وأيد هذا العمل عن طريق منح NSERC 386634. ونود أن نشكر أعضاء مختبر Screaton لإجراء مناقشات مفيدة.

1. إعداد الكواشف، لوحات، والخلايا <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 500 مل العازلة تحلل: 25 ملي تريس درجة الحموضة 7.5، 150 مم كلوريد الصوديوم، و 50 ملي ناف، 0.5 ملي EDTA الرقم الهيدروجيني 8.0، 0.5٪ TritonX-100، 5 ملي بيتا سكرولي، 5٪ الجلسرين. تخزينها في 4 ° C. مباشرة قبل الاستخدام، إضافة 1 ملي dithiothreitol (DTT)، 1 ملم phenylmethyl السلفونيل الفلورايد (PMSF)، و 1 ملي فانادات الصوديوم. بعد هذه الخطوة، غير مطلوب PMSF في أي العازلة الشطف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 20 مل من 10X كيناز العازلة: 200 ملي تريس درجة الحموضة 7.5، 50 ملي بيتا سكرولي (FW 216)، 2 مم فانادات الصوديوم. قسامة في 1 مل الأنابيب وتخزينها في -20 ° C. مباشرة قبل الاستخدام، إضافة 5 ملي DTT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 20 مل من 10X M-ATP العازلة: 300 ميكرومتر ثالث فسفات الأدينوزين (ATP)، 66 ملي MgCl 2، 33 ملم MnCl 2. قسامة في 1 مل الأنابيب وتخزينها في -20 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 100 مل من 2X دوديسيل كبريتات الصوديوم (SDS) تحلل العازلة: 1.5 غرام قاعدة تريس، 20 مل الجلسرين، 30 مل H 2 O. حل وضبط درجة الحموضة إلى 6.8 مع حمض الهيدروكلوريك. إضافة 40مل 10٪ SDS، وضبط مستوى الصوت إلى 100 مل. إضافة 25 ملغ الأزرق برموفينول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بقعة 4 ميكرولتر من 25 نانوغرام / ميكرولتر الثدييات التعبير البلازميد ترميز-GST كيناز 14 لكل بئر في مجموعات من 96 لوحات جيدة ولوحات التسمية وفقا لذلك. وختم تجميد لوحات في -20 درجة مئوية حتى الاستخدام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 1-2 أيام قبل ترنسفكأيشن، وخلايا ثقافة HEK293T في كامل Dulbecco لتعديل النسر المتوسط ​​(DMEM) + 10٪ مصل بقري جنيني (FBS) والمضادات الحيوية في 37 ° C حاضنة تستكمل مع CO 2 (النهائية 5٪). مع مرور التربسين ولا تسمح الأوراق المالية لتصبح&gt; 80٪ متموجة خلال التوسع. ويلزم ما لا يقل عن 6 × 10 7 خلايا للشاشة (حوالي 3 × 15 سم أطباق من الخلايا HEK293T في 80٪ التقاء). </li></ol> 2. ترنسفكأيشن ملاحظة: انظر الشكل 1 للاطلاع على سير بروتوكول بأكمله. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا كان قد تم تجميدها لوحات تحتوي على البلازميدات كيناز، ذوبان الجليد في درجة حرارة الغرفة لالثانية الطرد المركزي في 1900 x ج لمدة 3 دقائق لجمع أي رطوبة في الجزء السفلي من الآبار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلط 8.6 مل من انخفاض متوسط ​​المصل (على سبيل المثال، OPTI-MEM) مع 312.7 ميكرولتر من الدهون على أساس كاشف ترنسفكأيشن. اتركيه لمدة 5 دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 10 ميكرولتر من انخفاض متوسط ​​المصل إلى كل بئر باستخدام موزع السائل الآلي مزودة كاسيت حجم صغير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 10 ميكرولتر لكل بئر من انخفاض متوسط ​​المصل / ترنسفكأيشن مزيج كاشف من الخطوة 2.2 باستخدام موزع السائل الآلي مزودة كاسيت حجم صغير. اتركيه لمدة 20 إلى 45 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Resuspend الخلايا 293T على 7.5 × 10 5 خلية / مل في 80 مل من DMEM. إضافة 100 ميكرولتر من التعليق الخلية (أي 7.5 × 10 4 خلايا) لكل بئر باستخدام موزع السائل الآلي مزودة حجم الكاسيت القياسية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من الآبار تحت المجهر لتوزيع الخلايا موحد والعودة إلى الحاضنة لمدة 24 ساعة. </li></ol> المنسدلة 3. GST-كيناز <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل وresh: 4 ملي حل pervanadate عن طريق خلط 60 ميكرولتر من 0.2 M فانادات الصوديوم مع 540 ميكرولتر من H 2 O. في مزيج الأنبوب الثاني 2.7 ميكرولتر من 30٪ بيروكسيد و 1.4 مل من برنامج تلفزيوني. إضافة الحلين معا، وترك الجلوس لمدة 15 دقيقة قبل الاستخدام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ماصة الأقنية (لا تستخدم موزع السائل الآلي لأنها تخلق الكثير من الاضطراب في البئر) الاستغناء 2 ميكرولتر من 0.25 M CaCl 2 في كل بئر، تليها 2.5 ميكرولتر من pervanadate أعدت في الخطوة 3.1. احتضان كل لوحة عند 37 درجة مئوية لمدة 10 دقيقة ثم ضع على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 35 مل من تحلل العازلة بإضافة DTT، PMSF، وفانادات الصوديوم كما هو مبين في القسم 1 (إعداد الكواشف). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفظ وحات على الجليد، وإزالة المتوسطة من كل بئر باستخدام الشافطة فراغ. على الفور إضافة 50 ميكرولتر / بئر الجليد العازلة تحلل الباردة باستخدام موزع السائل الآلي مزودة كاسيت القياسية. اتركيه مدة 30 دقيقة على الجليد لليز (اختياري: يمكن أن تتوقف هنا إذا لزم الأمر عن طريق ختم بلاته وتخزينها في -80 ° C. للمتابعة، لوحات ذوبان الجليد على الجليد). