Herstellung von refraktiven Index passende Geräte für biomedizinische Mikrofluidik

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung von mikrofluidischen Geräten aus MY133-V2000, Artefakte zu beseitigen, die oft in Mikrokanälen durch unpassende Brechungsindizes zwischen Microchannel Strukturen und einer wässrigen Lösung entstehen. Dieses Protokoll verwendet einen Acryl-Halter, um die gekapselte Gerät, Verbesserung der Adhäsion chemisch und mechanisch zu komprimieren.

Zusammenfassung

Die Verwendung von mikrofluidischen Geräten entstanden als bestimmende Werkzeug für biomedizinische Anwendungen. In Kombination mit modernen mikroskopiertechniken können diese Geräte als Teil einer robusten Plattform in der Lage, simultane ergänzende Messungen implementiert werden. Die primäre Herausforderung durch die Kombination dieser beiden Techniken ist das Missverhältnis im Brechungsindex zwischen traditionell zu mikrofluidischen Geräten verwendeten Materialien und die wässrigen Lösungen in der Regel in der Biomedizin verwendet. Diese Diskrepanz kann optische Artefakte am Kanal oder Gerät Rand erstellen. Eine Lösung ist zur Verringerung der Brechungsindex des Materials verwendet, um das Gerät mit einem fluorierten Polymer wie MY133-V2000 dessen Brechungsindex ähnlich dem des Wassers ist zu fabrizieren (n = 1,33). Hier, der Bau eines mikrofluidischen Geräts gemacht aus MY133-V2000 mit weichen Lithographie Techniken demonstriert, mit O₂ Plasma in Verbindung mit einer Acryl Halterung zur Erhöhung der Haftung zwischen dem Gerät und MY133-V2000 hergestellt und die Polydimethylsiloxan (PDMS) Substrat. Das Gerät wird dann von Bebrüten es gefüllt mit Zellkulturmedien für 24 h zu zeigen, die Fähigkeit des Geräts weiterhin Zelle Kulturbedingungen im Laufe eines typischen imaging Experiment getestet. Schließlich dient der quantitativen Phase Mikroskopie (QPM) zur Messung der Verteilung der Masse in den live adhärenten Zellen in der Microchannel. Auf diese Weise wird die erhöhte Präzision, aktiviert durch die Herstellung des Geräts aus einem niedrigen Brechungsindex Polymer wie MY133-V2000 anstelle der traditionellen weiche Lithographie Materialien wie PDMS, demonstriert. Insgesamt dieser Ansatz für die Herstellung von mikrofluidischen Geräten leicht integrierbar in bestehende weiche Lithographie Workflows um optische Artefakte zu reduzieren und Messgenauigkeit zu erhöhen.

Einleitung

Die Entwicklung von mikrofluidischen Technologie ermöglichte eine Vielzahl neuer biomedizinischer Techniken, die die einzigartige Physik der mikroskopischen Skala fließt^1,2nutzen. Dazu gehören die diagnostischen Techniken gebaut auf mikrofluidischen Plattformen, die klinisch relevante Biomarkern, einschließlich Zelle Steifigkeit³, oberflächenmarker-⁴und Wachstum⁵zu quantifizieren. Durch die Manipulation einzelner Zellen, mikrofluidischen Geräten auch einsetzbar, Biomarker Heterogenität, zum Beispiel als Indikator für Malignität⁶zu messen. Die Fähigkeit, mikrofluidische Anwendungen mit Mikroskopie zu verbinden das Dienstprogramm dieser Plattformen für Geräte, die simultane Messung von mehreren Biomarker ermöglicht weiter gestiegen⁷.

