Mikrofluidik-Strömungskammern Mit Rekonstituierte Blut Hämostaseologie und Transfusions Platelet zu Modell<em&gt; In Vitro</em

Zusammenfassung

Platelet transfusion and hemostasis was modeled using blood reconstitution and microfluidic flow chambers to investigate the function of blood banking platelets. The data demonstrate the consequences of platelet storage lesion on hemostasis, in vitro.

Zusammenfassung

Blood platelets prepared for transfusion gradually lose hemostatic function during storage. Platelet function can be investigated using a variety of (indirect) in vitro experiments, but none of these is as comprehensive as microfluidic flow chambers. In this protocol, the reconstitution of thrombocytopenic fresh blood with stored blood bank platelets is used to simulate platelet transfusion. Next, the reconstituted sample is perfused in microfluidic flow chambers which mimic hemostasis on exposed subendothelial matrix proteins. Effects of blood donation, transport, component separation, storage and pathogen inactivation can be measured in paired experimental designs. This allows reliable comparison of the impact every manipulation in blood component preparation has on hemostasis. Our results demonstrate the impact of temperature cycling, shear rates, platelet concentration and storage duration on platelet function. In conclusion, this protocol analyzes the function of blood bank platelets and this ultimately aids in optimization of the processing chain including phlebotomy, transport, component preparation, storage and transfusion.

Einleitung

Hämostase erfordert die kombinierte Aktivität und regulierte von Zellen, Proteinen, Ionen und Gewebe in einem eingeschränkten Raum - Zeit - Rahmen ^1. Unkontrollierte Aktivität kann in einem Spektrum von Erkrankungen zu Blutungen oder Thrombosen und Morbidität oder Mortalität führen zu Blutgerinnung im Zusammenhang. Ein mikrofluidischen Strömungskammer Experiment ist eine anspruchsvolle Technik , die Hämostase in vitro nachahmt. Dieser Ansatz ermöglicht Untersuchung des komplexen Zusammenspiel von Prozessen, die Teil der Hämostase mit einer führenden Rolle für Blutplättchen nehmen.

Gefäßverletzung folgenden haften Blutplättchen an den exponierten subendothelialen Matrix (Glyko) Proteine ​​Blutverlust zu verhindern. Folgende Adhäsion, Blutplättchen zu aktivieren und zu aggregieren in Reaktion auf auto- und parakrine Signalisierung , die schließlich zur Bildung eines Plättchens Netzwerk führt, durch Fibrin stabilisiert , und was zu einer festen, gewickelten Thrombus ² abdichtet. Im Gegensatz zu den meisten anderen Thrombozytenfunktionstests, Erfahgen mit Strömungskammern , um die physikalischen Parameter des Blutflusses und damit den Einfluss der Rheologie auf den beteiligten Zellen und Biomolekülen Berücksichtigung ^3,4.

Strömungskammer Experimente durch Variation Schlüsselparameter Grenzstein Einblicke in Hämostase und Thrombose erzeugt, die hämostatische (sub) beeinflussen Prozesse, einschließlich der Klebstoffmatrix, Rheologie und Strömungsprofile, zellulären Zusammensetzung, die Anwesenheit von Toxinen oder Medikamente, die Ionenstärke und viele mehr. In den vergangenen zwei Jahrzehnten geringen Durchsatz Flusskammer Experimente erfordern große Probenvolumina (10-100 ml) wurden zu mikrofluidischen Kammern oft entwickelt , bestehend aus kleinen Parallelplattenkammern und moderne Technologie auch für die Perfusion von Vollblut bei kontrollierter Wandscherbedingungen ^5. Microscaling hat sich deutlich Assay Durchsatz meist erhöht, weil die Hardware-Setup vereinfacht und weniger (Blut) Volumen benötigt wird, wodurch das Experiment zugänglicher und Versatile. Zum Beispiel Blut von kleinen Labortieren kann nun ohne die Notwendigkeit verwendet werden, um Tiere zu opfern. Blutproben von gentechnisch veränderten Mäusen haben damit in der Identifizierung von Schlüsselmoleküle Förderung oder Hemmung Hämostase und in neue basische Erkenntnisse ⁶ unterstützt.

