著者は、原稿の彼女の貴重なコメントをレナBiziosに感謝したいです。

倫理に関する声明：本研究で使用したマウスは、「実験動物の管理と利用」のための欧州委員会（指令63分の2010 / EUと欧州条約ETS 123）によって公表ガイドラインに従って処理しました。実験プロトコルは、医学Lariboisièreサン・ルイの教員の倫理委員会（CEEA LV / 2010-01-04）によって承認されました。 1.動物<ol><li> （10週齢）無胸腺マウスを使用してください。陰性対照群として、空のままに欠陥を持つ6匹のマウスの最小数を使用してください。 </li></ol> 2.足場の準備<ol><li> 同系移植片の準備 <ol><li> 6匹の動物の最小数と対照群を提供するために、欠陥を埋めるために、骨の同系移植を使用します。 </li><li> 「空のままに欠陥や「サンゴ骨格」グループで満たされた欠陥のいずれかに属するマウスから大腿骨を摘出し、収穫することにより、骨同系移植片を得る（第ある骨同系移植片）11を収集するために余分な動物の使用を回避します。 </li><li>リン酸緩衝生理食塩水（PBS）で切除された骨をフラッシュし、湿ったガーゼの圧縮を使用して無菌に保ちます。 </li></ol></li><li> サンゴ骨格の準備 <ol><li> ミドリイシ属 ：天然サンゴから作られている足場を使用してください。サンゴ外骨格キューブ、6匹の動物の最小の潜在的な骨代用として3×3×3ミリメートル。 </li><li>手で筒状（;直径2mm 3.5高さ）への各サンゴキューブを彫ります。 </li><li> （20分間121°C）オートクレーブで各足場を殺菌、滅菌PBSでそれを洗って、マウスに移植する前に24時間完全培地（α-MEM）でそれを浸し。 </li></ol></li></ol> 3.麻酔手続きと鎮痛<ol><li>ブプレノルフィンの皮下注射（0.1ミリグラム/ kgの動物の体重）による予防的鎮痛、麻酔の前に15分を提供します。 </li><li>動物に軟膏を適用します。動物が麻酔下にある間目は30分毎に乾燥を防ぐために。 </li><li>低体温症を防ぐために、加温パッドの上にマウスを置きます。 </li><li> 外科手術中に麻酔や鎮痛 <ol><li>腹腔キシラジン（8mg / kg）とケタミン（100mg / kg）を含む溶液を注入します。 </li><li>フロー・バイ（50ml /分）を介して酸素を届けます。 </li><li>有害刺激（ 例えば 、しっかりとつま先のピンチ）への良好な筋弛緩と動物の応答の欠如が存在することによって麻酔の十分な深さを確認してください。 </li><li>皮下微生物の予防としてのエンロフロキサシンの単回投与（0.05ミリグラム/キログラム）を注入します。 </li></ol></li><li> 術後鎮痛 <ol><li>ブプレノルフィンの皮下注射（0.1mg / kg）3日間連続して12時間ごとにより術後鎮痛を提供します。 </li></ol></li><li> 画像診断手順中に麻酔 <ol><li> anesthetizinにマウスを置きますグラムボックス、次に誘導し、それぞれ、酸素で約4％、2％イソフルランを用いて麻酔を維持します。 </li><li>良い動物の筋肉の弛緩と運動の欠如によって麻酔の十分な深さを確認してください。 </li></ol></li><li> 回復条件 <ol><li>完全に回復するまで加温パッドの上にマウスを保ちます</li><li>それは手術後胸骨横臥位を維持するのに十分な意識を取り戻したまで無人の動物を放置しないでください。 </li><li>完全に回復するまで、他の動物の会社に手術を受けた動物を返さないでください。 </li></ol></li><li> 術後条件 <ol><li> 3日目の後にケージに4によってマウスをホストする最初の3日間で別々にマウスをホストします。 </li><li>水と適合した食品を自由に提供します。術後期間を通じて任意の活動制限なし、重量クマにマウスを許可します。 </li></ol></li></ol> 4.外科的手順：大腿骨部分欠損モデル11,12 <ol><li>麻酔後、エクステンションの左後肢に腹側横臥位で各マウスを置きます。 </li><li> 5分間、10％ポビドンヨードを使用して、無菌手術のために手足をスクラブした後、滅菌表面を（無菌透明ドレープが処置中に呼吸運動をモニターすることができるようにするために使用されている）を作成するために四肢の下に滅菌ドレープを配置します。ケアは、処置中に手術野の無菌性を維持するために取られます。 </li><li>後膝関節に股関節から延びる、大腿骨の前外側面の上に17ミリ縦皮膚切開 - 15にします。 </li><li> 大腿筋膜を切開、 外側広筋の筋と上腕二頭筋は、大腿骨骨幹の全長を露出させるために筋肉を大腿分割します。注意尾側坐骨神経を維持するように注意すべきであり、遠位関節カプセル（ 図1）。 </li><li>大腿骨骨幹の博覧会を強化するために、必ず、 臀筋と上腕二頭筋は、3 番目の大転子から大腿横断。 </li><li>骨幹の中央に大腿骨の円形の切開を行います。 </li><li> 6ホールのチタンマイクロロッキングプレートを適用します（長い10ミリメートル、幅1.5mm、重量：30 mg）を前方大腿骨側に。 