QPM ist eine Mikroskopie-Technik, die die Phasenverschiebung misst wie Licht durchläuft und mit der Materie im Inneren transparenten Proben interagiert. Die Masse der einzelnen Zellen kann von QPM Messungen berechnet werden, mithilfe der bekannten Beziehung zwischen Brechungsindex und der Biomasse Dichte^8,9. Bisherigen Arbeit hat gezeigt, dass QPM in der Lage ist, klinisch relevante Parameter wie z. B. Zelle Wachstum^10,11 und Zelle mechanische Eigenschaften über Unordnung Stärke¹²messen. In Kombination mit Mikrofluidik QPM potenziell lässt sich Zelle Verhalten in einem sehr kontrollierten Umgebung in Vitrozu messen. Eines der primären Herausforderungen QPM mit Mikrofluidik zu verbinden ist hohen Brechungsindex von den meisten Polymeren verwendet, mikrofluidische Kanäle über weiche Lithographie¹³zu konstruieren.

Eine wichtige Herausforderung für die Kombination von Mikrofluidik mit verschiedenen mikroskopiertechniken ist das Missverhältnis zwischen der Brechungsindex des Materials im Verhältnis zu der Brechungsindex von Wasser^14,15Gerät. Eine Methode, um dies zu beheben ist die Verwendung von einem niedrigen Brechungsindex Polymer wie CYTOP¹⁶ oder MY133-V2000¹³. Letzteres ist eine fluorierte ultravioletten (UV)-heilbar Acrylat Polymer, das hat einen Brechungsindex ähnlich wie Wasser (n = 1,33) und mit weichen Lithographie Techniken, so dass für eine reibungslose Integration in vielen etablierten mikrofluidischen kompatibel ist Gerät-Fertigung-Workflows. Dies macht MY133-V2000 nicht nur geeignet für mikrofluidischen Gerät Fertigung, sondern auch ermöglicht es leicht kombinierbar mit QPM und andere Ansätze Mikroskopie Zelle Verhalten in der Kolonie und auf einer einzelligen Skala zu messen. MY133-V2000 beseitigt Artefakte durch Phase Auspacken durch wenig, wenn überhaupt, Phasenverschiebung als Licht durchläuft die Wasser-MY133-Schnittstelle herzustellen.

Obwohl das Missverhältnis im Brechungsindex zu eliminieren, ist eine große Herausforderung, die verbunden sind mit den Geräten hergestellt aus fluorierten Polymeren, z. B. MY133-V2000, die geringe Einhaltung von anderen Materialien wie Glas oder PDMS. Die vorliegende Arbeit zeigt die Herstellung einer MY133-V2000 mikrofluidischen Vorrichtung mit weichen Lithographie. Mit O₂ Plasma zur Behandlung von der Oberfläche des Kanals und der PDMS Substrat kombiniert mit einem Custom-fabrizierten Acryl Halter sorgt dafür, dass das Gerät hält sich an das Substrat, Schaffung eines verschlossenen Kanals. Dieses Gerät eignet sich für Zellkultur und QPM, die Masse von Zellen in den Kanal zu messen, die wichtige Anwendungen zur Messung des Wachstums von lebenden Zellen und den intrazellulären Transport von Zelle Biomasse hat klinischen Relevanz, die beide in der Diagnostik haben Medizin und Drug Discovery.