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لوحات تدور في 1900 x ج لمدة 3 دقائق في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تتخلص الخلايا من كل بئر باستخدام ماصة الأقنية ونقل جميع محتويات المسمى بشكل مناسب لوحات 96 بئر V-القاع. لوحات تدور في 1900 x ج لمدة 10 دقيقة على 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أثناء الدوران، وملء الجلوتاثيون المغلفة لوحات (واحد لكل لوحة 96-جيدا) مع 100 ميكرولتر / بئر الجليد العازلة تحلل الباردة (بدون PMSF) باعتباره شطف. الحفاظ على لوحات على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة لوحات V-السفلي من أجهزة الطرد المركزي. في وقت واحد، عكس لوحات الجلوتاثيون أكثر من بالوعة لنفض العازلة تحلل وصمة عار على منشفة ورقية. نقل العازلة تحلل من لوحات V-القاع إلى لوحات الجلوتاثيون عن طريق إمالة لوحة وباستخدام ماصة الأقنية، والحرص على عدم تعكير صفو بيليه في الجزء السفلي. تغطية لوحات وترك على الجليد لمدة لا تقل 2 ساعة الربط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> على مقربة من نهاية الخطوة ملزم 2 ساعة، وإعداد محطة عمل النشاط الإشعاعي، وضمان رانه احتياطات السلامة الضرورية هي في مكان للعمل الإشعاعي. ضبط الفرن التهجين إلى 30 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 200 مل من تحلل العازلة بإضافة DTT والصوديوم فانادات كما هو مبين في القسم 1. PMSF ليس مطلوبا في هذه المرحلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عكس لوحات الجلوتاثيون أكثر من بالوعة لنفض العازلة تحلل وصمة عار على منشفة ورقية. شطف الآبار 3X مع 100 ميكرولتر العازلة تحلل (بدون PMSF). لا تدع الآبار الجلوس الجافة - الاحتفاظ بها في شطف حتى على استعداد للمضي قدما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 55 مل من 1X العازلة كيناز (KB) من خلال تمييع الأسهم 10X وإضافة DTT كما هو مبين في القسم 1. لوحات شطف مرة واحدة مع 50 ميكرولتر من 1X KB باستخدام موزع السائل الآلي مزودة حجم الكاسيت القياسية. ترك 1X KB في الآبار حتى حل A جاهز: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحل A بإضافة 500-530 ميكروغرام من الركيزة المصالح، 500 ميكروغرام من البروتين الأساسي المايلين (ب ب)، 2.65 مل من 10X KB، 13.25 ميكرولتر من 1 M DTT، وH 2 O ما يصل الى 15.9 مل. </li></ol></لى&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> في وقت واحد، عكس لوحات أكثر من بالوعة لإزالة 1X KB شطف، وصمة عار على منشفة ورقية، وعلى الفور إضافة 30 ميكرولتر من محلول A باستخدام موزع السائل الآلي مزودة كاسيت حجم صغير. الحفاظ على لوحات على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحل B في منطقة العمل الإشعاعي وذلك بإضافة 2.5 مل 10X M-ATP، 500 μCi أشعة غاما 32 P ATP، وH 2 O إلى 10 مل. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 20 ميكرولتر من محلول B لكل بئر باستخدام ماصة مكرر الذي يساعد في خلط بسبب قوة الطرد. تغطية واحتضان في 30 ° C الفرن التهجين لمدة 30 دقيقة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 30 دقيقة، ونقل لوحات إلى جليد. إضافة 50 ميكرولتر من 2X SDS العازلة تحلل إلى كل بئر باستخدام ماصة الأقنية. يمكن المضي قدما في هذه المرحلة إلى الخطوة التالية، أو ختم لوحات مع رقائق الألومنيوم وتخزينها في -20 درجة مئوية حتى مريحة. </li></ol> 4. الجري، تلطيخ، والمواد الهلامية التجفيف ملاحظة: يجب أن يتم تنفيذ جميع الأعمال في منطقة DESIGNAتيد لنشاط إشعاعي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشغيل الفرن التهجين وتعيين إلى 85 درجة مئوية. لوحات ذوبان الجليد في درجة حرارة الغرفة. مرة واحدة وصلت درجة حرارة الفرن، لوحات نقل إلى الفرن واحتضان لمدة 10 دقيقة لتفسد العينات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل 26-كذلك المواد الهلامية مسبقة الصب مع 15 ميكرولتر من كل رد فعل باستخدام ماصة الأقنية لملء العديد من الآبار في وقت واحد. ويجب الحرص على أن جميع النصائح محاذاة مع المقابلة بشكل جيد قبل أن يضيف العينات. تشغيل هلام في 150 V. لا تدع تتبع صبغ (الخط الأزرق) تشغيل الخروج من الجزء السفلي من هلام لأن هذا يحتوي على ATP غير مدمج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تفكيك المواد الهلامية وقطع ATP غير مدمج (الخط الأزرق) باستخدام مشرط أو حافة مستقيمة لأنها سوف إفرط في التعريض الأفلام. وضع المواد الهلامية في حاويات وصفت وتغطي مع Coomassie وصمة عار لمدة 15 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة وصمة عار Coomassie، لفترة وجيزة شطف المواد الهلامية مع الماء، وإضافة يزيل اللون الحل. يزيل اللون المواد الهلامية حتى البروتينات هي واضحة للعيان. فرقة لMBP وفرقة لالركيزة ينبغييكون لكل عينة واضحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتجفيف المواد الهلامية: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع ورقة كبيرة من ورق الترشيح ووضعه على مجفف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الرطب ورقة السيلوفان في الماء المقطر حتى على نحو سلس وتجعد الحرة، ووضعه على رأس ورقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الجل على رأس ورقة السيلوفان، مما يجعل علما ترتيب المواد الهلامية. الرطب ورقة السيلوفان الثانية ووضع على رأس المواد الهلامية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> طرح جميع فقاعات (لوحة ختم الأسطوانة يعمل بشكل جيد لهذا) لطيفة سطح موحدة. إغلاق رفرف، بدوره على فراغ، وتجفيف المواد الهلامية لمدة 3 ساعة على 80 درجة مئوية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة الهلام جافة، يعرضهم لفيلم XAR باستخدام الشاشة لتكثيف الإشارة. التفاف كاسيت مع التفاف ساران أو كيس من البلاستيك وختم بشريط لمنع دخول الصقيع. تخزين الكاسيت في -80 درجة مئوية خلال الليل. </li></ol> 5. تطوير XAR أفلام <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في اليوم التالي، وإزالة كاسيت من الثلاجة والسماح ذوبان الجليد في درجة حرارة الغرفة. تطوير الفيلم فيغرفة مظلمة باستخدام معالج الفيلم وفقا لتعليمات الشركة الصانعة. ملاحظة: فحص الأفلام عن أدلة على أزواج كيناز الركيزة. A التعرض الطويل الثاني ويمكن أيضا أن تكون مفيدة للكشف عن أحداث الفسفرة الأضعف. </li></ol>

