CRISPR/Cas9基因组编辑的半球 藻（ Hübner）的胚胎显微注射和敲除突变体鉴定

摘要

这里展示的是 Helicoverpa armigera （Hübner）胚胎显微注射和通过CRISPR / Cas9基因组编辑创建的敲除突变体鉴定的方案。突变昆虫能够进一步研究体内不同基因的功能和相互作用。

摘要

棉铃虫， Helicoverpa armigera，是世界上最具破坏性的害虫之一。分子遗传学，生理学，功能基因组学和行为研究的结合使 H. armigera 成为鳞翅目夜蛾科的模型物种。为了研究不同基因的体内功能和相互作用，簇状规则间隔的短回文重复序列（CRISPR）/相关蛋白9（Cas9）基因组编辑技术是一种用于进行功能基因组研究的方便有效的方法。在这项研究中，我们提供了一种循序渐进的系统方法，使用CRISPR / Cas9系统完成 臂状芽胞 杆菌中的基因敲除。详细描述了引导RNA（gRNA）的设计和合成。然后，总结了由引导RNA（gRNA）创建，胚胎收集，显微注射，昆虫饲养和突变体检测的基因特异性引物设计组成的后续步骤。最后，提供故障排除建议和注释，以提高基因编辑的效率。我们的方法将作为CRISPR / Cas9基因组编辑在 臂状芽孢 杆菌以及其他鳞翅目蛾中的应用的参考。

引言

基因组编辑技术的应用为实现不同物种的靶基因突变体提供了有效的工具。簇状规则间隔短回文重复序列（CRISPR）/相关蛋白9（Cas9）系统的出现提供了一种操纵基因组的新方法¹。CRISPR/Cas9系统由引导RNA（gRNA）和Cas9内切酶^2，3组成，而gRNA可以进一步分为两部分，靶向互补CRISPR RNA（crRNA）和反式激活crRNA（tracrRNA）。gRNA与Cas9内切酶整合并形成核糖核蛋白（RNP）。使用gRNA，Cas9内切酶可以通过碱基互补被引导到基因组的特定位点。Cas9的RuvC和HNH结构域在原始间隔体相邻基序（PAM）序列之前切割基因组的三个碱基的靶位点，并产生双链断裂（DSB）。然后，DNA切割可以通过两种机制进行修复，即非同源末端连接（NHEJ）或同源定向修复（HDR）⁴。DSB的修复引入了插入或缺失作为灭活靶向基因的方法，可能导致基因功能完全丧失。因此，CRISPR/Cas9系统的可异性和特异性使其成为表征体内基因功能和分析基因相互作用的可靠方法⁵。

CRISPR/Cas9系统具有诸多优点，已应用于生物医学^6、7、基因治疗^8、9、农业等各个领域^10、11、12，并已用于各种生物系统，包括微生物¹³、植物^14、15、线虫¹⁶ 和哺乳动物¹⁷.在无脊椎动物中，许多昆虫物种都经过CRISPR/Cas9基因组编辑，如果蝇 果蝇黑腹果 蝇等^{18，19，20，21，22}。

Helicoverpa armigera是全球最具破坏性的害虫之一²³，并损害了许多作物，包括棉花，大豆和高粱^24，25。随着测序技术的发展，阿米格拉氏菌的基因组以及一系列鳞翅目昆虫物种的基因组已经完全测序^{26，27，28，29}。近年来，从这些昆虫中鉴定和表征了大量的抗性和嗅觉受体基因^{19，27，28，29}。在臂状螺旋体中已经发现了一些与抗性相关的基因，例如编码钙粘蛋白³⁰，ATP结合盒转运蛋白^31，32以及HaTSPAN133的基因。使用CRISPR / Cas9技术敲除这些基因可导致对易感菌株中苏云金芽孢杆菌（BT）毒素的高度抗性。此外，Chang等人（2017）敲除了一种信息素受体，这验证了其在交配时间调节方面的重要功能¹⁹。这些报告表明，CRISPR/Cas9可以作为研究昆虫系统中体内基因功能的有效工具。然而，CRISPR/Cas9修饰在昆虫系统中的详细程序仍不完整，这限制了其在昆虫功能基因组学中的应用范围。

