登录

需要订阅 JoVE 才能查看此. 登录或开始免费试用。

本文内容

  • 摘要
  • 摘要
  • 研究方案
  • 结果
  • 讨论
  • 披露声明
  • 致谢
  • 材料
  • 参考文献
  • 转载和许可

摘要

非洲爪蟾提供了一个理想的模型系统,为研究细胞命运和生理功能的个人视网膜细胞的原代细胞培养。在这里,我们提出了一种技术,用于解剖视网膜组织并产生成像的原代细胞培养活性钙和原位杂交分析。

摘要

前区的神经板产生的脊椎动物视网膜的过程仍然是一个重大的临床和基础研究的重点。除了 ​​明显的理解和治疗视网膜疾病的医疗相关的脊椎动物视网膜的发展作为一项重要而优雅的模型系统的理解决定和分化的神经元细胞类型1-16。的视网膜神经由6个独立单元(神经节细胞,无长突细胞,水平,感光细胞,双极细胞和Müller胶质细胞),其布置在定型层,一个模式,主要是保守的所有脊椎动物12,14-18。

在学习的完整胚胎发育的视网膜中明确要求的理解这个复杂的器官如何发展一个突出的前脑的层状结构,有很多问题,有利于从米采用采用推定视网膜细胞的原代细胞培养7,19-23。例如,分析细胞组织去除和分离在不同的阶段可以辨别的状态规格的单个细胞在不同的发展阶段,也就是细胞的命运的情况下与周围组织的相互作用8,19-22 ,24-33。原代细胞培养也允许调查员来处理与特定的试剂和文化上单个细胞水平5,8,21,24,27-30,33-39的,分析的结果。一个经典的模型系统,研究非洲爪蟾,早期神经发展19,27,29,31-32,40-42的 ,作为一个特别合适的视网膜原代细胞培养系统10,38,43-45。

推定视网膜组织从最初的发展阶段,紧随神经诱导25,38,43。此外,由于日胚胎在每个单元格中包含的供给蛋黄,视网膜细胞的培养可以在一个非常简单的定义的介质组成的一个缓冲的盐溶液中,从而消除了混杂影响的潜伏期或其他血清型产品10,24,44-45

然而,从周围组织和随后的处理的视网膜组织的隔离是具有挑战性的。在这里,我们提出了一种方法,在非洲爪蟾(Xenopus laevis)的视网膜细胞,将被用于制备原代细胞培养,反过来,在单一细胞的分辨率的的钙活性和基因表达进行分析的解剖和解离。虽然本文介绍的主题是自发性钙瞬变分析,该技术广泛适用于广泛的研究问题和方法( 图1)。

研究方案

所有的实验都完成后的实验动物护理和使用委员会在威廉和玛丽学院批准的协议。在本协议中引用的发展阶段根据Nieuwkoop和Faber 46的

1。解剖

  1. 允许的细胞培养液中的钙,镁免费中等(CMF),以平衡至室温。您还需要0.1X马克的改良林格(MMR)的pH值7.4-7.6。
  2. 消毒通过施加在细胞培养层流罩30分钟的UV光对以下项目。 (喷每个资料前放置在通风橱中,用70%的乙醇)。
    • 35 mm塑料培养皿中。
    • 60 mm塑料培养皿中。
    • 35毫米Nunclon表面菜肴。
    • 1.5 ml微量离心管。
    • P1000微量移液器(1000微升微量移液器)。
    • 气溶胶抗P1000秘诀(1000微升微量移液器的气溶胶耐提示)。
    • 酒精耐笔。
    • 精细解剖钳。
    • * 15毫升锥形管(仅用于成像活性钙)。
    • *仅适用于活性钙​​成像。
  3. 一旦引擎盖已紫外线灭菌,解决方案具有平衡到室温,打开在通风橱中的空气层流,在通风橱中,用70%乙醇和地点媒体瓶喷洒下来手套和媒体瓶。
  4. 油烟机内准备好以下P1000微量移液器与每块板的细胞 ,以确保适当的标签。
    • 一个60毫米的塑料培养皿中含有10毫升的细胞培养基- ​​夹层板
    • 一台35毫米Nunclon面菜含有2毫升细胞培养基- ​​培养板 。 (Nunclon塑料盘子不进一步处理任何粘接剂)。
    • 一个空的1.5 ml离心管外植体解离管
    • *一个15毫升锥形猎鹰管内含有15 ml细胞培养液中。对于冲洗掉多余的Fluo4-AM成像时,活性钙。
  5. 油烟机内,需准备以下与P1000微量移液器每个解剖届 (一个以上的视网膜可以在一个会话中剥离)。
    • 一个35毫米塑料培养皿中含有2毫升CMF - 植冲洗板
    • 一个35毫米的塑料培养皿中含2毫升CMF - 外植体解离板
  6. 外罩准备以下内容:
    • 一个60毫米塑料培养皿中的细胞中含有10 ml的0.1倍MMR每板- 固定板
    • 一个60毫米塑料培养皿中的细胞中含有10毫升0.1X MMR每板- 兄弟姐妹板
    • 一个60毫米的塑料培养皿中含10毫升0.1X MMR + 0.5毫克/毫升MS-222(三卡因) - 麻醉板每清扫会话。
  7. 植体解离板 (0.1%的胰蛋白酶溶液),摇匀,并预留。
  8. 如果解剖是年龄小于30期的胚胎,添加10毫克胶原酶B到夹层板 (在1 mg / mL胶原酶溶液B),漩涡溶解,并预留。
  9. 选择所需阶段的胚胎,用非无菌移液管转移到控股板 ,并删除(如果尚未孵化胚胎卵黄膜)用细钳子。
  10. 传输数个相同的上演胚胎到同级板与非无菌移液管。
  11. 如果胚胎是25或更早的阶段,继续进行直接与夹层,否则的胚胎转移到的异丙酚板与非无菌移液管和允许胚胎坐下,直到停止运动,对刺激的反应。这可能需要长达一分钟。
  12. 在解剖范围(目标4X,10X目镜)进行解剖( 图2)。

