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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

In dieser Studie wurde ein Nano mikrofluidischen Strömungskammer wurde verwendet , um die Zuckungen Motilität von Xylella fastidiosa zu visualisieren und funktionell zu charakterisieren, ein Bakterium , das Pierce-Krankheit in Weinrebe verursacht.

Zusammenfassung

Xylella fastidiosa ist ein Gram-negative nicht-flagellated Bakterium , das eine Reihe von wirtschaftlich bedeutenden Pflanzenkrankheiten verursacht. Die Zuckungen Motilität bietet X. fastidiosa ein Mittel für den Ferninnerbetrieblichen Bewegung und Kolonisation, einen Beitrag zu Pathogenität in X. fastidiosa. Die Zuckungen Motilität von X. fastidiosa wird von Typ IV - Pili betrieben. Typ IV - Pili von Xylella fastidiosa werden durch Pilg geregelt, einem Chemotaxis - Regler in Pil-Chp Operon für Proteine ​​kodiert , die mit Signaltransduktionswege beteiligt sind. Um die Rolle von Pilg im Zucken Motilität von X. aufzuklären fastidiosa, ein Pilg defizienten Mutante Xf ΔpilG und seinen komplementären Stamm XfΔpilG- C enthält nativen Pilg entwickelt. Ein mikrofluidischen Kammern mit einem Zeitraffer-Bildaufnahmesystem integriert wurde verwendet , Zucken Motilität in XfΔp zu beobachtenILG, XfΔpilG- C und seine Wildtyp - Stamm. Unter Verwendung dieses Aufzeichnungssystem ermöglicht es langfristige räumliche und zeitliche Beobachtungen der Aggregation, Migration einzelner Zellen und Populationen von Bakterien über Zucken Motilität. X. fastidiosa Wildtyp und komplementäre XfΔpilG- C - Stamm zeigte typische Zucken Motilität Eigenschaften direkt in den mikrofluidischen Strömungskammern beobachtet, während Mutante XfΔpliG die Zuckungen defizienten Phänotyp aufwiesen. Diese Studie zeigt , dass Pilg zur twitching Motilität von X. trägt fastidiosa. Die mikrofluidischen Strömungskammer für das Beobachten twitching Motilität als Mittel verwendet.

Einleitung

Xylella fastidiosa ist ein Gram-negative nicht gegeißelt, pathogene Bakterium , das eine Reihe von wirtschaftlich wichtigen Pflanzenkrankheiten verursacht, einschließlich Pierce-Krankheit in Weinrebe (Vitis vinifera L.) 1,2, 3. Dieses Bakterium ist begrenzt auf den wasserführenden Xylem Schiffe. Die Infektion der Weinrebe bewirkt , dass die Blockade der Xylemgefäße und führt zu Wasserstress und Mangelernährung 3. Erfolgreiche Besiedelung hängt von der Fähigkeit des Bakteriums von der anfänglichen Stelle der Infektion mit dem Rest der Anlage 3 zu bewegen. Zucken Motilität ist ein Mittel der Flagellen-unabhängige Bakterien Bewegung durch die Erweiterung, Anhaftung und das Zurückziehen des polaren Typ IV - Pili 4 , die in X charakterisiert wurde fastidiosa 5,6,7.

Die Zuckungen Motilität wurde durch Laser - Pinzette und Rasterkraftmikroskopie (AFM) 8,9,10 beobachtet. Unter Verwendung dieser Techniken twitching Motilitäten von Typ - IV - Pili von N. erzeugt gonorrhoeae und P. aeruginosa wurden durch fl uorescently Kennzeichnung Pili charakterisiert und ihre Bewegungen mikroskopisch zu erfassen. Obwohl beide Verfahren die Haftkraft der einzelnen Bakterien detailliert sind, sind die Verfahren kompliziert und zeitraubend 9,10. Die Mikro fluidischen Kammern wurden verwendet , 5,6 Fern Migration von einzelnen Zellen sowie kleine Aggregate von Bakterienzellen zu beobachten. Diese Kammern wurden als mikrostrukturierte -Nano-Kanal in einer Platte gestaltet , integriert mit einem Zeitraffer-Bildaufnahmesystem 11,12,13,14. Micro fluidischen Kammer Geräte mehrere Vorteile für die Untersuchung der Bewegungsverhalten und Zell-Zell-Wechselwirkungen von Bakterien bieten: (i) es stellt eine integrierte Plattform mit Mehrkanal-Fähigkeiten; (Ii) kann es die Bewegungen und Aggregationen von einzelnen Zellen in den nanoskaligen Eigenschaften von Bakterien zu untersuchen; (Iii) es erlaubt die direkte microscopic Bildaufzeichnung von Bakterienzellen und Zeitraffer-Analyse, (iv) es bietet langfristige räumliche und zeitliche Beobachtungen einzelner und / oder Populationen von Bakterien in einer Mikro-Umgebung; (V) die Strömungsgeschwindigkeit des Kulturmediums in einen Kanal genau gesteuert werden kann, und (vi) nur ein sehr kleines Volumen (1 ml) des Kulturmediums wird für jedes Experiment erforderlich.

