نشكر جون كيلي ومارتن تايلور (مدرسة لندن للصحة والطب الاستوائي) لتوفير T. ب. البروسية GVR35-VSL-2 والدكتور أندريا Zelmer (LSHTM) لتقديم المشورة بشأن تصوير في الجسم الحي. وأيد هذا العمل من قبل برنامج بيل وميليندا غيتس المؤسسة العالمية الصحة (عدد المنح OPPGH5337).

أخلاق ونفذت كل عمل خارج بموجب موافقة من المملكة المتحدة وزارة الداخلية الحيوانات (الإجراءات العلمية) لسنة 1986 ومدرسة لندن للصحة والطب الاستوائي رعاية الحيوان ومجلس مراجعة الأخلاق. صلوا اليها التوجيهي المتبعة في هذا التقرير. 1. في فيفو مرور إضاءة الحيوية المثقبية البروسية البروسية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الأسهم cryopreserved (وهو ما يسمى stabilate) ت. ب. البروسية سلالة GVR35-VSL-2 (متوفر من البروفيسور جون كيلي في مدرسة لندن للصحة والطب الاستوائي من خلال MTA) 9 من النيتروجين السائل وتسمح للتوازن في درجة حرارة الغرفة. تمييع stabilate إلى 2 × 10 4 المثقبيات / مل في العقيمة الفوسفات الجلوكوز المالحة (PBS-G) ودرجة الحموضة 8.0 (1 لتر برنامج تلفزيوني + 15 جرام جلوكوز) 10. ملاحظة: T. ب. البروسية GVR35-VSL-2 هو غير معد للإنسان ويتطلب سابو المرخص التسهيلات لإجراء التجارب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ينجإلخ 20-25 غ أنثى CD1 الفأر مع 0.2 مل مخففة المثقبيات عبر الطريق داخل الصفاق (IP) مع إبرة 25 G. هذا هو &quot;الماوس المانحة&quot;. ضع الماوس المصاب الى المحددة الممرض الحرة (SPF) -cage والأعلاف الإرضاع بحسب الرغبة. ملاحظة: الفئران CD1 هي سلالة الأباعد وT. ب. تتميز جيدا العدوى البروسية GVR35 في هذه السلالة. ومع ذلك، فإن هذا البروتوكول ينطبق أيضا على السلالات الفطرية أو المعدلة وراثيا، ولكن من المهم أن نلاحظ أن لون الفراء قد تؤثر على حساسية التصوير 6،9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رصد الطفيل الطرفية عن طريق اخذ عينات الدم. ضع الماوس إلى رادع البلاستيك واتخاذ 5 ميكرولتر من الدم من الذيل بواسطة بزل الوريد مع 21 G إبرة أو فصد ومزيج 10/01 مع 0.85٪ كلوريد الأمونيوم العقيمة إلى ليز خلايا الدم الحمراء والسماح أسهل العد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عد الدم المخفض في نويباور عدادة الكريات. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل الدم المخفف في كلا المجلسين. عدد غرام المركزي بأكملهمعرف غرفة واحدة لإعطاء المثقبيات ن. تركيز المثقبيات في الدم = ن × 10 4 المثقبيات / مل، وضبط أي عامل التخفيف وحساب متوسط ​​الغرفتين. ملاحظة: بعد ما يقرب من 5-7 أيام بعد الإصابة، يجب أن ترتفع الطفيل الطرفية بما فيه الكفاية لإجراء العدوى بتركيز 2 × 10 4 المثقبيات / مل. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما تكون مستويات المثقبيات مرتفعة بما فيه الكفاية لعدد من الفئران المطلوبة، والانتقال إلى الخطوة 1.6. مستوى الطفيل من 6 × 10 4 المثقبيات / مل في الماوس مانح واحد يكفي لإصابة 10 الفئران. ملاحظة: للحصول على أحجام مجموعة ذات دلالة إحصائية، ن = 6 لكل مجموعة العلاج من الفئران هناك حاجة إلى 8. لنماذج أخرى من العدوى، وسوف تحتاج ليتم تطبيقها لتحديد أحجام المجموعة المناسبة حسابات السلطة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان الفئران في مربع الحرارة (في 28-30 درجة مئوية لمدة ما يقرب من 5-10 دقيقة) للسماح للأوردة الذيل لتمدد.للحث على تخدير المحطة وإدارة 20 ملغ / كغ في الوريد بنتوباربيتال مع إبرة 25 G. هو تخدير تأكيد الماوس عن طريق بلطف الضغط على قطاع الطرق لضمان عدم وجود رد فعل الانسحاب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعالج بالهيبارين 21 G الإبرة aliquoting 5 مل الهيبارين في 5000 USP وحدة / مل في أنبوب بيجو وامتصاص مرتين في والخروج من إبرة تعلق على حقنة 1 مل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خذ heparinized 21 G إبرة وحقنة 1 مل، وإجراء ثقب في القلب على الماوس مرور تخدير عن طريق إدخال إبرة مركزيا تحت القفص الصدري (سوف حبة من الدم يتجمع في قاعدة الإبرة) وسحب بلطف مرة أخرى على المكبس حتى لا تنهار الغرفة من القلب. جمع ما لا يقل عن 0.7 مل من الدم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمييع الدم الملوث لإنتاج اللقاح من 2 × 10 4 المثقبيات / مل في برنامج تلفزيوني-G 8.0 درجة الحموضة كخطوة 1.1 أعلاه. ملاحظة: عند هذه النقطة، والدم المتبقية يمكن cryopreserved لإنتاج stabilate عن طريق خلط مع 8٪ الجلسرين، و 20٪ الحرارة المعطل كاليفورنيا الجنينمصل LF (مرحبا FCS) و 72٪ دم المصاب. تجميد ببطء في -80 درجة مئوية باستخدام بطء تجميد تجميد حاوية لتحقيق معدل تبريد -1 ° C / دقيقة، قبل ان ينتقل الى النيتروجين السائل. </li></ol> 2. إصابة فئران التجارب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع CD1 الفئران الإناث (~ 21-25 ز) في مربع التدفئة إلى الحارة بلطف لتمدد الأوردة. وضع الفئران تحسنت الى ضبط النفس البلاستيك وحقن 0.2 مل اللقاح المخفف عن طريق الوريد مع إبرة G 25 إلى الوريد الذيل، أي ما يعادل 4000 المثقبيات في الماوس. وضع الضغط في موقع الحقن بعد ذلك لوقف النزيف. ملاحظة: العدوى داخل الصفاق هو طريق صحيح للعدوى، واستخدمت في الدراسات السابقة 10، ولكن وجدنا هذا أقل استنساخه من طريق الوريد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بطريقة عشوائية الفئران المصابة وقفص في مجموعات من 3 في أقفاص تنفيس SPF. كعنصر تحكم، وضخ CD1 إناث الفئران مع نوع البرية الطفيلي غير إضاءة الحيوية، T. ب. البروسية GVR35 (ن =3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة العدوى عن طريق الدم السينمائي المجهر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بقعة 5 الدم ميكرولتر من بزل الوريد أو فصد على شريحة زجاجية وإجراء المسحة الدم (باستخدام شريحة زجاجية الثانية دفع بلطف قطرة من الدم عبر الشريحة لإنتاج طبقة رقيقة). تسمح الشرائح للهواء الجاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إصلاح مسحة الدم مع الميثانول بنسبة 100٪ وصمة عار مع بالغيمزا لمدة 10 دقيقة قبل الشطف مع DH 2 O والسماح للهواء الجاف. تحت الهدف 100X حساب عدد من المثقبيات في 10 مجالات (فوف) الرأي. ملاحظة: يتم تصوير الدم خارج جنبا إلى جنب مع كل الحيوانات التصوير موسع في وقت مبكر من يوم واحد بعد الإصابة. عند معالجة عدد من الحيوانات، ويفضل هذا الأسلوب من الكميات المثقبيات على العد عدادة الكريات كما يمكن تخزين العينات في درجة حرارة الغرفة، وعدها في وقت لاحق. </li></ol></li></ol> 3. ضوء بارد التصوير لتتبع العدوى ملاحظة: لمراقبة العدوى، أنيم كلهآل التصوير غير الغازية يمكن استخدامها. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد محلول المخزون من D-وسيفيرين، ووسيفيراز الركيزة يراعة، في Dulbecco والفوسفات مخزنة المالحة (DPBS) في 30 ملغ / مل. فلتر تعقيم وتجميد في aliquots في -20 درجة مئوية. ملاحظة: D-وسيفيرين غير الحساسة للضوء، وبالتالي حمايته من الضوء من خلال التفاف قسامات في احباط. لا تجميد ذوبان الجليد بشكل متكرر وسيفيرين لأنها يمكن أن تؤثر على النشاط 11. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تدفئة قسامة من D-وسيفيرين إلى درجة حرارة الغرفة. إزالة كل فأر من القفص (بما في ذلك السيطرة على الفئران المصابة مع nonbioluminescent نوع السلالة البرية الطفيلي) وحقن 150 ملغ / كغ من حرارة D-وسيفيرين (المخفف في DPBS) البريتونى مع إبرة 25 G. وضع الفئران الى غرفة آيزوفلوران لحوالي 5 دقائق للحث على التخدير مع 2٪ آيزوفلوران / O مزيج 2 في 2.5 لتر / دقيقة. ملاحظة: الفئران تصبح قادرة على الحركة عندما تكون تحت التخدير. لتصوير المستخدمة هنا، 3 الفئران يمكن معالجتها في وقت واحد. إذا الفئران هي anesthetأوتوماتيكية لمدة أطول من 30 دقيقة، ويمكن تطبيقها في طب العيون مرهم المسيل للدموع اصطناعية لمنع أعين الفئران من الجفاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتصوير الموصوفة هنا، افتح البرنامج وتهيئة الجهاز باستخدام البرنامج حسب تعليمات الشركة الصانعة. الحصول على صور مرة واحدة الكاميرا ولوحة ساخنة وصلت درجة الحرارة. ملاحظة: هذا الصك لا تحول عادة خارج، مما يتيح للجهاز لأداء المعايرة الخلفية بين عشية وضحاها. في حال أنه يحتاج إلى إعادة تشغيل، فإنه يجب إجراء فحص معايرة لأول مرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الفئران تخدير في تصوير (انظر 3.5). استخدام فواصل سوداء كبيرة بين الفئران لتقليل النزف من خلال من أي إشارة للإضاءة الحيوية مشرق. الفئران صورة باستخدام مجموعة من التعرض مرات. 1، 3، 10، 30، 60 و 180 ثانية، مع binning المتوسطة (1)، و / إيقاف وعامل تصفية مفتوحة، ومجال الرؤية E (12.5 X 12.5 سم 2). ملاحظة: السيطرة على الفئران المصابة مع النوع البري طفيليات GVR35 nonbioluminescent توفر backgrالقيمة تلألؤ بيولوجي س اوند. من تجربة حركية وسيفيرين (الشكل 6) مع هذا النموذج، وجدنا أن القمم إشارة تلألؤ بيولوجي في 10 دقيقة بعد إدارة والتصوير يستغرق حوالي 5 دقائق لمدة 3 الفئران. خذ هذا الجدول الزمني في الاعتبار عند التخدير والتصوير الفئران. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لضمان تصوير دقيق للفئران، وتناوب على الحصول على بطني، ظهري وجهة النظر الجانبي. المحافظة على تناسق في ترتيب التوجه للتصوير بين الحيوانات متتابعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التصوير، والسماح الفئران للتعافي من التخدير تحت المراقبة قبل ان يعود الى SPF-القفص. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مواصلة التصوير الفئران كل 7 أيام حتى يوم 21 بعد الإصابة. يجب أن تكون هناك زيادة مطردة في إشارة تلألؤ بيولوجي على الحيوانات بأكمله. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في D21، صورة وفيلم دم الفئران كما هو موضح أعلاه، وجرعة الفئران مع 40 ملغ / كغ diminazene aceturate البريتونى. وهذا الدواء مسح الطفيل الطرفية ولكن لن تعبر الدم المخن الحاجز، وبالتالي يمكن تصور أفضل للإصابة الجهاز العصبي المركزي. ملاحظة: Diminazene aceturate دواء راسخة يستخدم لعلاج المرحلة المبكرة من داء المثقبيات الحيوانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تواصل التصوير والمراقبة في D28 و D35. </li></ol> 4. تأكيد الجهاز العصبي المركزي العدوى <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في D35، الفئران الصورة على النحو المفصل أعلاه (خطوات 3،1-3،4). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التصوير، والسماح الفئران للتعافي من التخدير ويستنزف الفئران كما هو موضح في الخطوة 1،6-1،8، وجمع الدم لمزيد من التحليل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد ثقب في القلب، يروي الفئران مع 20 مل PBS (اختياري: إضافة 3 ملغ / مل من وسيفيرين إلى حل التروية) عن طريق القلب لمسح الدم من الأجهزة ولإعادة تسمية وسيفيرين التي قد مسح من منطقة في الدماغ خلال فترة زمنية من الخطوة 4.1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة بلطف الدماغ، وذلك باستخدام مقص منحنية، وقطع من القاعدة حول محيط الجمجمة، ورفع قبالة الجزء العلوي من الجمجمة، للسماح للدماغمن المقرر أن يرفع برفق مع ملقط المنحنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الدماغ رفعه على جزء من البلاستيك الأسود وماصة 50 ميكرولتر من 15 ملغ / مل وسيفيرين على الجهاز قبل التصوير، لضمان تمت إضافة وسيفيرين كافية إلى الدماغ رفعه. الصورة باستخدام الإعدادات على النحو الوارد أعلاه. هذا وسوف تظهر توطين العدوى إلى نصفي الدماغ. ملاحظة: الكمي المصب من الطفيل على الدماغ رفعه يمكن أن تقوم بها QPCR كما هو موضح سابقا 8. ويمكن أن تشمل التطبيقات المصب بديلة أخرى الأنسجة أو المناعية للتعرف على الطفيليات في أنسجة المخ بعد التثبيت. </li></ol> 5. الكميات من تلألؤ بيولوجي التصوير ملاحظة: تلألؤ بيولوجي يمكن قياسها كميا باستخدام المنطقة ذات الاهتمام (ROI) مع برنامج التصوير وتصحيح للتلألؤ بيولوجي الخلفية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام أداة العائد على الاستثمار، وخلق العائد على الاستثمار مستطيلة للحيوان كامل الكميات لالثانية وضعه فوق الصورة الماوس لتغطية طرف الأنف إلى قاعدة الذيل من الفأرة. استخدام نفس مربع حجم كل حيوان وكل نقطة زمنية. عند النظر إلى العائد على الاستثمار للدماغ، واستخدام العائد على الاستثمار دائرية في نفس الطريق، وذلك لتحديد المواقع على الماوس منطقة الرأس في الصورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا رغبت في ذلك، وضبط الصور لتظهر على نفس الطيف لتمثيل مرئي للعدوى. ملاحظة: البرامج المستخدمة هنا يولد خريطة ملونة لكل صورة تعديله تلقائيا عن التهم الحد الأدنى والحد الأقصى الفوتون. لتمكين المقارنة البصرية بين سلسلة من الصور، لا بد من وضع جدول اللون لنفس القيم لجميع الصور. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام صورة مع أعلى تلألؤ بيولوجي وعلامة التبويب &quot;صورة ضبط&quot; على لوحة الأداة، حدد مقياس لوغاريتمي والحد الأدنى مقياس اللون المناسب والحد الأقصى (يتم تحديدها تجريبيا). تطبيق هذا المقياس على جميع الصور في كافة مراحل التجربة. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Brun, R., Blum, J., Chappuis, F., Burri, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+African+trypanosomiasis.">Human African trypanosomiasis.</a> Lancet. 375 (9709), 148-159 (2010).</li><li>Rodgers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trypanosomiasis+and+the+brain.">Trypanosomiasis and the brain.</a> Parasitology. 137 (14), 1995-2006 (2010).</li><li>Barrett, M. P., Boykin, D. W., Brun, R., Tidwell, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+African+trypanosomiasis:+pharmacological+re-engagement+with+a+neglected+disease.">Human African trypanosomiasis: pharmacological re-engagement with a neglected disease.</a> Br. J. Pharmacol. 152 (8), 1155-1171 (2007).</li><li>Barrett, M. P., Vincent, I. M., Burchmore, R. J. S., Kazibwe, A. J. N., Matovu, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drug+resistance+in+human+African+trypanosomiasis.">Drug resistance in human African trypanosomiasis.</a> Future Microbiol. 6 (9), 1037-1047 (2011).</li><li>Jennings, F. W., Whitelaw, D. D., Urquhart, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relationship+between+duration+of+infection+with+Trypanosoma+brucei+in+mice+and+the+efficacy+of+chemotherapy.">The relationship between duration of infection with Trypanosoma brucei in mice and the efficacy of chemotherapy.</a> Parasitology. 75 (2), 143-153 (1977).</li><li>Andreu, N., Zelmer, A., Wiles, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+biophotonic+imaging+for+studies+of+infectious+disease.">Noninvasive biophotonic imaging for studies of infectious disease.</a> FEMS Microbiol. Rev. 35 (2), 360-394 (2011).</li><li>Sadikot, R. T., Blackwell, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescence+imaging.">Bioluminescence imaging.</a> Proc. Am. Thorac. Soc. 2 (6), 537-540 (2005).</li><li>Burrell-Saward, H., Rodgers, J., Bradley, B., Croft, S. L., Ward, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+sensitive+and+reproducible+in+vivo+imaging+mouse+model+for+evaluation+of+drugs+against+late-stage+human+African+trypanosomiasis.">A sensitive and reproducible in vivo imaging mouse model for evaluation of drugs against late-stage human African trypanosomiasis.</a> J. Antimicrob. Chemother. 70 (2), 510-517 (2015).</li><li>McLatchie, A. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Highly+sensitive+in+vivo+imaging+of+Trypanosoma+brucei+expressing+'red-shifted'+luciferase.">Highly sensitive in vivo imaging of Trypanosoma brucei expressing 'red-shifted' luciferase.</a> PLoS Negl. Trop. Dis. 7 (11), e2571 (2013).</li><li>Jennings, F. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+African+trypanosomiasis:+potential+therapeutic+benefits+of+an+alternative+suramin+and+melarsoprol+regimen.">Human African trypanosomiasis: potential therapeutic benefits of an alternative suramin and melarsoprol regimen.</a> Parasitol. Int. 51 (4), 381-388 (2002).</li><li>Wiles, S., Robertson, B. D., Frankel, G., Kerton, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescent+monitoring+of+in+vivo+colonization+and+clearance+dynamics+by+light-emitting+bacteria.">Bioluminescent monitoring of in vivo colonization and clearance dynamics by light-emitting bacteria.</a> Methods Mol. Biol. 574, 137-153 (2009).</li><li>Rodgers, J., Bradley, B., Kennedy, P. G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+chemotherapy+with+a+substance+P+receptor+antagonist+(aprepitant)+and+melarsoprol+in+a+mouse+model+of+human+African+trypanosomiasis.">Combination chemotherapy with a substance P receptor antagonist (aprepitant) and melarsoprol in a mouse model of human African trypanosomiasis.</a> Parasitol. Int. 56 (4), 321-324 (2007).</li><li>Kamerkar, S., Davis, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toxoplasma+on+the+brain:+understanding+host-pathogen+interactions+in+chronic+CNS+infection.">Toxoplasma on the brain: understanding host-pathogen interactions in chronic CNS infection.</a> J. Parasitol. Res. 2012, 589295 (2012).</li><li>Franke-Fayard, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+malaria+parasite+sequestration:+CD36+is+the+major+receptor,+but+cerebral+pathology+is+unlinked+to+sequestration.">Murine malaria parasite sequestration: CD36 is the major receptor, but cerebral pathology is unlinked to sequestration.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102 (32), 11468-11473 (2005).</li><li>Hitziger, N., Dellacasa, I., Albiger, B., Barragan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissemination+of+Toxoplasma+gondii+to+immunoprivileged+organs+and+role+of+Toll/interleukin-1+receptor+signalling+for+host+resistance+assessed+by+in+vivo+bioluminescence+imaging.">Dissemination of Toxoplasma gondii to immunoprivileged organs and role of Toll/interleukin-1 receptor signalling for host resistance assessed by in vivo bioluminescence imaging.</a> Cell. Microbiol. 7 (6), 837-848 (2005).</li><li>Lewis, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescence+imaging+of+chronic+Trypanosoma+cruzi+infections+reveals+tissue-specific+parasite+dynamics+and+heart+disease+in+the+absence+of+locally+persistent+infection.">Bioluminescence imaging of chronic Trypanosoma cruzi infections reveals tissue-specific parasite dynamics and heart disease in the absence of locally persistent infection.</a> Cell. Microbiol. 16 (9), 1285-1300 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