注：円錐筒部に凹んでいるプレートの穴、チタンセルフタッピング固定ネジを受け入れる（2ミリメートル、長、0.47ミリメートル外径、重量：5 mgを、ヘッドねじの下面は、内ロック可能にするためのねじでロックされたときにオフにねじるステムに接続されているプレート穴）。 </li><li> 0.3ミリメートルドリルビットと専用エンジンパワーまたは約500 mWの12 2,500rpmで操作する非専用のエンジンパワー）のいずれかを使用して、プレートの最も近位の穴を開けます。 </li><li>専用のドライバを使用して第1のねじを挿入します （ 図2）それをロックします。 注：トンのアラインメントので、プレートは、この第1のねじを適用することによって決定され、彼は、ねじを挿入する際に大腿骨にプレートを平行に配置することが重要です。 </li><li>ネジ（ 図3）を挿入し、ロックし、同様の方法で、プレートの最も遠位の穴を開けます。 </li><li>他の2つの外側のネジを挿入し、ないロックを行いません。 </li><li>ジーリは内外方向の配向で骨の周りに密接に見た0.22ミリメートルのワイヤを配置し、治具（ 図4）のスロットに挿入します。 </li><li> 2最後のネジのステム上の専用治具を挿入し、プレート（ 図5）の上にそれを適用します。 </li><li>ジーリを使用して、3.5ミリメートル、長半ば骨幹大腿骨切除を行い、熱壊死を防ぐために（無菌の等張食塩水を使用して）、灌漑の下を見ました。外科医のアシスタントは、治具を取りました。外科医が一定の定常張力を加える必要があります。ソーワイヤーをもつれするとワイヤの中央三分の二を使わないように注意すること。元は避けてくださいストレート骨カットを得るためにセスの動き（ 図6）。 </li><li>骨切除後、ジリソーを削除します。軟部組織の損傷を避けるために、一方の側で骨にソーワイヤーの近くをカット。 </li><li>治具を外し、最後の二つのネジ（ 図7）をロックします。 </li><li>いずれかの空の分節の欠陥を残したり、外科的に欠陥の内側に、試験すべき材料を置くことによって、それを埋めます。 </li><li>多量の無菌の等張生理食塩水で手術野をすすぎます。 </li><li>プレートの上にゆるく外側広筋の筋を配置します。単純連続縫合パターンおよび5.0 glycomer 631縫合糸を使用して、筋膜および皮下面を閉じます。 4.0 glycomer 631縫合糸を使用して単純結節縫合パターンで皮膚を閉じます。あるいは、皮膚接着剤を用いて皮膚を閉じることも可能です。 </li></ol>骨再生のインビボアセスメント5. <ol><li>麻酔下のマウスと、X線撮影を行います従来のX線の両方を使用して縦様式で評価（26 kVで10秒間、2倍の倍率、20本/ mmの空間分解能）と高解像度マイクロコンピュータ断層撮影（μCT）。 </li><li> μCT分析のために、（0.8ミリメートルのアルミニウムフィルター、0.7ºの回転ステップ、及び180ºの断層回転を使用して、40ミリ秒の露光時間で、50キロボルト478 MA）36ミクロンの解像度で画像を取得します。常駐ソフトウェアを使用して画像を分析します。 </li></ol>骨再生の6 エクスビボアセスメント<ol><li> 10週間手術後、酸素中でイソフルランを用いて麻酔を誘導し、その後、バルビツール酸の過剰投与（ペントバルビタールの1ミリリットル）の腹腔内注射によってマウスを生け贄に捧げます。 </li><li>大腿骨を切除、筋肉組織を重ねる削除し、4日間、4％パラホルムアルデヒド（pH7.4）中の骨片を固定します。 </li><li>パラホルムアルデヒドのFIXa後の各切除した骨検体からプレートとネジを外しまする。 </li><li> ex vivoで μCT解析 <ol><li> 75％のアルコールを満たしたポリエチレンチューブにそれぞれ切り出し、固定骨を置き、ex vivoで μCTを使用してそれを分析。 </li><li> 、80 kVの100μA（千ミリ秒の露光時間、アルミ0.5フィルタ、および4μmのカメラの画素サイズ（7ミクロンのボクセルサイズで2400 X 4000）で0.9ºの各回転増分の平均4つのフレームを画像を取得します。 </li><li>常駐ソフトウェアとのハミングフィルタ逆投影を用いた3次元画像（13ミクロンの平均ボクセルサイズ）を再構成します。 </li><li>骨形成の定量分析のために、欠陥に対応する注目の決定と一貫性のある地域の鉱化組織（45グレースケール指数の低い灰色のしきい値と240グレースケール指標の上位グレーしきい値）の容積を得るために、常駐ソフトウェアを使用しています。 </li><li>同じREGで各マウスについて同様に分析を実行します関心のイオン。 </li><li>骨癒合率とグループ間の関心領域における鉱化組織の容積を比較する - 一方通行の分析試験（95％であり、p &lt;0.05で有意レベル信頼区間）を使用します。 </li></ol></li><li> 組織学的分析 <ol><li>埋め込みは、各切除し、メタクリル酸メチル樹脂で大腿骨を固定し、非脱灰組織学のためにそれを処理します。 </li><li>円形水冷式ダイヤモンドソーを用いて、肉厚部（200ミクロン）に縦に各骨片をカットします。 </li><li> 、100μmの厚さまで、各骨片部を挽く、それを磨き、そしてStevenel青とファン・ギーソンpicrofuchsin汚れを使用して、それを染色。 注：染色後、細胞を光学顕微鏡下で茶色青、ピンクで骨、サンゴに表示されます。 </li></ol></li></ol>