Vor kurzem hat die Mikro fluidischen Strömungssystem wurde das Verhalten von Bakterienzellen unter verschiedenen Mikroumgebungen 14,15,16 zu untersuchen , beschäftigt. Die Haftfestigkeit und die Oberflächenbefestigung von E. coli 15, X. fastidiosa 16 und Acidovorax citrulli 14 auf Glasoberflächen wurden unter Verwendung von Mikro fluidischen Kammern beurteilt. Die Aggregation und Biofilm - Bildung durch Typ IV - Pili von Acidovorax citrulli vermittelt wurden 14 analysiert. Ferner kann die Bewegung der A. citrulli beobachtet unter fl ow cie Bedingungen gezeigt , dass der Typ IV - Pili eine wichtige Rolle bei der Besiedlung spielen kann und von A. verbreiten citrulli in Xylemgefäße unter dem Splint fl ow Bedingungen. Die Zuckungen Motilitäten von Pseudomonas aeruginosa und X. fastidiosa Zellen wurden gegen einen Flüssigkeitsstrom in einer mikrofabrizierten Strömungskammer 5,6,17 erfolgreich beobachtet. Typ - IV - Pili - defizienten pilB und pilQ Mutanten von X. fastidiosa wurden 5,6,18 die Geschwindigkeit der Zucken Motilität unter den Strömungsbedingungen in Mikro fluidischen Geräten zu tiefgreifend verändern gefunden. Die Studien , die auf bakterielle Adhäsion und Motilität in Mikro fluidischen Vorrichtungen zeigten , dass die Mikro fluidischen Kammern sind besonders geeignet für die Analyse der Zuckungen Motilität und Migration von Pili-vermittelten Bakterien in vitro. Diese Ergebnisse erklären die Zuckungen-vermittelte Migration Mechanismus, der Zell-Zell-Bindung erleichtert, Aggregation und Kolonisierung innerhalbder Wirt, führen schließlich zu einer systemischen Infektion.

Pil-CHP - Operon von X. fastidiosa enthält Pilg, Pili, pilJ, pille, chpB und KWKK die Transduktion kodieren Signal 20 Pfade. Die Transchemorezeptoren binden chemische Reize in den periplasmatischen Domäne und aktivieren eine Signalkaskade in ihrem Cytoplasma-Teil, um schließlich bakterielle Zucken Motilität kontrollieren. Im Pil-CHP - Operon von X. fastidiosa, ein Phospho-Shuttle - Protein Pilg ist ein Homolog zu CheY. In E. coli und P. aeruginosa, ist CheY die Antwortregulator in Chemotaxis - Systeme , die 19, 21 mit den Geißeln Motorproteine ​​interagieren. Obwohl die Beiträge des Pil-Chp Operon zu Virulenz in X. fastidiosa wurden kürzlich 20, die Rolle der Pilg in Chemotaxis - Operon in Reaktion auf die Umgebungssignale und geregelt / Motor Typ IV - Pili von X. sucht fastidiosa ist unclear. Um die Einsicht der Chemotaxis Regler Pilg in der Aktivität der Zucken Motilität von X. aufzuklären fastidiosa, einem Mikro fluidischen Kammer verwendet , um die Zuckungen Motilität von X. zu beurteilen fastidiosa. Die Pilg von X. fastidiosa wird durch den Vergleich der Phänotypen einer Deletionsmutante Xf ΔpliG, komplementären Stamm XfΔpliG -C und ihrem Wildtyp in vitro charakterisiert. Die Ergebnisse unterstreichen die Rolle der Pilg im Zucken Motilität von X. fastidiosa.