تطوير T. إضاءة الحيوية ب. البروسية GVR35 سلالة يسمح التصور من عدوى المثقبيات من أوائل وأواخر المرحلة. وكانت النماذج عدوى سابقة لم تكتشف مرحلة متأخرة، عندما الطفيليات في الدماغ، في الوقت الحقيقي من المجهري فيلم الدم، وتتطلب عملية الاعدام وإزالة العقول من الفئر...

Human African trypanosomiasis (HAT), or sleeping sickness, is caused by the vector-borne protozoan parasites of the Trypanosoma brucei spp1. Estimated numbers of current cases is fewer than 7 thousand every year with almost 70 million people exposed to the risk of the parasite infection within the African continent. The disease, which is most often lethal if left untreated, comprises an early hemolymphatic stage where parasites are present in the blood, progressing to the late stage when parasites invade the central nervous system (CNS) and are no longer susceptible to treatment by early stage trypanosomal drugs2. The current drug therapies for late-stage HAT have both complex, prolonged, treatment regimens and severe adverse effects as well as reported resistance, therefore research into new drug therapies is imperative3,4. 
The study of late-stage human African trypanosomiasis (HAT) within traditional mouse models is lengthy and complex, with the removal of brain tissue being required to monitor parasitic burden5. The animal infective strain T. b. brucei is used as the study model of trypanosomiasis with the late stage appearing 21 days post infection (dpi). To monitor the wild type nonbioluminescent parasite infection in the mouse model, peripheral blood films or quantitative PCR are the only methods to determine parasite burden. For parasite burden in the brain, the mouse needs to be culled, brain excised and qPCR carried out on tissues, making it impossible to track parasites through multiple time points in the late stage infection. This results in the inability to follow real-time infections within the central nervous system (CNS). 
In vivo bioluminescence imaging (BLI) can provide highly sensitive, non-invasive detection of parasite dissemination and disease progression in a mouse model that can be followed in a single animal for the entirety of the experiment6. BLI is based on the emission of light in the visible spectrum produced by a luciferase-catalyzed reaction. The emitted photons are then detected by a charge coupled device (CCD) camera7. For this purpose, the pathogen is genetically modified to express a luciferase protein and the substrate, luciferin, is introduced at time points of interest by injection. The main advantage of this method is the ability to carry out longitudinal studies, in which the same animal can be imaged several times with minimal adverse effects. The acquired bioluminescence signal can be quantified, thus indicating the pathogen burden.
The optimization and validation of a red-shifted bioluminescent T. b. brucei has enabled the investigation of the late stage infection through non-invasive procedures, detecting parasites earlier than blood film microscopy and greatly reducing the time, cost and numbers of animals needed to study CNS infection and drug screening in late-stage trypanosomiasis8,9. In this protocol we demonstrate infection of mice with bioluminescent trypanosomes and how to then visualize the parasites in vivo for quantification of disease progression and CNS penetration.