Protokoll

1. Herstellung von Polydimethylsiloxan negativ

1. Vorbereitung von Polydimethylsiloxan
   1. 18 g PDMS-Silikon-Elastomer und 1,8 g des kurierenden Reagenz zu messen. Gießen Sie die Aushärtung Reagenz in ein Messgerät Boot mit dem Elastomer.
   2. Mischen Sie das Elastomer und Aushärtung Reagenz energisch für 1 min und setzen Sie die Mischung in eine Vakuumkammer für 30 min.
   3. Entfernen Sie die PDMS aus dem Vakuum, Gießen 15 g auf die negativen mit einem Ausstecher (Radius = 3,8 cm) zu verhindern, dass die PDMS laufen weg von der Seite, und decken Sie die restlichen PDMS-Mischung.
   4. Setzen Sie die Form mit dem PDMS in die Vakuumkammer für 10 Minuten.
   5. Entfernen Sie den Schimmel mit PDMS aus der Vakuumkammer, legen Sie es auf einer heißen Platte eingestellt auf 150 ° C für 60 min. zu heilen, und mit Alufolie abdecken.
   6. Gießen Sie die restlichen PDMS auf einer umgekehrten Glas Petrischale (10 cm im Durchmesser), verwenden eine andere Ausstecher als Form, um ein Polster von PDMS zu erstellen. Setzen Sie diese in die Vakuumkammer, bis die PDMS negativen vollständig ausgehärtet ist.
   7. Übertragen Sie die Petrischale mit der PDMS aus dem Vakuum auf der vorgeheizten Heizplatte, bei 150 ° C für 60 min. zu heilen.
2. Plasma-Oberflächenbehandlung von Polydimethylsiloxan
   1. Einfügen einer scharfen Rasierklinge unter dem PDMS und der Ausstecher entfernen vorsichtig die PDMS vom negativ.
   2. Verwenden Sie ein scharfes Hobby Messer zum Ausschneiden der negatives aus der größere Teil des PDMS; Es sollte geschnitten werden, mit genügend Pufferbereich um ein weiteres Stück des PDMS oben drauf ohne Behinderung das Negative zu befestigen.
   3. Legen Sie eine scharfe Rasierklinge unter der ausgehärteten PDMS mit dem negativen, entfernen vorsichtig die PDMS aus der Petrischale.
   4. Verwendung schneiden Sie ein Hobby Messer, schneiden Sie ein Stück des PDMS aus dem Pad, der die gleiche Größe wie das Stück ist für die negativen. Dann schneiden Sie ein Rechteck aus das neue Stück von PDMS mit genug Platz, um um die Microchannel passen, wenn es auf die negativen platziert wird.
   5. Legen Sie beide Teile des PDMS (das Negative und das Rechteck) auf einem flachen Substrat (z. B. eine Folie aus Glas, Quarz, Polystyrol oder anderem Material gefertigt) und fügen Sie sie in eine Radiofrequenz (RF) Plasma Reiniger. Die Tür schließen und Versiegeln der Kammers durch die Luft, die mit Hilfe einer Vakuumpumpe evakuieren. Luft bis zu einem Druck von 400 mTorr mit einem digitalen Vakuum-Druck-Controller zu injizieren.
      Hinweis: Wenn das Substrat für die Plasmareinigung verwendet nicht im Plasma Reiniger verwendet worden ist, steckte es in das Plasma sauberer selbst für 60 s vor zur Behandlung von den negativen, um zu verhindern, dass die Acryl Basisschicht festhalten an das Substrat.
   6. Die RF-Einstellung zu hoch drehen, und ein rosa Luftplasma im Sichtfenster erscheinen soll. Plasma-Behandlung die zwei Stücke des PDMS für 30 s, dann die RF-Einstellung deaktivieren. Damit die Luft langsam die Kammer erneut eingeben, um zu verhindern, dass einen turbulenten Luftstrom stören den Inhalt der Kammer.
   7. Entfernen Sie die PDMS aus dem Plasma Reiniger und legen Sie es auf eine Tischplatte. Dann sorgfältig Invertieren der PDMS-Rechteck über die negativen und mit einer Zange leicht andrücken. 10 min bis die zwei Stücke des PDMS, aneinander haften zu lassen ruhen lassen.
3. Fluorosilane Oberfl ächenbehandlung negative Polydimethylsiloxan
   1. Verwenden Sie eine Pipette um 2 Tropfen Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H-Perfluoro-Octyl) Silan (PFOTS) in ein kleines Boot wiegen und stecken Sie ihn in einer Vakuumkammer Glas.
   2. Invertieren der PDMS auf ein Stück Alufolie (so, dass die Microchannel-negativ nach oben zeigt) und steckte es in die Vakuumkammer Glas. Dann, Evakuierung der Kammer kontinuierlich für 24 h.