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</ol>

著者は、彼らが競合する金融利害関係を持たないことを宣言します。

マウスにおける整形外科関連材料及びデバイスの異所性移植は、一般に、様々な足場13,14の容量が骨形成を評価するために行われます。重要な違いは、しかし、ネイティブの骨形成のシグナル伝達因子およびホスト骨形成細胞とのパラクリン相互作用を含む異所性および同所性モデル、間に存在します。 本研究は、再現性のネズミ大きなセグメントを確立し、重要なサイズの大腿骨欠陥（3.5ミリメートル、大腿骨の長さの20〜25％）。このような欠陥の大きさや、得られたプレート骨接合により提供される安定性を考慮すると、このモデルは、臨床的に遭遇萎縮性骨非組合を模倣します。 本研究で選択した術後の期間、8〜12週間4,9,15,16の後、充分な治癒の欠如を示す、先に述べた非組合モデルマウスに沿ったものです。 最も重要なのは、reproducibleと安定した骨接合術だけでなく、移植骨代替物の安定性は、ロッキングプレートと骨切除を実行するための治具の両方を使用してかなりの罹患率と死亡率1,2せずに得られました。この結果はまた、創外固定器または髄内釘のいずれかを4,5,17-24使用されたときに報告された結果を対比しています。創外固定器のための潜在的な短所は次のとおりです。剛性の変動、ピントラクトの感染症、ピンの緩みは、ピンと材料の重量（マウスの体重の4〜20％）に起因する負傷を電位。髄内釘のための潜在的な短所は次のとおりです。ネイルや関節面の医原性損傷と骨髄腔の充填を。 他のネズミ分節、プレート骨接合することによって安定化の重要なサイズの大腿骨欠陥がバリで作成された骨欠損して説明し、1.5〜2 mmの長さ16,25に至るまでされています。目でE現在のモデル、治具やソーワイヤーの使用はかなりの筋肉の外傷のない正確な3.5ミリメートル長骨切除を可能にしました。 しかし、一つは考慮いくつかの重要なポイントを取るべき手順を実行するのに成功します（8週間の下で25グラムまたは歳未満の体重のいずれかでのヌードマウス）小さなマウスを使用しないでくださいそれ以外の板が長すぎるすべきです。大腿骨に接近すると、遠位尾側坐骨神経や関節包の両方を維持するために注意してください。大腿骨の前方側のプレートを適用し、プレートの位置合わせは、この第1のねじの用途によって決定されているので、この第1のねじを挿入する際に大腿骨にプレートを平行に配置するために注意してください。 骨切除を行う前に、筋肉の外傷を避けるために骨幹の中央に大腿骨の円形切開を行うように注意してください。骨切除を行う場合には、外科医のアシスタントがしっかりとガイドとシュールを保持する必要がありますGEONは、一定の安定したテンションをかけながら（ii）の線の真ん中の三分の二を使用すること、および（iii）ストレート骨カットを得るために、過剰な動きを避けるために、（ⅰ）ソーワイヤーをもつれないように注意する必要があります。 本モデルは、骨移植片が使用されて設けられた骨の治癒が可能です。また、このモデルは、ヒト由来の移植片または細胞のいずれかは、よく標準化され、大規模な、分節、骨欠損で使用されている骨代替戦略に関与するメカニズムのさらなる研究を可能にします。 また、改良及び整形外科関連研究における動物の使用の減少を必要とする現在の傾向に沿って、このモデルは、生物発光などのインビボイメージング技術と組み合わせて使用することができます。このような非侵襲性の技術は、動物の犠牲26を必要とせずに両方の移植細胞の生存および組織の治癒を監視可能にします。 現在のモデルの主な制限は両方とも耐荷重条件、彼らは完全にヒトでの臨床的に遭遇するものを模倣していないため、作成した骨欠損のボリューム。モデルの他の制限は、（i）ex vivoで μCT分析の前にプレートの除去を必要とする場合があり、縦方向の放射線検査結果の解釈を複雑にする可能性があるプレートの放射線不透過性とは、（ii）はできないことは、プレートの剛性を調節するためにしています骨形成27-30における主要な機械的パラメータであってもよいです。 骨同系移植片、または（特に炭酸カルシウム）のミネラル成分を含む他の足場のいずれかを使用した場合、新たに形成された骨密度は、部分的に重なっているため一つは、いくつかのバイアスがマイクロCT解析のセグメンテーションプロセスに導入されていること、また、心に留めておく必要があります同系移植片の密度や足場の密度のいずれか。骨体積は、マイクロCT解析によって得られる。このような理由から、主に石灰化した組織（新しく形成された骨の量を反映プラス代用骨）11,26,31。

