JoVE Logo

登录

需要订阅 JoVE 才能查看此. 登录或开始免费试用。

本文内容

  • 摘要
  • 摘要
  • 引言
  • 研究方案
  • 结果
  • 讨论
  • 披露声明
  • 致谢
  • 材料
  • 参考文献
  • 转载和许可

摘要

For creation of highly organized structures of complex tissue, one must assemble multiple material and cell types into an integrated composite. This combinatorial design incorporates organ-specific layered cell sheets with two distinct biologically-derived materials containing a strong fibrous matrix base, and endothelial cells for enhancing new vessels formation.

摘要

许多组织中,如成人心,都无法破坏后,以充分再生。2,3策略在组织工程中提出的创新,以协助身体恢复和修复。例如,TE方法可能能够减轻心肌梗死(MI)后心脏重塑和可能增加总的心脏功能,以接近正常的预MI水平。4与任何功能性组织,心脏组织的再生成功涉及适当的递送多种细胞类型与环境因素有利于整合植入的细胞/组织移植和生存。工程化组织应处理的多个参数包括:评价为运载工具,其对细胞存活的影响,材料强度和细胞 - 组织机构的便利可溶信号,细胞 - 细胞相互作用,并且基质材料。研究采用直接注射移植的细胞不仅无视这些基本要素。2,5,6一种组织设计结合这些成分还有待开发。这里,我们提出的使用图案化的细胞片层的分层与两种不同类型的含有靶器官的细胞类型和内皮细胞用于增强新血管形成中的“组织”生物衍生材料集成设计的例子。虽然这些研究集中在心脏样组织的产生,此组织设计可以应用于许多器官比心脏以最小的设计和材料的变化等,并意指是断开的,现成的产品用于再生疗法。该协议包含五个详细步骤。一种温度敏感聚(N -isopropylacrylamide)(PNIPAAM)用于涂层的组织培养皿。然后,特定组织细胞的涂装板/微图案的表面的表面上培养,以形成细胞片层具有很强的横向粘连。第三,基础矩阵的组织由多孔基体结合新生血管permissi创建已经凝胶和内皮细胞。最后,将细胞片从PNIPAAm的涂覆菜肴解除,并转移到基座元件,使得整个结构。

引言

Injection of cells and/or single materials alone has shown variable success in other organ systems and limited success in cardiac regeneration.5,7-12 Currently, stem cell-derived cells are delivered to damaged tissue using a variety of delivery methods including: direct cell injection into tissue and perfusion into the blood supply.13-17 Others have implanted cells alone, materials alone and/or in combination with material carriers to help regenerate damaged organs.18-21 This design combines multiple strategies that provide material strength, patterning in multiple materials and multiple cell types.

Specifically, the base acellularized fibrous matrix provides the foundational physical strength to the construct, making it suitable for suturing in into the patient, if necessary. The void spaces in the base matrix are filled with endothelial cells in a neovascular permissive hydrogel22 for rapidly establishing vascularization of the implanted construct. This composite is then integrated with pre-patterned cell sheets that allow enhanced cell-to-cell communication, more closely mimic the native tissue.1,23-25 The overall production process for the layered cellular patch is outlined by the flowchart in Figure 1.

研究方案

1,创建PNIPAAM涂层板的

  1. 解散2.6克PNIPAAM的2毫升60%甲苯/ 40%正己烷溶液。
  2. 加热到60℃,将混合物搅拌10分钟,直到PNIPAAM溶解。
  3. 切滤纸为60毫米直径的圆和地点纸张布氏漏斗。
  4. 过滤该溶液,通过用布氏漏斗放入预先称重的玻璃烧杯(不使用塑料,如己烷将熔化的塑料)。
  5. 将烧杯中,内容为钟真空(24磅)的O / N(16小时)。注:直到残留物用异丙醇反应,它会氧化所以一定要确保它不与氧气接触。
  6. 称量烧杯建立PNIPAAM的重量。
  7. 添加异丙醇的PNIPAAM,创造一个各占50%w / w的解决方案。
  8. 放置2毫升在UV光下的溶液中的组织培养板的表面上,并且涂层为5分钟的。
  9. 用2毫升温的PBS洗板两次使用的细胞培养之前。