(2) Herstellung von MY133 Microchannel

1. Bilden die MY133-V2000 Microchannel-Struktur
   1. Füllen Sie die PDMS negative mit 400 µL MY133-V2000.
      Hinweis: Das Negative muss leicht überfüllt werden.
   2. Legen Sie MY133 V2000-gefüllten PDMS negativ in die Vakuumkammer für 2 h um alle Luftblasen zu entfernen.
   3. Entfernen Sie MY133-V2000 aus dem Vakuum und langsam auf einen Glasobjektträger gegen oben leicht überfüllten negativ auf eine flache Oberfläche des MY133-V2000 zu schaffen und zu verhindern, dass Sauerstoff Hemmung der Polymerisation.
      Hinweis: PDMS, wird an der Kanal-Oberfläche, teilweise die Polymerisation hemmen Verklebung in späteren Stadien ermöglichen. Die Glas-Folie hat eine leicht reduzierte UV-Transparenz (35 %) im Vergleich zu Quarz, die verhindert, dass Vergilbung des ausgehärteten Gerätes.
   4. Fügen Sie MY133-V2000 400 W UV-Ofen und stellen die UV-Strahlung auf 50 % der maximalen Intensität für 300 s, MY133-V2000 Microchannel zu heilen.
      Hinweis: Die Spitzenwellenlänge verwendet, um das Gerät zu heilen ist ca. 375 nm mit einer Bandbreite von etwa 25 nm. Ca. 4.500 mJ/cm² der Macht wurde verwendet, um die Microchannel zu heilen, das ist etwas mehr als verdoppeln das Minimum Härtung macht, die vom Hersteller empfohlenen.
2. Aufbau der Acryl-Halter
   1. Zeichnen Sie das Acryl Basis-Layer mit einem Vektor Zeichnung Software. Stellen Sie sicher, dass die Basisschicht ist ein Rechteck, das 1,5 mm dick, ist 75 mm lang und 25 mm breit, mit einer zentrierten Rechteck, das 25 mm x 11 mm groß.
   2. Zeichnen Sie das Acryl Mid-Layer mit einem Vektor-Zeichenprogramm Software. Stellen Sie sicher, dass die mittlere Schicht ist ein Rechteck (1,5 mm dick, 75 mm lang und 25 mm breit) mit einem zentrierten Quadrat (5 x 5 mm) und zwei Kreise (beide mit einem Durchmesser von 3 mm), getrennt durch 15 mm.
   3. Zeichnen Sie die Acryl oberste Schicht mit einem Vektor-Zeichenprogramm Software. Stellen Sie sicher, dass die oberste Schicht ein Rechteck (3 mm stark, 30 mm lang und 25 mm breit) mit einem zentrierten Quadrat (5 x 5 mm) und zwei Kreise (beide mit einem Durchmesser von 3 mm) durch 15 mm getrennt ist.
   4. Schneiden Sie die Gerätedesigns in der Vektor Zeichnung Software mit einem Laser-Cutter erstellt. Verwenden Sie die Probe-Einstellungen von 100 % und 30 % Geschwindigkeit. Führen Sie das Programm zweimal, um sicherzustellen, dass das Acryl herausgeschnitten wird.
   5. Tippen Sie auf die Löcher in der Acryl Deckschicht Werkzeuganwendung Größe M5 0,80 mm tippen.
   6. Wischen Sie die Acryl Stücke mit Aceton zu entfernen alle verbleibenden Marken oder Verbrennungen.
3. Verklebung von MY133-V2000 in der Acryl-Halterung
   1. Befestigen Sie die Tragschicht des Acryls an dem Glassubstrat mit einem Kleber, wie super Cyanacrylat-Klebstoff. Zwei kleine Tropfen an den Rändern des Acryls und dann verwenden Sie eine Einweg-Tool, um den Klebstoff gleichmäßig zu verteilen. Legen Sie das Glassubstrat auf Acryl und lassen Sie den Kleber trocknen lassen, mit dem Gewicht des Glases, um in Position zu halten.