大規模な骨幹骨欠損は、整形外科医にとって大きな挑戦です。現在、ゴールド標準治療として考慮自家骨移植と骨の交換は、限られた供給であり、収穫関連の罹患率と関連しています。これらの理由から、骨伝導足場と骨髄間葉系幹細胞を結合組織工学骨の構築物は、整形外科手術における自家移植のための代替として検討されています。 以下のような（これまでに、研究のほとんどは、イヌ、ブタやヒツジ1-3のような臨床的に関連する動物モデルで行われているが、小動物モデルにおいて同所、分節、重要なサイズの骨欠損におけるこれらの構築物の予備的評価マウス）は、いくつかの利点を有することができる：（I）低コスト、（ii）は、動物の多数を操作することができます。 （iii）の大型動物モデルとは対照的に、マウス系統の均一性は、足場吸収Aの個々の変動を制限しますND骨形成と、 （iv）の最も重要なのは、特異的抗体および遺伝子標的動物の可用性は、骨の治癒に関与する生物学的プロセスの評価を可能にします。最後になりましたが、マウスの免疫不全株の使用はまた、マウスにおいて有害な免疫応答せずにグラフトまたはヒト由来の細胞のいずれかを用いた研究を可能にします。 上記の利点にもかかわらず、マウスでの大規模な骨幹骨欠損モデルは疎です。このようなモデルの大部分は（従って、試験される材料の量を制限する）骨髄腔を満たす髄内ピンが骨固定を使用しても、回転と軸方向の安定性2,4-7を提供しないことにより、再現性を妨げます。 現在の研究の目的は、（i）正確で再現性のロッキングプレートosteosynthによって安定化され、再現性、重要なサイズ、分節、マウスでの大腿骨欠陥モデルを記述するために、臨床骨癒合の状況を模倣しています安定性の高い生体力学的環境8-10を提供ESIS。 （II）は、2つの潜在的な代用骨を有する本モデルを説明するために骨形成がそれを使用することができる分析について説明します。

<table><tbody><tr><td>&amp;alpha;-MEM , Minimum Essential Medium Eagle</td><td>Sigma-Aldrich, France</td><td>M4526</td><td>500 ml&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Acropora&lt;/em&gt; sp. coral exoskeleton cubes, Biocoral&amp;reg;</td><td>Biocoral&amp;reg;, Inoteb, France</td><td></td><td>3 x 3 x 3 mm cubes, autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization</td></tr><tr><td>Buprenorphine, Buprecare&amp;reg;</td><td>Axience, Pantin, France</td><td></td><td>0.3 mg/ml</td></tr><tr><td>Xylazine, Rompun&amp;reg; 2%</td><td>Bayer HealthCare, Puteaux, France</td><td>20 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine, Ketamine 500&amp;reg;</td><td>Virbac, Carros, France</td><td></td><td>50 mg/ml</td></tr><tr><td>Isoflurane, For&amp;egrave;ne&amp;reg;</td><td>Abbott, Arcueil, France</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Enrofloxacine, Baytril&amp;reg; 5%</td><td>Bayer HealthCare, Puteaux, France</td><td>50 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital, Dolethal&amp;reg;</td><td>V&amp;eacute;toquinol, Lure, France</td><td></td><td>182.2 mg/ml</td></tr><tr><td>Anesthetizing box</td><td>Ugo Basile, Gemonio, Italy</td><td>7900/10</td><td></td></tr><tr><td>Plastic transparent sterile drape, BusterOpCover 30 x 45 cm</td><td>Buster, Coveto, Montagu, France</td><td>613867</td><td></td></tr><tr><td>10% povidone iodine, V&amp;eacute;t&amp;eacute;dine&amp;reg; Solution</td><td>V&amp;eacute;toquinol, Lure, France</td><td></td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Titanium micro- locking plate, MouseFix Plate XL</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.401.120</td><td>6 holes, 10 mm long and 1.5 mm wide, autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>0.3 mm drill bit, Drill Bit 0.30 mm</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.592.200</td><td>autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>Engine power</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>AccuPen</td><td>Cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>Screw driver, Handrill</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.390.130</td><td>autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>Self-tapping locking screws, MouseFix Screw 2 mm</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.401.100</td><td>2 mm long, 0.47 mm outer diameter and 0.34 mm core diameter, autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>Jig, MouseFix XL Drill and Saw Guide</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.301.103</td><td>3.5 mm between the slots, autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>0.22-mm Gigli saws (0.22 mm Saws)</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5.0 glycomer 631, Biosyn</td><td>Covidien, V&amp;eacute;toquinol, Lure, France</td><td></td><td>Tapper-cut needle</td></tr><tr><td>4.0 glycomer 631, Biosyn</td><td>Covidien, V&amp;eacute;toquinol, Lure, France</td><td></td><td>Tapper-cut needle</td></tr><tr><td>X-ray, MX20</td><td>Faxitron X-ray Corp, Edimex, Le Plessis Grammorie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;i&gt;In vivo&lt;/i&gt; high-resolution microcomputed tomography, Skyscan 1176</td><td>Skyscan, Aartselaar, Belgium</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;i&gt;Ex vivo&lt;/i&gt; high-resolution microcomputed tomography, Skyscan 1172</td><td>Skyscan, Aartselaar, Belgium</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Resident software: Nrecon (v1.6.9) / Ctan (v.1.14.4)</td><td>Skyscan, Aartselaar, Belgium</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

establishment of a segmental femoral critical-size defect model in mice stabilized by plate osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