胚胎阶段,25岁或以下

  1. 与非无菌移液管转移胚胎解剖板
  2. 使用细钳子2双,作出正中矢状切腹侧的胚胎,在胚胎的前部的后端上开始,并继续通过水泥腺。
  3. 小心地抓住任何一个边缘的剪裁和传播左,右打开的胚胎。这将导致在胚胎面临的夹层板的背侧,腹侧外胚层揭示的内胚层,中胚层和内流传开。
  4. 开始除去内胚层,中胚层( 图2A和2B)。这个组织最早,规模最大的层是在外观上与"蓬松"大细胞和小明显的组织。
  5. 除去这层后,体节,脊索将变得可见。对于更好的对比度,将一个单独的60毫米的塑料培养皿中含有10毫升细胞培养基和100μl耐尔蓝硫酸盐1%溶液(在水中)的回传的夹层板之前的2-3分钟的胚胎。这会弄脏外胚层,体节,脊索,以便于识别和定位。
  6. 着眼于前部的胚胎脊索,小心地取出任何剩余的中胚层,暴露的大脑和视神经囊泡( 图2C)。
  7. 一旦大脑和视神经囊泡完全暴露出来,用钳子切断后方的大脑的神经管及相关外胚层。
  8. 打开这部分(大脑和视神经囊泡)使外胚层之上,。
  9. 小心不要损坏底层的光纤泡,仔细地重新移动的外胚层( 图2D)。
  10. 最后,使用镊子,视神经囊泡分开从大脑( 图2D和2E)。

台25岁以上的胚胎:

  1. 虽然胚胎是在麻醉板 ,用钳子取出的胚胎的腹侧部分。
  2. 为了更好地对比,将胚胎到60毫米的塑料培养皿中含有10毫升的0.1倍MMR和100微升1%的硫酸耐尔蓝2-3分钟,然后转移到夹层板 。这会污染外胚层蓝色。
  3. 一旦在夹层板 ,拉回来的外胚层覆盖的视网膜(或视泡在胚胎阶段26-30)( 图2F和2G)。耐尔蓝硫酸盐,外胚层将被染成蓝色,但相关的视网膜组织不会。
  4. 小心取出视网膜或视泡,以forceps( 图2H,2I,2J)。是有帮助的按住胚胎到位用1双镊子,和删除与其它视网膜或视神经囊泡。

2。解离组织和细胞的电镀

重要提示 -当转移组织,不使视网膜或视神经泡触及任何气-液边界,如果发生这种情况的细胞裂解。

  1. 视泡或视网膜解剖后,小心转移到外植体 ,, 冲洗板与P100微量移液器使用气雾剂抗提示,并允许坐,持续30秒。
  2. 将80微升0.1%胰蛋白酶CMF从外植体解离板外植体解离地铁
  3. P100微量移液器和气溶胶性提示使用,转让视网膜或视泡从外植体冲洗板植体Dissociati转让的外植体管,避免冲洗的解决方案。
  4. 允许的组织的外植体的解离管中离解,在室温下的1小时。一个视网膜每块板使用,但是,我们注意到,如果需要的话,以增加在每块板的细胞数量,可以使用一个以上的每板。
  5. 板的细胞,先慢慢取出的外植体解离地铁 40微升的解决方案,并放弃使用P100微量移液器和气溶胶性提示。使用P100集40μl和气溶胶耐提示,将细胞组织分离培养板 。当吸取细胞到板,移液缓慢,并保持在板的中心,在一个小区域的细胞。