<ol>
	<li>Meisenhelder, J., Hunter, T., van der Geer, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphopeptide+mapping+and+identification+of+phosphorylation+sites.">Phosphopeptide mapping and identification of phosphorylation sites.</a> Curr Protoc Mol Biol. 18, Unit 18 19 (2001).</li><li>Doll, S., Burlingame, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mass+spectrometry-based+detection+and+assignment+of+protein+posttranslational+modifications.">Mass spectrometry-based detection and assignment of protein posttranslational modifications.</a> ACS chem. 10, 63-71 (2015).</li><li>Sharma, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultradeep+human+phosphoproteome+reveals+a+distinct+regulatory+nature+of+Tyr+and+Ser/Thr-based+signaling.">Ultradeep human phosphoproteome reveals a distinct regulatory nature of Tyr and Ser/Thr-based signaling.</a> Cell rep. 8, 1583-1594 (2014).</li><li>Cohen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+regulation+of+protein+function+by+multisite+phosphorylation--a+25+year+update.">The regulation of protein function by multisite phosphorylation--a 25 year update.</a> Trends Biochem Sci. 25, 596-601 (2000).</li><li>Walsh, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Posttranslation Modification of Proteins: Expanding Nature's Inventory. , (2006).</li><li>Boersema, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In-depth+qualitative+and+quantitative+profiling+of+tyrosine+phosphorylation+using+a+combination+of+phosphopeptide+immunoaffinity+purification+and+stable+isotope+dimethyl+labeling.">In-depth qualitative and quantitative profiling of tyrosine phosphorylation using a combination of phosphopeptide immunoaffinity purification and stable isotope dimethyl labeling.</a> Mol Cell Proteomics. 9, 84-99 (2010).</li><li>Hutti, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+rapid+method+for+determining+protein+kinase+phosphorylation+specificity.">A rapid method for determining protein kinase phosphorylation specificity.</a> Nat Methods. 1, 27-29 (2004).</li><li>Johnson, S. A., Hunter, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinomics:+methods+for+deciphering+the+kinome.">Kinomics: methods for deciphering the kinome.</a> Nat Methods. 2, 17-25 (2005).</li><li>Pawson, T., Nash, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assembly+of+cell+regulatory+systems+through+protein+interaction+domains.">Assembly of cell regulatory systems through protein interaction domains.</a> Science. 300, 445-452 (2003).</li><li>Zhu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+yeast+protein+kinases+using+protein+chips.">Analysis of yeast protein kinases using protein chips.</a> Nat Genet. 26, 283-289 (2000).</li><li>Shah, K., Shokat, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+chemical+genetic+approach+for+the+identification+of+direct+substrates+of+protein+kinases.">A chemical genetic approach for the identification of direct substrates of protein kinases.</a> Methods Mol Biol. 233, 253-271 (2003).</li><li>Zou, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PKIS:+computational+identification+of+protein+kinases+for+experimentally+discovered+protein+phosphorylation+sites.">PKIS: computational identification of protein kinases for experimentally discovered protein phosphorylation sites.</a> BMC bioinform. 14, 247 (2013).</li><li>Varjosalo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+active+and+kinase-deficient+kinome+collection+for+identification+of+kinases+regulating+hedgehog+signaling.">Application of active and kinase-deficient kinome collection for identification of kinases regulating hedgehog signaling.</a> Cell. 133, 537-548 (2008).</li><li>Jansson, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glucose+controls+CREB+activity+in+islet+cells+via+regulated+phosphorylation+of+TORC2.">Glucose controls CREB activity in islet cells via regulated phosphorylation of TORC2.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 10161-10166 (2008).</li><li>Fu, A., Screaton, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+kinomics+to+delineate+signaling+pathways:+control+of+CRTC2/TORC2+by+the+AMPK+family.">Using kinomics to delineate signaling pathways: control of CRTC2/TORC2 by the AMPK family.</a> Cell Cycle. 7, 3823-3828 (2008).</li><li>Abu-Thuraia, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axl+phosphorylates+elmo+scaffold+proteins+to+promote+rac+activation+and+cell+invasion.">Axl phosphorylates elmo scaffold proteins to promote rac activation and cell invasion.</a> Mol Cell Biol. 35, 76-87 (2015).</li><li>Manning, G., Whyte, D. B., Martinez, R., Hunter, T., Sudarsanam, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+protein+kinase+complement+of+the+human+genome.">The protein kinase complement of the human genome.</a> Science. 298, 1912-1934 (2002).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

منذ المنشورات الأصلية واصفا نهج 14،15، تم توسيع المكتبة الأصلي من 180 GST-تحركات إلى 420 عضوا، أو ~ 80٪ من kinome البروتين البشري. مع مكتبة الموسعة، البروتوكول كما هو موضح يستغرق 4-5 أيام ثم 1-4 أيام لتطوير الأفلام (بحسب ما تقتضيه الضرورة)، والتي يمكن اختصارها عن طريق استخدام ...