在这里，我们提出了一种使用CRISPR / Cas9系统敲除 臂状 芽蒿蒿中功能基因的方案。提供了详细的分步方案，包括设计和制备用于gRNA生产，胚胎收集，显微注射，昆虫饲养和突变体鉴定的基因特异性引物。该协议可作为操纵 臂状蛊 虫中任何功能基因的宝贵参考，并且可以扩展到其他鳞翅目物种。

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研究方案

1. 基因特异性引物的设计及sgRNA的制备

1. 通过PCR扩增和测序分析验证目标基因中的保守基因组区域。从 臂状 芽胞杆菌的基因组DNA中扩增靶基因，并区分外显子和内含子。
   注意:引导位点的序列特异性对于避免脱靶基因编辑是必要的。在外显子中搜索可能的引导位点接近基因的5'UTR。然后，重要的是要确保基因完全无功能。用于制备sgRNA的流路摘要如图 1所示。
2. 选择sgRNA靶标。使用CRISPR在线网站 CRISPO（版本4.97）（http://crispor.tefor.net/crispor.py）在靠近基因5'UTR的外显子中搜索可能的引导位点。将外显子序列输入文本框，然后选择 黑 猩猩（Harm_1.0）的靶基因组。选择"20 bp-NGG"的原型间隔相邻图案（PAM）选项，并根据网站的用户手册将其他设置保留在默认参数上。
3. 比较软件中预测的引导序列，选择预测效率最高、失配最少的导轨序列，提高编辑效率，减少脱靶编辑。建议在 5' UTR 上使用包含一个或两个 G 的 20 bp 导向序列，因为它可以提高切割效率。
   注意:还建议跨外显子区域使用一对gRNA来获得大片段缺失，从而简化了后续步骤中的突变检测。确保两个选定导轨序列之间的间距至少为 100 bp。在这个方案中，我们选择常用的SpCas9蛋白，它识别NGG基序。根据制造商的说明，在选择T7启动子时，缺少G的引导序列也是可以接受的，因为启动子在序列的5'UTR中增加了一个G。
4. 设计正向和反向寡核苷酸。将序列顺序设置为5'-20 bp引导序列-NGG-3'，并反向补充引导序列。将T7启动子序列分别加入正向和反向链引导序列中，分别根据gRNA合成试剂盒的用户指南。
   注意:PAM序列NGG应从寡核苷酸序列中排除。
5. 使用gRNA合成试剂盒生成sgRNA。该过程包括三个步骤:DNA模板组装，体外转录和sgRNA纯化（图2）。按照用户说明执行每个步骤。

2. 胚胎制备和收集

1. 如Hongtao等人³⁴ 所描述的那样，将雄性和雌性蛹分开，并将它们分成两个不同的网箱。关闭后，在培养皿中用吸收棉喂养〜30 mL的10%（w / v）白糖溶液。
   注意:将3g白糖溶解在30mL无菌水中，以制备10%（w / v）白糖溶液。
2. 分别从3日龄的雄性和2日龄的雌性中选择50个健康个体，并将它们混合在干净的网笼中。将一块含有10%（w / v）糖溶液的棉花放入笼子中，并保持棉花湿润。用纱布盖住网架，并用橡皮筋固定纱布。将水喷洒在纱布上以保持湿润。
3. 让步骤2中选定的雄性和雌性蛾完全交配并观察产卵量。
   注: 阿米格拉 嗜血杆菌的产卵高峰出现在.m 9:00之后。因此，应考虑交配的时间，以确保在随后的步骤中有足够的卵。在产卵高峰期，用黑布代替纱布，使游离产卵30分钟。每30分钟更换一次黑布以收集新鲜鸡蛋（图3A）。
4. 将黑布切成形状不规则的斑块，大小约为3毫米。确保每个贴片上有更多的卵子。
   注意:避免选择有皱纹的卵子，因为它们通常是未受精的。
5. 将双面胶带粘贴到显微镜载玻片（25 mm x 75 mm）上（图3B）。使用镊子，将带有卵的贴片连续粘贴在双面胶带的表面上。按每个贴片的边缘，确保它们牢固地粘在胶带上。每个显微镜载玻片收集50-100个卵（图3C）。
   注意:贴片需要覆盖双面胶带的整个表面，否则孵化幼虫将难以爬出。
6. 在显微注射之前，将显微镜载玻片保持在冰上以延缓胚胎的发育。