2,创建细胞片的

注:,或通过如这里描述的涂覆的组织培养表面与热响应性聚合物可以使用许多不同的方法来创建的初级细胞对靶器官的细胞片层。预涂温敏板是由一些厂商也提供。

注:该协议是使用35毫米的菜文化。简言之,将细胞首先在37℃下进行至少24小时,在合流建立相邻单元之间的横向连接。释放细胞片材,板材受到温度低于32℃。细胞片,然后转移到含有新生血管容许水凝胶与血管内皮细胞的强碱纤维状基质。

  1. 分离的细胞群。注意:此方法是依赖于个体的推导过程和细胞类型。大鼠主动脉平滑肌万亩SCLE细胞(RASMC)被用于本实例。这些是主要的平滑肌细胞从大鼠的腹主动脉分离。
  2. 用2毫升温的PBS洗细胞。
  3. 加入3 ml胰蛋白酶(或其他切割/解离溶液)向细胞5分钟。
  4. 通过加入3毫升含10%胎牛血清(FBS)的培养基中,或磷酸盐缓冲液(PBS)的抑制的胰蛋白酶。
  5. 收集细胞在锥形管和计数等分。
  6. 旋转细胞以1000rpm(228 XG)5分钟。
  7. 吸出上清液并将细胞重新悬浮在生长培养基(SmGM2加子弹试剂盒培养基用于RASMC)。
  8. 将含有细胞的培养基上35毫米热敏制版 - PNIPAAm的涂层板,其浓度将达到100%汇合。注意:对于RASMCs该号码被确定为100000细胞/ cm 2。然而,由于细胞的传递过程中的损失,120是VA的%略被使用。
  9. 放入培养箱中,在37℃CO / N。注意:维持细胞在37℃下维持细胞粘附到板是重要的。

3,准备基础性矩阵

注意:各种三维纤维基质可用于层中的微妙细胞片层之间强的纤维基体。一些例子包括:明胶海绵,生物玻璃,天然脱细胞物质26或nanospun材料27,28在这些研究中所用的猪膀胱基质层(UBM)的慷慨从我们的合作者,Badylak医生提供29。

  1. 在使用之前,确定矩阵特征包括缺乏细胞含量如果脱细胞基质的情况下,27,28细胞特异性存活率,和空隙空间22
  2. 切断已预先灭菌的基质成所需的尺寸和形状。注:在这里,打孔用于切割4毫米直径的圆。
ve_title“> 4。播种内皮细胞成新生血管宽容的水凝胶

注意:内皮细胞可从各种来源,包括从干细胞或祖细胞分化而得到。这里,的HuVECs被使用。

  1. 使用任何允许的水凝胶(血纤蛋白,胶原蛋白凝胶),只要交联时间短得足以使细胞保持活力。注意:在此,透明质酸(HA)的基于凝胶的交联与二硫键被使用。
  2. 准备医管局水凝胶按照公司的协议。
  3. 收集内皮细胞和成分散使用1X胰蛋白酶单细胞溶液。注意:的Accutase或细胞解离缓冲液也可用于单细胞分散。
  4. 用大豆胰蛋白酶抑制剂等量或在PBS中的10%FBS,收集该溶液/细胞入15ml锥形管中(如果该细胞不接触到血清接触是很重要的)去激活胰蛋白酶的酶。
  5. ç指望。2-15的细胞,并计算出所需要的补丁尺寸的体积(先前量化)。注意:对于4毫米的补丁,这里200万内皮细胞使用。
  6. 提取200万细胞,并放入一个新的15 mL锥形管。
  7. 转速为(228 XG)5分钟。
  8. 吸出上清液,留下细胞在锥形管的颗粒。
  9. 混合HA和明胶液体物料在1:1比值。然后加入80%总体积的成锥形管含有沉淀。
  10. 重悬内皮细胞在1:1的HA /明胶混合
  11. 将悬浮的细胞在HA /明胶混合物制成从步骤2中的碱纤维基体。
  12. 加入所需的交联剂的总体积的五分之一(20%)的
  13. 孵育1小时,在37℃。