注意:如果整个实验过程中是将要采取的多个细胞的图像,附加一格(Cellattice)的培养板的底面一小滴胶水。这将允许在相同的方向中相同的细胞图像时须采取的过程中的不同点。

  1. 允许细胞以静置至少1小时,坚持Nunclon板。在此之后,他们必须非常轻柔的对待,他们可能会成为分离。
  2. 培养细胞,通过观察同级胚胎,饲养细胞在相同温度下作为所需阶段。如果活细胞不被用于进一步的操作,就可以在这个时候固定在MEMFA溶液。

重要注意事项:我们的实验是固定的6小时内电镀的细胞。在培养的细胞是长寿取决于在哪个阶段的组织解剖和蛋黄仍然存在于细胞的量;从年轻(神经胚阶段)细胞解剖保持5-6天,而细胞获得健康的文化老胚胎(游泳的蝌蚪阶段)保持有效的培养2-3天。

3。钙成像47-49

该协议利用钙敏感Fluo4-AM和共聚焦显微镜定量分析单个细胞的钙瞬变。应执行的所有步骤使用Fluo4-AM避光,作为Fluo4-AM是光敏感。所有洗涤应添加或删除一个P1000微量移液器及防提示。移液应做得缓慢和朝向边缘的板,以避免干扰细胞的。媒体的文化没有改变,因为一般是固定的6小时内被解剖。长期的文化,媒体应每天更换。

  1. fluo4-AM被储存在-20℃下,我们建议存储于5μl等分试样。在使用之前,解冻5微升等分Fluo4-AM避光,并加入2μl的Pluronic F-127直接到这等份。
  2. 培养后的细胞为所需量的时间(至少了1小时)中,取出1毫升的细胞从培养板的培养基中。这Fluo4-AM和Pluronic,混合温柔移液。
  3. 慢慢所有该溶液转移到要成像的细胞培养板的边缘,并留下的细胞,在该溶液中,静置1小时至吸收的Fluo4-AM。
  4. 要洗出多余的Fluo4-AM细胞培养液中,完成下列洗系列:
    • 删除板1毫升的媒体。
    • 加入3毫升新鲜的细胞培养介质中(从15毫升锥形管)的板。
    • 执行两个额外的洗涤液,每次慢慢从板中除去3毫升溶液,并加入3毫升新鲜的细胞培养介质。
  5. 将细胞现在应该在4毫升的细胞培养基和包含Fluo4-AM。 fluo4-AM酶解一旦进入细胞,以防止它从扩散出来的细胞或成任何膜结合舱室。
  6. 共焦显微镜的成像搬上舞台,在加载板,画一条垂直的红色线盘上的永久性标记,同时盖,以防止标记颗粒污染的文化。的垂直线向下绘制的陪替氏培养皿(的基础上的陪替氏培养皿,而不是盖)的一侧。其目的是为了指示的方向相对于视场的培养板的各个细胞的精确定位和对准,以便可以重新建立在稍后的点。
  7. 现在已经准备好装走上舞台的共聚焦显微镜成像板。可视化的细胞,用明视场设置在激光扫描共聚焦显微镜(物镜20X)。成像时,发现一处茂密的细胞不包含团块,最好有一个字段的视图,其中包含的大电网的数字上的Cellatice的盖玻片的观点更容易找到相同的领域后,在SI的文化TU杂交。在成像之前,通过培养和重心下移采取明亮视场图像的记录格下面的细胞的细胞培养物的位置和取向。这允许调整,用于随后的分析的细胞。
  8. 提高焦平面捕捉亮场图像的细胞开始的钙成像( 图3A)。
  9. 一旦细胞的中心平面是在焦点,该板是准备钙活性的成像。设置会有所不同,这取决于显微镜和应用程序。我们的形象的使用氩488 nm激光的细胞为1,2,或12小时的使用下面的参数:
    • 1小时的图像 :
      • 氩气488 nm激光扫描,其最大的30 mW的功率在4%左右。
      • 扫描一次,每4秒(900扫描每小时)。
    • 2小时图像:
      • 氩气488 nm激光扫描,其最大的30 mW的功率在4%左右。
      • 扫描一次,8秒(450扫描每小时)。
    • 12小时的图像:
      • 氩气488 nm激光扫描,其最大的30 mW的功率为2%。
      • 扫描一次,每48秒(75扫描每小时)。