3. 胚胎显微注射

1. 使用微量移液器拉动毛细管玻璃准备针头（图4A）。将 "热量 "设置为 540， 将"拉力" 设置为 80， 将"维尔 "设置为 75， 将"时间" 设置为 170，将 "压力" 设置为 450。使用微型研磨机研磨针尖。理想的针头显示一个锋利的尖端（图4B）。
2. 注射液的制备。在PCR管中向不含RNase的水中加入2μL商业化的Cas9蛋白（1mg / mL）和sgRNA（300-500ng / μL终浓度），以获得10μL体积的混合物。sgRNA的体积取决于其浓度。通过移液混合，然后将其放在冰上。
   注意:本步骤中使用的所有移液器吸头和PCR管均不含RNase。
3. 设置电子微注射器的参数。将注射压力（pi）设置为1，500 hPa，注射时间（ti）设置为0.1 s，补偿压力（pc）设置为30 hPa。
4. 使用微型装载机移液器尖端将2μL混合物加载到针中。针尖的残余空气应尽可能排出。
5. 将注射针连接到显微操作器，并确保两个部件之间的紧密连接。
6. 将载玻片放入培养皿（100 mm）中，并将它们放在显微镜的载物台上（图5A）。
7. 在光学显微镜下调整针尖的位置，直到针尖和胚胎在显微镜下都可见（图5B）。
8. 调整液滴的体积。踩下踏板并观察针尖处的液滴。调节微注射器的注射压力，直到液滴的体积约为胚胎体积的十分之一。
   注意:注射针的质量对于胚胎的存活率至关重要。
9. 小心地将针尖以45度角插入胚胎的上半球（图5C）。踩踏板将混合物输送到胚胎中。注射导致胚胎的轻微扩张。立即从胚胎中取出针头，用一只手移动培养皿，直到下一个胚胎靠近针头，然后用相同的程序注射下一个胚胎。
   注意:针孔处的细胞质流出是可以接受的。如果细胞质泄漏过多，请将针头的角度调整到更严重的角度，直到流体流出得到控制。
10. 注射至少300个胚胎，以确保足够的孵化量。注射后盖上培养皿的盖子。
    注意:从产卵到注射50-100个胚胎的时间限制为2小时。在这个时间框架内，大多数胚胎仍处于单细胞阶段。通常，在胚胎注射期间重复产卵过程以提高效率是有用的。

4. 注射后养虫

1. G0胚胎的繁殖。
   1. 将胚胎在60%相对湿度和28°C的人造气候箱中孵育，光线为14小时/ 10小时黑暗。
   2. 注射后每天检查胚胎的发育情况。当胚胎的表面颜色变暗时，将人造饮食放入显微镜载玻片周围的培养皿中，并每12小时检查一次胚胎的发育情况。
      注:人工饮食的制备方法如Wu等人³⁵ 和Jha等人^36所述。
   3. 准备24孔培养板，并用人工饮食填充每个孔的体积容量的三分之一。
   4. 使用小画笔挑选出孵化的幼虫（图5D），并将它们转移到24孔培养板中。每孔插入一个幼虫，以确保每个幼虫有足够的食物来生存。
      注: 阿米格拉 氏菌的幼虫在每个井中单独饲养，因为它们通常相互蚕食。
2. G0幼虫饲养
   1. 在与胚胎相同的条件下饲养幼虫。
   2. 每天检查孵化的幼虫。当幼虫长到第三龄阶段时，将每个幼虫转移到新的玻璃指状芽孢子中，用人工饲料填充五分之一的体积。
   3. 孵育后约12天，成熟的幼虫应开始化蛹。
   4. G0成熟蛹根据性别进行区分，并在关闭前放置在单独的笼子中。还准备了野生型的同龄蛹。
3. G0成人饲养
   1. 每天检查野生型和突变蛹的关闭情况。
   2. 将新近关闭的G0雄性成虫和野生型雌性成虫转移到新鲜的网笼中，使G0和野生型之间的比例约为1:1。向他们提供10%（w / v）糖溶液滴在棉球中。
   3. 尾部昆虫使用上述常规方法，直到第一代（G1）化蛹。
   4. 使用指状耳蜗，将新近关闭的一对G1成虫转移到塑料罐（13 cm x 12 cm x 12 cm）中，该罐子提供10%（w / v）糖溶液。用纱布盖住每个罐子。总共约50对G1成人。
      注:雌蛾的关闭时间早于雄蛾。一般来说，3天大的雄性和2天大的雌性在性方面是成熟的，并准备交配。新近关闭的成虫在没有进食的情况下不会在第一个光照期间交配。
   5. 将G1成虫产卵后收集在塑料罐中。将每只成年飞蛾放入1.5 mL离心管中。