<table><tbody><tr><td>PBS</td><td>Sigma, UK</td><td>P4417</td><td>tablets pH 7.4</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma, UK</td><td>G8270</td><td>99.5% (molecular) grade</td></tr><tr><td>Ammonium chloride</td><td>Sigma, UK</td><td>A9434</td><td>99.5% (molecular) grade</td></tr><tr><td>Heparin (lithium salt)</td><td>Sigma, UK</td><td>H0878</td><td></td></tr><tr><td>Hi-FCS</td><td>Gibco, Life Technologies, UK</td><td>10500-064</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>DPBS</td><td>Sigma, UK</td><td>D4031</td><td>Sterile filtered</td></tr><tr><td>Mr. Frosty</td><td>Nalgene, UK</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Giemsa</td><td>Sigma, UK</td><td>G5637</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferin</td><td>Perkin Elmer, UK</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sigma, UK</td><td>115144-35-9</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Diminazene aceturate</td><td>Sigma, UK</td><td>D7770</td><td>Analytical grade</td></tr><tr><td>IVIS Lumina II</td><td>Perkin Elmer, UK</td><td></td><td>other bioimagers available &lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt; from Bruker, Kodak</td></tr><tr><td>Living Image v. 4.2</td><td>Perkin Elmer, UK</td><td></td><td>proprietary software for Perkin Elmer IVIS instruments; other instruments may have their own</td></tr><tr><td>1 ml Syringe</td><td>Fisher Scientific, UK</td><td>10142104</td><td></td></tr><tr><td>20 ml Syringe</td><td>Fisher Scientific, UK</td><td>10743785</td><td></td></tr><tr><td>25 G Needles</td><td>Greiner Bio-one</td><td>N2516</td><td></td></tr><tr><td>21 G Needles</td><td>Greiner Bio-one</td><td>N2138</td><td></td></tr><tr><td>Twin-frosted microscope slide</td><td>VWR, UK</td><td>631-0117</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml Microcentrifuge tube</td><td>StarLab, UK</td><td>I1415-1000</td><td></td></tr><tr><td>7 ml Bijou tube</td><td>StarLab, UK</td><td>E1412-0710</td><td></td></tr><tr><td>Mouse restrainer</td><td>Sigma, UK</td><td>Z756903</td><td>our restrainer was made in-house, this is a similar model</td></tr></tbody></table>

bioluminescence imaging to detect late stage infection of african trypanosomiasis

Human African trypanosomiasis (HAT) is a multi-stage disease that manifests in two stages; an early blood stage and a late stage when the parasite invades the central nervous system (CNS). In vivo study of the late stage has been limited as traditional methodologies require the removal of the brain to determine the presence of the parasites.
Bioluminescence imaging is a non-invasive, highly sensitive form of optical imaging that enables the visualization of a luciferase-transfected pathogen in real-time. By using a transfected trypanosome strain that has the ability to produce late stage disease in mice we are able to study the kinetics of a CNS infection in a single animal throughout the course of infection, as well as observe the movement and dissemination of a systemic infection.
Here we describe a robust protocol to study CNS infections using a bioluminescence model of African trypanosomiasis, providing real time non-invasive observations which can be further analyzed with optional downstream approaches.

يوضح هذا البروتوكول كيفية متابعة تطور المرض بعد الإصابة من الفئران مع T. ب. البروسية، نموذجا لداء المثقبيات الأفريقي البشري. ويبين الشكل (1) والجدول الزمني للبروتوكول تجريبي، مما يدل على جدول زمني للعلاج والتصوير الخطوات الشكل 2</stro...

Watch this Scientific Journal Video about Bioluminescence Imaging to Detect Late Stage Infection of African Trypanosomiasis at JoVE.com

Bioluminescence Imaging to Detect Late Stage Infection of African Trypanosomiasis

This manuscript describes the use of a bioluminescent strain of African trypanosomes to enable the tracking of late stage infection and demonstrates how in vivo live imaging can be used to visualize infections within the central nervous system in real-time.

تلألؤ بيولوجي التصوير لكشف العدوى المرحلة المتأخرة من داء المثقبيات الأفريقي

Human African trypanosomiasis (HAT) is a multi-stage disease that manifests in two stages; an early blood stage and a late stage when the parasite invades ...

bioluminescence-imaging-to-detect-late-stage-infection-african

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

7.7K Views.  London School of Hygiene & Tropical Diseases. This manuscript describes the use of a bioluminescent strain of African trypanosomes to enable the tracking of late stage infection and demonstrates how in vivo live imaging can be used to visualize infections within the central nervous system in real-time.

Video: Bioluminescence Imaging to Detect Late Stage Infection of African Trypanosomiasis

In vivo Imaging of Transgenic Leishmania Parasites in a Live Host

Distinct species of Leishmania, a protozoan parasite of the family Trypanosomatidae, typically cause different human disease manifestations. The most common forms of disease are visceral leishmaniasis (VL) and cutaneous leishmaniasis (CL). Mouse models of leishmaniasis are widely used, but quantification of parasite burdens during murine disease requires mice to be euthanized at various times after infection. Parasite loads are then measured either by microscopy, limiting dilution assay, or qPCR amplification of parasite DNA. The in vivo imaging system (IVIS) has an integrated software package that allows the detection of a bioluminescent signal associated with cells in living organisms. Both to minimize animal usage and to follow infection longitudinally in individuals, in vivo models for imaging Leishmania spp. causing VL or CL were established. Parasites were engineered to express luciferase, and these were introduced into mice either intradermally or intravenously. Quantitative measurements of the luciferase driving bioluminescence of the transgenic Leishmania parasites within the mouse were made using IVIS. Individual mice can be imaged multiple times during longitudinal studies, allowing us to assess the inter-animal variation in the initial experimental parasite inocula, and to assess the multiplication of parasites in mouse tissues. Parasites are detected with high sensitivity in cutaneous locations. Although it is very likely that the signal (photons/second/parasite) is lower in deeper visceral organs than the skin, but quantitative comparisons of signals in superficial versus deep sites have not been done. It is possible that parasite numbers between body sites cannot be directly compared, although parasite loads in the same tissues can be compared between mice. Examples of one visceralizing species (L. infantum chagasi) and one species causing cutaneous leishmaniasis (L. mexicana) are shown. The IVIS procedure can be used for monitoring and analyzing small animal models of a wide variety of Leishmania species causing the different forms of human leishmaniasis.

In vivo Imaging of Transgenic Leishmania Parasites in a Live Host

An in vivo imaging system is used to generate quantitative measurements of murine infection with the Trypanosomatid protozoan Leishmania. This is a non-invasive and non-lethal method for detecting parasites expressing luciferase within many tissues throughout the course of chronic Leishmania spp. infection.

في الجسم الحي التصوير الطفيليات الليشمانية المعدلة وراثيا في مضيف لايف

Distinct species of Leishmania, a protozoan parasite of the family Trypanosomatidae, typically cause different human disease manifestations. The most ...

