Work related to this technique is supported by NIH/NICHD RO1 HD070044 and USDA/NIFA Hatch projects W-3171 and W-2112.

1. Micropipette الإنتاج <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن micropipette <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الشعرية البورسليكات الزجاج (القطر الخارجي (OD): 1.0 ملم، القطر الداخلي (ID): 0.75 ملم) في مجتذب micropipette (في وسط اليمين والشعرية الجهة اليسرى للحامل اللقب) وقفله. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام البرنامج المناسب لسحب الزجاج الشعرية لذلك يؤدي في تلميح رقيقة مع جامع طويلة. (مثال: الحرارة: 825؛ سحب: 30؛ السرعة: 120، المدة: 200؛ الضغط: 500). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة بعناية ماصات سحبت من الجهاز ووضعه على microforge في وضع أفقي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جلب ماصة سحبت وmicroforge سخان خيوط مع حبة الزجاج لها إلى التركيز. استخدام الشبيكة العدسة لقياس سمك المطلوب ونقل ماصة أفقيا حتى يصل إلى خيوط سخان القطر الداخلي الهدف (5 ميكرون). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط الحرارة إلى حوالي 45٪، وجلب بلطف ماصة أسفل حتى يلامس خيوط. تفعيل سخان لفترة وجيزة. هذا ثتذوب سوء قليلا ماصة لذلك تتمسك خيوط وعلى التبريد، وماصة كسر في نقطة الاتصال توليد قطع على التوالي. ملاحظة: ضبط درجة الحرارة المناسبة هو مفتاح الحل في هذه الخطوة منذ درجات حرارة عالية جدا سيجعل منحنى ماصة، وبالتالي فإن قطع على التوالي لن يكون ممكنا، وسوف درجات حرارة منخفضة جدا لا تكون كافية لإذابة ماصة (الشكل 1A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقديم التقريبية 30 درجة زاوية بالقرب من غيض ماصة بوضعها حوالي 10 ميكرون بعيدا عن خيوط سخان. ضبط درجة الحرارة إلى 60٪ وتفعيل سخان. ملاحظة: هذا ثني ماصة على خيوط. هذا هو المطلوب زاوية حتى غيض من الإبرة موازية للسطح لوحة حقن عندما شنت في محقن (الشكل 1B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التعامل مع ماصات حقن مكروي بحذر لأنها حادة جدا وهشة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> micropipette عقد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع borosilicأكل الزجاج الشعرية (OD: 1.0 مم، الرقم: 0.75 مم) في مجتذب micropipette (في وسط اليمين والشعرية الجهة اليسرى للحامل اللقب) وقفله. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام البرنامج المناسب لسحب الزجاج الشعرية لذلك يؤدي في تلميح رقيقة مع طويلة حتى تفتق والجدران الموازية (مثال: الحرارة: 815؛ سحب: 20؛ السرعة: 140، المدة: 175؛ الضغط: 200). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة بعناية ماصة سحبها من جهاز مجتذب ووضعه على حامل microforge في وضع أفقي. ضبط التركيز على خيوط سخان وماصة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الشبيكة العدسة لقياس قطرها ماصة ونقل ماصة حتى قطرها على خيوط يصل 180 ميكرون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وفيما يتعلق بحجم المشار إليه، بمناسبة الزجاج الشعرية مع طرف قلم الماس، ثم اضغط بلطف على طرف سحبت لكسر الزجاج. وهذا ينبغي أن يؤدي إلى قطع على التوالي (الشكل 1C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل ماصة لوضع عمودي مع طرفها قريب من خيوط. ضبط درجة الحرارة<html> من microforge إلى 60٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> النار تلميع غيض من ماصة باستخدام التقنيات القياسية 7 حتى يصل معرف من 40 ميكرون. استخدام الشبيكة العدسة للتحقق من الهوية (1D الشكل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل زاوية على ماصة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جلب ماصة مرة أخرى إلى الوضع الأفقي حوالي 10 ميكرون بعيدا عن خيوط و 5 ملم بعيدا من طرفها. ضبط درجة الحرارة إلى ما يقرب من 60٪ وتفعيل سخان لثني ماصة على خيوط. يستمر التسخين حتى يتم التوصل إلى زاوية المطلوب (حوالي 30 س). تحقق من زاوية بصريا (الشكل 1E). ملاحظة: شنت ماصة عادة إلى microinjector في زاوية تقارب 60 درجة بالنسبة إلى الجزء السفلي من الطبق الحقن. عازمة غيض من ماصة لذلك هو مواز لقاع الطبق، وهو أمر ضروري لحقن الصحيح للجنين في الطائرة المتوسطة لها. </li></ol></li></ol></li></ol>لو &quot;&gt; 2. الإعداد Micromanipulator <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن microinjectors يتم تحميلها بشكل كامل مع النفط وعدم وجود فقاعات الهواء في النظام (فقاعات في microinjector منع مراقبة دقيقة من الحقن). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن micromanipulators هم في موقف وسط. وهذا سوف يسمح لمجموعة واسعة من حركة ماصات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج ماصة عقد في حامل micromanipulator الأيسر وماصة الحقن في حامل المجهرية الصحيح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمح النفط للدخول في ماصات من الشعرية والتحقق من أن النظام يعمل بشكل صحيح عن طريق نقل النفط صعودا وهبوطا داخل ماصة باستخدام عناصر التحكم microinjector. ملاحظة: إذا كان هناك أي تحرك النفط داخل الإبر، قد يكون هناك تسد. في هذه الحالة، استخدم إبرة جديدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدم عناصر التحكم micromanipulator لجلب ماصات في وسط الميدان المجهر وجهة نظر. باستخدام 4X التكبير، تأكد من أن نصائح micropipette هي في الزاوية الصحيحة (صarallel إلى أسفل الطبق). ملاحظة: الإعداد الصحيح من الإبر هو المفتاح لنجاح الحقن والنتائج الاتساق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> معايرة نظام ليزر التالية دليل معايرة الشركة المصنعة. </li></ol> 3. إعداد حقن طبق (الشكل 2) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع قطرة 50 ميكرولتر من درجة حرارة (37 درجة مئوية) SOF-HEPES (تكوين مفصلة في قسم المواد) تستكمل مع 20٪ مصل بقري جنيني (FBS) في وسط غطاء من 100 ملم طبق بتري. ضع 1 - قطرة ميكرولتر 2 من الحل ليتم حقنه على مقربة من انخفاض الحقن. تأكد من أن الأجنة لا يبرد أدناه RT. ملاحظة: في هذا البروتوكول سوف نقوم بإضافة صبغ ديكستران الأحمر إلى حل عن طريق الحقن لتكون قادرة على تصور موقع الحقن وتتبع في وقت لاحق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية قطرات في لوحة الحقن باستخدام حوالي 10 مل من الزيوت المعدنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع طبق حقن على مسرح المجهر المقلوب وجلب نقطةettes إلى انخفاض الحقن. تأكد من أن الإبر في التركيز داخل قطرة. ضبط ارتفاعها حسب الحاجة باستخدام عناصر التحكم micromanipulator. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام microdispenser، تحميل حوالي 20 - 30 بيضات ملقحة (17-20 ساعة بعد الإخصاب (HPF)) في الجانب العلوي من انخفاض الحقن. أداء حقن في درجة حرارة الغرفة حتى يتم تحديد عدد الأجنة في انخفاض حقن من السرعة التي يمكن للشخص أن ضخها. لا تحميل المزيد من الأجنة من تلك التي يمكن حقنها في 30 دقيقة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحميل الأجنة في microdispenser، تضغط على المكبس بشكل كامل وتزج طرف في محلول يحتوي على الأجنة. لمس الأجنة ويمكن الحصول عليها مع غيض من الزجاج الشعرية (واحد في ذلك الوقت) والافراج عن ببطء الغطاس حتى يدخل كل جنين في شعري. كرر هذا حتى يتم القبض على جميع الأجنة أعلى أو القدرة microdispenser ممتلئ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للافراج عن الأجنة تحميل، كساد الغطاس بلطف حتى كامل حجم التعاونntaining الأجنة يتم تحريرها من الشعيرات الدموية. </li></ol></li></ol> 4. حقن مكروي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام الهدف 4X، تحميل الحل ليتم حقنه في ماصة حقن عن طريق الضغط السلبي (الشفط). تحميل حلا كافيا لحقن 2-3 بيضات ملقحة. ثم نقل إلى تراجع الحقن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> داخل قطرة حقن، نقل ماصة عقد حتى يحصل على معلومات سرية بالقرب من البيضة الملقحة. الضغط السلبي (نضح) مع microinjector عقد حتى يحصل ثابتة البيضة الملقحة إلى ماصة عقد والتغيير إلى الهدف 20X. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة يتم إرفاق البيضة الملقحة إلى ماصة القابضة، والتحقق من جودة وذلك باستخدام ماصة حقن للتحرك بلطف الجنين في جميع أنحاء دون فصلها. وينبغي أن يكون البيضة الملقحة ذات نوعية جيدة الهيئات القطبية اثنين (على الرغم من أن في بعض الأحيان واحد فقط وينظر) والسيتوبلازم متجانسة. لا حقن بيضات ملقحة غير طبيعية (الشكل 3A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا لزم الأمر، إعادة الجنين لحقن السليمموقع. ومن شأن تحديد المواقع الجيدة تكون تلك التي هناك بعض المساحة بين ZP ومساء، حتى رئيس الوزراء لا تحصل على تضررت بواسطة الليزر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن ماصة حقن يتوضع على منتصف الطائرة-الجنين عن طريق لمس بلطف البيضة الملقحة في موقع الحقن. إذا لم يكن عن دورتها منتصف الطائرة، فإن إبرة تميل إلى جعل الجنين تدوير بدلا من ثقب. ضبط ارتفاع ماصة الحقن حسب الحاجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل ثقب في ZP باستخدام الليزر (الشكل 3B). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام الليزر مكان البرمجيات الشبيكة الليزر في ZP حيث سيتم إجراء ثقب (على الجانب الآخر إلى حيث تعلق الجنين إلى ماصة القابضة). باستخدام جهاز التحكم الليزر نافذة انقر على زر اطلاق النار. تأكد من أن حجم الفتحة كبيرة بما يكفي لخلق فتحة في ZP للإبرة لتمرير من خلال دون الإضرار PM (مثال: 0،662 مللي ثانية نبض العرض / 6.9 ميكرون حجم ثقب). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمرير إبرة حقنمن خلال ثقب في ZP واجراء اتصالات مع رئيس الوزراء. مواصلة دفع ماصة إلى الأمام حتى الإبرة ¾ من الطريق في الجنين (الشكل 3C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة الموقف من الغضروف المفصلي في الطور البيني حل للنفط، حيث سيؤدي ذلك إلى أن تستخدم للسيطرة على الدوام حجم الحقن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الضغط السلبي (نضح) على ماصة حقن، الأمر الذي سيؤدي في الظهر، والسيتوبلازم الذي يستنشق في إبرة الحقن. تستمر حتى حركة السيتوبلازم في إبرة يسرع أو عند المحتوى السيتوبلازم الخلط مع حقن محلول يمكن رؤيتها. وتشير هذه الكسر من رئيس الوزراء (الشكل 3D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن الظهر محتوى حشوية تليها الحل في سيتوبلازم البيضة الملقحة عن طريق تطبيق الضغط الايجابي (حقن)، حتى الغضروف المفصلي في الطور البيني حل للنفط تقدمت يعادل قطر البيضة الملقحة واحد بعد نقطة الانطلاق. ملاحظة: في ظل ظروف لدينا، وهذا ممثلى أعضاءsents حوالي 7 رر من حل حقن (الشكل 3E). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التغيير إلى الهدف 4X ونقل حقن الجنين / ثانية إلى الجانب السفلي من انخفاض الحقن. الافراج عن الجنين عن طريق الضغط الإيجابي على microinjector القابضة. الحفاظ على الأجنة غير المحقونة على الجانب العلوي، وحقن تلك الموجودة على الجانب السفلي من الهبوط للمساعدة في تتبع حقن الأجنة / غير حقنه والعمل بكفاءة. </li></ol> 5. الأجنة استعادة وحقن نتائج <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقديم 3 قطرات من حوالي 200 ميكرولتر في طبق جديد مع تسخينه مسبقا SOF-HEPES. جمع الأجنة حقن باستخدام microdispenser (كما هو موضح أعلاه). غسل الأجنة المحقونة عن طريق نقلها من خلال 3 SOF-HEPES يسقط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عدد الأجنة هي lysed خلال حقن مكروي والتخلص منها. ملاحظة: البيضة الملقحة هي lysed يمكن تمييزها بسهولة من واحدة سليمة منذ أول واحد يبدو شفافة، وملء ZP كله، وأنها عادة ما تكون حشويةمحتوى تسرب إلى خارج الجنين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختياريا، والتحقق من كفاءة حقن مكروي باستخدام المجهر الفلورسنت. كن على علم أن التعرض للأشعة فوق البنفسجية يمكن أن تحدث الضرر الجنين الذي يمكن أن يؤثر على تطور لاحق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جماعات ثقافة 25 الأجنة المحقونة في 50 قطرات ميكرولتر من المتوسطة البوتاسيوم البسيط الأمثل (KSOM) تستكمل مع 4 ملغ / مل ألبومين المصل البقري (BSA) تحت الزيوت المعدنية في 38.5 درجة مئوية، 5٪ CO 2 في الهواء، والرطوبة من التشبع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تكملة سائل الإعلام والثقافة مع 5٪ FBS بعد يومين من الحقن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق الكيسة الأريمية (BL) معدلات 7 أيام بعد الحقن. حساب BL أسعار الفائدة في عدد من الأجنة الكيسة / العدد الكلي للأجنة مثقف في هذا الانخفاض. </li></ol>