这些参数将导致在每个时间帧的一组900的静止帧图像。钙活性然后,可以记录使用的图像处理应用程序,如ImageJ的50以上的时间过程的图像( 图3B)与通过分析荧光水平。

4。修复细胞

  1. 成像,细胞可固定30分钟,通过从板中除去3毫升溶液和余下的1毫升培养基中加入1毫升的2X MEMFA到。
  2. 固定后,取出MEMFA和脱水5分钟清洗,每一个体积为1毫升的一系列细胞:
    • 1X磷酸盐缓冲盐水(PBS)中的25%的乙醇。
    • 在1X PBS的50%乙醇。
    • <李SDD H 2 O(无菌去离子蒸馏水)> 75%的乙醇。
    • 在最后一次洗涤用1毫升100%乙醇中,于-20℃下的存储板更换

注:甲醇也可以用于这些清洗和用于存储。

5。 荧光原位杂交(FISH)

文化可以测定的爪蟾使用标准FISH协议的细胞培养的修改安德森实验室52 51。安德森实验室协议的修改在下面列出。所有洗涤液都在约1毫升体积的35毫米Nunclon板进行的,除非另有说明。解西伯的定义53,除非另有说明。

重要注意事项:不要用荧光素标记的RNA探针进行原位杂交技术细胞成像为活性钙。抗荧光素抗体结合残留的Fluo4-AM的细胞,并可能导致积极的信号,在所有细胞中的文化。

第1天:通透和杂交

  1. 补液洗涤,则应分级脱水溶剂用于存储。对于我们的实验中,洗涤液分级乙醇在1X PBS。
  2. 补液,用1X PBS洗涤细胞3次,每次5分钟,在室温下。
  3. 混合25毫升Falcon管中的乙酸酐与62.5微升的0.1M三乙醇胺(pH8.0)中,并迅速混合直到完全分散安德森实验室52协议中讨论。在该混合物中,在室温下的10分钟的孵育培养。乙酸酐处理后,洗涤细胞1X盐水柠檬酸钠(SSC)中,在室温下5分钟。
  4. 移除最后的SSC洗涤,用0.2M HCl(sdd的H 2 O)中替换为10分钟至透性细胞。/ P>
  5. 洗出盐酸有两个用1X PBS洗涤5分钟。
  6. Prehybridize在ISH缓冲区中最低6小时在振荡水浴中,在60℃下,但不prehybridize过夜,因为这会严重削弱信号。
  7. 为8-14小时,在750微升稀释的探针(1:250稀释从纯化的探头)在60℃下杂交过夜。将纯化的探针浓度范围从1.0-1.5微克/微升。

第2天:去除未结合的探针和抗体反应

  1. 取出探头和冲洗培养5分钟在0.2X SSC在60℃下在新鲜的0.2X SSC洗在60℃下1小时
  2. 删除的培养从水浴中,并允许他们调整至室温5分钟。
  3. 冲洗在0.2X SSC在室温下5分钟。
  4. 在1X PBS洗15分钟,用0.​​1%的Triton-X-100(PBT)。
  5. 要灭活内源性过氧化物酶,洗1小时,在2%的H 2 O 2的溶液中PBT。
  6. 冲洗用0.1%Tween 20(TBST)的与一个15分钟的洗涤1X的Tris缓冲盐水。
  7. 座在马来酸缓冲器(MAB)在2%封闭试剂,在室温下的1小时。我们已经发现,这种阻塞的方法增加灵敏度在以前的方法相比,在20%羊血清在PBT的阻挡。
  8. 在4℃下孵育培养在1毫升2%封闭试剂含有1:1,000稀释的POD抗体,过夜,在人与生物圈

第3天:去除未结合的抗体和荧光发展

  1. 移除抗体溶液,并在TBST冲洗3次,在室温下5分钟。
  2. 在TBST中洗涤4次,在室温下的15分钟,同时连续地摆动以缓慢的速度。
  3. 在PBT中洗两次,在室温下10分钟。
  4. 应用1:200荧光素Cy3的酪胺或1:25的酪胺稀释在PBT的750微升。在室温下孵育5分钟,并添加2.5微升0.3%的H 2 O 2。岩石为40分钟,使信号发展。
  5. 至少4次洗净,每次15分钟在TBST中在室温下与摆动。
  6. 一旦信号已全面开发,在1X PBT洗为5分钟。
  7. 在4℃下1小时,在室温下,并存储在1X PBS修复在1X MEMFA为