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Protokoll

1. Der Peripheral Fringe von Bakterienkolonie

  1. Wachsen X. fastidiosa (Xf) Temecula Wildtyp 22, mutant Pilg Deletion Xf ΔpliG (unter Verwendung von zuvor beschriebenen Löschstrategie 23) und sein komplementäres XfΔpliG -C (unter Verwendung von zuvor Chromosoms basierte genetische Komplementierung Strategie 24 beschrieben) auf PD2 Medium Agarplatten 25 bei 28 ° C für 5-7 Tage.
  2. Autoklav Cellophan (1 x 1 cm 2) in Wasser bei 121 ° C (249 ° F) für 15 min. Pick-up ein Stück Zellophan, lassen Sie das Wasser durch das Berühren einer Ecke Zellophan auf einem leeren Petrischale, legen sorgfältig das Zellophan über 15% der Agar-Oberfläche und der Luft trocknen.
  3. Pick - up einzelne X. fastidiosa Kolonien mit sterilen Zahnstochern gerundet und Spot - Zellen aseptisch auf einem sterilisierten Blatt Cellophan auf die 15% der Agar - Oberfläche in den Agarplatten überlagert. Die Plattes bei 28 ° C für 2-3 Tage.
  4. Überprüfen Sie die Rand Morphologie der Kolonien ein Binokular mit einem 2X Objektiv und einem 10fach Augenlinse verwendet wird. Fotografieren Sie das periphere Rand um Kolonien.