Spezialisierte Forschungslaboratorien noch oft nach Maß Strömungskammern zum Beispiel aus Polydimethylsiloxan (PDMS) ⁷ verwenden , die auf lithogr Formen polymerisieren , die durch Software blueprinted werden kann. Die resultierende Kammer ist billig, Einweg und kann leicht für die Post-hoc-Analyse zerlegt werden. Darüber hinaus grundsätzlich jede Konstruktion von Schiffen, einschließlich Abzweigungen oder scharfe Kurven kann auf Befehl gebaut werden. Dieser Vorteil ist auch seine Nachteile, da die Standardisierung war bereits das primäre Problem mit Strömungskammer Experimente und PDMS Maß Kammern haben dies nicht unterstützt. Am Anfang dieser speziellen Frage, Beschichtung (Bedingungen), Fluoreszenzsonden, Antikoagulans, Temperatur und Zeit zwischen Probenahme und Analyse sind alle schlecht ⁸ standardisiert. Die Standardisierung dieser Variablen ist eine Herausforderung, aber dennoch den Vergleich der Ergebnisse zwischen den Laboratorien erforderlich zu ermöglichen. Dieses Thema ist das Hauptthema der Internationalen Gesellschaft für Thrombose und Hämostase in Wissenschaft und Standardisierung Unterausschuss für Biorheology ^9,10.

Thrombozytenkonzentrate (PC) sind bei Patienten mit verschiedenen Erkrankungen, die transfused Thrombozytopenie und / oder Blutungen verursachen. Aber Blutplättchen in PC sind bekannt zu desensibilisieren, insbesondere in Funktion der Lagerzeit ¹¹ verbunden eine Verschlechterung Verfahren alterungs- und allgemein als Plättchenspeicher Läsion. Es wird manchmal behauptet , dass solche Thrombozyten bei Zirkulation wiederherzustellen einmal ¹² transfused, aber Beweise dafür ist knapp. Ferner ist ein PC die Funktionalität von Plättchen bilden nicht routinemäßig getestet, weil die Beziehung zwischen solchen Assays undtherapeutische oder prophylaktische Wirksamkeit ist unklar , ^13. Mikrofluidik-Strömungskammern bieten ein Mittel der Thrombozytenfunktion in PC zu untersuchen, um die Kette von Manipulationen zwischen Sammlung und die Ausstellung zu optimieren. Es ist ein leistungsfähiges Forschungswerkzeug für die direkte (gepaart) Vergleiche von PC , wie wir zuvor ^14,15 veröffentlicht und wird hier beschrieben.

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Protokoll

Dieses Protokoll folgt die institutionellen ethischen Richtlinien für die Forschung an menschlichen Proben und informierte Zustimmung wurde von allen Spendern beteiligt erhalten. Zulassung für den hier beschriebenen Experimenten wurde von der Institutional Review Board der Universitätsklinik Antwerpen erhalten.

Hinweis: Temperaturangaben sind immer Raumtemperatur, sofern nicht anders angegeben.