   2. Mantel der exponierten Glas mit 100 µL PDMS mit einer Pipette positive Verschiebung; dann legen Sie die Basisschicht in einem Vakuum Spin Coater und setzen Sie ihn auf 1.500 u/min, 2 min, gleichmäßig zu beschichten, das Glas mit einem PDMS-Film ca. 10 µm dick.
   3. Entfernen Sie die Basisschicht aus der Spin Coater und wischen Sie sorgfältig jede überschüssige PDMS ab, die das Acryl mit Aceton und Papier Handtuch beschichtet. Achten Sie darauf, nicht ausgehärteten PDMS zu stören.
   4. Backen Sie die Tragschicht mit PDMS in einem Ofen bei 65 ° C für 2 h, die PDMS zu heilen.
   5. 1 mL der PDMS auf einen Glasobjektträger Pipette, und verwenden Sie dann eine andere Glas-Folie, um die PDMS gleichmäßig zu verteilen, bis es beginnt, die Seiten zu sickern. Dies auf einer heißen Platte bei 150 ° C für 10 min zu heilen.
   6. Geschnitten Sie die ausgehärteten PDMS in ein Rechteck mit den gleichen Abmessungen wie das MY133-V2000 Gerät und dann Lochen für das Reservoir mit dem Mid-Layer des Acryls als Form, und schneiden Sie ein Quadrat Sichtfenster in der PDMS PDMS Dichtung zu machen.
   7. Legen Sie das MY133-V2000 Kanal Seite oben, auf die gleiche oder eine ähnliche flache Substrat wie bei Plasma-Behandlung von der PDMS im Schritt 1.2.5. Legen Sie die Acryl Basis-Layer mit dem ausgehärteten PDMS Substrat neben der MY133-V2000-Kanal in der O₂ Plasma Reiniger. Die Vakuum-Druck auf 200 mTorr und der RF auf hohem Niveau und Oberfläche-Leckerbissen der Kanal und Glas Substrat für 30 s.
   8. Mit Pinzette, sofort platzieren Sie MY133-V2000 Kanal Seite nach unten in den rechteckigen Ausschnitt der Basisschicht Acryl derart, dass die MY133-V2000 die PDMS Kontakte.
   9. Legen Sie die PDMS Dichtung oben auf dem MY133-V2000 Gerät, Schlange, die Löcher in die Dichtung mit den Stauseen im Gerät.
   10. Platzieren Sie das unvollendete Gerät auf einer erhöhten Plattform über der Bank eine Spannfläche für Gerätemontage anzubieten.
   11. 3 mL Acryl Zement mit einer Spritze zu extrahieren. Verteilen Sie ausreichend Acryl Zement auf die Tragschicht, eine dünne Schicht bieten. Machen Sie das Fell selbst wie möglich und lassen Sie nicht die materiellen sickern in den Kanal.
   12. Legen Sie die Mid-Layer Acryl auf die Basisschicht Acryl. Stellen Sie sicher, dass die Löcher mit den Stauseen von der MY133-V2000-Kanal-up Line.
   13. 3 kleine Klammern verwenden, um die Basisschicht halten und mittlere Schicht zusammen so eng wie möglich für 2 min während der Acryl Zement härtet die Stücke aus Acryl zusammen zu binden. Sicherstellen Sie, dass die Behälter während dieses Schrittes zu verhindern, dass Luft gefangen unter dem MY133-V2000 Gerät nicht behindert werden.
   14. Entfernen Sie den Druck aus dem Gerät und Acryl Zement auf die Mittelschicht in den Orten der erwarteten Kontakt mit der Deckschicht aus Acryl.
   15. Legen Sie die oberste Schicht des Acryls auf der Mid-Layer Stück des Acryls, um sicherzustellen, dass die Löcher mit den Stauseen ausgerichtet sind und lassen sie Rest auf der Bank für 2 min, während der Acryl Zement trocknet.