<ol>
	<li>McEvoy, T., Coull, G., Broadbent, P., Hutchinson, J., Speake, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fatty+acid+composition+of+lipids+in+immature+cattle,+pig+and+sheep+oocytes+with+intact+zona+pellucida.">Fatty acid composition of lipids in immature cattle, pig and sheep oocytes with intact zona pellucida.</a> J Reprod Fertil. 118 (1), 163-170 (2000).</li><li>Brinster, R. L., Chen, H. Y., Trumbauer, M. E., Yagle, M. K., Palmiter, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+affecting+the+efficiency+of+introducing+foreign+DNA+into+mice+by+microinjecting+eggs.">Factors affecting the efficiency of introducing foreign DNA into mice by microinjecting eggs.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 82 (13), 4438-4442 (1985).</li><li>Ross, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parthenogenetic+activation+of+bovine+oocytes+using+bovine+and+murine+phospholipase+C+zeta.">Parthenogenetic activation of bovine oocytes using bovine and murine phospholipase C zeta.</a> BMC Dev Biol. 8 (1), (2008).</li><li>Canovas, J., Cibelli, J. B., Ross, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Jumonji+domain-containing+protein+3+regulates+histone+3+lysine+27+methylation+during+bovine+preimplantation+development.">Jumonji domain-containing protein 3 regulates histone 3 lysine 27 methylation during bovine preimplantation development.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (7), 2400-2405 (2012).</li><li>Bogliotti, Y. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=4+Developmental+outcomes+and+effiency+of+two+CRISPR/Cas9+microinjection+methods+in+bovine+zygotes.">4 Developmental outcomes and effiency of two CRISPR/Cas9 microinjection methods in bovine zygotes.</a> Reprod Fertil Dev. 27 (1), 94-94 (2015).</li><li>Bakhtari, A., Ross, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DPPA3+prevents+cytosine+hydroxymethylation+of+the+maternal+pronucleus+and+is+required+for+normal+development+in+bovine+embryos.">DPPA3 prevents cytosine hydroxymethylation of the maternal pronucleus and is required for normal development in bovine embryos.</a> Epigenetics. 9 (9), 1271-1279 (2014).</li><li>Yaul, M., Bhatti, R., Lawrence, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+the+process+of+polishing+borosilicate+glass+capillaries+used+for+fabrication+of+in-vitro+fertilization+(iVF)+micro-pipettes.">Evaluating the process of polishing borosilicate glass capillaries used for fabrication of in-vitro fertilization (iVF) micro-pipettes.</a> Biomed Microdevices. 10 (1), 123-128 (2008).</li><li>Sutter Instrument. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Pipette Cookbook 2015 P-97 &amp; P-1000 Micropipette Pullers. , (2015).</li><li>Sutter Instrument. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> P-97 Flaming/BrownTM Micropipette Puller Operation Manual Rev. 2.30 - DOM (20140825). , (2014).</li><li>Cibelli, J. B., Lanza, R. P., Campbell, K. H. S., West, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Principles of cloning. , (2002).</li><li>Wang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+a+reporter+gene+after+microinjection+of+mammalian+artificial+chromosomes+into+pronuclei+of+bovine+zygotes.">Expression of a reporter gene after microinjection of mammalian artificial chromosomes into pronuclei of bovine zygotes.</a> Mol Reprod Dev. 60 (4), 433-438 (2001).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Microinjection من بيضات ملقحة هي طريقة راسخة لتقديم حلول في أجنة الثدييات. مع بعض الاختلافات التي تعتمد على الأنواع والهدف من التجربة، وهذه التقنية يمكن استخدامها على نطاق واسع. وتبين لنا كيفية أداء حقن مكروي داخل الهيولى استخدام الليزر لمساعدة مدخل micropipette كليلة نهاية. بيض...