1. Vorbereitung Flusskammer-Setup

1. Vorbereiten Lanes, Schläuche und Pins
   1. Vortex die Kollagensuspension kräftig und verdünnt 1/20 in der isotonischen Glucoselösung vom Anbieter zu einer Endkonzentration von 50 & mgr; g / ml geliefert.
      Hinweis: Wir verwenden Kollagen Pferde-Sehne, hauptsächlich bestehend aus Typ-I-Fibrillen. Die Pferde-Kollagen Typ I wird oft bezeichnet als "Horm" Kollagen und ist der goldene Standard für diese Art von Test ⁹ für sowohl historische als auch biologische Gründe. Menschliche Kollagen Typ III kann auch verwendet werden, aber the Fibrillen weniger gut beschichten und die Blutplättchenantwort ist nicht so stark. Andere Beschichtungsflächen , können ebenfalls verwendet werden, beispielsweise von Willebrand - Faktor (vWF), Fibrinogen, Fibronectin, Laminin, Vitronektin, Thrombospondin-1 oder Kombinationen dieser ^16.
   2. Nehmen Sie eine neue Einweg-Biochips aus dem Behälter des Anbieters. Die Abmessungen der Biochips hier verwendeten 0.4W x 0,1H x 20L in mm ^3.
   3. Pipettieren 0,8 ul in die Spur (en) des mikrofluidischen Biochip an einem Ende des Chips und Marke als Auslass. Stellen Sie sicher, dass die Spur gefüllt ist 5 / 6. mit der kollagenhaltigen Beschichtungslösung in 1.1.1 bereit. Stellen Sie sicher, dass es keine Luftblasen.
      Anmerkung: Die Kanäle sind teilweise zu vermeiden Anhäufung von Kollagenfasern am Eingang des Kanals (siehe Diskussion) beschichtet.
   4. Inkubieren bei 4 ° C für 4 Stunden oder über Nacht in einer befeuchteten und geschlossenen Behälter.
   5. Blockieren die beschichteten Kanäle durch Pipettieren Blockierungspuffer (1,0% (w / v) Rinderserumalbumin eind 0,1% (w / v) Glucose in 10 mM 4- (2-Hydroxyethyl) -1-piperazinethansulfonsäure (HEPES) gepufferten Salzlösung (HBS; 0,9% (w / v) NaCl, pH 7,4) am anderen Ende und Mark als Einlass. Stellen Sie sicher, dass die Spur vollständig mit dem Blockierungspuffer unter Vermeidung von Luftblasen gefüllt ist.
   6. Schneiden Sie Schlauch bei gleicher Länge (12 cm). Verwenden Sie eine pro Spur und verbinden jeden Schlauch mit einem Stift. Zum Beispiel kann ein Experiment zwei Bedingungen, führen in doppelter Vergleich wird vier Rohrstrecken und vier Stifte erfordern vorbereitet werden.
   7. Spülen Sie den Schlauch mit destilliertem Wasser unter Verwendung einer Spritze und einer 26 G-Nadel oder die zugehörigen Anschlüsse.
   8. Tränken Sie den Schlauch mit Blocking-Puffer. Speicher in einer geschlossenen und befeuchteten Behälter für mindestens 1 Stunde.
2. Vorbereiten Pumpe und Verteiler
   1. Spülen Sie die Pumpe und Verteiler mit destilliertem Wasser, Luftblasen zu entfernen.
   2. Saugen Sie das Blockierungspuffer aus der Biochip-Spur (n) am Ausgang des Fest 10 ul Spitze verwenden. Reinigen Sie die Oberfläche vonfrei wischen und denaturierten Alkohol Drucke und Staub entfernen der Biochip mit einer Genauigkeit Staub.
   3. Befestigen Sie den Biochip auf einem automatisierten Mikroskoptisch. Wenn mehr als eine Spur gleichzeitig in einem Durchlauf verwendet wird, schließen Sie den Achtweg Verteiler Splitter zum Biochip Steckdose.
      Hinweis: Die achtspurige Verteiler Splitter ein Stück Hardware (Abbildung S1) ist mit der Pumpe und dem Biochip verbunden. Es ermöglicht den Betrieb aller verfügbaren (acht) Spuren auf einem Biochip oder eine Kombination von Spuren, die vom Bediener definiert in der zugehörigen Software sein kann.
   4. Verwenden Sie die Stifte in den Schlauch sie in dem Biochip Einlass zu beheben. Legen Sie das andere Ende des Schlauchs (ohne Stift) in einem 1,5 ml konischen Röhrchen mit HBS gefüllt. Spülen Sie alle Schläuche und ihre angeschlossenen Bahnen mit 1 ml HBS mit der Pumpe, um Rest-Blockpuffer zu entfernen und schlecht Kollagen haften.

