Verwenden Sie zunächst einen vorgekühlten Spatel, um 100 Milligramm Pflanzengewebepulver in ein abgestuftes Polypropylen-Mikrozentrifugenröhrchen zu geben. Geben Sie dann sofort einen Milliliter 20%Methanol in die Tube. Legen Sie das Röhrchen mit Deckel für drei Stunden bei Raumtemperatur auf einen Schaukelschüttler.
Zentrifugieren Sie anschließend das Röhrchen 10 Minuten lang bei 9.464 g und sammeln Sie den Überstand in einem LC-MS-Autosampler-Fläschchen. Richten Sie ein LC-MS-Gerät mit einer Elektrospray-Ionisationsquelle und einer Umkehrphasen-HPLC-Säule ein. Verwenden Sie für die HPLC 0,1 % Ameisensäure in Wasser als Lösungsmittel A und 0,1 % Ameisensäure in Acetonitril als Lösungsmittel B. Stellen Sie die Temperatur des Säulenofens auf 45 Grad Celsius und die Durchflussrate auf 0,5 Milliliter pro Minute ein.
Die Säule wird mit 99 %A und 1 %B äquilibriert. Richten Sie einen 30-minütigen Gradienten ein, für den die Konzentration von Lösungsmittel B innerhalb von 26 Minuten von 1 % auf 50 % ansteigt, kehren Sie dann nach 26,01 Minuten schnell auf 1 %B zurück und halten Sie die Position vier Minuten lang. Konfigurieren Sie die Betriebsparameter des Massenspektrometers.
Stellen Sie die Grenzflächenspannung auf vier Kilovolt, den Vernebelungsgasstrom auf drei Liter pro Minute und den Heizgasstrom auf 10 Liter pro Minute ein. Stellen Sie die Temperatur der Desolvationsleitung auf 250 Grad Celsius, die Temperatur des Wärmeblocks auf 400 Grad Celsius und die Grenzflächentemperatur auf 300 Grad Celsius ein. Stellen Sie den Trocknungsgasstrom auf 10 Liter pro Minute und den kollisionsinduzierten Dissoziationsgasdruck auf 17 Kilopascal ein.
Erstellen Sie eine MS-Methode im positiven Modus der Elektrospray-Ionisationsquelle, die sowohl Q3- als auch Q1-Scans umfasst, die den Massenbereich von 100 bis 1.000 Dalton abdecken, wobei der Q1-Scan als Durchmusterungsereignis mit automatischem Isotopenausschluss dient. Fügen Sie dem Q1-Scan einen Produktionen-Scan-Link mit einem Massenfenster von 50 bis 1.000 Dalton, einer Kollisionszellenenergie von minus 20 Volt und einer Ereigniszeit von weniger als 0,2 Sekunden hinzu. Passen Sie als Nächstes die MS-Methode an, um Ionenscans mit positiver Mode hinzuzufügen, die der Länge der LC-Methode mit Kollisionszellenenergien von minus 20 Volt und Ereigniszeiten von 0,75 Sekunden entsprechen.
Stellen Sie sicher, dass in allen Fällen die Funktionen zum automatischen Ausschließen oder Deisotopieren von Isotopen aktiviert sind. Legen Sie die Hauptaufladungswerte für monosubstituierte, disubstituierte und trisubstituierte Tropanalkaloidfragmente fest. Fügen Sie als Nächstes der MS-MS-Methode neutrale Verlustscans im positiven Modus hinzu, die der Länge der LC-Methode mit Kollisionszellenenergien von minus 20 Volt und Ereigniszeiten von 0,75 Sekunden entsprechen.
Stellen Sie sicher, dass in allen Fällen die Funktionen zum automatischen Ausschließen oder Deisotopieren von Isotopen aktiviert sind. Legen Sie die neutralen Verlustmassen fest, die für Ester auf Tropanalkaloiden von Estern abgeleitet sind, die von Tiglsäure, Acetylgruppen und Phenylmilchsäure- oder Tropinsäureestern abgeleitet sind. Laden Sie die LC-MS-Methode herunter und erstellen Sie Datendateien für die interessierenden Proben.
Sobald die HPLC-Säule bei 45 Grad Celsius äquilibriert ist, injizieren Sie 10 bis 20 Mikroliter Probe.
