Isolierung und Charakterisierung von Maus Antral Oozyten Basierend auf Nucleolar Chromatinorganisation

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Charakterisierung von Maus antralen Oozyten basierend auf nucleolar Organisation.

Zusammenfassung

This protocol describes a simple and quick method to isolate and characterize mouse antral GV (Germinal Vesicle) oocytes as able (SN, Surrounded Nucleolus) or unable (NSN, Not Surrounded Nucleolus) to develop to the blastocyst stage after in vitro maturation (IVM) and in vitro fertilization (IVF). It makes use of Hoeschst33342 (or any other DNA intercalating dye) able to bind to the heterochromatin of the nucleolus showing a ring in the SN oocytes or not, like in the NSN oocytes. This represents the easiest and quickest way to sort both antral oocytes that can be eventually used for IVM or IVF procedures.

Briefly, the protocol consists of the following steps: hormone injection to stimulate follicular growth; isolation of the oocytes at the GV stage from the antral compartment by puncturing the ovary with a sterile needle; preparation of thin glass pipettes for mouth pipetting of the oocytes; sorting of the oocytes with Hoechst33342 prepared at a supravital concentration; IVM, IVF or any other molecular/cellular analysis.

Unfortunately there are still few evidences to sort SN and NSN oocytes using less invasive techniques. If and once they will be identified, they could be potentially applied to human assisted reproductive technologies, although with several aspects that should be modified. To date, this technique has potential implications to dramatically increase IVM and IVF successful procedures in both endangered and species with economic interest.

Einleitung

Antralen ausgewachsene Oocyten (GV, Keimbläschen) aus dem Antrum Fach der Ovarien isoliert werden routinemäßig für verschiedene Zwecke verwendet, wie zum Beispiel die Untersuchung der molekularen und zellulären Mechanismen, die in vitro-Reifung bis Metaphase II Stufe.

Trotz ihres schönen Aussehens meisten antralen Eizellen, aber nicht alle sind in der Lage, um die Meiose zu vervollständigen und erreichen das Blastozystenstadium; in der Tat, in vielen Säugetierspezies, einschließlich Menschen, ^1,2, etwa 30% von ihnen verhaften ihre Entwicklung in der 2-Zell-Stadium, wenn die Befruchtung stattfindet ^3-5. Bisher sind nur wenige Parameter verwendet werden, um zwischen den Oozyten der Lage, die Embryonalentwicklung von denen nicht in der Lage, dies zu tun aufrecht zu unterscheiden.

Zum Beispiel ist Cresyl-Blau-Färbung (BCB) einen gültigen Methode die Oozyten basierend auf der Aktivität der Glucose-6-phosphat-dehydrogenase zu sortieren, obwohl der Nutzen dieses Sortierverfahren den BCB + oder BCB- Färbung zusammenhängtnoch Labor abhängig ^6-8.

Eine andere gut etablierte Methode liegt in ihrer Chromatinorganisation: Wenn bei allen DNA interkalierende Farbstoffe (wie Hoechst33342) gefärbt, 70% der antralen Oozyten zeigen eine farbstoff positive Ring um den Nukleolus und sind umgeben Nucleolus (SN) aufgerufen wird, während die restlichen 30% zeigen eine gefleckte positive Signale und werden als Nicht Umgeben Nucleolus (NSN) ^3-5. Kürzlich haben wir gezeigt, dass das Fehlen von zytoplasmatischen Gittern ⁹ (CPLs, wichtige Lagerstätten für maternalen mRNA und Ribosom in beiden Säugetier Eizellen und Embryonen) ^{10 und der} Herunterregulierung der MATER (wichtig für CPLs Bildung ¹¹⁾ zusammen mit der Anwesenheit von Lipidtröpfchen in ihrem Zytoplasma ^9,12, können andere Ursachen auf den NSN Oozyten Unfähigkeit, die auf über die 2-Zell-Stadium fortfahren.

Leider können einige Techniken angewendet, um antralen SN und NSN Eizellen und sortiert werden,Aus diesem Grund könnte die Entwicklung einer weniger invasiven Verfahren (ohne Kernfärbung, der Fixierung oder Manipulation mit Mund-Pipetten) sehr wichtig geworden, um die Raten der menschlichen und tierischen Embryo-Entwicklung zu erhöhen.

In diesem Papier haben wir ausführlich die einfache und schnelle Protokoll für die Anzeige Art SN und NSN antralen Eizellen von weiblichen Mäusen zu isolieren, und es wird an alle Wissenschaftler interessieren sich für das Studium der weiblichen Gametogenese, Eizellreifung und Embryoentwicklung gerichtet.

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Protokoll

Dieses Protokoll wird in Übereinstimmung mit den Leitlinien der europäischen (EU 63/2010) und Italienisch (26/2014) Gesetze zum Schutz von Tieren für die wissenschaftliche Forschung verwendet werden, durchgeführt. Genickbruch der Euthanasie ist für Eierstöcke Isolierung verwendet und es wird von Experten durchgeführt und ausgebildeten Personen in der genehmigten Protokoll über diese Studie aufgeführt.