2. Herstellung von Blutproben

1. Sammlung und Trennung vonfrisches Vollblut aus einem gesunden Freiwilligen. ¹⁷
   1. Sammeln Sie die ersten Milliliter Blut in einem evakuierten Rohr (EDTA) als Antikoagulans enthält, und verwenden Sie ausschließlich diese Probe für die komplette Blutbild (CBC) mit einem automatisierten Hämatologie-Analysegerät.
   2. Sammeln Sie ein Volumen von Blut in einem geeigneten Antikoagulans Vakuumröhren. Standard Antikoagulantien zur Strömungskammer Experimente sind Heparin oder Hirudin, wenn die Bildung Fibrin nicht Bestandteil des Studienprotokolls und Natriumcitrat, wenn es ist.
      Hinweis: Heparin wurde als Antikoagulans für alle Experimente verwendet in den Ergebnissen beschrieben.
      Anmerkung: Die Menge an Blut auf die Anzahl der Experimente abhängig durchgeführt werden. Etwa 1 Rohr (7 ml) für 3 Spuren.
   3. Die Röhrchen auf einem Rotator anhängige Blut Rekonstitution.
      Hinweis: Der Test sollte innerhalb von 3 Stunden von Aderlass abgeschlossen sein.
   4. Zentrifuge für 15 Minuten bei 250 g plättchenreiches Plasma herzustellen (PRP). Verwenden Sie die Zentrifuge nicht brechen Störung des lose gepackten Pellets zu verhindern.
      1. Wenn mehr als ein Röhrchen gesammelt wurde, bündeln das Blut in einem einzigen konischen Zentrifugationsröhrchen.
         Hinweis: Zentrifugierung langsamer oder weniger lange durchgeführt werden kann, abhängig von der PRP-Ausbeute und Differentialzelle "Kontamination" bevorzugt.
   5. Entfernen und entsorgen Sie die PRP und Leukozytenmanschette gepackten roten Blutkörperchen mit wenigen Thrombozyten führt.
      Hinweis: Die Thrombozytenzahl in der gepackten roten Blutkörperchen Fraktion 13 ± 5 x 10 ³ pro ul (Mittelwert ± SD, n = 12) im Durchschnitt in unseren Händen.
2. Blut Rekonstitution
   1. Thaw Blutgruppe AB (Rhesus-D-negativ) Plasma bei 37 ° C für 5 Minuten und 20 Sekunden pro 4 ml.
   2. Bestimmen Sie den Hämatokritwert der gepackten roten Blutkörperchen hergestellt in 2.1.5 eine automatisierte Hämatologie-Analysegerät verwendet wird.
   3. Bestimmen Sie die Blutplättchenkonzentration in der Blutbank vorbereitet Blutplättchenkonzentrat that wird verwendet, um den roten Zellfraktion oben zu rekonstituieren.
   4. Berechnen Sie das Volumen der gepackten roten Blutkörperchen und Thrombozyten-Konzentrat, das 40% Hämatokrit und 250 x 10³ Blutplättchen / ul in einer 1-ml-Probe ergibt.
      Anmerkung: Weitere Ziel Titer von Zellen kann beliebig eingestellt werden, abhängig von der Studienprotokoll.
   5. Transfer der roten Blutzellen und Plasma in ein frisches Röhrchen verpackt ein abgeschnittenes Pipettenspitze verwendet und Plättchenkonzentrat hinzufügen, bis ein Probenvolumen von 1 ml erreicht ist.
      Hinweis: In Abhängigkeit von den untersuchten Variablen sollte die Plasmafraktion in allen rekonstituierten Proben gleich sein, weil Plasma einen signifikanten Einfluß auf die Thrombusbildung Rate hat. Zum Beispiel, wiederholte Einfrieren und Auftauen oder Plasma von verschiedenen Spendern oder auf verschiedenen Antikoagulantien genommen kann das Ergebnis beeinflussen.
   6. Mischen Sie das aufgelöste Blut sanft durch Umdrehen und führen Sie einen CBC.
   7. Bereiten Sie eine "leere" Kontrollprobe, in der das Volumen der Thrombozytenfraktion ersetzt wirddurch das gleiche Volumen von 0,9% (m / v) Natriumchlorid in Wasser , um die Konzentration von endogenen Thrombozyten (dh nicht-Blutbank - Blutplättchen) in dem rekonstituierten Blut unter Verwendung eines CBC zu bestimmen.
3. Beschriftung
   1. Pipette 1 ml rekonstituiert Blut in einem Teströhrchen, enthaltend 1 & mgr; l 5 mM Calcein AM (5 & mgr; M Endkonzentration).
      Hinweis: Andere Zellfarbstoffe ¹⁴ verwendet werden kann.
   2. Vorsichtig mischen durch Umdrehen.
   3. Inkubieren Sie für 5 min bei 37 ° C vor der Verwendung.