5. 敲除突变体检测

1. 设计一对跨越预测截断位点的引物。引物应设置在距离靶点至少50 bp的两侧（上游和下游）距离。
   注意:用于鉴定靶序列的引物通常覆盖大跨度以有效扩增。
2. 使用在第1节中提取的基因组DNA的基因分型引物进行PCR反应。在95°C下进行PCR循环20秒;35次循环，95°C持续20秒，55°C持续20秒，72°C持续1分钟;72°C持续5分钟，4°C保持。通过1%（w / v）琼脂糖凝胶验证反应产物。所选的检测引物对通过PCR产物的质量得到确认。如果条带明显且特异性，则引物可用于基于扩增子大小的进一步突变体检测。
3. 筛选潜在的编辑人员。使用镊子小心地取出后腿，并将每条腿分别放入裂解基质管中。标记裂解基质管与玻璃指状体上的数字一致。
4. 使用组织均质器使后腿均质化。将速度设置为 6.0 m/s，将时间设置为 60 s。根据制造商的说明，使用商用gDNA提取试剂盒提取均质化样品的基因组DNA。
5. 使用基因分型引物扩增基因片段，其PCR反应条件与步骤2中所述相同。通过基因测序服务确认基因型。一旦检测到同一罐子中包含的G1突变基因型（靶向同一位点），保留G1后代并将其重命名为第二代（G2）。
6. 将相同基因型的G1个体放入一个网笼中。自我穿越G1后代并继续使用相同的方法进行筛选。
7. 扩增基因片段并使用步骤2中概述的相同程序确认基因型。获得G2纯合子系并保持敲除突变系。

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结果

该协议提供了使用CRISPR / Cas9技术获得 臂状芽蒿 的基因敲除系的详细步骤。总结了通过该协议获得的代表性结果，用于gDNA选择，胚胎收集和注射，昆虫饲养和突变体检测。

在这项研究中，我们感兴趣的基因的靶位点位于其第二个外显子中（图2A）。该位点高度保守，使用琼脂糖凝胶电泳确认合成sg...

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讨论

CRISPR/Cas9系统的应用为分析基因功能和基因间相互作用提供了有力的技术支持。我们在这里介绍的详细方案证明了通过CRISPR / Cas9基因组编辑在 H. armigera 中产生纯合子突变体。这种可靠的程序为 臂状芽孢杆菌的定向基因诱变提供了一种直接的方法。

CRISPR靶点的选择可能会影响诱变效率³⁷.在该协议中，我们比较并分析了来自在线网站CRISOR的多个结...

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材料

Name	Company	Catalog Number	Comments
2kb DNA ladder	TransGen Biotech	BM101
Capillary Glass	World Precision Instrucments	504949	referred to as "capillary glass" in the protocol
Double Sided Tape	Minnesota Mining and Manufacturing Corporation	665
Eppendorf FemtoJet 4i Microinjector	Eppendorf Corporate	E5252000021
Eppendorf InjectMan 4 micromanipulator	Eppendorf Corporate	5192000051
Eppendorf Microloader Pipette Tips	Eppendorf Corporate	G2835241
GeneArt Precision gRNA Synthesis Kit	Thermo Fisher Scientific	A29377
Microscope Slide	Sail Brand	7105
Olympus Microscope	Olympus Corporation	SZX16
PrimeSTAR HS (Premix)	Takara Biomedical Technology	R040	used for mutant detection
Sutter Micropipette Puller	Sutter Instrument Company	P-1000
TIANamp Genomic DNA Kit	TIANGEN Corporate	DP304-03
TrueCut Cas9 Protein v2	Thermo Fisher Scientific	A36499