2. Mikroskopie und Mikrofluidik Strömungskammern

  1. Fabrizieren Mikrofluidik - Vorrichtungen unter Verwendung photolithographischer Verfahren ähnlich den zuvor beschriebenen 5,18. Entwerfen vier parallele Kanäle mit computergestützten Design - Software auf dem Master - Silizium - Wafer unter Verwendung von Standard - Lithographieverfahren 26.
  2. Erstellen Sie die mikrofluidischen Kammern aus Silizium-Wafer-Master mit Polydimethylsiloxan (PDMS). Pour unpolymerisierten PDMS über dem Siliziumwafer Master und härten bei 60 ° C für 1 Stunde. Ziehen Sie die PDMS-Replik aus dem Wafer-Master und schneiden Sie die PDMS-Nachbildung mit einer Klinge in einem 22 mm x 40 mm als die gleiche Größe eines Deckglas ab.
  3. Setzen Sie die PDMS - Replik, ein Deckglas (22 x 40 mm 2), und eine Microscope Schieber (51 x 76 mm 2) an der Luft - Plasma bei 30 W für 2 min 27. Sandwich der PDMS Körper zwischen dem Deckglas und dem Glasmikroskop des Mikro fluidischen Kammer zu bauen.
  4. Bohren Sie ein Loch (5,5 mm Durchmesser) durch die PDMS an jedem Ende des gemusterten-Kanal. Schneiden Sie den Silikongummischlauch in 12-20 cm lang. Stecken Sie ein Ende des Silikongummischlauch (5,1 mm Außendurchmesser, 2,1 mm Innendurchmesser, 0,8 mm Wand) in jede Öffnung Ende der Kanäle des PDMS-Replik, und verschließen Sie diese mit unpolymerisierten PDMS bei 60 ° C für 1 Stunde.
  5. Schließen Sie das andere Ende des Schlauchs am stacheligen Ende der Kunststoff-Luer-Anschlüsse. Wickeln der zusammengebauten mikrofluidischen Kammern mit der Aluminiumfolie und autoklaviert werden sie für 20 min.
  6. Sammeln Bakterienzellen von X. fastidiosa Wildtyp, Mutante Xf ΔpliG und komplementäre XfΔpliG -C über Schaben, Einweg - Impf mit Loops aus PD2 Mediumplatten. Passen Sie die Zelldichtezu einer optischen Dichte von 0,05 in PD2 Brühe bei 600 nm wie zuvor beschrieben 23. Sammeln Sie die Bakterienzelllösung in eine 1 ml Spritze Gasdichte.
  7. Montieren Sie die Mikrofluidik-Vorrichtung auf einem inversen Mikroskop Bühne. Schließen Sie ein Einlassrohr zum 5 ml Gasdichte Spritze mit PD2 Brühe. Den 5 ml Spritze Gasdichte mit den Spritzenpumpen.
  8. Verbinden Sie den Abflussrohr in einen Abfallbehälter. Pflegen eine mittlere Strömungsgeschwindigkeit von 0,2 & mgr; l min -1 für 30 min zur Stabilisierung des Systems.
  9. Verbinden Seiteneinlaßrohre an eine 1 ml Spritze, die die Gasdichte Bakterienzelllösung enthält. Spülen Sie die bakterielle Zelllösung durch den Gummischlauch, bis der Kanal erreicht ist. Pflegen Sie eine mittlere Strömungsgeschwindigkeit von 0,2 & mgr; l min -1 für weitere 30 Minuten , um ungebundene Zellen aus der Kammer vor der Bildaufnahme zu spülen.
  10. Bringen Sie den Mikroskop Verschluss unter dem Feld angepasst Teil des Mikroskops das Licht zu steuern. Schließen Sie den Verschluss auf den Auslöser control System und eine Verbindung mit dem Computer das Rolltor-Steuerungssystems.
  11. Montieren Sie eine Digitalkamera an den Videoanschluss des Mikroskops und verbinden Sie es mit dem Computer. Führen Sie die Zeitraffer-Aufnahme-Software, wählen Sie die "Shutter" Funktion aus dem Menü, und erkennen automatisch die installierte Shutter als Standard in der Software-Verbindungen mit dem Verschluss mit der Software zu etablieren.
  12. Wählen Sie die "Digitalkamera" Funktion aus dem Menü des Zeitraffer-Aufnahme-Software, um automatisch die Digitalkamera als Standard-Capture-Gerät in der Software erkennen und die Kommunikation mit der Digitalkamera mit der Software.
  13. Suchen Sie die Bakterienzellen in einem der Kanäle 20x Phasenkontrast-Optik verwenden, schalten dann auf die 40-fach Objektivlinse vor der Bilderfassung.
  14. Führen Sie die Zeitraffer-Aufnahme-Software, wählen Sie die "Bildaufnahme" -Funktion Standardparameter aus dem Menü die Bilder aus dem Mikroskop zu erwerben.Dann öffnen Sie den "Acquire Zeitraffer-Funktion" und auf 30 sec 5,18,28 für die Dauer von 6-24 Stunden , je nach Experiment benötigt Zucken Motilität von X. das Zeitintervall zu beobachten fastidiosa 5,18,28. Klicken Sie auf "OK", um die Zeitraffer-Aufnahme zu starten. Klicken Sie auf "Stapelfunktion" aus dem Menü wählen Sie "Speichern unter" die Bilder im Zielordner auf dem Computer zu stapeln, nachdem die Aufnahme wird beendet.
  15. Für mehrere Kanäle, Zeitraffer-Bilder aus dem ersten Kanal erfassen alle 30 Sekunden für 6 Stunden. Bewegen der Objektivlinse des Mikroskops auf den nächsten Kanal der Zielzellen zu lokalisieren. Wiederholen Sie die Zeitraffer-Funktion wie oben beschrieben, Bilder in jedem der vier Kanäle sequentiell zu erfassen, wenn Experiment wird bis zu vier Kanäle nutzen. Fortsetzung der Zeitraffer-Bildaufnahme für so lange wie drei aufeinander folgenden Tagen. Alle Experimente wurden bei Raumtemperatur (23 ± 2 ° C) durchgeführt.
  16. Stellen Sie die Zeitraffer-Bilder in einVideodatei die Zeitrafferaufnahme Imaging-Software. Führen Sie Zeitraffer-Aufnahme-Software, klicken Sie auf "Stapelfunktion" aus dem Menü, und wählen Sie "Open-Stack-Funktion", um die gestapelten Dateien vom Computer öffnen.
  17. Starten Sie den "Make Movie" Funktion aus dem Stack-Modul, alle Bilder auswählen und das "AVI" Ausgabeformat auswählen. Klicken Sie auf "Speichern unter" auf dem Computer die Videodatei im Zielordner zu speichern.
  18. Wählen Sie die kompilierten Filme aus dem Zielordner auf dem Computer und spielen sie. Dann beobachten die Beweglichkeit der einzelnen Zellen durch die resultierende Visualisierung der Zucken Motilität Aktivität von Bakterienzellen in den erzeugten Videodateien.