3. Prüfung und Nutzung des Gerätes MY133-V2000

1. Dichtheitsprüfung
   1. Testen Sie das MY133-V2000 Gerät durch Zugabe von 10 µL Lebensmittelfarbe oder deionisiertes Wasser in eines der Löcher Reservoir für die Haftung und den Fluss zu testen.
   2. Legen Sie ein Rohr (mit einem 1/8 Zoll Außendurchmesser) in den Behälter und schließen Sie das andere Ende an eine Vakuum-Falle. Drehen Sie das Vakuum an ziehen der Farbstoff oder Wasser durch den Kanal um sicherzustellen, dass eine erfolgreiche Gerät erstellt wird.
   3. Überprüfen Sie unter dem Mikroskop um sicherzustellen, dass keine Lecks in den Kanal oder Behälter vorhanden sind, füllen Sie den Tank mit Ethanol und ermöglichen Sie das Ethanol für 10 min bei Raumtemperatur sitzen. Ziehen Sie dann das Ethanol durch die Verwendung des Vakuums, um Farbstoff oder Wasser aus dem Kanal zu reinigen.
   4. Sprühen Sie den Kanal mit Ethanol und steckte es in einen sterilen Polystyrol Teller. Wickeln Sie es fest mit Parafilm und speichern Sie es in einer sterilen Umgebung bis benötigt.
      Hinweis: an dieser Stelle muss das Gerät aseptisch behandelt werden, um Kontaminationen zu vermeiden. Wenn Sie bereit sind, das Gerät zu verwenden, sollte die Außenseite des Behälters mit Ethanol und brachte in eine biologische Kabinett vor dem Öffnen des Behälters sterilisiert werden.
2. Galvanischen Zellen MCF7 im MY133-V2000 Gerät
   1. Wachsen Zellen MCF7 auf 10 cm Petrischalen in eine kompletten Medien Dulbeccos minimalen wesentliche Medium (DMEM), ergänzt mit 10 % fötalen Rinderserum, Penicillin-Streptomycin, Glutamin und nicht-essentiellen Aminosäuren in einer Zelle Kultur Inkubator bestehend, eine feuchte Atmosphäre mit 5 % CO₂ und 20 % O₂ bei einer Temperatur von 37 ° C. Wachsen Sie die Zellen zu etwa 80 % Zusammenfluss bevor sie in die Microchannel Seeder.
   2. Zuerst Sprühen Sie die Polystyrol Teller, der mikrokanal mit 70 % Ethanol enthält. Dann bringt es in die Biosicherheit Kabinett vor dem Entfernen der Parafilm Schutz des Kanals von der ambient Laborumgebung.
   3. Immobilisieren Sie Plasma gewonnenen Fibronektin auf der Microchannel-Oberfläche durch Verdünnen es in Dulbeccos Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (DPBS) bis 10 µg/mL. Dann in den Kanal 20 µL dieser Lösung zu injizieren und bei 20 ° C für 45 min inkubieren.
   4. Waschen der Fibronektin-Lösung aus dem Kanal durch Injektion 20 µL Zellkulturmedien in den Kanal, und lassen Sie es bei 20 ° C für 10 min inkubieren.
   5. Waschen Sie die Zellen mit 10 mL des DPBS und trypsinize der Zellen durch Zugabe von 1 mL 1 X Trypsin. Inkubieren Sie die Zellen bei 37 ° C für 7 min. neutralisieren die Trypsin mit 9 mL der komplette Medien.
   6. Injizieren Sie 20 µL der Zellen in den Kanal und inkubieren sie bei 37 ° C für 45-120 min um die Anlage auf das Substrat vor Bildgebung ermöglichen.