前述の外科的処置は、45から60分まで続きました。骨切除や骨接合は、外科医の助手の助けを借りなく、任意の拡大システムを使用せずに実行することが容易でした。術中合併症は起こりませんでした。 18マウス11上の予備研究では、術後のX線写真は、骨欠損の長さ（3.43±0.12ミリメートル）と（抑圧関節腔とプレートの先端部との間の距離= 2.65±0.56ミリメートル）板位置決めが再現性があったという証拠を提供しました。 麻酔関連の死亡率は約5％でした。 操作肢の機能回復は、全ての動物において優れていたし、フル体重負荷は、手術の翌日（アニメーション図1）以内に観察されました。骨接合（プレートとネジ）の重量は、pで使用しました再送の研究では、マウスの体重の約0.1％でした。いいえ術後合併症（ 例えば、創傷感染、インプラント失敗、骨移植片の移行など ）が発生していません。 cagematesに起因するいかなる自己傷害または損傷は発生しませんでした。 外科的に誘導された骨欠損を空のままにした場合には、有意な骨形成が一貫性の骨非組合と認められませんでした。欠陥が同系移植片又はサンゴ骨格のいずれかを満たした場合は対照的に、近位および遠位骨端から延びる新たに形成された骨が観察されました。骨形成は、同系移植片（図8）で処置したほとんどの欠陥が骨の連続性の再確立を許可一方また、これはこの物質が充填された欠陥にサンゴ骨格の内部に観察されました。実際には、何の骨が骨の端から1ミリメートルよりも大きな距離で観察されませんでした。すべての組織における軟骨の不在は、の証拠を提供し、結果を分析します達成骨接合の安定性（図9、図10）。 X線写真およびマイクロCTは、骨癒合は10週間移植後、欠陥左空のグループの任意の動物では発生しなかったことを提供された証拠を分析します。マイクロCTによって評価鉱化組織の容積は0.8±0.3ミリメートル3だったと新たに形成された骨の代表的なものであった分析します。同系移植片とサンゴ骨格のグループに、骨癒合がそれぞれ4,4匹の動物で得られました。マイクロCTによって評価鉱化組織の容積は4.4±0.9ミリメートル3だったと分析します 8.9±0.7ミリメートル3。同系移植サンゴ骨格の両方がミネラルが含まれているため、これらのグループでは、しかし、新しい骨の形成は、残りの移植材料（同系移植片またはサンゴ足場）から真に区別することができませんでした。ボン組合の速度と同系移植群から得られた鉱化組織の容積の両方とサンゴ骨格群より有意に欠陥左空のグループから得られたものよりも（P &lt;0.001）高かったです。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig1.jpg" /> 図1：大腿部分欠損の創造のための外科的露出 15から17ミリ縦皮膚切開、後膝関節に股関節から延びるが、大腿骨の前外側面の上に作られました。 大腿筋膜を切開しました。 外側広筋と上腕二頭筋は、大腿骨骨幹の全長を露出するように分割した大腿 。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig2.jpg" /> 図2： プレートポジショニングと近位ネジの配置。プレートは、前方大腿骨側に塗布しました。プレートの最も近位の穴を開けました。第1のねじがロックされ、その後、挿入した。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig3.jpg" /> 図3：遠位ネジの配置プレートの最も遠位の穴が開けたとネジが挿入され、ロックされていました。 （組織工学パートC、2013、19（4）、271-280からの許可を得て転載） <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig4.jpg" /> 図4： </強い&gt; ジーリはポジショニングを見た。他の二つの外側のネジが挿入されますがロックされていないと0.22ミリメートルジーリのこぎりのワイヤは内外方向の配向で骨の周りに密接に結ばれたされた。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図5" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig5.jpg" /> 図5： ジグ位置決め治具は、2つの最後のネジのステムに挿入され、プレート上に適用し、ソーのワイヤはその後、治具のスロットに挿入しました。 （組織工学パートC、2013、19（4）、271-280からの許可を得て転載） <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig5large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt= &quot;図6&quot; SRC = &quot;/ファイル/ ftp_upload / 52940 / 52940fig6.jpg&quot; /&gt; 図6：骨切除骨切除を実施し、ジリソーは取り下げられました。 （組織工学パートC、2013、19（4）、271-280からの許可を得て転載） <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig6large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図7" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig7.jpg" /> 図7：インナーネジロックジグを除去し、最後の二つのネジがロックされていました。分節欠陥は、空のままにしたり、試験材料を充填したどちらか。 （組織工学パートC、2013、19（4）、271-280からの許可を得て転載） <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig7large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img al<html>トン= &quot;図8&quot; SRC = &quot;/ファイル/ ftp_upload / 52940 / 52940fig8.jpg&quot; /&gt; 図8： 代表術後X線写真およびマウスの大腿骨の矢状μCT復興それぞれの欠陥と大腿骨のいずれか左（AE）空の、または大規模な同系骨移植片（FJ）を充填した、または大規模なミドリイシサンゴ骨格で満たされた（KO。 ）;直ちに手術（A、F、K）、手術後4週目（B、G、L）、手術後6週目（C、H、M）、および術後10週間（D、E、I、J、Nの後、O）（プレートの長さ= 10 mm）です。 （組織工学パートC、2013、19（4）、271-280からの許可を得て転載） <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig8large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> ファイル/ ftp_upload / 52940 / 52940fig9.jpg &quot;/&gt; 。図9：代表X線写真、本研究でテストされたサンゴ骨格で満たされた欠損のμCT復興組織学 、新たに形成された骨が大量に周囲の骨のエッジとサンゴ骨格の間に、観察されました。対照的に、少し骨が足場内部に存在していました。汚れ：Stevenel青とフォン・ギーソンpicrofuchsin。これらの条件下では、骨細胞、およびサンゴは、それぞれ、赤、青、茶色に染色しました。スケールバー=500μmの。 ACS = ミドリイシサンゴ足場; BN =骨。 （組織工学パートC、2013、19（4）、271-280からの許可を得て転載） <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig9large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図10" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig10.jpg" /> 図10：Repre<html>欠陥左のsentative組織学空空のままに欠陥では（A）、大規模な同系骨移植片（B）で満たされ、コーラル足場（C）を充填した。、髄管充填と深い豊富な線維組織と骨のエッジの丸め欠陥に観察されました。大規模な同系骨移植片を充填した欠陥は、骨の連続性は、移植片と周囲の骨の縁の間に観察されました。骨髄は、元の空洞全体に存在していました。サンゴ骨格で満たされた欠損では、新たに形成された骨が周囲の骨の縁とサンゴ骨格の間で観察されたが、少し骨が足場内部に存在していました。汚れ：Stevenel青とフォン・ギーソンpicrofuchsin。これらの条件下では、骨細胞、およびサンゴは、それぞれ、赤、青、茶色に染色しました。スケールバー= 500ミリメートル。 ACS、サンゴ足場; BN、骨; BM、骨髄; FT、線維組織が。（組織工学パートC、2013、19（4）、271-280からの許可を得て転載します）OAD / 52940 / 52940fig10large.jpg &quot;ターゲット=&quot; _空白 &quot;&gt;この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。 <img alt="アニメーション図11" src="/files/ftp_upload/52940/52940animfig1.jpg" /> アニメーション/ビデオ図1：マウス1日の術後の歩行の代表的なビデオ。全体重負荷が観察された。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/Animated_Figure1.MOV" target="_blank">このビデオを見るにはこちらをクリックしてください。</a>