1. Tiere

1. Pflegen Erwachsenen 3- bis 6 Wochen alte weibliche Mäuse in einem Raum mit kontrollierter Temperatur und Feuchtigkeit (mit Phasen der 12L: 12D und ad libitum gefüttert).
2. Spritzen Sie Mäusen intraperitoneal mit 2,5 IU pregnant mare serum gonadotropin (PMSG) bis Follikelwachstum durch Nachahmung der Wirkungen von follikelstimulierendem Hormon (FSH) zu stimulieren. Isolieren Sie die Eierstöcke für antralen Oozyten Sammlung von 48 Stunden später. Euthanize die weibliche Maus zuvor mit PMSG injiziert, nach Ihren Richtlinien des Instituts.
3. Schnelles Entfernen der Eierstöcke aus der Körperhöhle und legen Sie sie in die Petrischale containing M2 Medium für spätere Oozyten Isolierung (siehe Abschnitt 3).
   1. Einen Einschnitt in der Haut, welche die Bauchwand, gefolgt von einem Einschnitt in der Bauchfells unter Verwendung sterilen Sektions Schere. Öffnen Sie die Schnittführung, um den Bauch freizulegen, bewegen Sie den Mut, auf der einen Seite mit einer sterilen Pinzette und lokalisieren die Eileiter und bilden eine V-Form, ausgehend von der Blase.
   2. Beachten Sie die Eierstöcke unterhalb der Nieren entfernt. Halten Sie jede Röhre mit steriler Pinzette und machen einen kleinen Schnitt an der Unterseite der Eierstöcke, um sie freizugeben. Übertragen beide Ovarien am Boden einer Petrischale mit voräquilibriert Medium.

2. Hormonpräparat

1. Verdünnen Sie PMSG (in verschiedenen Aktien Konzentrationen) mit steriler isotonischer Kochsalzlösung, um eine Arbeitskonzentration von 2,5 IU Hormon pro 0,1 ml für eine geeignete Injektionsvolumen zu erhalten.
   HINWEIS: Hormon-Lösungen müssen in 0,5 ml Röhrchen aliquotiert und gelagert bei -20 ° C bis zum Tag der Verwendung. Bewahren Sie keine verdünnten Aliquots länger als drei Monate bei -20 ° C. Einmal aufgetaut, wenn serielle Injektionen durchgeführt werden, speichern die Teilmengen von Hormon-Lösungen bei +4 ° C und verwenden Sie sie innerhalb von 4 Tagen.

3. Die Eizellen Antrum Isolation

Für die richtige Oozyten Trennung:

1. Äquilibrieren M2 ^Medium 13 (M2) bei _5% CO 2 und 37 ° C für mindestens 1 Stunde vor dem Beginn der Oozyten Isolierungsverfahren. Bereiten zwei Petrischalen (35 mm x 10 mm), eines mit 1 ml M2 für Ovar Punktierung und die zweite mit kleinen Tropfen (20 ul) von M2 mit Mineralöl (~ 1,5 ml) für Oozyten Übertragung nach Isolierung aus der überdachten Eierstock (siehe 3,4-3,6). Halten Sie beide Petrischalen im Inkubator bei _5% CO 2 und 37 ° C bis zur Verwendung bereit.
2. Verwenden Sie ein Stereomikroskop bei Oozyten Isolierungsverfahren.
3. Bereiten dünnen Mundglaspipetten, um die Eizellen mit Strechfolie sammelnHing Glas Pasteurpipetten horizontal gehalten (Halten der Enden der Pipette mit beiden Händen), über eine vertikale Flamme aus dem Bunsenbrenner (Abbildung 1).
   1. Sobald das Glas zu schmelzen beginnt, nehmen Sie die Pipette aus der Flamme, und führen Sie einen schnellen Zugbewegung um das gewünschte Pipette zu erhalten. Fest schneiden das überschüssige Glas in der Nähe der Engstelle der Pipette mit den Fingernägeln, die Länge und der Durchmesser der inneren Kapillare einzustellen. Sicherzustellen, dass die dünne Kapillare einen Innendurchmesser von ~ 100 & mgr; m, der etwas größer als der Durchmesser der Eizelle (~ 80 & mgr; m).
   2. Zu-Mund-Pipette, schließen Sie ein Ende des Ansaugrohr auf die Pipette gezogen wird unter Verwendung einer geeigneten Spitze und das andere Ende in den Mund, befestigen Sie sie mit den Zähnen.
4. Sammeln der Eierstöcke mit sterilen Pinzetten und legen sie an der Unterseite eines Zellkulturpetrischale (35 mm x 10 mm). Deckt sie mit 1 ml M2 zuvor bei 37 ° C äquilibriertund 5% _CO 2 (Abbildung 2).
5. Sanft durchstechen die Antralfollikeln der Eierstöcke mit einem sterilen Insulinspritze Nadel antralen Oozyten in M2 (Figur 3) zu lösen.
6. Gently Mund pipettieren die Eizellen durch eine enge Pasteur-Pipette, um Follikelzellen und andere mögliche Gewebetrümmer (4A) zu entfernen und setzen sie an der Unterseite der kleinen Tropfen (20 ul) von M2 mit Mineralöl für Embryokultur überzogen (vorher dann hergestellt; 4B).
   HINWEIS: Es ist wichtig, alle Cumuluszellen an die Zona pellucida der Eizellen durch kontinuierliches Pipettieren angebracht über mehrere und unterschiedliche Tropfen M2 entfernen. Führen Sie diesen Schritt so schnell wie möglich, um Veränderungen im pH des Mediums zu vermeiden.