حقن مكروي حشوية الأجنة 1-الخلية هي تقنية قوية جدا. ويمكن استخدامه لتوصيل أي حل في جنين، على سبيل المثال، تنتج الجينات تدق الرافضة لدراسة وظيفة الجين أو لتوليد الحيوانات في تحرير الجين. بيضات ملقحة حيوانات المزرعة معظم ذات الصلة زراعيا لديها تكوين الأحماض الدهنية عالية جدا يجعل السيتوبلازم بها مبهمة والظلام 1. لديهم أيضا غشاء البلازما مرنة إلى حد ما (بعد الظهر). هذه الخصائص تجعل حقن مكروي باستخدام pronuclear التقليدي / حقن حشوية كما تستخدم في أنواع القوارض الصعبة وغالبا غير دقيقة. حقن مكروي حشوية مزاياه على حقن مكروي pronuclear لأنه من الأسهل لأداء ويسبب أيضا أقل الأضرار التي لحقت الأجنة المحقونة، مما أدى إلى ارتفاع قابلية 2. ويتمثل الهدف العام من هذا البروتوكول هو إظهار وسيلة ناجحة لتقديم حلول في سيتوبلازم بيضات ملقحة لحيوانات المزرعة. لتكون قادرة على أداءحقن مكروي حشوية مع كفاءة عالية على أجنة الماشية، يتم استخدام الليزر لتوليد حفرة في المنطقة الشفافة (ZP) وبعد ذلك يتم استخدام الزجاج إبرة حادة في نهاية لحقن مكروي. وتهدف هذه الاستراتيجية للحد من الأضرار الميكانيكية مطبوع على الجنين أثناء الحقن. ثم، تطلع محتوى حشوية داخل إبرة حقن يسمح الكسر كفاءة وثقة من رئيس الوزراء ضمان أن الحل يتم تسليم إلى السيتوبلازم للجنين. وقد تم بالفعل استخدام هذه التقنية بنجاح في أجنة الأبقار لتسليم سيرنا إلى السيتوبلازم اقحي 3،4 وتوليد الطفرات باستخدام تتجمع interspaced بانتظام يكرر المتناوب قصيرة (كريسبر) / كريسبر يرتبط نظام 9 (Cas9) نظام 5. بل هو أيضا مناسبة (مع تعديلات طفيفة) لحقن الأبقار المغلقة الركامية البويضات 6. هنا، وصفنا لدينا بروتوكول حقن تقديم صبغة، التي يمكن أن تكون قابلة للتطبيق لحقن أي ديحل IRED في البيضة الملقحة، وتبين أن استخدام هذا الأسلوب يسبب الحد الأدنى من تحلل و لا يؤثر على تطور الجنين في وقت مبكر.