البروتين التعديلات بعد متعدية (PTMs) ضرورية للتواصل بين الخلايا. ولعل أفضل درس لجميع PTMs هو الفسفرة، يحفزه تحركات البروتينات، التي تنظم عدد لا يحصى من وظائف البروتين، بما في ذلك نشاطهم الكيمياء الحيوية، وتوطين التحت خلوية، التشكل، والاستقرار. تحديد المواقع الفسفرة على البروتينات الهدف يمكن تحقيقه عن طريق التعيين phosphopeptide زيتية أو عن طريق تقنيات البروتين الآن القياسية باستخدام عينات المخصب لالببتيدات فسفرته 1،2. في حين من المتوقع أن يتم فسفرته 3 ثلاثة أرباع بروتيوم أعرب وحددت 200،000 مواقع الفسفرة 5، مع تقديرات تصل إلى 1000000 6، وكثير من هؤلاء ليس لهم علم الأحياء المخصصة، مما يشير إلى مسار أو بروتين كيناز. في حين تحديد المواقع فسفرته واضح ومباشر نسبيا، تحديا أكبر نسبيا هوتحديد كيناز وما شابه ذلك (ق) التي تستهدف هذه المواقع، وهي عملية نطلق عليه رسم الخرائط كيناز: أزواج الركيزة. عدة طرق لتحديد كيناز: وقد وصفت أزواج الركيزة، إما بدءا من كيناز من الفائدة وتبحث عن ركائز، أو بدءا ركيزة من الاهتمام ومحاولة لإيجاد كيناز المعدلة تجريبيا 11/07 أو حسابيا 12. لتحديد تحركات لالركيزة فسفرته معروف، المعلوماتية الحيوية يمكن استخدامها لتحديد البروتينات التي تحتوي على تسلسل الحفظ قصيرة من الأحماض الأمينية المرافقة بقايا فسفرته (موقع الإجماع)، فضلا عن تحديد تحركات التي تشكل مجمع precipitable مع الركيزة. ومع ذلك، هذه الأساليب هي مضيعة للوقت، وغالبا ما لا تفي بالنجاح. قمنا بتطوير نهج وظيفي منتظم لتحديد بسرعة تحركات التي يمكن أن الفوسفات ركيزة معينة (13). فحص الشاشة تنتج تحديدا ممتازإيتي، مع اختيار واضحة جدا لتحركات المشابهة المحتملة. ونظرا لمركزية الفسفرة إلى الإشارات البيولوجية، والشاشة هي مفيدة لاكتشاف خلية تقريبا في جميع مسارات إشارات 14-16. ينطوي على الشاشة إجراء فحص كيناز على نطاق واسع مع مكتبة من تحركات البروتينات البشرية. تم الموسومة تحركات مع الجلوتاثيون البكتيرية S-ترانسفيراز (GST) البروتين وتنقيته من مقتطفات خلايا الثدييات، وهو ما يعني أن الإنزيمات المؤتلف - على عكس تلك التي أعدت من البكتيريا - تتولد في وجود تحركات البروتينات المنبع في كثير من الأحيان اللازمة ل الانزيمات المؤتلف أن يكون النشاط في المختبر. في الواقع، في حين سيرين، ثريونين، والتيروزين النشاط كيناز اللازمة لتفعيل كيناز المصب الموجودة في الخميرة 10، الجينوم الخميرة بترميز 122 تحركات البروتينات، مشيرا إلى أن kinome الثدييات، مع أكثر من 500 جين 17، أصبحت أكبر بكثير من مجمع ل العاديهالشركة المصرية للاتصالات العمليات الفريدة للكائنات العليا. وعلاوة على ذلك، فإن تأثير المحفزات المختلفة ذات الصلة لبيولوجيا الخلية والأمراض التي تصيب البشر (مثل الجزيئات الصغيرة، عوامل النمو والهرمونات وغيرها) يمكن أن تستخدم ل14،15 تعدل النشاط كيناز في سياق مناسب.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Lysis buffer</td>
			<td>Made in house</td>
			<td></td>
			<td>See Protocol step 1.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x kinase buffer</td>
			<td>Made in house</td>
			<td></td>
			<td>See Protocol step 1.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x M-ATP</td>
			<td>Made in house</td>
			<td></td>
			<td>See Protocol step 1.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human kinase plasmids</td>
			<td>Orfeome, Invitrogen, Origene</td>
			<td></td>
			<td>GST-tagged in house</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96 well plates</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>CS003595</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>293T cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CRL-11268</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SH3002201</td>
			<td>supplement with 100U/ml penicillin, 100ug/ml streptomycin, 10% fetal calf serum.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO2 incubator</td>
			<td>Sanyo</td>
			<td>MCO-17AIC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 cm cell culture dishes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>877224</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reduced serum medium</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>22600-050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lipid-based transfection reagent</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>11668-019</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Automated liquid dispenser</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>5840300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small cassette attachment</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>24073295</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard cassette attachment</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>14072670</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4mM pervanadate</td>
			<td>Made in house</td>
			<td></td>
			<td>See Protocol step 3.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.25 M CaCl2</td>
			<td>Made in house</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multichannel pipette (20-200 uL)</td>
			<td>Labnet</td>
			<td>p4812-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multichannel pipette (1-10 uL)</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>4661040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>V-bottom 6-well plates</td>
			<td>Evergreen Scientific</td>
			<td>290-8116-01V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutathione coated 96-well plates</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>PI-15240</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hybridization oven</td>
			<td>Biostad</td>
			<td>350355</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GST tagged substrate</td>
			<td>Made in house</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Myelin Basic Protein (MBP)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M1891</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Repeater pipette (1 mL)</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>22266209</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>32P gamma-ATP</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>BLU502Z500UC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2X SDS lysis buffer (100 mL)</td>
			<td>Made in house</td>
			<td></td>
			<td>See Protocol step 1.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>26-well precast TGX gels</td>
			<td>BioRad</td>
			<td>567-1045</td>
			<td>gel percentage required is dependent on the molecular weight of the substrate of interest</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coomassie stain</td>
			<td>Made in house</td>
			<td></td>
			<td>0.1% Coomassie R250, 10% acetic acid, 40% methanol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coomassie destain</td>
			<td>Made in house</td>
			<td></td>
			<td>10% acetic acid, 20% methanol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labeled gel containers</td>
			<td>Made in house</td>
			<td></td>
			<td>Used plastic lids from empty tip boxes, just big enough to contain one gel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whatman filter paper</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>57144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cellophane sheets (2)</td>
			<td>BioRad</td>
			<td>165-0963</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gel dryer</td>
			<td>Labconco</td>
			<td>4330150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Double emulsion autoradiography film</td>
			<td>VWR</td>
			<td>IB1651454</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Film cassette</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>FBAC-1417</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intensifying screen</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>FBIS-1417</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plate sealing rubber roller</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>R1275</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

identification of kinase-substrate pairs using high throughput screening

قمنا بتطوير منصة الفحص لتحديد مخصصة تحركات البروتينات البشرية للركائز فسفرته والتي يمكن استخدامها لتوضيح رواية مسارات نقل الإشارة. نهجنا ميزات استخدام مكتبة تنقية الموسومة GST تحركات البروتينات البشرية وركيزة البروتين المؤتلف من الاهتمام. وقد استخدمنا هذه التكنولوجيا لتحديد MAP / أنيبيب التنظيم تقارب كيناز 2 (MARK2) كما كيناز لموقع التنظيم الجلوكوز على الخاضعة للرقابة CREB الترانسكربتي Coactivator 2 (CRTC2)، وهو بروتين اللازم لتكاثر الخلايا بيتا، وكذلك الأسرة AXL التيروزين كيناز كما المنظمين من ورم خبيث الخلية عن طريق الفسفرة من البروتين محول ELMO. وصفنا هذه التكنولوجيا ومناقشة كيف يمكن أن يساعد على وضع خريطة شاملة لكيفية استجابة الخلايا للمؤثرات البيئية.