5,隔离单元表的

  1. 除去含有从培养箱和地方的细胞35毫米PNIPAAM处理板中的细胞培养罩在RT。
  2. 从细胞中迅速吸出介质,并加入2毫升6%正常明胶已被加热到37℃。
  3. 而明胶仍然温暖时,将金属晶格入明胶,淹没它的正常明胶(电影1)的表面之下。
  4. 放置5-7分钟,整个板在冰上,使明胶硬化。
  5. 7分钟后,用刮勺从板的侧面仔细分离明胶边缘,然后用钳子抬起金属晶格从板注:6%的明胶,和细胞片应该解除与晶格。
  6. 将电池板的菜,并放置在基体的纤维基质的水凝胶组合的顶部,仔细设置在构建体的上方的格子。注:电池板的顶面仍然会在榜首的位置。
  7. 加入2毫升温介质(37℃)。
  8. 孵育O 2 / N使细胞的薄片粘附到水凝胶的表面上。
  9. 除去叔后的溶液升温(约1小时),或在第二天,他的金属晶格。

结果

的流程图( 图1)示出了制作的多层片的整体方法。细胞片从PNIPAAM处理板通过降低温度低于32℃的分离。然后将细胞板置于含有接种到底层的纤维基体( 图1)在内皮细胞中的交联水凝胶的顶部。经预处理的温敏板,也可用于创建细胞片。特殊的拓扑表面使用专门的模式( 对齐)单元30。

基底的纤维基质可以由脱细胞天然的组织基质?...

讨论

在该协议中的关键步骤包括:涂布板面与温敏聚合物和冷却板后操纵的细胞片层。因为不同的细胞表现出不同的物理性质,如粘合性,升降时间应为每个不同的细胞类型进行了优化。本协议的第二个,也是最显著挑战性成分,集中在电池板,为组织组装方法的一个重要方面的操作。在电池板的单细胞层是相当脆弱的,并且可以很容易地撕开,如果操作用钳子。此外,当细胞片层中的地方不被保持?...

披露声明

We have nothing to disclose.

致谢

This work was funded by a New Faculty Award II from the California Institute of Regenerative Medicine (CIRM; RN2-00921-1), NIH-funded National Research Award (F32-HL104924), and CIRM Training Grant (TG21163). Materials were provided by: Glycosan Biosystems Inc / BioTime and Dr. Stephen Badylak (University of Pittsburgh)

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
Reagents
Calcein-AMInvitrogenC3099Cell tracker / live dye
Lysotracker RedInvitrogenL7528Cell tracker
Neutral RedSigmaN7005Visible Cell dye
pNIPAAMSigma Aldrich412780250Poly(N-isopropylacrylamide)
TolueneSigma Aldrich244511-1L
HexaneSigma Aldrich296090-1L
RAOSMCLonzaR-ASM-580Rat Aortic Smooth Muscle Cells
SmGM2LonzaCC-4149Smooth Muscle Media
HUVECInvitrogenC-003-5CHuman Venous Endothelial Cells
HyStemGlycosan/Biotime
Isopropyl alcoholVWR InternationalBDH1133-4LP
TrypsinCorning Cellgro25-053-C1
PBSGibco14287-072
FBSGibco16140-071
Specific Equipment
Filter paperAhlstrom 6310-0900 
Buchner Funnel Sigma Aldrich Z247308 
UpCell Plates Nunc 2014-11 
UV lightJelight Company UVO Cleaner Model No.42