6。图片FISH结果和有限公司注册与钙成像数据

  1. 的FISH完成后,细胞培养板进行成像,以确定哪些细胞显示出积极的荧光信号,对于一个给定的探针。使用Cellattice盖玻片准确地找到所需的视场在钙成像研究,并对齐的板的取向的钙的图像帧。
  2. 关注的中心面的细胞,并采取单一的高清晰度图像,使用氦氖氦氖543 nm激光的15%,其最大的1 mW的功率( 图3C)。
  3. 在最初的900帧拍摄的图像钙成像协议,识别单个细胞的感兴趣区域(ROI的),通过使用图像处理程序(例如如ImageJ的50)。提取的ROI的荧光数据作为一组,表示对时间的荧光值( 图4)的数据点。
  4. 叠加的FISH结果图像,从钙的图像( 图3D)与所识别的感兴趣区。
  5. 注册每个ROI为阳性的探针,探针阴性,或未知的 - 在对应的单元格的ROI的情况下,可以不再被发现FISH图像的视图内的字段。
  6. 过程的投资回报率荧光数据,利用统计分析脚本(通过MATLAB或其他编程语言的设计),比较在不同的解剖阶段( 图5A,5C)或不同的FISH探针( 图5B和5D)阳性细胞的活性钙水平。在我们的实验室中使用的所有脚本是自由可应要求提供。

结果

成功解剖视神经的囊泡(阶段25)和视网膜(阶段35)的实施例示于图2E和2J。虽然这种协议可以用于在不同的开发阶段,这是至关重要的,从而只获得视网膜组织确保准确性的进一步的实验。小心地去除表皮的各个阶段,并确保您的镊子不要刺穿视网膜组织。 35岁或以上在第二阶段中,透镜可以看到作为一个透明层的顶部的视网膜和可以由谨慎刮削使用镊子除去。

讨论

凭借其良好的特点是保守的细胞类型,在所有脊椎动物中,视网膜提供了一个有用的模型研究细胞的分子过程规范和分化细胞类型。原代细胞培养提供了一个功能强大的方法,调查范围广泛的过程,包括基因表达,蛋白质动力学,钙和电活动在单细胞分辨率水平。在这里,我们提出了一个简单的原代细胞培养技术,从解剖假定视网膜组织在非洲爪蟾 ,特别适合生物体进行此类研究的假定,...

披露声明

没有利益冲突的声明。

致谢

我们亲切地感谢约翰·海斯博士脚本,博士。埃里克·布拉德利和克里斯托弗·德尔 - 内格罗共聚焦显微镜的帮助;德鲁·休斯,劳拉ODORIZZI,亚历Garafalo,丽贝卡Lowden,和Liz麦克默里对他们的工作在发展该项目,并提供初步的数据统计分析有用的建议;格雷戈·史密斯博士。这项工作是由美国国立卫生研究院授予(NINDS IR15N5067566 01)MSS和霍华德休斯医学研究所的科学教育补助金的威廉和玛丽学院支持。

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
的试剂的名称 公司 目录编号
对于解剖和培养
BD猎鹰易握组织培养皿,35毫米费舍尔 08-772A
一次性聚苯乙烯培养皿中,60 x 15毫米费舍尔 0875713A
35毫米Nunclon表面的培养皿(与Airvent) 费舍尔 12-565-91
蒙特精钳(Dumostar#55) 费舍尔 NC9341917
Cellattice微统治塑料盖玻片,25毫米费舍尔 50-313-17
甲烷磺酸乙基 - 间 - 氨基苯甲酸盐(MS-222) MP Biomedicals,LLC 103106
硫酸庆大霉素恩佐生命科学 380-003-G025
Gibco公司的胰蛋白酶(1:250)粉末 Life Technologies公司 27250-018
溶组织梭菌胶原酶B从罗氏公司 11088831001
青霉素 - 链霉素 Gibco公司 15140-122
耐尔蓝硫酸盐(可选) Pfaltz&鲍尔 N05550
500毫升真空过滤机/存储瓶系统,0.22μm孔径33.2平方厘米 CN膜康宁 430758
对于钙成像
氟凌晨4点1毫米的DMSO溶液,细胞永久 Life Technologies公司 F-14217
的Pluronic F-127 10%水溶液 Life Technologies公司 P-6866
LSM 510共聚焦显微镜系统蔡司型号停产
阻断剂罗氏公司 11096176001
对于荧光原位杂交(FISH)
抗地高辛过氧化物酶(POD),Fab片段罗氏公司 11207733910
抗-DNP-HRP抗体 Perkin-Elmer公司 NEL747A
CY3NHS酯 GE医疗集团 PA13101
NHS-荧光素 Thermo Scientific的 46409
甲酰胺,去离子水 AMRESCO 0606-950毫升
Torula RNA,IX型 Sigma-Aldrich公司 R3629
肝素钠盐,从猪小肠粘膜 Sigma-Aldrich公司 H3393-250KU
CHAPS Sigma-Aldrich公司 C3023