Ergebnisse

Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung von MY133-V2000, ein fluorierter Polymer mit einem niedrigen Brechungsindex passend die des Wassers. Ein wesentliches Merkmal dieses Protokolls ist wie das Fehlen von Adhäsion zu überwinden, die charakteristisch für fluorierte Polymere mit Sauerstoffplasma und durch die Herstellung der Geräte innerhalb einer Acryl Halterung ermöglichen die zusätzliche mechanische Kraft erforderlich, um den Kanal zu versiegeln gegen das PDMS Substrat (

Diskussion

MY133-V2000 kann als Alternative zu traditionellen weiche Lithographie Herstellung Materialien wie PDMS verwendet werden. Bisherigen Arbeit hat gezeigt, dass Materialien mit einem hohen Brechungsindex, wie PDMS, bedeutende Artefakte in der Nähe der Kanalwände aufgrund der unpassende Indizes der Brechung zwischen der Herstellung Material und die wässrige Lösung in den Kanal einführen ¹³. MY133-V2000 ermöglicht die Anpassung der Brechungsindex des mikrofluidischen zu den wässrigen Lösungen h...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
MY133-V2000	MY Polymers	MY133-V2000
Sylgard 184	Ellsworth Adhesives	184 SIL ELAST KIT 0.5KG
Fisher Premium microscope slides	Fisher Scientific	12-544-4
.118"(3.0mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet	United States Plastic Corp	44290
.060"(1.5mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet	United States Plastic Corp	44200
SCIGRIP 3 Very Fast Set Acrylic Cement	United States Plastic Corp	45735
Standard Aluminum Foil (.6 mm thick)	VWR	89107-726
Kim Wipes	Fisher Scientific	06-666
Insta-Cure+ Super Glue	Bob Smith Industries	BSI-109
1/8" PVC tubing	McMaster Carr	5231K55
McCormick Food Coloring	Target	13353207
X-Acto #1 Precision Knife	X-Acto	X3201
X-Acto #18 Heavyweight wood chiseling blade	X-Acto	X218
VWR Razor Blades	VWR	55411-055
Surface Treated Cell Culture Dishes	Fisher Scientific	FBO12922
Fibronectin Human Plasma	Sigma-Aldritch	F0895-1MG
Trypsin-EDTA 10x	Fisher Scientific	15-400-054
Corning Dulbecco's Phosphate Buffered Saline	Fisher Scientific	MT21030CM
Gibco Penicillin-Streptomycin	Fisher Scientific	15-140-148
HyClone Nonessential Amino Acids 100x	Fisher Scientific	SH3023801
Fetal Bovine Serum	Omega Scientific	FB-12
Corning DMEM with L-glutamine and glucose	Fisher Scientific	MT10013CV
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane	Sigma-Aldritch	448931	Reacts violently with water
Ethanol, 200 proof Decon Labs	Fisher Scientific	04-355-223
Acetone	Fisher Scientific	A18P-4
Bel-Art 42025 Plastic Dessicator	Cole-Parmer	EW-06514-30
Epilog Fusion Laser Cutter, 120 W	Epilog Laser	Epilog Fusion M2 32 Laser
Isotemp Stirring Hotplate	Fisher Scientific	SP88850200
Ateco 14111 1.5 inch stainless steel cutter	Ateco	14111
Pyrex Glass Cell Culture Dish	Fisher Scientific	08-747B
Radio Frequency Plasma Cleaner	Harrick Plasma	PDC-32G	Used with Oxygen gas
Black Hole Laboratories Digivac	Black Hole Laboratories	Model 215
Intelli-Ray Ultraviolet Oven	Uvitron	UVO338
Compact Spin Coater	MTI Corporation	VTC-100A
Fisher Brand Isotemp Oven	Fisher Scientific	15-103-0510	Forced Air Convection
Gilson Positive Displacement Pipette P1000	Fisher Scientific	FD10006G
HeraCell VIOS 160i	Fisher Scientific	13 998 212PM