4. Antral Oozyten Färbung mit Hoechst33342

HINWEIS: Antral Eizellen können in SN (Umgeben Nucleolus), NSN (Nicht Umgeben Nucleolus) oder unterschieden werdenin einer anderen Zwischenform auf der Grundlage ihrer Chromatinorganisation nach Färbung mit Supravital Konzentration Hoechst33342 (oder andere spezifische Marker für Basen AT) ^14. In der Tat zeigen die SN Oozyten eine Hoechst-positive Ring um den Nukleolus, während der NSN nicht, daher der Name.

Für die richtige Oozyten-Färbung:

1. Übertragen die Oozyten mit einer Mundpipette in Tropfen Hoechst33342 (20 ul) in M2 verdünnt im supravitalen Konzentration von 50 ng / & mgr; l für 10 Minuten im Dunkeln.
2. Nach der Inkubation mit Hoechst33342 Transfer jeder einzelnen Oocyte mit einem Mundpipette an der Unterseite der kleinen Tropfen (5 ul) von M2 mit Mineralöl bedeckt, zum Sortieren basierend auf Chromatinorganisation (SN oder NSN). Verwenden Sie eine beliebige Fluoreszenzmikroskop mit Hoechst33342 Filter (Emissionswellenlänge 486 nm) ausgestattet, um die Chromatin-Konfiguration der Eizellen zu visualisieren.
   HINWEIS: In Abhängigkeit von der Art des Fluoreszenzmikroskopes, it kann sich zwingend notwendig, um Glasboden Petrischale für die Bildaufnahme verwenden. Die konfokale Mikroskopie Olympus FluoView Fv10i, wenn mit einem Probenhalter für 35 mm-Schale ausgestattet benötigt nur Glasboden-Gerichte für die Bilderfassung, mit einer 0,17 mm Standard-Dicke und einem Bereich von 0,13 bis 0,21 mm akzeptabel.
3. Erregt die Oozyten auf nicht mehr als 5-10 sec, wahrscheinlich genügend Zeit, um die Anwesenheit oder die Abwesenheit von einem Ring um den Nukleolus (Abbildung 5) zu visualisieren.
4. Nach dem Sortieren, der Kultur der antralen SN und NSN Oozyten in M2 bei 5% _CO 2 und 37 ° C, um in vitro-Reifung induzieren oder halten sie in geeigneten Puffern für die molekulare oder zelluläre Analysen.

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Ergebnisse

Die folgenden Bilder zeigen die verwendet werden, um antralen Eizellen aus den Eierstöcken der Maus zu isolieren, ausgehend von Pipetten Zubereitung der Oozyten "Sortierung mittels Hoechst33342 Methode. Diese Methode ist sehr einfach und kann in jedem Labor mit _einem CO 2 -Inkubator, einem Stereomikroskop und einem Fluoreszenzmikroskop mit dem korrekten Filter für die Beobachtung des Hoechst33342 ausgestattet erfolgen Abbildung 1 zeigt den Anfangsschrit...

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Diskussion

Dieses Protokoll beschreibt die verwendet werden, um zu isolieren und zu klassifizieren Maus antralen GV-Oozyten-Methode. Es gibt keine besonderen kritischen Schritte, um zu unterstreichen, mit wenigen Ausnahmen. Erstens: a) Erhaltung der Vitalität der Oozyten und b) zu vermeiden, den pH-Wert des verwendeten Mediums: Dieses Verfahren sollte so schnell wie möglich durchgeführt werden. Zweitens: Eizellen sollten kurz angeregt werden (5-10 sec), um Hoechst33342 Chromatin Schäden und der anschließenden Tod der Eizellen...

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Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
PMSG	Sigma	G4527
EmbrioMax M2	Millipore	MR-015-PD
Hoechst33342	Thermo Scientific	62249
Mineral Oil	Sigma	M8410
Cell Culture Dish 35mmx10mm	Corning	430165
µ-Dish 35mm, high glass bottom	Ibidi	81158
Pipette Pasteur Borosilicate	Corning	7095D-9
Aspirator tube assemblies for calibrated micropillary pipettes	Sigma	A5177