Ostectomy وتم سحب رأى جيجلي: الرقم 6. (طبع بإذن من الأنسجة المهندس الجزء C، 2013، 19 (4)، 271-280) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig6large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الرقم 7" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig7.jpg" /> الرقم 7: مسامير الداخلية قفل تمت إزالة تهزهز والأخيرين الخناق مقفل. كانت العيوب قطعي ثم إما اليسار فارغة أو مملوءة المواد التي تم اختبارها. (طبع بإذن من الأنسجة المهندس الجزء C، 2013، 19 (4)، 271-280) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig7large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img al<html> ر = &quot;الشكل 8&quot; SRC = &quot;/ ملفات / ftp_upload / 52940 / 52940fig8.jpg&quot; /&gt; الرقم 8: الممثل ما بعد الجراحة الأشعة وسهمي μCT إعادة بناء العظام فخذي من الفئران عظم الفخذ مع الخلل منها إما اليسار فارغة (AE)، أو مليئة الهائل الكسب غير المشروع العظام syngenic (FJ)، أو مليئة السقالات المرجانية أكروبورا الضخمة (KO. )؛ فورا بعد الجراحة (A، F، K)، وبعد 4 أسابيع من الجراحة (B، G، L)، بعد 6 أسابيع من الجراحة (C، H، M)، وبعد 10 أسابيع من الجراحة (D، E، I، J، N ، O) (لوحة طول = 10 مم). (طبع بإذن من الأنسجة المهندس الجزء C، 2013، 19 (4)، 271-280) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig8large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> ملفات / ftp_upload / 52940 / 52940fig9.jpg &quot;/&gt; وقد لوحظ الممثل صورة شعاعية، μCT إعادة الإعمار والأنسجة من العيب معبأ مع سقالة كورال اختبارها في الدراسة هناك كمية كبيرة من العظام التي شكلت حديثا في الفترات الفاصلة بين المحيطة الحواف العظمية والسقالة المرجانية.: الرقم 9. في المقابل، كان العظم القليل الحالي داخل سقالة. البقع: Stevenel الأزرق وفون Gieson picrofuchsin. في ظل هذه الظروف، ملطخة العظام والخلايا، والمرجان الأحمر، الأزرق، والبني، على التوالي. شريط مقياس = 500 ميكرون. ACS = أكروبورا سقالة المرجانية. BN = العظام. (طبع بإذن من الأنسجة المهندس الجزء C، 2013، 19 (4)، 271-280) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig9large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الرقم 10" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig10.jpg" /> الرقم 10: ممثلى أعضاء<html> sentative الأنسجة من العيب اليسار الخالي (A)، مليئة ضخمة Syngenic العظام الكسب غير المشروع (ب)، ومليئة المرجان سقالة (C). وفي عيب تركت فارغة، التقريب من العظمية حواف مع ملء القناة النخاعية وأنسجة ليفية وفيرة عميقة في عيب لوحظت. في خلل مليئة الهائل الكسب غير المشروع العظام syngenic، وقد لوحظ استمرارية العظم بين الكسب غير المشروع والمحيطة الحواف العظمية. كان نخاع العظام موجودة في جميع أنحاء تجويف الأصلي. في خلل مليئة سقالة المرجانية، وقد لوحظ العظام التي شكلت حديثا بين المحيطة الحواف العظمية والسقالة المرجانية، ولكن العظام القليل الحالي داخل سقالة. البقع: Stevenel الأزرق وفون Gieson picrofuchsin. في ظل هذه الظروف، ملطخة العظام والخلايا، والمرجان الأحمر، الأزرق، والبني، على التوالي. شريط مقياس = 500 مم. ACS، سقالة المرجانية. BN، العظام، BM، ونخاع العظام. FT، النسيج الليفي. (طبع بإذن من الأنسجة المهندس الجزء C، 2013، 19 (4)، 271-280)OAD / 52940 / 52940fig10large.jpg &quot;الهدف =&quot; _ فارغة &quot;&gt; الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. <img alt="الرسوم المتحركة الشكل 11" src="/files/ftp_upload/52940/52940animfig1.jpg" /> الرسوم المتحركة / فيديو الشكل 1: فيديو ممثل مشية من بعد العملية الجراحية الماوس يوم واحد. الوزن الكامل لوحظ تأثير. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/Animated_Figure1.MOV" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض هذا الفيديو.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis at JoVE.com

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

إنشاء القطاعي فخذي الحرجة حجم عيب النموذجي في الفئران استقرت بواسطة لوحة تثبيت طرفي العظم