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Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

プレート骨接合によって安定化マウスにおけるセグメント別大腿臨界サイズ欠陥モデルの確立

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

10.0K ビュー.  Université Paris Diderot. Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

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Creating Rigidly Stabilized Fractures for Assessing Intramembranous Ossification, Distraction Osteogenesis, or Healing of Critical Sized Defects

Assessing modes of skeletal repair is essential for developing therapies to be used clinically to treat fractures. Mechanical stability plays a large role in healing of bone injuries. In the worst-case scenario mechanical instability can lead to delayed or non-union in humans. However, motion can also stimulate the healing process. In fractures that have motion cartilage forms to stabilize the fracture bone ends, and this cartilage is gradually replaced by bone through recapitulation of the developmental process of endochondral ossification. In contrast, if a bone fracture is rigidly stabilized bone forms directly via intramembranous ossification. Clinically, both endochondral and intramembranous ossification occur simultaneously. To effectively replicate this process investigators insert a pin into the medullary canal of the fractured bone as described by Bonnarens4. This experimental method provides excellent lateral stability while allowing rotational instability to persist. However, our understanding of the mechanisms that regulate these two distinct processes can also be enhanced by experimentally isolating each of these processes. We have developed a stabilization protocol that provides rotational and lateral stabilization. In this model, intramembranous ossification is the only mode of healing that is observed, and healing parameters can be compared among different strains of genetically modified mice 5-7, after application of bioactive molecules 8,9, after altering physiological parameters of healing 10, after modifying the amount or time of stabilization 11, after distraction osteogenesis 12, after creation of a non-union 13, or after creation of a critical sized defect. Here, we illustrate how to apply the modified Ilizarov fixators for studying tibial fracture healing and distraction osteogenesis in mice.

This article describes a method for stabilizing long bone fractures that is based on the application of modified Ilizarov external fixators 1-3. After application of the fixators and creation of the bone injury, healing can be assessed, distraction osteogenesis can be performed, or non-union or critical sized defect can be created and used to study therapeutic interventions.

膜内骨化、仮骨延長術、またはCriticalサイズの欠損の治癒を評価するための剛安定骨折を作成する

Assessing modes of skeletal repair is essential for developing therapies to be used clinically to treat fractures. Mechanical stability plays a large role ...

医学

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

マウスの簡単な重要なサイズの大腿欠陥モデル

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

A Reliable and Reproducible Critical-Sized Segmental Femoral Defect Model in Rats Stabilized with a Custom External Fixator

Orthopedic research relies heavily on animal models to study mechanisms of bone healing in vivo as well as investigate the new treatment techniques. Critical-sized segmental defects are challenging to treat clinically, and research efforts could benefit from a reliable, ambulatory small animal model of a segmental femoral defect. In this study, we present an optimized surgical protocol for the consistent and reproducible creation of a 5 mm critical diaphyseal defect in a rat femur stabilized with an external fixator. The diaphyseal ostectomy was performed using a custom jig to place 4 Kirschner wires bicortically, which were stabilized with an adapted external fixator device. An oscillating bone saw was used to create the defect. Either a collagen sponge alone or a collagen sponge soaked in rhBMP-2 was implanted into the defect, and the bone healing was monitored over 12 weeks using radiographs. After 12 weeks, rats were sacrificed, and histological analysis was performed on the excised control and treated femurs. Bone defects containing only collagen sponge resulted in non-union, while rhBMP-2 treatment yielded the formation of a periosteal callous and new bone remodeling. Animals recovered well after implantation, and external fixation proved successful in stabilizing the femoral defects over 12 weeks. This streamlined surgical model could be readily applied to study bone healing and test new orthopedic biomaterials and regenerative therapies in vivo.