وتظهر نتائج ممثلة من شاشة في الشكل 2. تم فحص 180 تحركات باستخدام الببتيد الركيزة GST الموسومة الموافق أأ 268-283 من CRTC2 وكذلك البروتين الأساسي الكلاسيكي كيناز فحص الركيزة المايلين (ب ب). اثنين فقط من تحركات، MARK2 وMARK3 كيناز ذات الصلة للغاية مفسفر الببتيد CRTC2. يتم تضمين ...

Watch this Scientific Journal Video about Identification of Kinase-substrate Pairs Using High Throughput Screening at JoVE.com

Identification of Kinase-substrate Pairs Using High Throughput Screening

Protein phosphorylation is a central feature of how cells interpret and respond to information in their extracellular milieu. Here, we present a high throughput screening protocol using kinases purified from mammalian cells to rapidly identify kinases that phosphorylate a substrate(s) of interest.

تحديد أزواج كيناز الركيزة عن طريق فحص إنتاجية عالية


We have developed a screening platform to identify dedicated human protein kinases for phosphorylated substrates which can be used to elucidate novel ...

identification-kinase-substrate-pairs-using-high-throughput

Research

JoVE Journal

Biology

8.1K Views.  Children's Hospital of Eastern Ontario Research Institute. Protein phosphorylation is a central feature of how cells interpret and respond to information in their extracellular milieu. Here, we present a high throughput screening protocol using kinases purified from mammalian cells to rapidly identify kinases that phosphorylate a substrate(s) of interest.

Video: Identification of Kinase-substrate Pairs Using High Throughput Screening

High-throughput Screening and Biosensing with Fluorescent C. elegans Strains

High-throughput screening (HTS) is a powerful approach for identifying chemical modulators of biological processes. However, many compounds identified in screens using cell culture models are often found to be toxic or pharmacologically inactive in vivo1-2. Screening in whole animal models can help avoid these pitfalls and streamline the path to drug development.
C. elegans is a multicellular model organism well suited for HTS. It is small (&lt;1 mm) and can be economically cultured and dispensed in liquids. C. elegans is also one of the most experimentally tractable animal models permitting rapid and detailed identification of drug mode-of-action3.
We describe a protocol for culturing and dispensing fluorescent strains of C. elegans for high-throughput screening of chemical libraries or detection of environmental contaminants that alter the expression of a specific gene. Large numbers of developmentally synchronized worms are grown in liquid culture, harvested, washed, and suspended at a defined density. Worms are then added to black, flat-bottomed 384-well plates using a peristaltic liquid dispenser. Small molecules from a chemical library or test samples (e.g., water, food, or soil) can be added to wells with worms. In vivo, real-time fluorescence intensity is measured with a fluorescence microplate reader. This method can be adapted to any inducible gene in C. elegans for which a suitable reporter is available. Many inducible stress and developmental transcriptional pathways are well defined in C. elegans and GFP transgenic reporter strains already exist for many of them4. When combined with the appropriate transgenic reporters, our method can be used to screen for pathway modulators or to develop robust biosensor assays for environmental contaminants. 
We demonstrate our C. elegans culture and dispensing protocol with an HTS assay we developed to monitor the C. elegans cap &#x2018;n&#x2019; collar transcription factor SKN-1. SKN-1 and its mammalian homologue Nrf2 activate cytoprotective genes during oxidative and xenobiotic stress5-10. Nrf2 protects mammals from numerous age-related disorders such as cancer, neurodegeneration, and chronic inflammation and has become a major chemotherapeutic target11-13.Our assay is based on a GFP transgenic reporter for the SKN-1 target gene gst-414, which encodes a glutathione-s transferase6. The gst-4 reporter is also a biosensor for xenobiotic and oxidative chemicals that activate SKN-1 and can be used to detect low levels of contaminants such as acrylamide and methyl-mercury15-16.

High-throughput Screening and Biosensing with Fluorescent C. elegans Strains

A procedure for liquid-based culturing and dispensing of C. elegans strains expressing fluorescent reporter proteins is described that does not require expensive sorting equipment. This approach can be applied to numerous inducible C. elegans genes for drug discovery or biosensing of contaminants.

الفرز الفائق الإنتاجية وBiosensing مع نيون C. ايليجانس سلالات

High-throughput screening (HTS) is a powerful approach for identifying chemical modulators of biological processes.  However, many compounds identified in ...

High Throughput Screening of Fungal Endoglucanase Activity in Escherichia coli

Cellulase enzymes (endoglucanases, cellobiohydrolases, and &beta;-glucosidases) hydrolyze cellulose into component sugars, which in turn can be converted into fuel alcohols1. The potential for enzymatic hydrolysis of cellulosic biomass to provide renewable energy has intensified efforts to engineer cellulases for economical fuel production2. Of particular interest are fungal cellulases3-8, which are already being used industrially for foods and textiles processing.
Identifying active variants among a library of mutant cellulases is critical to the engineering process; active mutants can be further tested for improved properties and/or subjected to additional mutagenesis. Efficient engineering of fungal cellulases has been hampered by a lack of genetic tools for native organisms and by difficulties in expressing the enzymes in heterologous hosts. Recently, Morikawa and coworkers developed a method for expressing in E. coli the catalytic domains of endoglucanases from H. jecorina3,9, an important industrial fungus with the capacity to secrete cellulases in large quantities. Functional E. coli expression has also been reported for cellulases from other fungi, including Macrophomina phaseolina10 and Phanerochaete chrysosporium11-12. 
We present a method for high throughput screening of fungal endoglucanase activity in E. coli. (Fig 1) This method uses the common microbial dye Congo Red (CR) to visualize enzymatic degradation of carboxymethyl cellulose (CMC) by cells growing on solid medium. The activity assay requires inexpensive reagents, minimal manipulation, and gives unambiguous results as zones of degradation (&#x201C;halos&#x201D;) at the colony site. Although a quantitative measure of enzymatic activity cannot be determined by this method, we have found that halo size correlates with total enzymatic activity in the cell. Further characterization of individual positive clones will determine , relative protein fitness. 
Traditional bacterial whole cell CMC/CR activity assays13 involve pouring agar containing CMC onto colonies, which is subject to cross-contamination, or incubating cultures in CMC agar wells, which is less amenable to large-scale experimentation. Here we report an improved protocol that modifies existing wash methods14 for cellulase activity: cells grown on CMC agar plates are removed prior to CR staining. Our protocol significantly reduces cross-contamination and is highly scalable, allowing the rapid screening of thousands of clones. In addition to H. jecorina enzymes, we have expressed and screened endoglucanase variants from the Thermoascus aurantiacus and Penicillium decumbens (shown in Figure 2), suggesting that this protocol is applicable to enzymes from a range of organisms.