<table><tbody><tr><td>Micropipette puller</td><td>Sutter Instrument</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Glass capillary</td><td>Sutter instruments</td><td>B100-75-10</td><td>These capillaries are used for making the holding and injecting pipettes. Any thick/standard wall borosilicate tubing without filament can be used.</td></tr><tr><td>Microforge</td><td>Narishige</td><td>MF-9</td><td>Equipped with 10X magnification lense.</td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Nikon/ Narishige</td><td>NT88-V3</td><td></td></tr><tr><td>Inverted microscope</td><td>Nikon</td><td>TE2000-U</td><td>Equipped with 4X, 20X lenses and with a laser system.</td></tr><tr><td>Laser</td><td>Research Instruments</td><td>7-47-500</td><td>Saturn 5 Active laser.</td></tr><tr><td>Microdispenser</td><td>Drummond</td><td>3-000-105</td><td>The microdispenser is used to move the embryos. A p10 pipette can also be used but loading as minimal volume as possible.</td></tr><tr><td>100 x 15 mm culture dish</td><td>Falcon</td><td>351029</td><td>Use the lid of the dish to make the injection plate since they have lower walls and will make positioning and moving of the micromanipulator easier. The lid of a 60 mm culture dish can also be used.</td></tr><tr><td>35 mm culture dish</td><td>Corning</td><td>430165</td><td>These dishes are used for culturing the embryos in 50 &amp;mu;l drops covered with mineral oil. Alternatively, a 4 well dish can also be used. Regardless of the dish chosen to culture the embryos, they always have to be equilibrated in the incubator for at least 4 hr prior to transfering the embryos to them.</td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Sanyo</td><td>MCO-19AIC</td><td>Any incubator that can be set to 38.5 &amp;deg;C, 5% CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; conditions can be used.</td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Nikon</td><td>SMZ800</td><td>Used for visualizing the embryos in the culture drops and during washes. Any stereomicroscope with a 10X magnification can be used.</td></tr><tr><td>Control Unit HT</td><td>Minitube</td><td>12055/0400</td><td>Heating system attached to the stereomicroscope.</td></tr><tr><td>Heated Microscope Stage</td><td>Minitube</td><td>12055/0003</td><td>Heating system attached to the stereomicroscope.</td></tr><tr><td>Dextran-Red</td><td>Thermo Scientific</td><td>D1828</td><td>A sterile 10 mg/ml solution is used to inject.</td></tr><tr><td>Mineral Oil</td><td>sigma</td><td>M8410</td><td>Keep the mineral oil at room temperature and&amp;nbsp; protected from light using foil paper.</td></tr><tr><td>KSOMaa Evolve Bovine</td><td>Zenit</td><td>ZEBV-100</td><td>Supplemented with 4 mg/ml BSA. KSOM plates for embryo culture should be equilibrated in an incubator for at least 4 hr before use.</td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gemini-Bio</td><td>100-525</td><td>Use a stem-cell qualified FBS.</td></tr><tr><td>Zygotes</td><td></td><td></td><td>Zygotes are injected 17 - 20 hpf and can be &lt;em&gt;in-vitro&lt;/em&gt;- or &lt;em&gt;in-vivo&lt;/em&gt;-derived.</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>S5886</td><td>Final concentration: 107.7 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>P5405</td><td>Final concentration: 7.16 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma</td><td>P5655</td><td>Final concentration: 1.19 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma</td><td>M2393</td><td>Final concentration: 0.49 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>Sodium DL-lactate</td><td>Sigma</td><td>L4263</td><td>Final concentration: 5.3 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;-2H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>C7902</td><td>Final concentration: 1.71 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>D-(&amp;minus;)-Fructose&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>F3510</td><td>Final concentration: 0.5 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>HEPES&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>H4034</td><td>Final concentration: 21 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>MEM-NEAA</td><td>Sigma</td><td>M7145</td><td>Final concentration: 1x. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>BME-EAA</td><td>Sigma</td><td>B6766</td><td>Final concentration: 1x. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma</td><td>S5761</td><td>Final concentration: 4 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>Sodium pyruvate</td><td>Sigma</td><td>P4562</td><td>Final concentration: 0.33 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>Glutamax</td><td>Gibco</td><td>35050</td><td>Final concentration: 1 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>A-3311</td><td>Final concentration: 1 mg/ml. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>Gentamicin</td><td>Sigma</td><td>G-1397</td><td>Final concentration: 5 &amp;mu;g/ml. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>Water for embryo transfer</td><td>Sigma</td><td>W1503</td><td>Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>SOF-HEPES medium</td><td>Made in the lab</td><td></td><td>pH 7.3 - 7.4, 280 &amp;plusmn; 10 mOs. Filter sterilized through a 22 &amp;mu;m filter can be stored in the fridge at 4 &amp;deg;C for 1 month. Warm in 37 &amp;deg;C water bath before use.</td></tr></tbody></table>

laser-assisted cytoplasmic microinjection in livestock zygotes

Cytoplasmic microinjection into one-cell embryos is a very powerful technique. As an example, it enables the delivery of genome editing tools that can create genetic modifications that will be present in every cell of an adult organism. It can also be used to deliver siRNA, mRNAs or blocking antibodies to study gene function in preimplantation embryos. The conventional technique for microinjecting embryos used in rodents consists of a very thin micropipette that directly penetrates the plasma membrane when advanced into the embryo. When this technique is applied to livestock animals it usually results in low efficiency. This is mainly because in contrast to mice and rats, bovine, ovine, and porcine zygotes have a very dark cytoplasm and a highly elastic plasma membrane that makes visualization during injection and penetration of the plasma membrane hard to achieve. In this protocol, we describe a suitable microinjection method for the delivery of solutions into the cytoplasm of cattle zygotes that has proved to be successful for sheep and pig embryos as well. First, a laser is used to create a hole in the zona pellucida. Then a blunt-end glass micropipette is introduced through the hole and advanced until the tip of the needle reaches about 3/4 into the embryo. Then, the plasma membrane is broken by aspiration of cytoplasmic content inside the needle. Finally, the aspirated cytoplasmic content followed by the solution of interest is injected back into the embryonic cytoplasm. This protocol has been successfully used for the delivery of different solutions into bovine and ovine zygotes with 100% efficiency, minimal lysis, and normal blastocysts development rates.