In vivo mammalian models of critical-sized bone defects are essential for researchers studying healing mechanisms and orthopedic therapies. Here, we introduce a protocol for the creation of reproducible, segmental, femoral defects in rats stabilized using external fixation.

ラットのカスタム創外固定器で安定した信頼性と再現性のある重要なサイズ分節大腿骨欠損モデル

Orthopedic research relies heavily on animal models to study mechanisms of bone healing in vivo as well as investigate the new treatment techniques. ...

生物工学

An Intramedullary Locking Nail for Standardized Fixation of Femur Osteotomies to Analyze Normal and Defective Bone Healing in Mice

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming more commonly used in trauma research. They offer a large number of mutant strains and antibodies for the analysis of the molecular mechanisms behind the highly differentiated process of bone healing. To control the biomechanical environment, standardized and well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory in mice. Here, we report on the design and use of an intramedullary nail to stabilize open femur osteotomies in mice. The nail, made of medical-grade stainless steel, provides high axial and rotational stiffness. The implant further allows the creation of defined, constant osteotomy gap sizes from 0.00 mm to 2.00 mm. Intramedullary locking nail stabilization of femur osteotomies with gap sizes of 0.00 mm and 0.25 mm result in adequate bone healing through endochondral and intramembranous ossification. Stabilization of femur osteotomies with a gap size of 2.00 mm results in atrophic non-union. Thus, the intramedullary locking nail can be used in healing and non-healing models. A further advantage of the use of the nail compared to other open bone healing models is the possibility to adequately fix bone substitutes and scaffolds in order to study the process of osseous integration. A disadvantage of the use of the intramedullary nail is the more invasive surgical procedure, inherent to all open procedures compared to closed models. A further disadvantage may be the induction of some damage to the intramedullary cavity, inherent to all intramedullary stabilization techniques compared to extramedullary stabilization procedures.

This protocol describes an osteosynthesis technique using an intramedullary locking nail for standardized fixation of femur osteotomies, which can be used to analyze normal and defective bone healing in mice.

マウスにおける正常および不良骨治癒を分析するために大腿骨骨切り術の標準化された固定用髄内ロッキングネイル

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming ...

A Minimally Invasive Model to Analyze Endochondral Fracture Healing in Mice Under Standardized Biomechanical Conditions

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an increased use of mouse models in orthopedic research was noted, most probably because mouse models offer a large number of genetically-modified strains and special antibodies for the analysis of molecular mechanisms of fracture healing. To control the biomechanical conditions, well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory, also in mice. Here, we report on the design and use of a closed bone healing model to stabilize femur fractures in mice. The intramedullary screw, made of medical-grade stainless steel, provides through fracture compression an axial and rotational stability compared to the mostly used simple intramedullary pins, which show a complete lack of axial and rotational stability. The stability achieved by the intramedullary screw allows the analysis of endochondral healing. A large amount of callus tissue, received after stabilization with the screw, offers ideal conditions to harvest tissue for biochemical and molecular analyses. A further advantage of the use of the screw is the fact that the screw can be inserted into the femur with a minimally invasive technique without inducing damage to the soft tissue. In conclusion, the screw is a unique implant that can ideally be used in closed fracture healing models offering standardized biomechanical conditions.

This protocol describes a minimally invasive osteosynthesis technique using an intramedullary screw for standardized stabilization of femur fractures, which can be used to analyze endochondral bone healing in mice.

癒しの標準化された生体力学的条件下でマウスの軟骨破壊を分析する低侵襲モデル

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an ...

The Generation of Closed Femoral Fractures in Mice: A Model to Study Bone Healing

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies that promote efficient bone healing are non-existent and in high demand. Effective and reproducible animal models of fractures healing are needed to understand the complex biological processes associated with bone regeneration. Many animal models of fracture healing have been generated over the years; however, murine fracture models have recently emerged as powerful tools to study bone healing. A variety of open and closed models have been developed, but the closed femoral fracture model stands out as a simple method for generating rapid and reproducible results in a physiologically relevant manner. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice and facilitate a post-fracture stabilization of the femur by inserting an intramedullary steel rod. Although devices such as a nail or a screw offer greater axial and rotational stability, the use of an intramedullary rod provides a sufficient stabilization for consistent healing outcomes without producing new defects in the bone tissue or damaging nearby soft tissue. Radiographic imaging is used to monitor the progression of callus formation, bony union, and subsequent remodeling of the bony callus. Bone healing outcomes are typically associated with the strength of the healed bone and measured with torsional testing. Still, understanding the early cellular and molecular events associated with fracture repair is critical in the study of bone tissue regeneration. The closed femoral fracture model in mice with intramedullary fixation serves as an attractive platform to study bone fracture healing and evaluate therapeutic strategies to accelerate healing.

The murine closed femoral fracture model is a powerful platform to study fracture healing and novel therapeutic strategies to accelerate bone regeneration. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice using an intramedullary steel rod to stabilize the femur.

マウスで閉じた大腿骨骨折の生成: 骨の治癒を研究するためのモデル

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies ...