表2中。具体的试剂和设备。

参考 内容
细胞培养液张和斯皮策2009年54 116毫米的NaCl
0.67毫米氯化钾
2毫米氯化钙
1.31毫米硫酸镁
4.6毫米的Tris
1%(体积比)青霉素/链霉素
用盐酸调节pH值至7.8。
通过0.22μm的CN过滤器过滤灭菌。
存放于4℃
钙,镁培养基(CMF) Gu 等人 ,1994年42谷和斯皮策,1995年55 116毫米的NaCl
0.67毫米氯化钾
4.6毫米的Tris
0.4 mM的EDTA
1%(体积比)青霉素/链霉素
用盐酸调节pH值至7.8。
通过0.22μm的CN过滤器过滤灭菌。
存放于4℃
马来酸缓冲液(MAB) 西伯等人,200053 100毫米马来酸
150mM的NaCl(pH 7.5)中。
马克的改良林格(MMR),10X 西伯等人,200053 100mM NaCl的
mM KCl中
1毫米硫酸镁
2毫米氯化钙
5毫米HEPES
用NaOH调节pH至7.4
0.1X MMR还含有50毫克/毫升的硫酸庆大霉素和pH用NaOH调至7.4。
MEMFA解决方案,10X 西伯等人,200053 0.1 M MOPS(pH值7.4)
2毫米EGTA
1毫米硫酸镁
3.7%的甲醛
甲10X溶液,无甲醛,可以被存储在4℃下甲醛加入新鲜的(1/10体积的一个标准的37%的股份)。
原位杂交缓冲液 ·西夫E 等人,200053 50%甲酰胺
5X SSC
1毫克/毫升Torula核糖核酸
100毫克/毫升肝素
1X Denhart的解决方案
0.1%吐温20的
0.1%CHAPS的
10mM的EDTA。