بمساعدة الليزر حقن مكروي حشوية هو بروتوكول قوية وموثوق بها لتقديم حلول في سيتوبلازم بيضات ملقحة الماشية. ويبين الشكل 3 مخطط العام للبيضات ملقحة قبل وبعد حقن فضلا عن مخطط الشامل لهذه التقنية. يستخدم ديكستران الحمراء عن طريق الحقن الحل للسما...

Watch this Scientific Journal Video about Laser-assisted Cytoplasmic Microinjection in Livestock Zygotes at JoVE.com

Laser-assisted Cytoplasmic Microinjection in Livestock Zygotes

This protocol shows how to perform cytoplasmic microinjection in farm animal zygotes. This technique can be used to deliver any solution into the one-cell embryo such as genome editing tools to generate knockout animals.

حشوية حقن مكروي في الثروة الحيوانية بيضات ملقحة بمساعدة الليزر

Cytoplasmic microinjection into one-cell embryos is a very powerful technique. As an example, it enables the delivery of genome editing tools that can ...

laser-assisted-cytoplasmic-microinjection-in-livestock-zygotes

Research

JoVE Journal

Genetics

9.0K Views.  University of California, Davis. This protocol shows how to perform cytoplasmic microinjection in farm animal zygotes. This technique can be used to deliver any solution into the one-cell embryo such as genome editing tools to generate knockout animals.

Video: Laser-assisted Cytoplasmic Microinjection in Livestock Zygotes

Live Imaging of Innate Immune and Preneoplastic Cell Interactions Using an Inducible Gal4/UAS Expression System in Larval Zebrafish Skin

Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformation by the use of the 4-Hydroxytamoxifen (4-OHT) inducible KalTA4-ERT2/UAS expression system1 in zebrafish larvae, and the subsequent live imaging of innate immune cell interaction with HRASG12V expressing skin cells. The KalTA4-ERT2/UAS system is both inducible and reversible which allows us to induce cell transformation with precise temporal/spatial resolution in vivo. This provides us with a unique opportunity to live image how individual preneoplastic cells interact with host tissues as soon as they emerge, then follow their progression as well as regression. Recent studies in zebrafish larvae have shown a trophic function of innate immunity in the earliest stages of tumorigenesis2,3. Our inducible system would allow us to live image the onset of cellular transformation and the subsequent host response, which may lead to important insights on the underlying mechanisms for the regulation of oncogenic trophic inflammatory responses. We also discuss how one might adapt our protocol to achieve temporal and spatial control of ectopic gene expression in any tissue of interest.

Studying the earliest events of preneoplastic cell progression and innate immune cell interaction is pivotal to understand and treat cancer. Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformations and the subsequent live imaging of innate immune cell interaction with HRASG12V expressing skin cells in zebrafish larvae.

تصوير لايف الفطرية المناعي والتفاعلات سابق للورم الخلية باستخدام نظام التعبير / UAS محرض GAL4 في اليرقات الزرد الجلد

Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformation by the use of the 4-Hydroxytamoxifen (4-OHT) inducible KalTA4-ERT2/UAS ...

Developmental Biology

Delivery of Nucleic Acids through Embryo Microinjection in the Worldwide Agricultural Pest Insect, Ceratitis capitata

The Mediterranean fruit fly (medfly) Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) is a pest species with extremely high agricultural relevance. This is due to its reproductive behavior: females damage the external surface of fruits and vegetables when they lay eggs and the hatched larvae feed on their pulp. Wild C. capitata populations are traditionally controlled through insecticide spraying and/or eco-friendly approaches, the most successful being the Sterile Insect Technique (SIT). The SIT relies on mass-rearing, radiation-based sterilization and field release of males that retain their capacity to mate but are not able to generate fertile progeny. The advent and the subsequent rapid development of biotechnological tools, together with the availability of the medfly genome sequence, has greatly boosted our understanding of the biology of this species. This favored the proliferation of new strategies for genome manipulation, which can be applied to population control.
In this context, embryo microinjection plays a dual role in expanding the toolbox for medfly control. The ability to interfere with the function of genes that regulate key biological processes, indeed, expands our understanding of the molecular machinery underlying medfly invasiveness. Furthermore, the ability to achieve germ-line transformation facilitates the production of multiple transgenic strains that can be tested for future field applications in novel SIT settings. Indeed, genetic manipulation can be used to confer desirable traits that can, for example, be used to monitor sterile male performance in the field, or that can result in early life-stage lethality. Here we describe a method to microinject nucleic acids into medfly embryos to achieve these two main goals.