Transverse Fracture of the Mouse Femur with Stabilizing Pin

Fracture repair is an essential function of the skeleton that cannot be reliably modeled in vitro. A mouse injury model is an efficient approach to test whether a gene, gene product or drug influences bone repair because murine bones recapitulate the stages observed during human fracture healing. When a mouse or human breaks a bone, an inflammatory response is initiated, and the periosteum, a stem cell niche surrounding the bone itself, is activated and expands. Cells residing in the periosteum then differentiate to form a vascularized soft callus. The transition from the soft callus to a hard callus occurs as the recruited skeletal progenitor cells differentiate into mineralizing cells, and the bridging of the fractured ends results in the bone union. The mineralized callus then undergoes remodeling to restore the original shape and structure of the healed bone. Fracture healing has been studied in mice using various injury models. Still, the best way to recapitulate this entire biological process is to break through the cross-section of a long bone that encompasses both cortices. This protocol describes how a stabilized, transverse femur fracture can be safely performed to assess healing in adult mice. A surgical protocol including detailed harvesting and imaging techniques to characterize the different stages of fracture healing is also provided.

This protocol describes a method to perform fractures on adult mice and monitor the healing process.

安定化ピン付きマウス大腿骨の横骨折

Fracture repair is an essential function of the skeleton that cannot be reliably modeled in vitro. A mouse injury model is an efficient approach to test ...

生物学

Establishing a Diaphyseal Femur Fracture Model in Mice

Bones have a significant regenerative capacity. However, fracture healing is a complex process, and depending on the severity of the lesions and the age and overall health status of the patient, failures can occur, leading to delayed union or nonunion. Due to the increasing number of fractures resulting from high-energy trauma and aging, the development of innovative therapeutic strategies to improve bone repair based on the combination of skeletal/mesenchymal stem/stromal cells and biomimetic biomaterials is urgently needed. To this end, the use of reliable animal models is fundamental to better understanding the key cellular and molecular mechanisms that determine the healing outcomes. Of all the models, the mouse is the preferred research model because it offers a wide variety of transgenic strains and reagents for experimental analysis. However, the establishment of fractures in mice may be technically challenging due to their small size. Therefore, this article aims to demonstrate the procedures for the surgical establishment of a diaphyseal femur fracture in mice, which is stabilized with an intramedullary wire and resembles the most common bone repair process, through cartilaginous callus formation.

This protocol describes a surgical procedure for the establishment of a diaphyseal fracture in the femur of mice, which is stabilized with an intramedullary wire, for fracture healing studies.

マウスにおける骨幹大腿骨骨折モデルの確立

Bones have a significant regenerative capacity. However, fracture healing is a complex process, and depending on the severity of the lesions and the age ...

<meta charset="utf8"></head><body>プレート固定を使用して、ウーパールーパーの骨治癒と四肢再生の研究

Stabilizing a Femur Osteotomy with a Plate Fixation in Ambystoma mexicanum

The axolotl (Ambystoma mexicanum) is a promising model organism for regenerative medicine due to its remarkable ability to regenerate lost or damaged organs, including limbs, brain, heart, tail, and others. Studies on axolotl shed light on cellular and molecular pathways ruling progenitor activation and tissue restoration after injury. This knowledge can be applied to facilitate the healing of regeneration-incompetent injuries, such as bone non-union. In the current protocol, the femur osteotomy stabilization using an internal plate fixation system is described. The procedure was adapted for use in aquatic animals (axolotl, Ambystoma mexicanum). &#8805;20 cm snout-to-tail tip axolotls with fully ossified, mouse-size comparable femurs were used, and special attention was paid to the plate positioning and fixation, as well as to the postoperative care. This surgical technique allows for standardized and stabilized bone fixation and could be useful for direct comparison to axolotl limb regeneration and analogous studies of bone healing across amphibians and mammals.

<meta charset="utf8"></head><body>著者スポットライト:細胞および分子メカニズム、骨治癒、およびヒト治療への影響に関する洞察を通じて、ウーパールーパーの再生を探求する

A protocol for femoral osteotomy surgery with the use of internal plate fixation in mature axolotls is presented. The procedure can be used to perform comparative studies on limb regeneration and fracture healing in aquatic amphibians.

Ambystoma mexicanumのプレート固定による大腿骨骨切り術の安定化

The axolotl (Ambystoma mexicanum) is a promising model organism for regenerative medicine due to its remarkable ability to regenerate lost or damaged ...

プレート骨接合によって安定化マウスにおけるセグメント別大腿臨界サイズ欠陥モデルの確立

要約

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膜内骨化、仮骨延長術、またはCriticalサイズの欠損の治癒を評価するための剛安定骨折を作成する

マウスの簡単な重要なサイズの大腿欠陥モデル

ラットのカスタム創外固定器で安定した信頼性と再現性のある重要なサイズ分節大腿骨欠損モデル

マウスにおける正常および不良骨治癒を分析するために大腿骨骨切り術の標準化された固定用髄内ロッキングネイル

癒しの標準化された生体力学的条件下でマウスの軟骨破壊を分析する低侵襲モデル

マウスで閉じた大腿骨骨折の生成: 骨の治癒を研究するためのモデル

安定化ピン付きマウス大腿骨の横骨折

マウスにおける骨幹大腿骨骨折モデルの確立

Ambystoma mexicanumのプレート固定による大腿骨骨切り術の安定化

Ambystoma mexicanumのプレート固定による大腿骨骨切り術の安定化