3. Perfusions-Assay

1. Konzentrieren Sie das Ziel auf den Kollagenfasern an der Unterseite der Bahnen verklebt. Idealerweise verwenden Phasenkontrast oder Differentialinterferenzkontrast (DIC) Einstellungen für diese Fokussierungsstrategie. Wählen Sie 'Set aktuellen Z für ausgewählte Fliese Regionen "in der Experiment-Software digital die ausgewählten Z-Positionen fixieren.
2. Wählen Sie eine Region of Interest (ROI) in der Spur (xy) in der Experiment-Software des microscope, die während des Versuchs aufgezeichnet.
   Hinweis: Der ROI jeder Oberfläche beliebig innerhalb eines Perfusions-Spur gewählt werden kann. Es ist ratsam, nicht Thrombusbildung nahe dem Ein- und Ausgang einer Spur zu analysieren, um Nebenwirkungen des variablen Strömungsprofil in diesem Bereich zu vermeiden, auch wenn diese relativ klein ist. Die ROI-Oberfläche sollte eine beträchtliche Anzahl von Blutplättchen enthalten oder Nivellierung des Signals zu ermöglichen Thromben. In diesem Protokoll ist die ROI ein digital vernäht Aggregat von drei gleich große Seite-an-Seite - Bilder , was zu 0,62 mm ² in der Mitte der 2 cm lange Spur.
3. Mischen Sie die Proben vorsichtig durch Umdrehen und positionieren diese neben dem Biochip auf der automatisierten Bühne.
4. Platzieren Sie den Schlauch, der mit dem Einlass des Biochips in den Teströhrchen mit den rekonstituierten Blutproben verbunden ist.
5. Starten Sie die Pumpe bei 50 dyn / cm ² (oder eine andere Scherspannungen wie gewünscht) für diese Kanäle verbunden Röhren zu testenenthaltend die rekonstituierte Blutproben die Software der Pumpe.
   Hinweis: Andere Scherspannungen verwendet werden können.
6. Nehmen Sie Bilder alle 15 Sekunden für 5 Minuten in Echtzeit den Erwerb und Experiment-Software des Mikroskop.
   Hinweis: Andere Zeitreihen verwendet werden können, auf dem Versuchsaufbau abhängig.
   Anmerkung: Wir verwenden im allgemeinen eine 100-facher Vergrößerung (10X-Objektiv und 10X-Linsen), aber höher (oder niedriger) Vergrößerung einfach als Alternative verwendet werden kann.

4. Waschen Out

1. Auswaschen alle Schläuche mit dem Auslass angebracht ist und mit dem Mehrkanal-Verteilerpumpe oder mit destilliertem Wasser, gefolgt von Natriumhypochlorit (Bleichmittel) 0,5% (v / v) und schließlich 0,1 M NaOH in Wasser. Entsorgen Sie den Schlauch an den Biochip Einlass als gefährlicher Abfall zu merken.

5. Datenanalyse

1. Bestimmen Sie Thrombus Wachstumskinetik mit der Bildanalyse-Software. Die folgenden Befehle sind spezifisch für ZEN2012.
   1. Öffnen Sie das Plugin Bildanalyse der Oberflächenabdeckung der Blutplättchen zu bestimmen.
   2. Stellen Sie die Fluoreszenzschwelle in der Interactive Registerkarte Analysieren Sie die Pixelintensität zu definieren , die mit einem positiven Signal korreliert, dh einem anhaftenden Blutplättchen oder anhaftenden Blutplättchen.
   3. Verwenden Sie Tabellen erstellen , um automatisch eine Tabelle erstellen , die die einzelnen Oberflächenbereiche (in & mgr; m ²⁾ dieser "Objekte" Pixel enthält , mit einem Signal zwischen den ausgewählten Schwellenwerten enthalten. Dies wird für jeden Zeitpunkt durchgeführt.
      Hinweis: Sobald Fluoreszenz Schwellen gewählt haben, automatisch die Analysesoftware "Objekte" im Sichtfeld, die die Kriterien erfüllen, erkennt. Diese Objekte sind Thromben, kleine Blutplättchenaggregaten oder einzelne Plättchen und umfassen eine Anzahl von Pixeln. Jedes Objekt wird in der Tabelle gesondert aufgeführt.
   4. Speichern Sie diese Tabellen im XML-Format und öffnen Sie sie in einem Tabellenkalkulationsprogrammfür weitere Berechnungen.
   5. Insgesamt die Oberflächenbereiche der ausgewählten Objekte durch Summierung und teilt das Ergebnis durch die Gesamtfläche des Meßfeldes (& mgr; m ^2). Dadurch wird die relative Flächendeckung (%) ergeben. Tun Sie dies für jeden Zeitpunkt.
   6. Plotten diese Flächenbedeckungen in Funktion der Perfusionszeit und berechnen die Steigung durch lineare Regression, den Thrombus Wachstums kinetischer dieser bestimmten Bedingung erhalten wird.