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Ergebnisse

Das Vorhandensein einer peripheren Kolonie fringe indikativ für Typ IV - Pilus-vermittelten twitching Motilität wurde in den Kolonien von X. beobachtet fastidiosa Wildtyp und komplementäre Xf ΔpliG -C Stamm (Abbildung 1). Mutant XfΔpliG zeigen jedoch nicht Fransen um den Umfang der Kolonien (Abbildung 1). Zeitraffer-Bildgebung von Bakterienzellen in Nano mikrofluidischen Strömungskammern ergab , dass Zuc...

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Diskussion

In dieser Studie charakterisierten wir das Bewegungsverhalten von X. fastidiosa Pilg Mutante Xf ΔpilG und seinen komplementären XfΔpilG- C - Stämme in neu mehrere parallel-Nano-Kanal Mikro fluidischen Kammern ausgelegt. Die neu entwickelten Mikro fluidischen Kammern können bis zu vier parallelen Kammern haben mit 100 & mgr; m Nanokanal in der Breite im Vergleich zu früheren Konstruktionen mit nur einem einzigen 50 & mgr; m breiten Kanal 18. Die verbes...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Danksagungen

Diese Studie wurde von der United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service unterstützt. Handelsnamen oder kommerzielle Produkte in dieser Veröffentlichung sind der Bereitstellung von spezifischen Informationen ausschließlich für den genannten Zweck und Empfehlung oder Billigung nicht durch die United States Department of Agriculture implizieren. USDA ist eine Chancengleichheit Anbieter und Arbeitgeber.

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Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Biology materials
X. fastidiosa (Xf) Temecula wild typeCosta, H. S., et al., 2004 22
pilG deletion mutant XfΔpliGShi, X. Y., et al., 2007 26
pilG complementary strain XfΔpliG-C Davis, M. J., et al. 1998 23
Physical materials and equipment
Disposable inoculating loopsVWR international, Radnor, PA#22-363-607quantitative procedures such as bacterial collection
Polydimethylsiloxane (PDMS)Dow Corning Corporation#0002709226Sylgard 184 silicone Elastomeric Kits
AmScope MD2000 digital cameraAmScope, Irvine, CASE305R-AZ-EImage, video recording and measurement 
Tubes lineEdgewood, NY#T4300Connected to the syringe and microfluidic chamber
Plastic luer connectorsEdgewood, NYConnected to the syringe and microfluidic chamber
Syringe pumpsPico Plus, Harvard Apparatus, MA#702209The flow rate can be adjusted while the pump is running.
SyringesGastight, Hemilton Company, Reno, NV#1005Provide the flowing broth
Inverted Olympus IMT-2 microscopeOlympusIMT-2 FLuoro PHaseImage observation and recording
SPOT-RT digital cameraDiagnostic Instruments, Inc., MIRT230Image, video recording and measurement
Microscope ShutterThe UNIBLITZ, US#LS2T2Control camera’s exposure time
Microscope Shutter Control systemThe UNIBLITZ, USVCM-D1VCM-D1 Single Channel CE/UL/CSA Approved Shutter Driver
MetaMorph Image softwareUniversal Imaging Corp., PAReal-time super-resolution image processing 

