Erwachsene Maus venöse Bluthochdruckmodell: A. carotis communis, um äußere Jugularvene Anastomose.

Zusammenfassung

Wir beschreiben ein Verfahren zum Erzeugen einer zuverlässigen Modell der zerebralen venöse Hypertonie in der adulten Maus. Dieses Modell ist vielfältig beschrieben und geprüft bei der Ratte ist. Diese neue Gegenstück in den Mäusen eröffnet die Möglichkeit der Verwendung von gentechnisch veränderten Tieren und verbreitert, wodurch die Anwendungen des Modells.

Zusammenfassung

Das Verständnis der Pathophysiologie von Gehirn arteriovenösen Fehlbildungen und arteriovenösen Fisteln hat dank Tiermodellen verbessert. Ein Rattenmodell die Schaffung eines künstlichen Fistel zwischen der A. carotis communis (CCA) und der externen Halsschlagader (EJV) ist vielfältig beschrieben und bewiesen technisch möglich ist. Dieses Konstrukt provoziert eine konsistente cerebralvenösen Hypertonie (CVH), und damit dazu beigetragen hat die Untersuchung der Beteiligung von venöser Hypertonie, um die Bildung, die klinischen Symptome und der Prognose von Gehirn AVMs und Dura AVFs. Entspricht Mäusen Modelle wurden nur knapp beschrieben und haben Probleme mit Stenose der Fistel gezeigt. Ein etabliertes Mausmodell würde das Studium nicht nur Pathophysiologie, sondern auch potenzielle genetische Therapien für diese zerebrovaskuläre Erkrankungen ermöglichen.

Wir präsentieren ein Modell der arteriovenöse Fistel, die eine dauerhafte Hirnvenenbluthochdruck in der Maus erzeugt. Mikrochirurgische Anastomose of murinen CCA und EJV kann schwierig sein, aufgrund von winzigen Anatomie und in einem nicht-Patent Fistel häufig führen. In diesem Schritt-für-Schritt-Protokoll sprechen wir alle wichtigen Herausforderungen bei diesem Vorgang auftreten. Vermeidung übermäßiger Zurückziehen der Vene während der Belichtung mit 11-0 Nähte statt 10-0, und machen eine sorgfältig geplante End-zu-Seit-Anastomose sind einige der wichtigsten Schritte. Obwohl diese Methode erfordert erweiterte mikro Fähigkeiten und eine längere Lernkurve, die den Gegenwert in der Ratte, es konsequent weiterentwickelt werden kann.

Dieses neuartige Modell wurde entworfen, um Transgene Maus Techniken mit einer zuvor etablierten experimentellen Systems, das auf die Gehirn AVMs und Dura AVFs untersuchen erwiesen integrieren. Durch Öffnen der Möglichkeit der Verwendung von transgenen Mäusen kann ein breiteres Spektrum von gültigen Modellen erzielt werden und genetische Anwendungen können ebenfalls getestet werden. Die experimentelle Konstrukt könnte auch auf die Untersuchung von ot angepasst werdenihr zerebrovaskuläre Erkrankungen mit venösen Bluthochdruck wie Migräne, transiente globale Amnesie, transiente monokulare Blindheit usw. verwandt

Einleitung

Tiermodelle der Hirnvenenbluthochdruck haben sich als ein wichtiges Instrument für das Verständnis der Pathophysiologie des Gehirns arteriovenöse Malformationen und arteriovenöse Fisteln ^1-7 sein. Das am häufigsten verwendete ist die Ratten-Modell durch eine künstliche Fistel zwischen der Arteria carotis communis (CCA) und die äußere Jugularvene (EJVs), die eine konsistente cerebralvenösen Hypertonie (CVH) bei der Ratte ^1,8-10 provoziert erstellt. Äquivalent Mäusemodellen, indem die Möglichkeit der Verwendung verschiedener transgener Mäuse Stämme wären weitere Studie über nicht nur Pathophysiologie sondern auch möglichen genetischen Therapien für diese zerebrovaskuläre Erkrankungen ermöglichen. Ferner sind die Versuchs Konstrukt könnte auch auf die Untersuchung von anderen zerebrovaskulären Krankheiten mit venöser Hypertonie, wie Migräne, transienten globalen Amnesie, transiente monokulare Blindheit usw. ¹¹ Frühere Versuche im Zusammenhang geeignet ist, diese Mäusemodellen h konstruierenave demonstriert die Schwierigkeiten mit der Durchgängigkeit der Fistel aufgrund der winzigen anatomischen ^5,12. Hier beschreiben wir die Schritt-für-Schritt-Protokoll für eine erfolgreiche Anastomose des murinen CCA und EJVs die in einen langfristigen Patent Fistel und einem haltbaren venöse Hypertonie in der Maus übersetzt.