的解决方案。*庆大霉素,抗生素,用于在我们的MMR解决方案,而在我们的培养基使用青 ​​霉素和链霉素。

参考文献

  1. Horder, T. J., Spitzer, J. L. Absence of cell mobility across the retina in Xenopus laevis embryos. J. Physiol. 233, 33p-34p (1973).
  2. Hollyfield, J. G., Rayborn, M. E., Sarthy, P. V., Lam, D. M. The emergence, localization and maturation of neurotransmitter systems during development of the retina in Xenopus laevis. I. Gamma aminobutyric acid. J. Comp. Neurol. 188, 587-598 (1979).
  3. Hamm, H. E., Menaker, M. Retinal rhythms in chicks: circadian variation in melantonin and serotonin N-acetyltransferase activity. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 77, 4998-5002 (1980).
  4. Szaro, B., Ide, C., Kaye, C., Tompkins, R. Regulation in the neural plate of Xenopus laevis demonstrated by genetic markers. J. Exp. Zool. 234, 117-129 (1985).
  5. Holliday, J., Spitzer, N. C. Spontaneous calcium influx and its roles in differentiation of spinal neurons in culture. Dev. Biol. 141, 13-23 (1990).
  6. Marsh-Armstrong, N., McCaffery, P., Gilbert, W., Dowling, J. E., Drager, U. C. Retinoic acid is necessary for development of the ventral retina in zebrafish. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 91, 7286-7290 (1994).
  7. Feller, M. B. The role of nAChR-mediated spontaneous retinal activity in visual system development. J. Neurobiol. 53, 556-567 (2002).
  8. Wang, S. W., Mu, X., Bowers, W. J., Klein, W. H. Retinal ganglion cell differentiation in cultured mouse retinal explants. Methods. 28, 448-456 (2002).
  9. Perkins, B. D., Nicholas, C. S., Baye, L. M., Link, B. A., Dowling, J. E. dazed gene is necessary for late cell type development and retinal cell maintenance in the zebrafish retina. Dev. Dyn. 233, 680-694 (2005).
  10. Zaghloul, N. A., Moody, S. A. Changes in Rx1 and Pax6 activity at eye field stages differentially alter the production of amacrine neurotransmitter subtypes in Xenopus. Mol. Vis. 13, 86-95 (2007).
  11. Wang, C. T., et al. GABA(A) receptor-mediated signaling alters the structure of spontaneous activity in the developing retina. J. Neurosci. 27, 9130-9140 (2007).
  12. Dullin, J. P., et al. Ptf1a triggers GABAergic neuronal cell fates in the retina. BMC Dev. Biol. 7, 110 (2007).
  13. Martins, R. A., Pearson, R. A. Control of cell proliferation by neurotransmitters in the developing vertebrate retina. Brain Res. 1192, 37-60 (2008).
  14. Sanes, J. R., Zipursky, S. L. Design principles of insect and vertebrate visual systems. Neuron. 66, 15-36 (2010).
  15. Graw, J. Eye development. Curr. Top Dev. Biol. 90, 343-386 (2010).
  16. Feller, M. B., Sun, Y. H. Introduction to special issue on retinal development. Dev. Neurobiol. 71, 1131-1132 (2011).
  17. Borodinsky, L. N., et al. Activity-dependent homeostatic specification of transmitter expression in embryonic neurons. Nature. 429, 523-530 (2004).
  18. Blankenship, A. G., Feller, M. B. Mechanisms underlying spontaneous patterned activity in developing neural circuits. Nat. Rev. Neurosci. 11, 18-29 (2010).
  19. Evers, J., et al. Studies of nerve-muscle interactions in Xenopus cell culture: analysis of early synaptic currents. J. Neurosci. 9, 1523-1539 (1989).
  20. Spitzer, N. C., Gu, X. Purposeful patterns of spontaneous calcium transients in embryonic spinal neurons. Semin. Cell Dev. Biol. 8, 13-19 (1997).
  21. Dyer, M. A., Cepko, C. L. p57(Kip2) regulates progenitor cell proliferation and amacrine interneuron development in the mouse retina. Development. 127, 3593-3605 (2000).
  22. Harris, R. E., Coulombe, M. G., Feller, M. B. Dissociated retinal neurons form periodically active synaptic circuits. J. Neurophysiol. 88, 188-195 (2002).
  23. Feller, M. B. Retinal waves drive calcium transients in undifferentiated retinal cells. Focus on "spontaneous waves in the ventricular zone of developing mammalian retina". J Neurophysiol. 91, 1940 (2004).
  24. Spitzer, N. C., Lamborghini, J. E. The development of the action potential mechanism of amphibian neurons isolated in culture. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 73, 1641-1645 (1976).
  25. Grant, P., Rubin, E., Cima, C. Ontogeny of the retina and optic nerve in Xenopus laevis. I. Stages in the early development of the retina. J. Comp. Neurol. 189, 593-613 (1980).
  26. Harris, W. A., Holt, C. E., Smith, T. A., Gallenson, N. Growth cones of developing retinal cells in vivo, on culture surfaces, and in collagen matrices. J. Neurosci. Res. 13, 101-122 (1985).
  27. Tabti, N., Poo, M. M. Study on the induction of spontaneous transmitter release at early nerve-muscle contacts in Xenopus cultures. Neurosci. Lett. 173, 21-26 (1994).
  28. Lin, W., Szaro, B. G. Neurofilaments help maintain normal morphologies and support elongation of neurites in Xenopus laevis cultured embryonic spinal cord neurons. J. Neurosci. 15, 8331-8344 (1995).