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Ergebnisse

Um zu zeigen , Variation intra-assay, drei identische rekonstituierten Vollblutproben wurden gleichzeitig über Kollagen - beschichteten Oberflächen (Abbildung 1) perfundiert. Dies führte zu einem Variationskoeffizienten von 8,7%. Diese Statistik deutet darauf hin, akzeptabel Intra-Assay und labor Variation zuverlässigen Vergleich zwischen verwandten Proben ermöglicht.

Der Einlass der kommerziellen Strömu...

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Diskussion

Mikrofluidik - Strömungskammer Experimente sind ein hervorragendes Instrument Thrombozytenfunktion im fließenden Blut zu untersuchen und verwendet werden , die Hämostase in vitro in verschiedenen experimentellen Kontexten zu bewerten. Trotz schlechter Ring Standardisierung ⁹ zeigen wir , dass in unserem Labor die experimentelle Variation akzeptabel ist. Dies ermöglicht es, zuverlässig zu vergleichen (gepaart) Proben innerhalb einer gegebenen Studie. Dies wurde mit der gut dokumentierten Phänome...

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Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
BD vacutainer tube with EDTA	Becton, Dickinson and Company	368856
BD vacutainer tube with Heparin	Becton, Dickinson and Company	368480
BD vacutainer tube with Sodium Citrate	Becton, Dickinson and Company	366575
Hirudin Blood tube	Roche	6675751 001
BD vacutainer Eclipse	Becton, Dickinson and Company	368650	Blood collection needle with preattached holder
Pipette tips 100-1,000	Greiner bio-one	740290
Pipette tips 2-200	Greiner bio-one	739280
Pipette tips 1-10	Eppendorf	A08928
Tube 5 ml	Simport	11691380
Conical tube 15 ml	Greiner bio-one	1888271
Conical tube 50 ml	Greiner bio-one	227261
10 ml Syringe	BD	309604
Precision wipes	Kimtech	5511
Vena8 Fluoro+ Biochips	Cellix	188V8CF-400-100-02P10	Named in Figure S1 A as 'Biochip'
Vena8 Tubing	Cellix	TUBING-TYGON-B1IC-B1OC-ROLL 100F	Named in Figure S1 B as 'Disposable tubing'
Vena8 Needles	Cellix	SS-P-B1IC-B1OC-PACK200	Named in Figure S1 B as 'Pin'
Connectors for single inlet cables of biochips	Cellix	CONNECTORS-B1IC-PACK100
Multiflow8 connect	Cellix	MF8-CONNECT-BIC3-N-THROMBOSIS	Named in Figure S1 B as 'Reusable tubing' and 'Splitter'
Humidified box	Cellix	HUMID-BOX
Software microfluidic pump	Cellix	N/A	Venaflux Assay
Horm Collagen	Takeda/Nycomed	1130630	Native equine tendon collagen (type I) Isotonic glucose solution to dilute collagen is supplemented
HEPES buffered saline (HBS)	in house preparation	in house preparation	10 mM 4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid (HEPES) buffered saline (0.9% (w/v) NaCl, pH 7.4)
Blocking buffer	in house preparation	in house preparation	1.0% (w/v) bovine serum albumin and 0.1% (w/v) glucose in HBS
Calcein AM	Molecular probes	C1430
Bleach 10%	in house preparation	in house preparation
0.1 M NaOH	in house preparation	in house preparation
Denaturated alcohol	Fiers	T0011.5
Mirus Evo Nanopump	Cellix	188-MIRUS-PUMP-EVO	with Multiflow8. Named in Figure S1 A as 'Pump' and 'Manifold'
Microscope	Zeiss	Axio Observer Z1	equipped with a colibri-LED and high resolution CCD camera
Software microscope	Zeiss	N/A	ZEN 2012
Hematology analyzer	Sysmex	N/A
Table Top Centrifuge	Eppendorf	521-0095
Platelet incubater	Helmer	PF-48i
Incubation water bath	GFL	1013
Pipette	Brand	A03429
Tube Roller	Ratek	BTR5-12V
Sterile docking device	Terumo BCT	TSCD
Tubing Sealer	Terumo BCT	AC-155
Vortex	VWR	58816-121