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

establishment-segmental-femoral-critical-size-defect-model-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

10.0K Views.  Université Paris Diderot. Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Video: Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

Establishment and Propagation of Human Retinoblastoma Tumors in Immune Deficient Mice

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited time. These cultured tumorspheres may exhibit markedly different cellular phenotypes when compared to the original tumors. Demonstration that cultured cells have the capability of forming new tumors is important to ensure that cultured cells model the biology of the original tumor. 
Here we present a protocol for propagating human retinoblastoma tumors in vivo using Rag2-/- immune deficient mice. Cultured human retinoblastoma tumorspheres of low passage or cells obtained from freshly harvested human retinoblastoma tumors injected directly into the vitreous cavity of murine eyes form tumors within 2-4 weeks. These tumors can be harvested and either further passaged into murine eyes in vivo or grown as tumorspheres in vitro. Propagation has been successfully carried out for at least three passages thus establishing a continuing source of human retinoblastoma tissue for further experimentation. 
Wesley S. Bond and Lalita Wadhwa are co-first authors.

A method is described to propagate human retinoblastoma tumors in mice. Tumor cells are directly injected into the eyes of immune deficient mice. Secondary tumors have been successfully established using both cells directly harvested from human tumors and cultured tumorspheres.

إنشاء والدعوة للأورام الشبكية الإنسان في الفئران أن نقص المناعة

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited ...

Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models

The mechanical environment around the healing of broken bone is very important as it determines the way the fracture will heal. Over the past decade there has been great clinical interest in improving bone healing by altering the mechanical environment through the fixation stability around the lesion. One constraint of preclinical animal research in this area is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a large segmental defect as well as osteotomies as they heal. In this paper we report on the design and use of an external fixator to study the healing of large segmental bone defects or osteotomies. This device not only allows for controlled axial stiffness on the bone lesion as it heals, but it also enables the change of stiffness during the healing process in vivo. The conducted experiments have shown that the fixators were able to maintain a 5 mm femoral defect gap in rats in vivo during unrestricted cage activity for at least 8 weeks. Likewise, we observed no distortion or infections, including pin infections during the entire healing period. These results demonstrate that our newly developed external fixator was able to achieve reproducible and standardized stabilization, and the alteration of the mechanical environment of in vivo rat large bone defects and various size osteotomies. This confirms that the external fixation device is well suited for preclinical research investigations using a rat model in the field of bone regeneration and repair.

One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

تصلب قابل للتعديل، التبعي الخارجي للفأر عظم الفخذ العظم والقطاعي العظام عيب نماذج

The mechanical environment around the healing of broken bone is very important as it determines the way the fracture will heal. Over the past decade there ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

بسيطة الحرجة الحجم فخذي عيب النموذجي في الفئران

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

A Reliable and Reproducible Critical-Sized Segmental Femoral Defect Model in Rats Stabilized with a Custom External Fixator

Orthopedic research relies heavily on animal models to study mechanisms of bone healing in vivo as well as investigate the new treatment techniques. Critical-sized segmental defects are challenging to treat clinically, and research efforts could benefit from a reliable, ambulatory small animal model of a segmental femoral defect. In this study, we present an optimized surgical protocol for the consistent and reproducible creation of a 5 mm critical diaphyseal defect in a rat femur stabilized with an external fixator. The diaphyseal ostectomy was performed using a custom jig to place 4 Kirschner wires bicortically, which were stabilized with an adapted external fixator device. An oscillating bone saw was used to create the defect. Either a collagen sponge alone or a collagen sponge soaked in rhBMP-2 was implanted into the defect, and the bone healing was monitored over 12 weeks using radiographs. After 12 weeks, rats were sacrificed, and histological analysis was performed on the excised control and treated femurs. Bone defects containing only collagen sponge resulted in non-union, while rhBMP-2 treatment yielded the formation of a periosteal callous and new bone remodeling. Animals recovered well after implantation, and external fixation proved successful in stabilizing the femoral defects over 12 weeks. This streamlined surgical model could be readily applied to study bone healing and test new orthopedic biomaterials and regenerative therapies in vivo.

In vivo mammalian models of critical-sized bone defects are essential for researchers studying healing mechanisms and orthopedic therapies. Here, we introduce a protocol for the creation of reproducible, segmental, femoral defects in rats stabilized using external fixation.