Comprehensive &amp; Cost Effective Laboratory Monitoring of HIV/AIDS: an African Role Model

We present the video about assisting anti-retroviral therapy (ART) by an apt laboratory service - representing a South-African role model for economical large scale diagnostic testing. In the low-income countries inexpensive ART has transformed the prospects for the survival of HIV seropositive patients but there are doubts whether there is a need for the laboratory monitoring of ART and at what costs - in situations when the overall quality of pathology services can still be very low. The appropriate answer is to establish economically sound services with better coordination and stricter internal quality assessment than seen in western countries. This video, photographed at location in the National Health Laboratory Services (NHLS-SA) at the Witwatersrand University, Johannesburg, South Africa, provides such a coordinated scheme expanding the original 2-color CD4-CD45 PanLeucoGating strategy (PLG). Thus the six modules of the video presentation reveal the simplicity of a 4-color flow cytometric assay to combine haematological, immunological and virology-related tests in a single tube. These video modules are: (i) the set-up of instruments; (ii) sample preparations; (iii) testing absolute counts and monitoring quality for each sample by bead-count-rate; (iv) the heamatological CD45 test for white cell counts and differentials; (v) the CD4 counts, and (vi) the activation of CD8+ T cells measured by CD38 display, a viral load related parameter. The potential cost-savings are remarkable. This arrangement is a prime example for the feasibility of performing &gt; 800-1000 tests per day with a stricter quality control than that applied in western laboratories, and also with a transfer of technology to other laboratories within a NHLS-SA network. Expert advisors, laboratory managers and policy makers who carry the duty of making decisions about introducing modern medical technology are frequently not in a position to see the latest technical details as carried out in the large regional laboratories with huge burdens of workload. Hence this video shows details of these new developments.

Comprehensive & Cost Effective Laboratory Monitoring of HIV/AIDS: an African Role Model

Anti-retroviral therapy to treat HIV/AIDS is monitored in South Africa on a large scale. Flow cytometry is combined for haematology (CD45), immunology (CD4) and viral-load linked CD38 assay. Recorded at NHLS-SA laboratories, Johannesburg, these modern methods are cost-efficient with heightened local internal quality control, serving as role-models for resource-limited diagnostics.

شاملة والتكلفة الفعالة لمختبر مراقبة فيروس نقص المناعة البشرية / الإيدز : قدوة الأفريقية

We present the video about assisting anti-retroviral therapy (ART) by an apt laboratory service - representing a South-African role model for economical ...

Bioluminescence Imaging of NADPH Oxidase Activity in Different Animal Models

NADPH oxidase is a critical enzyme that mediates antibacterial and antifungal host defense. In addition to its role in antimicrobial host defense, NADPH oxidase has critical signaling functions that modulate the inflammatory response 1. Thus, the development of a method to measure in "real-time" the kinetics of NADPH oxidase-derived ROS generation is expected to be a valuable research tool to understand mechanisms relevant to host defense, inflammation, and injury.
Chronic granulomatous disease (CGD) is an inherited disorder of the NADPH oxidase characterized by severe infections and excessive inflammation. Activation of the phagocyte NADPH oxidase requires translocation of its cytosolic subunits (p47phox, p67phox, and p40phox) and Rac to a membrane-bound flavocytochrome (composed of a gp91phox and p22phox heterodimer). Loss of function mutations in any of these NADPH oxidase components result in CGD. Similar to patients with CGD, gp91phox -deficient mice and p47phox-deficient mice have defective phagocyte NADPH oxidase activity and impaired host defense 2, 13. In addition to phagocytes, which contain the NADPH oxidase components described above, a variety of other cell types express different isoforms of NADPH oxidase.
Here, we describe a method to quantify ROS production in living mice and to delineate the contribution of NADPH oxidase to ROS generation in models of inflammation and injury. This method is based on ROS reacting with L-012 (an analogue of luminol) to emit luminescence that is recorded by a charge-coupled device (CCD). In the original description of the L-012 probe, L-012-dependent chemiluminescence was completely abolished by superoxide dismutase, indicating that the main ROS detected in this reaction was superoxide anion 14. Subsequent studies have shown that L-012 can detect other free radicals, including reactive nitrogen species 15, 16. Kielland et al. 16 showed that topical application of phorbol myristate acetate, a potent activator of NADPH oxidase, led to NADPH oxidase-dependent ROS generation that could be detected in mice using the luminescent probe L-012. In this model, they showed that L-012-dependent luminescence was abolished in p47phox-deficient mice.
We compared ROS generation in wildtype mice and NADPH oxidase-deficient p47phox-/- mice 2 in the following three models: 1) intratracheal administration of zymosan, a pro-inflammatory fungal cell wall-derived product that can activate NADPH oxidase; 2) cecal ligation and puncture (CLP), a model of intra-abdominal sepsis with secondary acute lung inflammation and injury; and 3) oral carbon tetrachloride (CCl4), a model of ROS-dependent hepatic injury. These models were specifically selected to evaluate NADPH oxidase-dependent ROS generation in the context of non-infectious inflammation, polymicrobial sepsis, and toxin-induced organ injury, respectively. Comparing bioluminescence in wildtype mice to p47phox-/- mice enables us to delineate the specific contribution of ROS generated by p47phox-containing NADPH oxidase to the bioluminescent signal in these models.
Bioluminescence imaging results that demonstrated increased ROS levels in wildtype mice compared to p47phox-/- mice indicated that NADPH oxidase is the major source of ROS generation in response to inflammatory stimuli. This method provides a minimally invasive approach for "real-time" monitoring of ROS generation during inflammation in vivo.

NADPH oxidase is the major source of reactive oxygen species (ROS) in phagocytes. Because of the ephemeral nature of ROS, it is difficult to measure and monitor ROS levels in living animals. A minimally invasive method for serial quantification of ROS in living mice is described.

التصوير تلألؤ بيولوجي من نشاط إنزيم NADPH في مختلف النماذج الحيوانية

NADPH oxidase is a critical enzyme that mediates antibacterial and antifungal host defense. In addition to its role in antimicrobial host defense, NADPH ...