Delivery of Nucleic Acids through Embryo Microinjection in the Worldwide Agricultural Pest Insect, Ceratitis capitata

The Mediterranean fruit fly (medfly) Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae) is a worldwide pest of agriculture. A deeper understanding of its biology is key to control medfly populations and thus reduce economic impact. Embryo microinjection is a fundamental tool allowing both germ-line transformation and reverse genetics studies in this species.

تسليم الأحماض النووية من خلال حقن مكروي الأجنة في مكافحة الحشرات الحشرات الزراعية العالمية،<em&gt; آفة Ceratitis الرؤيسية</em

The Mediterranean fruit fly (medfly) Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) is a pest species with extremely high agricultural relevance. ...

Microinjection of mRNA and Morpholino Antisense Oligonucleotides in Zebrafish Embryos.

An essential tool for investigating the role of a gene during development is the ability to perform gene knockdown, overexpression, and misexpression studies. In zebrafish (Danio rerio), microinjection of RNA, DNA, proteins, antisense oligonucleotides and other small molecules into the developing embryo provides researchers a quick and robust assay for exploring gene function in vivo. In this video-article, we will demonstrate how to prepare and microinject in vitro synthesized EGFP mRNA and a translational-blocking morpholino oligo against pkd2, a gene associated with autosomal dominant polycystic kidney disease (ADPKD), into 1-cell stage zebrafish embryos. We will then analyze the success of the mRNA and morpholino microinjections by verifying GFP expression and phenotype analysis. Broad applications of this technique include generating transgenic animals and germ-line chimeras, cell-fate mapping and gene screening. Herein we describe a protocol for overexpression of EGFP and knockdown of pkd2 by mRNA and morpholino oligonucleotide injection.

Microinjection is a well-established and effective method for introducing foreign substances into fertilized zebrafish embryos. Here, we demonstrate a robust microinjection technique for performing mRNA overexpression, and morpholino oligonucleotide gene knockdown studies in zebrafish.

Microinjection من مرنا والعقاقير [أليغنوكليوتيد] Morpholino اسماك الزرد في الأجنة.

An essential tool for investigating the role of a gene during development is the ability to perform gene knockdown, overexpression, and misexpression ...

Biology

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

Microinjection الجنين اسماك الزرد إلى تحليل وظائف الجينات

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Microstructured Devices for Optimized Microinjection and Imaging of Zebrafish Larvae

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning fundamental developmental biology through to large-scale genetic and chemical screens. However, many experiments, especially those related to infection and xenograft models, rely on microinjection and imaging of embryos and larvae, which are laborious techniques that require skill and expertise. To improve the precision and throughput of current microinjection techniques, we developed a series of microstructured devices to orient and stabilize zebrafish embryos at 2 days post fertilization (dpf) in ventral, dorsal, or lateral orientation prior to the procedure. To aid in the imaging of embryos, we also designed a simple device with channels that orient 4 zebrafish laterally in parallel against a glass cover slip. Together, the tools that we present here demonstrate the effectiveness of photolithographic approaches to generate useful devices for the optimization of zebrafish techniques.

Microinjection of zebrafish embryos and larvae is a crucial but challenging technique used in many zebrafish models. Here, we present a range of microscale tools to aid in the stabilization and orientation of zebrafish for both microinjection and imaging.

أجهزة ميكروستروكتوريد Microinjection الأمثل وتصوير يرقات الزرد

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning ...

Zygote Microinjection for Creating Gene Cassette Knock-in and Flox Alleles in Mice

CRISPR-Cas technology has enabled the rapid and effortless generation of genetically modified mice. Specifically, mice and point mutant mice are readily produced by electroporation of CRISPR factors (and single-stranded oligo DNA donors) into the zygote. In contrast, gene cassette (&#62;1 kb) knock-in and floxed mice are mainly generated by microinjection of CRISPR factors and double-stranded DNA donors into zygotes. Genome editing technologies have also increased the flexibility of genetically modified mice production. It is now possible to introduce the intended mutations in the target genomic regions in a number of beneficial inbred mouse strains. Our team has produced over 200 gene cassette knock-in mouse lines, and over 110 floxed mouse lines by zygote microinjection of CRISPR-Cas9 following requests from several countries, including Japan. Some of these genome editing used BALB/c, C3H/HeJ, and C57BL/6N inbred strains, however most used C57BL/6J. Unlike the electroporation method, genome editing by zygote microinjection in various inbred strains of mice is not that easy. However, gene cassette knock-in and floxed mice on single inbred genetic backgrounds are as critical as genetic humanized, fluorescent reporter, and conditional knockout mouse models. Therefore, this article presents the protocol for the zygote microinjection of CRISPR factors and double-stranded DNA donors in C57BL/6J mice for generating gene cassette knock-in and floxed mice. This article exclusively focuses on nuclear injection rather than cytoplasmic injection. In addition to zygote microinjection, we outline the timeline for the production process and peripheral techniques such as induction of superovulation and embryo transfer.

The present protocol describes zygote microinjection of CRISPR-Cas9 and donor DNA to efficiently produce gene cassette knock-in and floxed mice.

الحقن المجهري للزيجوت لإنشاء أليلات كاسيت الجينات وأليلات فلوكس في الفئران

CRISPR-Cas technology has enabled the rapid and effortless generation of genetically modified mice. Specifically, mice and point mutant mice are readily ...