نموذج موثوق بها واستنساخه الحرجة الحجم القطاعي فخذي عيب في الفئران التي استقرت مع التبعي خارجية المخصصة

Orthopedic research relies heavily on animal models to study mechanisms of bone healing in vivo as well as investigate the new treatment techniques. ...

Bioengineering

A Minimally Invasive Model to Analyze Endochondral Fracture Healing in Mice Under Standardized Biomechanical Conditions

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an increased use of mouse models in orthopedic research was noted, most probably because mouse models offer a large number of genetically-modified strains and special antibodies for the analysis of molecular mechanisms of fracture healing. To control the biomechanical conditions, well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory, also in mice. Here, we report on the design and use of a closed bone healing model to stabilize femur fractures in mice. The intramedullary screw, made of medical-grade stainless steel, provides through fracture compression an axial and rotational stability compared to the mostly used simple intramedullary pins, which show a complete lack of axial and rotational stability. The stability achieved by the intramedullary screw allows the analysis of endochondral healing. A large amount of callus tissue, received after stabilization with the screw, offers ideal conditions to harvest tissue for biochemical and molecular analyses. A further advantage of the use of the screw is the fact that the screw can be inserted into the femur with a minimally invasive technique without inducing damage to the soft tissue. In conclusion, the screw is a unique implant that can ideally be used in closed fracture healing models offering standardized biomechanical conditions.

This protocol describes a minimally invasive osteosynthesis technique using an intramedullary screw for standardized stabilization of femur fractures, which can be used to analyze endochondral bone healing in mice.

نموذج مينيملي لتحليل الكسر Endochondral الشفاء في الفئران تحت ظروف النشاط الحيوي موحدة

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an ...

The Generation of Closed Femoral Fractures in Mice: A Model to Study Bone Healing

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies that promote efficient bone healing are non-existent and in high demand. Effective and reproducible animal models of fractures healing are needed to understand the complex biological processes associated with bone regeneration. Many animal models of fracture healing have been generated over the years; however, murine fracture models have recently emerged as powerful tools to study bone healing. A variety of open and closed models have been developed, but the closed femoral fracture model stands out as a simple method for generating rapid and reproducible results in a physiologically relevant manner. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice and facilitate a post-fracture stabilization of the femur by inserting an intramedullary steel rod. Although devices such as a nail or a screw offer greater axial and rotational stability, the use of an intramedullary rod provides a sufficient stabilization for consistent healing outcomes without producing new defects in the bone tissue or damaging nearby soft tissue. Radiographic imaging is used to monitor the progression of callus formation, bony union, and subsequent remodeling of the bony callus. Bone healing outcomes are typically associated with the strength of the healed bone and measured with torsional testing. Still, understanding the early cellular and molecular events associated with fracture repair is critical in the study of bone tissue regeneration. The closed femoral fracture model in mice with intramedullary fixation serves as an attractive platform to study bone fracture healing and evaluate therapeutic strategies to accelerate healing.

The murine closed femoral fracture model is a powerful platform to study fracture healing and novel therapeutic strategies to accelerate bone regeneration. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice using an intramedullary steel rod to stabilize the femur.

جيل كسور الفخذ مغلقة في الفئران: نموذج لدراسة شفاء العظام

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies ...

Transverse Fracture of the Mouse Femur with Stabilizing Pin

Fracture repair is an essential function of the skeleton that cannot be reliably modeled in vitro. A mouse injury model is an efficient approach to test whether a gene, gene product or drug influences bone repair because murine bones recapitulate the stages observed during human fracture healing. When a mouse or human breaks a bone, an inflammatory response is initiated, and the periosteum, a stem cell niche surrounding the bone itself, is activated and expands. Cells residing in the periosteum then differentiate to form a vascularized soft callus. The transition from the soft callus to a hard callus occurs as the recruited skeletal progenitor cells differentiate into mineralizing cells, and the bridging of the fractured ends results in the bone union. The mineralized callus then undergoes remodeling to restore the original shape and structure of the healed bone. Fracture healing has been studied in mice using various injury models. Still, the best way to recapitulate this entire biological process is to break through the cross-section of a long bone that encompasses both cortices. This protocol describes how a stabilized, transverse femur fracture can be safely performed to assess healing in adult mice. A surgical protocol including detailed harvesting and imaging techniques to characterize the different stages of fracture healing is also provided.

This protocol describes a method to perform fractures on adult mice and monitor the healing process.

كسر عرضي لعظم عظم الفخذ مع دبوس التثبيت

Fracture repair is an essential function of the skeleton that cannot be reliably modeled in vitro. A mouse injury model is an efficient approach to test ...