High Throughput Screening of Fungal Endoglucanase Activity in Escherichia coli

We describe a low cost, high throughput method to screen for fungal endoglucanase activity in E. coli. The method relies on a simple visual readout of substrate degradation, does not require enzyme purification, and is highly scalable. This allows for the rapid screening of large libraries of enzyme variants.

ارتفاع المناولة فحص النشاط Endoglucanase الفطرية في القولونية</em

Cellulase enzymes (endoglucanases, cellobiohydrolases, and &beta;-glucosidases) hydrolyze cellulose into component sugars, which in turn can be converted ...

High-throughput Crystallization of Membrane Proteins Using the Lipidic Bicelle Method

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane bilayer that surrounds all cells and organelles. Alterations in the function of MPs result in many human diseases and disorders; thus, an intricate understanding of their structures remains a critical objective for biological research. However, structure determination of MPs remains a significant challenge often stemming from their hydrophobicity. 
MPs have substantial hydrophobic regions embedded within the bilayer. Detergents are frequently used to solubilize these proteins from the bilayer generating a protein-detergent micelle that can then be manipulated in a similar manner as soluble proteins. Traditionally, crystallization trials proceed using a protein-detergent mixture, but they often resist crystallization or produce crystals of poor quality. These problems arise due to the detergent&prime;s inability to adequately mimic the bilayer resulting in poor stability and heterogeneity. In addition, the detergent shields the hydrophobic surface of the MP reducing the surface area available for crystal contacts. To circumvent these drawbacks MPs can be crystallized in lipidic media, which more closely simulates their endogenous environment, and has recently become a de novo technique for MP crystallization.
Lipidic cubic phase (LCP) is a three-dimensional lipid bilayer penetrated by an interconnected system of aqueous channels1. Although monoolein is the lipid of choice, related lipids such as monopalmitolein and monovaccenin have also been used to make LCP2. MPs are incorporated into the LCP where they diffuse in three dimensions and feed crystal nuclei. A great advantage of the LCP is that the protein remains in a more native environment, but the method has a number of technical disadvantages including high viscosity (requiring specialized apparatuses) and difficulties in crystal visualization and manipulation3,4. Because of these technical difficulties, we utilized another lipidic medium for crystallization-bicelles5,6 (Figure 1). Bicelles are lipid/amphiphile mixtures formed by blending a phosphatidylcholine lipid (DMPC) with an amphiphile (CHAPSO) or a short-chain lipid (DHPC). Within each bicelle disc, the lipid molecules generate a bilayer while the amphiphile molecules line the apolar edges providing beneficial properties of both bilayers and detergents. Importantly, below their transition temperature, protein-bicelle mixtures have a reduced viscosity and are manipulated in a similar manner as detergent-solubilized MPs, making bicelles compatible with crystallization robots. 
Bicelles have been successfully used to crystallize several membrane proteins5,7-11 (Table 1). This growing collection of proteins demonstrates the versatility of bicelles for crystallizing both alpha helical and beta sheet MPs from prokaryotic and eukaryotic sources. Because of these successes and the simplicity of high-throughput implementation, bicelles should be part of every membrane protein crystallographer&prime;s arsenal. In this video, we describe the bicelle methodology and provide a step-by-step protocol for setting up high-throughput crystallization trials of purified MPs using standard robotics.

Bicelles are lipid/amphiphile mixtures that maintain membrane proteins (MPs) within a lipid bilayer but have unique phase behavior that facilitates high-throughput screening by crystallization robots. This technique has successfully produced a number of high-resolution structures from both prokaryotic and eukaryotic sources. This video describes protocols for generating the lipidic bicelle mixture, incorporating MPs into the bicelle mixture, setting up crystallizations trials (manually as well as robotically) and harvesting crystals from the medium.

الإنتاجية العالية للبروتينات غشاء البلورة باستخدام أسلوب Bicelle Lipidic

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane ...

High-throughput Physical Mapping of Chromosomes using Automated in situ Hybridization

Projects to obtain whole-genome sequences for 10,000 vertebrate species1 and for 5,000 insect and related arthropod species2 are expected to take place over the next 5 years. For example, the sequencing of the genomes for 15 malaria mosquitospecies is currently being done using an Illumina platform3,4. This Anopheles species cluster includes both vectors and non-vectors of malaria. When the genome assemblies become available, researchers will have the unique opportunity to perform comparative analysis for inferring evolutionary changes relevant to vector ability. However, it has proven difficult to use next-generation sequencing reads to generate high-quality de novo genome assemblies5. Moreover, the existing genome assemblies for Anopheles gambiae, although obtained using the Sanger method, are gapped or fragmented4,6.
Success of comparative genomic analyses will be limited if researchers deal with numerous sequencing contigs, rather than with chromosome-based genome assemblies. Fragmented, unmapped sequences create problems for genomic analyses because: (i) unidentified gaps cause incorrect or incomplete annotation of genomic sequences; (ii) unmapped sequences lead to confusion between paralogous genes and genes from different haplotypes; and (iii) the lack of chromosome assignment and orientation of the sequencing contigs does not allow for reconstructing rearrangement phylogeny and studying chromosome evolution. Developing high-resolution physical maps for species with newly sequenced genomes is a timely and cost-effective investment that will facilitate genome annotation, evolutionary analysis, and re-sequencing of individual genomes from natural populations7,8.
Here, we present innovative approaches to chromosome preparation, fluorescent in situ hybridization (FISH), and imaging that facilitate rapid development of physical maps. Using An. gambiae as an example, we demonstrate that the development of physical chromosome maps can potentially improve genome assemblies and, thus, the quality of genomic analyses. First, we use a high-pressure method to prepare polytene chromosome spreads. This method, originally developed for Drosophila9, allows the user to visualize more details on chromosomes than the regular squashing technique10. Second, a fully automated, front-end system for FISH is used for high-throughput physical genome mapping. The automated slide staining system runs multiple assays simultaneously and dramatically reduces hands-on time11. Third, an automatic fluorescent imaging system, which includes a motorized slide stage, automatically scans and photographs labeled chromosomes after FISH12. This system is especially useful for identifying and visualizing multiple chromosomal plates on the same slide. In addition, the scanning process captures a more uniform FISH result. Overall, the automated high-throughput physical mapping protocol is more efficient than a standard manual protocol.