Referenzen

  1. Purcell, A. H., Hopkins, D. L. Fastidious xylem-limited bacterial plant pathogens. Annu. Rev. Phytopathol. 34, 131-151 (1996).
  2. Purcell, A. H. Xylella fastidiosa, a regional problem or global threat. J. Plant Pathology. 79, 99-105 (1997).
  3. Hopkins, D. L. Xylella fastidiosa: Xylem-limited bacterial pathogen of plants. Annu. Rev. Phytopathol. 27, 271-290 (1989).
  4. Mattick, J. S. Type IV pili and twitching motility. Annu. Rev. Microbiol. 56, 289-314 (2002).
  5. Meng, Y., et al. Upstream migration of Xylella fastidiosa via pilus-driven twitching motility. J. Bacteriol. 187, 5560-5567 (2005).
  6. Li, Y., et al. Type I and type IV pili of Xylella fastidiosa affect twitching motility, biofilm formation and cell-cell aggregation. Microbiology. 153, 719-726 (2007).
  7. Simpson, A. J. G., et al. The genome sequence of the plant pathogen Xylella fastidiosa. Nature. 406, 151-157 (2000).
  8. Maier, B., Potter, L., So, M., Long, C. D., Seifert, H. S., Sheetz, M. P. Single pilus motor forces exceed 100 pN. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 99, 16012-16017 (2002).
  9. Touhami, A., Jericho, M. H., Boyd, J. M., Beveridge, T. J. Nanoscale characterization and determination of adhesion forces of Pseudomonas aeruginosa pili by using atomic force microscopy. J. Bacteriol. 188, 370-377 (2006).
  10. Skerker, J. M., Berg, H. C. Direct observation of extension and retraction of type IV pili. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98, 6901-6904 (2001).
  11. Brown, D. C., Larson, R. S. Improvements to parallel plate flow chambers to reduce reagent and cellular requirements. BMC Immunol. 2, 9(2001).
  12. Thomas, W. E., Nilsson, L. M., Forero, M., Sokurenko, E. V., Vogel, V. Shear-dependent 'stick-and-roll' adhesion of type 1 fimbriated Escherichia coli. Mol. Microbiol. 53, 1545-1557 (2004).
  13. Thomas, W. E., Trintchina, E., Forero, M., Vogel, V., Sokurenko, E. V. Bacterial adhesion to target cells enhanced by shear force. Cell. 109, 913-923 (2002).
  14. Bahar, O., Fuente, D. L., Burdman, S. Assessing adhesion, biofilm formation and motility of Acidovorax citrulli using microfluidic flow chambers. FEMS Microbiol. Lett. 312, 33-39 (2010).
  15. Thomas, W. E. Using a laminar flow system to explain shear-enhanced bacterial adhesion. Proceedings of ICMM2005, Third International Conference on Microchannels and Mini-channels. Toronto, Ontario, Canada, , 751-759 (2005).
  16. Fuente, D. L., et al. Assessing adhesion forces of type I and type IV pili of Xylella fastidiosa bacteria by use of a microfluidic flow chamber. Appl. Environ. Microbiol. 73, 2690-2696 (2007).
  17. DeLange, P. A., Collins, T. L., Pierce, G. E., Robinson, J. B. PilJ localizes to cell poles and is required for type IV pilus extension in Pseudomonas aeruginosa. Curr Microbiol. 55, 389-395 (2007).
  18. Fuente, D. L., Burr, T. J., Hoch, H. C. Mutations in type I and type IV pilus biosynthetic genes affect twitching motility rates in Xylella fastidiosa. J. Bacteriol. 189, 7507-7510 (2007).
  19. Ferandez, A., Hawkins, A. C., Summerfield, D. T., Harwood, C. S. Cluster II che genes from Pseudomonas aeruginosa are required for an optimal chemotactic response. J. Bacteriol. 184, 4374-4383 (2002).
  20. Cursino, L., et al. Identification of an Operon, Pil-Chp, That Controls Twitching Motility and Virulence in Xylella fastidiosa. Mol. Plant Microbe Interact. 10, 1198-1206 (2011).
  21. Hazelbauer, G. L., Falke, J. J., Parkinson, J. S. Bacterial chemoreceptors: High-performance signaling in networked arrays. Trends Biochem. Sci. 33, 9-19 (2008).
  22. Costa, H. S., et al. Plant hosts of Xylella fastidiosa in and near southern California vineyards. Plant Dis. 88, 1255-1261 (2004).
  23. Shi, X. Y., Dumenyo, C. K., Hernandez-Martinez, R., Azad, H., Cooksey, D. A. Characterization of regulatory pathways in Xylella fastidiosa: genes and phenotypes controlled by algU. Appl. Environ. Microbiol. 73, 6748-6756 (2007).
  24. Matsumoto, A., Young, G. M., Igo, M. M. Chromosome-Based Genetic Complementation System for Xylella fastidiosa. Appl. Environ. Microbiol. 75, 1679-1687 (2009).
  25. Davis, M. J., Purcell, A. H., Thomson, S. V. Isolation Media for the Pierce's Disease Bacterium. Phytopathology. 70, 425-429 (1980).
  26. Xia, Y. N., Whitesides, G. M. Soft lithography. Annu. Rev. Mater. Sci. 28, 153-184 (1998).
  27. Chaudhury, M. K., Whitesides, G. M. Direct measurement of interfacial interactions between semispherical lenses and flat sheets of poly-(dimethylsiloxane) and their chemical derivatives. Langmuir. 7, 1013-1025 (1991).
  28. Cruz, L. F., Parker, J. K., Cobine, P. A., De La Fuente, L. Calcium-enhanced twitching motility in Xylella fastidiosa is linked to a single PilY1 homolog. Appl. Environ. Microbiol. 80, 7176-7196 (2014).

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