Biology

Establishing a Diaphyseal Femur Fracture Model in Mice

Bones have a significant regenerative capacity. However, fracture healing is a complex process, and depending on the severity of the lesions and the age and overall health status of the patient, failures can occur, leading to delayed union or nonunion. Due to the increasing number of fractures resulting from high-energy trauma and aging, the development of innovative therapeutic strategies to improve bone repair based on the combination of skeletal/mesenchymal stem/stromal cells and biomimetic biomaterials is urgently needed. To this end, the use of reliable animal models is fundamental to better understanding the key cellular and molecular mechanisms that determine the healing outcomes. Of all the models, the mouse is the preferred research model because it offers a wide variety of transgenic strains and reagents for experimental analysis. However, the establishment of fractures in mice may be technically challenging due to their small size. Therefore, this article aims to demonstrate the procedures for the surgical establishment of a diaphyseal femur fracture in mice, which is stabilized with an intramedullary wire and resembles the most common bone repair process, through cartilaginous callus formation.

This protocol describes a surgical procedure for the establishment of a diaphyseal fracture in the femur of mice, which is stabilized with an intramedullary wire, for fracture healing studies.

إنشاء نموذج كسر عظم الفخذ الحجابي في الفئران

Bones have a significant regenerative capacity. However, fracture healing is a complex process, and depending on the severity of the lesions and the age ...

<meta charset="utf8"></head><body>استخدام تثبيت الصفائح لدراسة التئام العظام وتجديد الأطراف في Axolotls

Stabilizing a Femur Osteotomy with a Plate Fixation in Ambystoma mexicanum

The axolotl (Ambystoma mexicanum) is a promising model organism for regenerative medicine due to its remarkable ability to regenerate lost or damaged organs, including limbs, brain, heart, tail, and others. Studies on axolotl shed light on cellular and molecular pathways ruling progenitor activation and tissue restoration after injury. This knowledge can be applied to facilitate the healing of regeneration-incompetent injuries, such as bone non-union. In the current protocol, the femur osteotomy stabilization using an internal plate fixation system is described. The procedure was adapted for use in aquatic animals (axolotl, Ambystoma mexicanum). &#8805;20 cm snout-to-tail tip axolotls with fully ossified, mouse-size comparable femurs were used, and special attention was paid to the plate positioning and fixation, as well as to the postoperative care. This surgical technique allows for standardized and stabilized bone fixation and could be useful for direct comparison to axolotl limb regeneration and analogous studies of bone healing across amphibians and mammals.

<meta charset="utf8"></head><body>تسليط الضوء على المؤلف: استكشاف التجديد في Axolotls من خلال رؤى في الآليات الخلوية والجزيئية ، وشفاء العظام ، والآثار المترتبة على العلاجات البشرية

A protocol for femoral osteotomy surgery with the use of internal plate fixation in mature axolotls is presented. The procedure can be used to perform comparative studies on limb regeneration and fracture healing in aquatic amphibians.

تثبيت قطع عظم الفخذ مع تثبيت الصفائح في Ambystoma mexicanum

The axolotl (Ambystoma mexicanum) is a promising model organism for regenerative medicine due to its remarkable ability to regenerate lost or damaged ...

إنشاء القطاعي فخذي الحرجة حجم عيب النموذجي في الفئران استقرت بواسطة لوحة تثبيت طرفي العظم

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

إنشاء والدعوة للأورام الشبكية الإنسان في الفئران أن نقص المناعة

تصلب قابل للتعديل، التبعي الخارجي للفأر عظم الفخذ العظم والقطاعي العظام عيب نماذج

بسيطة الحرجة الحجم فخذي عيب النموذجي في الفئران

نموذج موثوق بها واستنساخه الحرجة الحجم القطاعي فخذي عيب في الفئران التي استقرت مع التبعي خارجية المخصصة

نموذج مينيملي لتحليل الكسر Endochondral الشفاء في الفئران تحت ظروف النشاط الحيوي موحدة

جيل كسور الفخذ مغلقة في الفئران: نموذج لدراسة شفاء العظام

كسر عرضي لعظم عظم الفخذ مع دبوس التثبيت

إنشاء نموذج كسر عظم الفخذ الحجابي في الفئران

تثبيت قطع عظم الفخذ مع تثبيت الصفائح في Ambystoma mexicanum

تثبيت قطع عظم الفخذ مع تثبيت الصفائح في Ambystoma mexicanum