High-throughput Physical Mapping of Chromosomes using Automated in situ Hybridization

Genome assemblies based on massively parallel DNA sequencing technologies are usually highly fragmented. The development of physical chromosome maps can potentially improve genome assemblies. Here, we demonstrate innovative approaches to chromosome preparation, fluorescent in situ hybridization, and imaging that significantly increase throughput of the physical map development.

الإنتاجية العالية لرسم الخرائط المادية للالكروموسومات باستخدام الآلي<em&gt; في الموقع</em&gt; التهجين

Projects to obtain whole-genome sequences for 10,000 vertebrate species1 and for 5,000 insect and related arthropod species2 are expected to take place ...

High-throughput Screening for Small-molecule Modulators of Inward Rectifier Potassium Channels

Specific members of the inward rectifier potassium (Kir) channel family are postulated drug targets for a variety of disorders, including hypertension, atrial fibrillation, and pain1,2. For the most part, however, progress toward understanding their therapeutic potential or even basic physiological functions has been slowed by the lack of good pharmacological tools. Indeed, the molecular pharmacology of the inward rectifier family has lagged far behind that of the S4 superfamily of voltage-gated potassium (Kv) channels, for which a number of nanomolar-affinity and highly selective peptide toxin modulators have been discovered3. The bee venom toxin tertiapin and its derivatives are potent inhibitors of Kir1.1 and Kir3 channels4,5, but peptides are of limited use therapeutically as well as experimentally due to their antigenic properties and poor bioavailability, metabolic stability and tissue penetrance. The development of potent and selective small-molecule probes with improved pharmacological properties will be a key to fully understanding the physiology and therapeutic potential of Kir channels.
The Molecular Libraries Probes Production Center Network (MLPCN) supported by the National Institutes of Health (NIH) Common Fund has created opportunities for academic scientists to initiate probe discovery campaigns for molecular targets and signaling pathways in need of better pharmacology6. The MLPCN provides researchers access to industry-scale screening centers and medicinal chemistry and informatics support to develop small-molecule probes to elucidate the function of genes and gene networks. The critical step in gaining entry to the MLPCN is the development of a robust target- or pathway-specific assay that is amenable for high-throughput screening (HTS).
Here, we describe how to develop a fluorescence-based thallium (Tl+) flux assay of Kir channel function for high-throughput compound screening7,8,9,10.The assay is based on the permeability of the K+ channel pore to the K+ congener Tl+. A commercially available fluorescent Tl+ reporter dye is used to detect transmembrane flux of Tl+ through the pore. There are at least three commercially available dyes that are suitable for Tl+ flux assays: BTC, FluoZin-2, and FluxOR7,8. This protocol describes assay development using FluoZin-2. Although originally developed and marketed as a zinc indicator, FluoZin-2 exhibits a robust and dose-dependent increase in fluorescence emission upon Tl+ binding. We began working with FluoZin-2 before FluxOR was available7,8 and have continued to do so9,10. However, the steps in assay development are essentially identical for all three dyes, and users should determine which dye is most appropriate for their specific needs. We also discuss the assay's performance benchmarks that must be reached to be considered for entry to the MLPCN. Since Tl+ readily permeates most K+ channels, the assay should be adaptable to most K+ channel targets.

Methods for developing and validating a quantitative fluorescence assay for measuring the activity of inward rectifier potassium (Kir) channels for high-throughput compound screening is presented.

الفرز الفائق الإنتاجية الصغيرة للجزيء المغيرون من الداخل قنوات البوتاسيوم المعدل

Specific members of the inward rectifier potassium (Kir) channel family are postulated drug targets for a variety of disorders, including hypertension, ...

RNA Secondary Structure Prediction Using High-throughput SHAPE

Understanding the function of RNA involved in biological processes requires a thorough knowledge of RNA structure. Toward this end, the methodology dubbed "high-throughput selective 2' hydroxyl acylation analyzed by primer extension", or SHAPE, allows prediction of RNA secondary structure with single nucleotide resolution. This approach utilizes chemical probing agents that preferentially acylate single stranded or flexible regions of RNA in aqueous solution. Sites of chemical modification are detected by reverse transcription of the modified RNA, and the products of this reaction are fractionated by automated capillary electrophoresis (CE). Since reverse transcriptase pauses at those RNA nucleotides modified by the SHAPE reagents, the resulting cDNA library indirectly maps those ribonucleotides that are single stranded in the context of the folded RNA. Using ShapeFinder software, the electropherograms produced by automated CE are processed and converted into nucleotide reactivity tables that are themselves converted into pseudo-energy constraints used in the RNAStructure (v5.3) prediction algorithm. The two-dimensional RNA structures obtained by combining SHAPE probing with in silico RNA secondary structure prediction have been found to be far more accurate than structures obtained using either method alone.

High-throughput selective 2' hydroxyl acylation analyzed by primer extension (SHAPE) utilizes a novel chemical probing technology, reverse transcription, capillary electrophoresis and secondary structure prediction software to determine the structures of RNAs from several hundred to several thousand nucleotides at single nucleotide resolution.

RNA تنبؤ هيكل الثانوية باستخدام الشكل عالي الإنتاجية

Understanding the function of RNA involved in biological processes requires a thorough knowledge of RNA structure. Toward this end, the methodology dubbed ...

High-throughput Functional Screening using a Homemade Dual-glow Luciferase Assay

We present a rapid and inexpensive high-throughput screening protocol to identify transcriptional regulators of alpha-synuclein, a gene associated with Parkinson&#39;s disease. 293T cells are transiently transfected with plasmids from an arrayed ORF expression library, together with luciferase reporter plasmids, in a one-gene-per-well microplate format. Firefly luciferase activity is assayed after 48 hr to determine the effects of each library gene upon alpha-synuclein transcription, normalized to expression from an internal control construct (a hCMV promoter directing Renilla luciferase). This protocol is facilitated by a bench-top robot enclosed in a biosafety cabinet, which performs aseptic liquid handling in 96-well format. Our automated transfection protocol is readily adaptable to high-throughput lentiviral library production or other functional screening protocols requiring triple-transfections of large numbers of unique library plasmids in conjunction with a common set of helper plasmids. We also present an inexpensive and validated alternative to commercially-available, dual luciferase reagents which employs PTC124, EDTA, and pyrophosphate to suppress firefly luciferase activity prior to measurement of Renilla luciferase. Using these methods, we screened 7,670 human genes and identified 68 regulators of alpha-synuclein. This protocol is easily modifiable to target other genes of interest.