  29. Rettig, J., et al. Alteration of Ca2+ dependence of neurotransmitter release by disruption of Ca2+ channel/syntaxin interaction. J. Neurosci. 17, 6647-6656 (1997).
  30. Firth, S. I., Feller, M. B. Dissociated GABAergic retinal interneurons exhibit spontaneous increases in intracellular calcium. Vis. Neurosci. 23, 807-814 (2006).
  31. Root, C. M., Velazquez-Ulloa, N. A., Monsalve, G. C., Minakova, E., Spitzer, N. C. Embryonically expressed GABA and glutamate drive electrical activity regulating neurotransmitter specification. J. Neurosci. 28, 4777-4784 (2008).
  32. Xiao, Q., Xu, L., Spitzer, N. C. Target-dependent regulation of neurotransmitter specification and embryonic neuronal calcium spike activity. J. Neurosci. 30, 5792-5801 (2010).
  33. Nicol, X., Hong, K. P., Spitzer, N. C. Spatial and temporal second messenger codes for growth cone turning. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 13776-13781 (2011).
  34. Bixby, J. L., Spitzer, N. C. The appearance and development of neurotransmitter sensitivity in Xenopus embryonic spinal neurones in vitro. J. Physiol. 353, 143-155 (1984).
  35. Hightower, L. E., Renfro, J. L. Recent applications of fish cell culture to biomedical research. J. Exp. Zool. 248, 290-302 (1988).
  36. Meyer-Franke, A., Kaplan, M. R., Pfrieger, F. W., Barres, B. A. Characterization of the signaling interactions that promote the survival and growth of developing retinal ganglion cells in culture. Neuron. 15, 805-819 (1995).
  37. Feller, M. B., Delaney, K. R., Tank, D. W. Presynaptic calcium dynamics at the frog retinotectal synapse. J. Neurophysiol. 76, 381-400 (1996).
  38. Green, C. B., Liang, M. Y., Steenhard, B. M., Besharse, J. C. Ontogeny of circadian and light regulation of melatonin release in Xenopus laevis embryos. Brain Res. Dev. Brain Res. 117, 109-116 (1999).
  39. Jadhav, A. P., Mason, H. A., Cepko, C. L. Notch 1 inhibits photoreceptor production in the developing mammalian retina. Development. 133, 913-923 (2006).
  40. Sakaguchi, D. S., Murphey, R. K., Hunt, R. K., Tompkins, R. The development of retinal ganglion cells in a tetraploid strain of Xenopus laevis: a morphological study utilizing intracellular dye injection. J. Comp. Neurol. 224, 231-251 (1984).
  41. Hartenstein, V. Early neurogenesis in Xenopus: the spatio-temporal pattern of proliferation and cell lineages in the embryonic spinal cord. Neuron. 3, 399-411 (1989).
  42. Gu, X., Olson, E. C., Spitzer, N. C. Spontaneous neuronal calcium spikes and waves during early differentiation. J. Neurosci. 14, 6325-6335 (1994).
  43. Charnas, L. R., Szaro, B. G., Gainer, H. Identification and developmental expression of a novel low molecular weight neuronal intermediate filament protein expressed in Xenopus laevis. J. Neurosci. 12, 3010-3024 (1992).
  44. Gomez, T. M., Harrigan, D., Henley, J., Robles, E. Working with Xenopus spinal neurons in live cell culture. Methods Cell Biol. 71, 129-156 (2003).
  45. Lewis, B. B., et al. Cloning and characterization of voltage-gated calcium channel alpha1 subunits in Xenopus laevis during development. Dev. Dyn. 238, 2891-2902 (2009).
  46. Nieuwkoop, P. D., Faber, J. . The stages of Xenopus embryonic development. Normal Table of Xenopus laevis. , (1994).
  47. Foldes-Papp, Z., Demel, U., Tilz, G. P. Laser scanning confocal fluorescence microscopy: an overview. Int. Immunopharmacol. 3, 1715-1729 (2003).
  48. Murray, J. M., Appleton, P. L., Swedlow, J. R., Waters, J. C. Evaluating performance in three-dimensional fluorescence microscopy. J. Microsc. 228, 390-405 (2007).
  49. Smith, C. L. Basic confocal microscopy. Curr. Protoc. Mol. Biol. Chapter 14, Unit 14 11 (2008).
  50. Abaramoff, M. D., Magalhaes, P. J., Ram, S. J. Image Processing with ImageJ. Biophotonics International. 11, 36-42 (2004).
  51. Davidson, L. A., Keller, R. E. Neural tube closure in Xenopus laevis involves medial migration, directed protrusive activity, cell intercalation and convergent extension. Development. 126, 4547-4556 (1999).
  52. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. . Early Development of Xenopus laevis. A Laboratory Manual. , (2000).
  53. Chang, L. W., Spitzer, N. C. Spontaneous calcium spike activity in embryonic spinal neurons is regulated by developmental expression of the Na+, K+-ATPase beta3 subunit. J. Neurosci. 29, 7877-7885 (2009).
  54. Gu, X., Spitzer, N. C. Distinct aspects of neuronal differentiation encoded by frequency of spontaneous Ca2+ transients. Nature. 375, 784-787 (1995).
  55. Rosenberg, S. S., Spitzer, N. C. Calcium signaling in neuronal development. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 3, a004259 (2011).

转载和许可

请求许可使用此 JoVE 文章的文本或图形

请求许可

探索更多文章

70 FISH

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

政策

使用条款

隐私

科研

教育

关于 JoVE

版权所属 © 2025 MyJoVE 公司版权所有,本公司不涉及任何医疗业务和医疗服务。