Protokoll

1. Vorbereitung der Maus

1. Induzieren Vollnarkose in der Maus mit Isofluran Gas. Injizieren 0,15 ml intraperitoneale brupenorphine für die Schmerztherapie. Überprüfen Sie zunächst, ob die Narkoseniveau ist durch Einstechen Pfoten die Maus zufriedenstellend.
2. Sie mit der Maus in Rückenlage mit den vier von Klebeband fixiert Gliedmaßen. Entfernen Sie die Haare des Halses und der oberen Brustbereich mit einer Schere. Subkutane Injektion verabreichen 0,2-0,4 ml 0,9% Kochsalzlösung, um die Maus während des chirurgischen Eingriffs mit Feuchtigkeit versorgt.
3. Bereiten Sie das Operationsfeld nach einem strengen sterilen Verfahren. Das Gebiet der Hautschnitt sollte mit 90% Alkohol gereinigt werden.

2. Präparieren der Arteria carotis communis und die äußere Jugularvene

1. Machen Sie eine horizontale Mittellinie Hals-Schnitt über den unteren Halsbereich der Maus. Nachdem die Vertiefung der Wunde, erhöhen die Speicheldrüsen und Halsweichteile unter Verwendung vonraction Fadens (Abbildung 1). Setzen Sie die rechte äußere Jugularvene (EJV) lateral des M. sternocleidomastoideus (SCM). Dieser Schritt sollte unter dem Mikroskop durchgeführt werden, da zu hohe Traktion über die Vene zu Beschädigungen und induzieren ihre Thrombose.
2. Das Recht EJV entlang seinem Kurs sorgfältig sezieren vom Schlüsselbein zur Schädelbasis. Normalerweise elektrischen bipolaren Zange, gerinnen und teilen alle Branchen, um eine ausreichende Länge für die spätere temporäre Klammer Platzierung und Anastomose vorzubereiten.
3. Lateral der Luftröhre und medial des SCM, erkunden Sie die A. carotis communis (CCA). Es sollte vorsichtig aus dem Schlüsselbein gerade jenseits ihrer Gabelung in die externen und internen Karotisarterien ausgesetzt werden. Während dieser Stufe sollte die Aufmerksamkeit wieder gegeben übermäßigen Zug am EJVs die später beeinträchtigen könnte die Durchgängigkeit der Anastomose zu vermeiden.

3. Vorbereitung des Anastomose

1. Ligieren die CCA mit 10-0 Nylon proximal ihrer Bifurkation. Anschließend eine temporäre Clip über das proximale CCA so nahe dem Schlüsselbein wie möglich.
2. Sobald die Strömung unterbrochen wurde, durchschneiden die Arterie knapp Bifurkation Ligatur und bewässern sie mit Kochsalzlösung in das Innere des Lumens auszuwaschen verbleibende Blut. Vermeiden bipolare Koagulation in diesem Schritt, da die thermische Schädigung der Arterienwand könnte die Zukunft Anastomose in Gefahr bringen.
3. Um die Sichtbarkeit der Kanten des EJV verbessern, wird die mediale Wand mit einem blauen Markierungsstift entlang des Verlaufs der geplanten Venotomie markiert. Sobald die EJVs markiert ist, mit einem 10-0 Naht um das distale Ende als Schwanz möglichst ligieren und Anwendung einer temporären Gefäßclip an dem proximalen Ende als Schädel wie möglich.
4. Mit einer feinen Nadel 30 G und 0,5 ml Spritze, vereinbaren Sie einen Anfangsöffnung über den markierten Bereich der EJV und sofortige Spülung mit Kochsalzlösung in das Lumen zur Thrombusbildung zu vermeiden. Als nächstes erweitern die Venenschnitt mit den Mikroscherebis die Länge ist etwa 2-3 mal der Durchmesser des CCA. Vermeiden Sie gewaltsame Dehnung und achten Sie auf eine scharfe und saubere Schnittkante zu halten.
5. Näherung für das Ende des CCA in die EJV. Einen Taillierung Einschnitt im Spenderende des CCA um den Durchmesser zu Länge zum Venotomie Größe (2) einzustellen.