参考文献

  1. Ohashi, K., Okano, T. Functional tissue engineering of the liver and islets. Anat Rec (Hoboken). 297, 73-82 (2014).
  2. Chen, Q. Z., Harding, S. E., Ali, N. N., Lyon, A. R., Boccaccini, A. R. Biomaterials in cardiac tissue engineering: Ten years of research survey. Mat Sci Eng R. 59, 1-37 (2008).
  3. Jakob, P., Landmesser, U. Current status of cell-based therapy for heart failure. Curr Heart Fail Rep. 10, 165-176 (2013).
  4. Tongers, J., Losordo, D. W., Landmesser, U. Stem and progenitor cell-based therapy in ischaemic heart disease: promise, uncertainties, and challenges. Eur Heart J. 32, 1197-1206 (2011).
  5. Etzion, S., et al. Influence of embryonic cardiomyocyte transplantation on the progression of heart failure in a rat model of extensive myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 33, 1321-1330 (2001).
  6. Masuda, S., Shimizu, T., Yamato, M., Okano, T. Cell sheet engineering for heart tissue repair. Adv Drug Deliv Rev. 60, 277-285 (2008).
  7. Koh, G. Y., Soonpaa, M. H., Klug, M. G., Field, L. J. Strategies for myocardial repair. J Interv Cardiol. 8, 387-393 (1995).
  8. Li, R. K., et al. Construction of a bioengineered cardiac graft. J Thorac Cardiovasc Surg. 119, 368-375 (2000).
  9. Muller-Ehmsen, J., et al. Rebuilding a damaged heart: long-term survival of transplanted neonatal rat cardiomyocytes after myocardial infarction and effect on cardiac function. Circulation. , 105-1720 (2002).
  10. Reinecke, H., Zhang, M., Bartosek, T., Murry, C. E. Survival, integration, and differentiation of cardiomyocyte grafts: a study in normal and injured rat hearts. Circulation. , 100-193 (1999).
  11. Roell, W., et al. Cellular cardiomyoplasty improves survival after myocardial injury. Circulation. 105, 2435-2441 (2002).
  12. Soonpaa, M. H., et al. Potential approaches for myocardial regeneration. Ann N Y Acad Sci. 752, 446-454 (1995).
  13. Akins, R. E. Can tissue engineering mend broken hearts. Circ Res. 90, 120-122 (2002).
  14. Goodell, M. A., et al. Stem cell plasticity in muscle and bone marrow. Ann N Y Acad Sci. 938, 208-218 (2001).
  15. Menasche, P., et al. Myoblast transplantation for heart failure. Lancet. 357, 279-280 (2001).
  16. Murry, C. E., Wiseman, R. W., Schwartz, S. M., Hauschka, S. D. Skeletal myoblast transplantation for repair of myocardial necrosis. J Clin Invest. 98, 2512-2523 (1172).
  17. Orlic, D., et al. Transplanted adult bone marrow cells repair myocardial infarcts in mice. Ann N Y Acad Sci. 938, 221-229 (2001).
  18. Elia, R., et al. Silk-hyaluronan-based composite hydrogels: a novel, securable vehicle for drug delivery. J Biomater Appl. 27, 749-762 (2013).
  19. Kai, D., et al. Stem cell-loaded nanofibrous patch promotes the regeneration of infarcted myocardium with functional improvement in rat model. Acta Biomater. , (2014).
  20. Hong, H. J., et al. Tracheal reconstruction using chondrocytes seeded on a poly(l-lactic-co-glycolic acid)-fibrin/hyaluronan. J Biomed Mater Res A. , (2014).
  21. Serpooshan, V., et al. The effect of bioengineered acellular collagen patch on cardiac remodeling and ventricular function post myocardial infarction. Biomaterials. 34, 9048-9055 (2013).
  22. Turner, W. S., et al. Cardiac tissue development for delivery of embryonic stem cell-derived endothelial and cardiac cells in natural matrices. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 100, 2060-2072 (2012).
  23. Sato, M., Yamato, M., Hamahashi, K., Okano, T., Mochida, J. Articular cartilage regeneration using cell sheet technology. Anat Rec (Hoboken). 297, 36-43 (2014).
  24. Sawa, Y., Miyagawa, S. Present and future perspectives on cell sheet-based myocardial regeneration therapy. Biomed Res Int. 2013, 583912 (2013).
  25. Demirbag, B., Huri, P. Y., Kose, G. T., Buyuksungur, A., Hasirci, V. Advanced cell therapies with and without scaffolds. Biotechnol J. 6, 1437-1453 (2011).
  26. Song, J. J., Ott, H. C. Organ engineering based on decellularized matrix scaffolds. Trends Mol Med. 17, 424-432 (2011).
  27. Badylak, S. F., et al. The use of extracellular matrix as an inductive scaffold for the partial replacement of functional myocardium. Cell Transplant. 15, S29-S40 (2006).
  28. Wang, Y., et al. Lineage restriction of human hepatic stem cells to mature fates is made efficient by tissue-specific biomatrix scaffolds. Hepatology. 53, 293-305 (2011).
  29. Gilbert, T. W., et al. Collagen fiber alignment and biaxial mechanical behavior of porcine urinary bladder derived extracellular matrix. Biomaterials. 29, 4775-4782 (2008).
  30. Luna, J. I., et al. Multiscale biomimetic topography for the alignment of neonatal and embryonic stem cell-derived heart cells. Tissue Eng Part C Methods. 17, 579-588 (2011).

转载和许可

请求许可使用此 JoVE 文章的文本或图形

请求许可

探索更多文章

92

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

政策

使用条款

隐私

科研

教育

关于 JoVE

版权所属 © 2025 MyJoVE 公司版权所有,本公司不涉及任何医疗业务和医疗服务。