Bioluminescent Bacterial Imaging In Vivo

This video describes the use of whole body bioluminesce imaging (BLI) for the study of bacterial trafficking in live mice, with an emphasis on the use of bacteria in gene and cell therapy for cancer. Bacteria present an attractive class of vector for cancer therapy, possessing a natural ability to grow preferentially within tumors following systemic administration. Bacteria engineered to express the lux gene cassette permit BLI detection of the bacteria and concurrently tumor sites. The location and levels of bacteria within tumors over time can be readily examined, visualized in two or three dimensions. The method is applicable to a wide range of bacterial species and tumor xenograft types. This article describes the protocol for analysis of bioluminescent bacteria within subcutaneous tumor bearing mice. Visualization of commensal bacteria in the Gastrointestinal tract (GIT) by BLI is also described. This powerful, and cheap, real-time imaging strategy represents an ideal method for the study of bacteria in vivo in the context of cancer research, in particular gene therapy, and infectious disease. This video outlines the procedure for studying lux-tagged E. coli in live mice, demonstrating the spatial and temporal readout achievable utilizing BLI with the IVIS system.

Bioluminescent Bacterial Imaging In Vivo

This article describes the administration of lux-tagged bacteria to mice and subsequent in vivo analysis using IVIS bioluminescence imaging.

البكتيرية التصوير Bioluminescent<em&gt; في الجسم الحي</em

This video describes the use of whole body bioluminesce imaging (BLI) for the study of bacterial trafficking in live mice, with an emphasis on the use of ...

In Vivo Imaging Systems (IVIS) Detection of a Neuro-Invasive Encephalitic Virus

Modern advancements in imaging technology encourage further development and refinement in the way viral research is accomplished. Initially proposed by Russel and Burch in Hume's 3Rs (replacement, reduction, refinement), the utilization of animal models in scientific research is under constant pressure to identify new methodologies to reduce animal usage while improving scientific accuracy and speed. A major challenge to Hume's principals however, is how to ensure the studies are statistically accurate while reducing animal disease morbidity and overall numbers. Vaccine efficacy studies currently require a large number of animals in order to be considered statistically significant and often result in high morbidity and mortality endpoints for identification of immune protection. We utilized in vivo imaging systems (IVIS) in conjunction with a firefly bioluminescent enzyme to progressively track the invasion of the central nervous system (CNS) by an encephalitic virus in a murine model. Typically, the disease progresses relatively slowly, however virus replication is rapid, especially within the CNS, and can lead to an often, lethal outcome. Following intranasal infection of the mice with TC83-Luc, an attenuated Venezuelan equine encephalitis virus strain modified to expresses a luciferase gene; we are able to visualize virus replication within the brain at least three days before the development of clinical disease symptoms. Utilizing CNS invasion as a key encephalitic disease development endpoint we are able to quickly identify therapeutic and vaccine protection against TC83-Luc infection before clinical symptoms develop. With IVIS technology we are able to demonstrate the rapid and accurate testing of drug therapeutics and vaccines while reducing animal numbers and morbidity.

In Vivo Imaging Systems IVIS Detection of a Neuro-Invasive Encephalitic Virus

Utilizing luciferase and in vivo imaging systems (IVIS) as a novel means to identify disease endpoints before clinical developments occur. IVIS has allowed us to visualize in real time the invasion of encephalitic viruses over multiple days, providing a more accurate disease model for future study. It has also allowed us to identify the potential protective features of antivirals and vaccines faster than currently utilized animal models. The capability to utilize individual animals over multiple time points ensures reduced animal requirements, costs, and overall morbidity to the animals utilized ensuring a more humane and more scientific means of disease study.

في الجسم الحي التصوير كشفها (IVIS) نظم لفيروس العصبية الغازية ملتهب الدماغ

Modern advancements in imaging technology encourage further development and refinement in the way viral research is accomplished. Initially proposed by ...

Separation of Plasmodium falciparum Late Stage-infected Erythrocytes by Magnetic Means

Unlike other Plasmodium species, P. falciparum can be cultured in the lab, which facilitates its study 1. While the parasitemia achieved can reach the &asymp;40% limit, the investigator usually keeps the percentage at around 10%. In many cases it is necessary to isolate the parasite-containing red blood cells (RBCs) from the uninfected ones, to enrich the culture and proceed with a given experiment. 
When P. falciparum infects the erythrocyte, the parasite degrades and feeds from haemoglobin 2, 3. However, the parasite must deal with a very toxic iron-containing haem moiety 4, 5. The parasite eludes its toxicity by transforming the haem into an inert crystal polymer called haemozoin 6, 7. This iron-containing molecule is stored in its food vacuole and the metal in it has an oxidative state which differs from the one in haem 8. The ferric state of iron in the haemozoin confers on it a paramagnetic property absent in uninfected erythrocytes. As the invading parasite reaches maturity, the content of haemozoin also increases 9, which bestows even more paramagnetism on the latest stages of P. falciparum inside the erythrocyte.
Based on this paramagnetic property, the latest stages of P. falciparum infected-red blood cells can be separated by passing the culture through a column containing magnetic beads. These beads become magnetic when the columns containing them are placed on a magnet holder. Infected RBCs, due to their paramagnetism, will then be trapped inside the column, while the flow-through will contain, for the most part, uninfected erythrocytes and those containing early stages of the parasite.
Here, we describe the methodology to enrich the population of late stage parasites with magnetic columns, which maintains good parasite viability 10. After performing this procedure, the unattached culture can be returned to an incubator to allow the remaining parasites to continue growing.

Separation of Plasmodium falciparum Late Stage-infected Erythrocytes by Magnetic Means

The paramagnetic properties of hemozoin are used to isolate late stages of Plasmodium falciparum-infected red blood cells growing in culture. The method is simple and fast and does not affect the subsequent invasive capabilities of the parasites.

فصل<em&gt; المتصورة المنجلية</em&gt; في وقت متأخر مرحلة المصابين تبدي الكريات الحمر بوسائل المغناطيسي

Unlike other Plasmodium species, P. falciparum can be cultured in the lab, which facilitates its study 1. While the parasitemia achieved can reach the ...