High Throughput Microinjections of Sea Urchin Zygotes

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of treatment solution is loaded into a microinjection needle that is used to physically inject individual immobilized cells or embryos. Despite the need for initial training to perform this procedure for high-throughput delivery, microinjection offers maximum efficiency and reproducible delivery of a wide variety of treatment solutions (including complex mixtures of samples) into cells, eggs or embryos. Applications to microinjections include delivery of DNA constructs, mRNAs, recombinant proteins, gain of function, and loss of function reagents. Fluorescent or colorimetric dye is added to the injected solution to enable instant visualization of efficient delivery as well as a tool for reliable normalization of the amount of the delivered solution. The described method enables microinjection of 100-400 sea urchin zygotes within 10-15 min.

Microinjection is a common technique used to deliver DNA constructs, mRNAs, morpholino antisense oligonucleotides or other treatments into eggs, embryos, and cells of various species.

عالية الإنتاجية إبر دقيقة جدا لقنفذ البحر بيضات ملقحة

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of ...

Laser-assisted Lentiviral Gene Delivery to Mouse Fertilized Eggs

Lentiviruses are efficient vectors for gene delivery to mammalian cells. Following transduction, the lentiviral genome is stably incorporated into the host chromosome and is passed on to progeny. Thus, they are ideal vectors for creation of stable cell lines, in vivo delivery of indicators, and transduction of single cell fertilized eggs to create transgenic animals. However, mouse fertilized eggs and early stage embryos are protected by the zona pellucida, a glycoprotein matrix that forms a barrier against lentiviral gene delivery. Lentiviruses are too large to penetrate the zona and are typically delivered by microinjection of viral particles into the perivitelline cavity, the space between the zona and the embryonic cells. The requirement for highly skilled technologists and specialized equipment has minimized the use of lentiviruses for gene delivery to mouse embryos. This article describes a protocol for permeabilizing the mouse fertilized eggs by perforating the zona with a laser. Laser-perforation does not result in any damage to embryos and allows lentiviruses to gain access to embryonic cells for gene delivery. Transduced embryos can develop into blastocyst in vitro, and if implanted in pseudopregnant mice, develop into transgenic pups. The laser used in this protocol is effective and easy to use. Genes delivered by lentiviruses stably incorporate into mouse embryonic cells and are germline transmittable. This is an alternative method for creation of transgenic mice that requires no micromanipulation and microinjection of fertilized eggs.

Mouse fertilized eggs and early stage embryos are protected by the zona pellucida, a glycoprotein matrix that forms a barrier against gene delivery. This article describes a protocol for perforating the zona with a laser to transduce embryonic cells with lentiviral vectors and to create transgenic mice.

بيض المخصب إيصال الجينات لينتيفيرال ساعد الليزر للماوس

Lentiviruses are efficient vectors for gene delivery to mammalian cells. Following transduction, the lentiviral genome is stably incorporated into the ...

Zebrafish Microinjection Techniques

One of the major advantages to working with zebrafish (Danio rerio) is that their genetics can be easily manipulated by microinjection of early stage embryos. Using this technique, solutions containing genetic material or knockdown constructs are delivered into the blastomeres: the embryonic cells sitting atop the yolk of the newly fertilized egg. Delivery into the cytoplasm is achieved either through direct injection into the blastomere, or via natural cytoplasmic movements that occur after a solution is injected into the yolk. Successful genetic manipulations are usually followed by quantification of embryonic phenotypes in order to elucidate the genetic mechanisms of development.
This video will provide an introduction to carrying out microinjections in zebrafish embryos. The discussion begins with a review of the essential tools for the technique, including the injection apparatus and the microinjector, which controls fluid movement with pressure pulses of air. Next, important preparatory steps are demonstrated, such as the pouring of agar plates to stabilize embryos during injection and calibration of the microinjection apparatus. The injection procedure is then presented along with tips on when and where injections should be performed. Finally, applications of the microinjection technique are discussed, including gene overexpression via mRNA injection, gene silencing by delivery of antisense morpholino oligonucleotides, and the generation of transgenic zebrafish using specially engineered plasmid DNA.

Introduction to Microinjection of Early Zebrafish Embryos

One of the major advantages to working with zebrafish (Danio rerio) is that their genetics can be easily manipulated by microinjection of early stage ...

Education

JoVE Science Education

Basic Biology

Biology II: Mouse, Zebrafish, and Chick

Laser-Assisted Lentiviral Gene Delivery: A Technique to Permeabilize Mouse Fertilized Eggs to Facilitate Lentiviral Gene Delivery

Source: Martin, N. P., et al. <a href="https://www.jove.com/v/58327">Laser-assisted Lentiviral Gene Delivery to Mouse Fertilized Eggs.</a> J. Vis. Exp. (2018).
In this video, we demonstrate the laser-assisted permeation of the protective layer of zona pellucida in mouse fertilized eggs for facilitating lentiviral gene delivery. Lentivirus enables the generation of transgenic animals with a gene of interest stably integrated into their genome.

توصيل الجينات الفيروسية العدسية بمساعدة الليزر: تقنية لاختراق البويضات المخصبة للفأر لتسهيل توصيل الجينات الفيروسية العدسية

Source: Martin, N. P., et al. Laser-assisted Lentiviral Gene Delivery to Mouse Fertilized Eggs. J. Vis. Exp. (2018).
In this video, we demonstrate the ...