We present a rapid and inexpensive screening method for identifying transcriptional regulators using high-throughput robotic transfections and a homemade dual-glow luciferase assay. This protocol rapidly generates direct side-by-side functional data for thousands of genes and is easily modifiable to target any gene of interest.

الإنتاجية العالية فحص وظيفية باستخدام محلية الصنع ثنائي توهج luciferase الفحص

We present a rapid and inexpensive high-throughput screening protocol to identify transcriptional regulators of alpha-synuclein, a gene associated with ...

High-throughput Screening for Chemical Modulators of Post-transcriptionally Regulated Genes

Both transcriptional and post-transcriptional regulation have a profound impact on genes expression. However, commonly adopted cell-based screening assays focus on transcriptional regulation, being essentially aimed at the identification of promoter-targeting molecules. As a result, post-transcriptional mechanisms are largely uncovered by gene expression targeted drug development. Here we describe a cell-based assay aimed at investigating the role of the 3&#39; untranslated region (3&#8217; UTR) in the modulation of the fate of its mRNA, and at identifying compounds able to modify it. The assay is based on the use of a luciferase reporter construct containing the 3&#8217; UTR of a gene of interest stably integrated into a disease-relevant cell line. The protocol is divided into two parts, with the initial focus on the primary screening aimed at the identification of molecules affecting luciferase activity after 24 hr of treatment. The second part of the protocol describes the counter-screening necessary to discriminate compounds modulating luciferase activity specifically through the 3&#8217; UTR. In addition to the detailed protocol and representative results, we provide important considerations about the assay development and the validation of the hit(s) on the endogenous target. The described cell-based reporter gene assay will allow scientists to identify molecules modulating protein levels via post-transcriptional mechanisms dependent on a 3&#8217; UTR.

Here we describe a cell-based reporter gene assay as a valuable tool to screen chemical libraries for compounds modulating post-transcriptional control mechanisms exerted through 3&#8217; UTR.

الإنتاجية العالية للكشف عن المغيرون الكيميائية من الجينات المشاركة ما بعد transcriptionally الخاضعة للرقابة

Both transcriptional and post-transcriptional regulation have a profound impact on genes expression. However, commonly adopted cell-based screening assays ...

Automated Modular High Throughput Exopolysaccharide Screening Platform Coupled with Highly Sensitive Carbohydrate Fingerprint Analysis

Many microorganisms are capable of producing and secreting exopolysaccharides (EPS), which have important implications in medical fields, food applications or in the replacement of petro-based chemicals. We describe an analytical platform to be automated on a liquid handling system that allows the fast and reliable analysis of the type and the amount of EPS produced by microorganisms. It enables the user to identify novel natural microbial exopolysaccharide producers and to analyze the carbohydrate fingerprint of the corresponding polymers within one day in high-throughput (HT). Using this platform, strain collections as well as libraries of strain variants that might be obtained in engineering approaches can be screened. The platform has a modular setup, which allows a separation of the protocol into two major parts. First, there is an automated screening system, which combines different polysaccharide detection modules: a semi-quantitative analysis of viscosity formation via a centrifugation step, an analysis of polymer formation via alcohol precipitation and the determination of the total carbohydrate content via a phenol-sulfuric-acid transformation. Here, it is possible to screen up to 384 strains per run. The second part provides a detailed monosaccharide analysis for all the selected EPS producers identified in the first part by combining two essential modules: the analysis of the complete monomer composition via ultra-high performance liquid chromatography coupled with ultra violet and electrospray ionization ion trap detection (UHPLC-UV-ESI-MS) and the determination of pyruvate as a polymer substituent (presence of pyruvate ketal) via enzymatic oxidation that is coupled to a color formation. All the analytical modules of this screening platform can be combined in different ways and adjusted to individual requirements. Additionally, they can all be handled manually or performed with a liquid handling system. Thereby, the screening platform enables a huge flexibility in order to identify various EPS.

We present an automated modular high-throughput-method for the identification and characterization of microbial exopolysaccharides in small scale. This method combines a fast preselection to analyze the total amount of secreted polysaccharides with a detailed carbohydrate fingerprint to enable the fast screening of newly isolated bacterial strains or entire strain collections.

الآلي وحدات إنتاجية عالية Exopolysaccharide فحص منصة مقرونا حساسة للغاية تحليل الكربوهيدرات بصمات الأصابع

Many microorganisms are capable of producing and secreting exopolysaccharides (EPS), which have important implications in medical fields, food ...

Multi-enzyme Screening Using a High-throughput Genetic Enzyme Screening System

The recent development of a high-throughput single-cell assay technique enables the screening of novel enzymes based on functional activities from a large-scale metagenomic library1. We previously proposed a genetic enzyme screening system (GESS) that uses dimethylphenol regulator activated by phenol or p-nitrophenol. Since a vast amount of natural enzymatic reactions produce these phenolic compounds from phenol deriving substrates, this single genetic screening system can be theoretically applied to screen over 200 different enzymes in the BRENDA database. Despite the general applicability of GESS, applying the screening process requires a specific procedure to reach the maximum flow cytometry signals. Here, we detail the developed screening process, which includes metagenome preprocessing with GESS and the operation of a flow cytometry sorter. Three different phenolic substrates (p-nitrophenyl acetate, p-nitrophenyl-&#946;-D-cellobioside, and phenyl phosphate) with GESS were used to screen and to identify three different enzymes (lipase, cellulase, and alkaline phosphatase), respectively. The selected metagenomic enzyme activities were confirmed only with the flow cytometry but DNA sequencing and diverse in vitro analysis can be used for further gene identification.

This work presents a method of high-throughput screening using a universal genetic enzyme screening system that can be theoretically applied to over 200 enzymes. Here, the single screening system identifies three different enzymes (lipase, cellulase, and alkaline phosphatase) by simply changing the substrate used (p-nitrophenyl acetate, p-nitrophenyl-&#946;-D-cellobioside, and phenyl phosphate).

متعدد انزيم الفحص باستخدام عالية الإنتاجية نظام فحص انزيم الوراثية

The recent development of a high-throughput single-cell assay technique enables the screening of novel enzymes based on functional activities from a ...