Using Fluorescent Proteins to Monitor Glycosome Dynamics in the African Trypanosome

Trypanosoma brucei is a kinetoplastid parasite that causes human African trypanosomiasis (HAT), or sleeping sickness, and a wasting disease, nagana, in cattle1. The parasite alternates between the bloodstream of the mammalian host and the tsetse fly vector. The composition of many cellular organelles changes in response to these different extracellular conditions2-5.
Glycosomes are highly specialized peroxisomes in which many of the enzymes involved in glycolysis are compartmentalized. Glycosome composition changes in a developmental and environmentally regulated manner4-11. Currently, the most common techniques used to study glycosome dynamics are electron and fluorescence microscopy; techniques that are expensive, time and labor intensive, and not easily adapted to high throughput analyses.
To overcome these limitations, a fluorescent-glycosome reporter system in which enhanced yellow fluorescent protein (eYFP) is fused to a peroxisome targeting sequence (PTS2), which directs the fusion protein to glycosomes12, has been established. Upon import of the PTS2eYFP fusion protein, glycosomes become fluorescent. Organelle degradation and recycling results in the loss of fluorescence that can be measured by flow cytometry. Large numbers of cells (5,000 cells/sec) can be analyzed in real-time without extensive sample preparation such as fixation and mounting. This method offers a rapid way of detecting changes in organelle composition in response to fluctuating environmental conditions.

Glycosome dynamics in African trypanosomes are difficult to study by traditional cell biology techniques such as electron and fluorescence microscopy. As a means of observing dynamic organelle behavior, a fluorescent-organelle reporter system has been used in conjunction with flow cytometry to monitor real-time glycosome dynamics in live parasites.

باستخدام البروتينات الفلورية لرصد ديناميات Glycosome في المثقبيات الأفريقي

Trypanosoma brucei is a kinetoplastid parasite that causes human African trypanosomiasis (HAT), or sleeping sickness, and a wasting disease, nagana, in ...

Dual Bioluminescence Imaging of Tumor Progression and Angiogenesis

Angiogenesis, as a crucial process of tumor progression, has become a research hotspot and target of anti-tumor therapy. However, there is no reliable model for tracing tumor progression and angiogenesis simultaneously in a visual and sensitive manner. Bioluminescence imaging displays its unique superiority in living imaging due to its advantages of high sensitivity, strong specificity, and accurate measurement. Presented here is a protocol to establish a tumor-bearing mouse model by injecting a Renilla luciferase-labeled murine breast cancer cell line 4T1 into the transgenic mouse with angiogenesis-induced Firefly luciferase expression. This mouse model provides a valuable tool to simultaneously monitor tumor progression and angiogenesis in real-time by dual bioluminescence imaging in a single mouse. This model may be widely applied in anti-tumor drug screening and oncology research.

This protocol describes the establishment of a tumor-bearing mouse model to monitor tumor progression and angiogenesis in real-time by dual bioluminescence imaging.

التصوير الإنارة الحيوية المزدوجة لتقدم الورم وتكوين الأوعية الدموية

Angiogenesis, as a crucial process of tumor progression, has become a research hotspot and target of anti-tumor therapy. However, there is no reliable ...

Medicine

بروتوكول نموذج التوهج الحيوي في الجسم الحي لتقييم أدوية مرض شاغاس

Demystifying In Vivo Bioluminescence Imaging of a Chagas Disease Mouse Model for Drug Efficacy Studies

To control and decrease the public health impact of human protozoan diseases such as Chagas disease, leishmaniasis, and human African trypanosomiasis, expediting the development of new drugs and vaccines is necessary. However, this process is filled with difficulties such as highly complex parasite biology and disease pathogenesis and, as typical for neglected tropical diseases, comparatively limited funding for research and development. Thus, in vitro and in vivo study models that can sufficiently reproduce infection and disease key features while providing rational use of resources are essential for progressing research for these conditions. One example is the in vivo bioluminescence imaging (BLI) mouse model for Chagas disease, which provides highly sensitive detection of long wavelength light generated by Trypanosoma cruzi parasites expressing luciferase. Despite this technique becoming the standard approach for drug efficacy in vivo studies, research groups might still struggle to implement it due to a lack of proper practical training on equipment handling and application of quality control procedures, even when suitable BLI equipment is readily available. Considering this scenario, this protocol aims to guide from planning experiments to data acquisition and analysis, with details that facilitate the implementation of protocols in research groups with little or no experience with BLI, either for Chagas disease or for other infectious disease mouse models.

تسليط الضوء على المؤلف: المراقبة في الوقت الحقيقي لعبء الطفيليات واستجابة المضيف

The protocol provided here describes the detailed steps to perform drug efficacy studies in a bioluminescent model of Trypanosoma cruzi infection, with a focus on data acquisition, analysis, and interpretation. Troubleshooting and quality control procedures to minimize technical issues are also provided.

إزالة الغموض عن تصوير التلألؤ الحيوي في الجسم الحي لنموذج فأر مرض شاغاس لدراسات فعالية الأدوية

To control and decrease the public health impact of human protozoan diseases such as Chagas disease, leishmaniasis, and human African trypanosomiasis, ...

تلألؤ بيولوجي التصوير لكشف العدوى المرحلة المتأخرة من داء المثقبيات الأفريقي

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

في الجسم الحي التصوير الطفيليات الليشمانية المعدلة وراثيا في مضيف لايف

شاملة والتكلفة الفعالة لمختبر مراقبة فيروس نقص المناعة البشرية / الإيدز : قدوة الأفريقية

التصوير تلألؤ بيولوجي من نشاط إنزيم NADPH في مختلف النماذج الحيوانية

البكتيرية التصوير Bioluminescent

في الجسم الحي التصوير كشفها (IVIS) نظم لفيروس العصبية الغازية ملتهب الدماغ

فصل

باستخدام البروتينات الفلورية لرصد ديناميات Glycosome في المثقبيات الأفريقي

التصوير الإنارة الحيوية المزدوجة لتقدم الورم وتكوين الأوعية الدموية

إزالة الغموض عن تصوير التلألؤ الحيوي في الجسم الحي لنموذج فأر مرض شاغاس لدراسات فعالية الأدوية

إزالة الغموض عن تصوير التلألؤ الحيوي في الجسم الحي لنموذج فأر مرض شاغاس لدراسات فعالية الأدوية