4. End-zu-Seit-Anastomose

1. Verwenden Sie einen 11-0 Monofilament Nylonfaden für das CCA-to-EJV Ende-zu-Seit-Anastomose. Naht der medialen Wand der Anastomose in einem craneo-kaudal ist der erste Schritt. Jeder Stich sollte von außen in die Venenwand ersten (Abbildung 3) von innen nach außen der Arterienwand (Abbildung 4) neben platziert und. Dadurch wird der Knoten auf der Außenfläche der anastomotischen Gefäße zu allen Zeiten (Abbildung 5) zu halten. Entweder unterbrochen oder kontinuierliche Fäden verwendet werden können, aber alle kontinuierliche Nähte sollten als Endstufe angezogen werden.
2. Once der medialen Wand wurde genäht hat, wiederholen Sie den Vorgang von kaudal mit der Seitenwand kranial. Nun sollte jeder Stich von außen in die Arterienwand erste und von innen nach außen der Venenwand neben platziert werden. Saline Bewässerung wird dazu beitragen, das Lumen der Anastomose jederzeit sichtbar während des Verfahrens.
3. Nach Abschluss aller Schritte der Anastomose erster und aus der Arterie entfernen zunächst die temporäre Clip aus der Vene. Das arterielle Blut wird in den EJV mit keiner oder wenig Nässen aus der Anastomose fließen (siehe Videos VH und VH-Modell Modell ^2). Die minimale Blutung sollte ohne Baumwolle Kompression über die Anastomose zu stoppen. Diese müssen, um eine Thrombose des empfindlichen Vene verhindert vermeiden.
4. Einmal durch die pulsierende Anastomose fließen wird bestätigt und keine sichtbare Blutungen beobachtet wird, bewässern das Operationsfeld mit Kochsalzlösung und schließen Sie den Hals-Schnitt mit 6-0 Nylonnaht. Schließlich verwalten 0,15 ml mehr intraperitoneal brupenorphine zur postoperativen Schmerztherapie und 0,2-0,4 ml subkutane 0,9% Salzlösung, jede Blutverlust während der Operation wieder aufzufüllen.

Ergebnisse

Ein erfolgreiches Ergebnis des Modells ist ein Patent arteriovenöse Fistel, die venöse Hypertonie im murinen Gehirn induziert. Um das Modell zu validieren wir zunächst den intrakraniellen Venendruck in der sagittalen Sinus der Mäuse gemessen bei 2, 3 und 4 Wochen nach der Operation. 6 verschiedene Mäuse wurden für jede Zeitgruppe zugewiesen. Der Sinus Druck betrug 8,8 ± 1,2 mmHg in der Gruppe, gemessen zwei Wochen nach der Operation. In den 6-Mäusen gemessen 3 Wochen nach der Operation, die Sinus Druck betrug 4,...

Diskussion

Anhaltende Hirnvenenbluthochdruck hat eng mit schweren klinischen Manifestationen und schlechter Prognose bei Patienten mit Dura AVFs und Gehirn AVMs ³ zusammen. Diese Wirkungen von CVH wurden weitgehend in Rattenmodellen ^1,2,8 sucht. Eine entsprechende Modell in der Maus würde die Verwendung von gentechnisch veränderten Tieren, die letztlich erlauben würde die Analyse der molekularen Signalwege auf die Pathogenese der venösen Bluthochdruck und seine Beziehung mit der Dura AVF und Gehirn AVM be...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
10-0 Sterile Microsuture	Arosurgical Ic.	VT5A010Q10
11-0 Sterile Microsuture	Arosurgical Ic	VT4A00N07
DUROTIP Scissors	Aesculap	BC210R
Micro-Adson Tissue Forceps	Aesculap	BD510R
Microscissors	Aesculap	OC496R
Micro Forceps #5 Jewelers	Aesculap	BD331R
Angled Jewelers Forceps	Aesculap	BD329R
Micro Suture Forceps	Aesculap	BD338R
DUROGRIP Needle Holder	Aesculap	BM009R