Wir bedanken uns bei Keith Shigeteni um Unterstützung bei der Insektarium und Natasha Sostrom für die Hilfe bei Computer-Grafik. Diese Arbeit wurde vom USDA-ARS finanziert. Meinungen, Ergebnisse, Schlussfolgerungen oder Empfehlungen in dieser Veröffentlichung geäußerten Ansichten sind die des Autors und spiegeln nicht unbedingt die Meinung des USDA. USDA ist ein Chancengleichheit Anbieter und Arbeitgeber.

1. Bereiten Host Fruchtfliege Eier für Parasitierung <ol><li> Bereiten Sie ein Substrat für die Fruchtfliege Eier durch die Vorbereitung Agar (alternativ Gelcarin GP812, FMC Biopolymer, Ewing NJ; eine kostengünstigere Option) parasitiert ausgefüllt werden Gerichte, 10 cm in der Länge pro Seite und 1,5 cm Tiefe. Bereiten Agar in einer Konzentration von 9 g pro Liter Wasser. </li><li> Füllen Sie Speisen bis zum Rand mit flüssigem Agar (ca. 70ml), und es ihnen ermöglichen, abkühlen und sich verfestigen (mindestens 45 Minuten). </li><li> Sobald der Agar-Blöcke fest sind, tragen eine einzelne Schicht von Tissue-Papier (eine einzelne Lage aus Georgia Pacific &quot;Präferenz&quot; Batch-Gewebe), die Oberseite eines jeden Blocks. Das Gewebe sollte leicht kleben, um den Agar, weil der Oberfläche Feuchtigkeit. </li><li> Tragen Sie eine 0,5 ml Volumen Fruchtfliege Eier in Wasser, um das Gewebe bedeckte Oberfläche des Agar-Blöcke unterbrochen. In unserem Insektarium, entspricht dies etwa 6000 Eier von Bactrocera dorsalis (12000 Eier pro ml). </li><li> Verwenden Sie ein sauberes 2,5 cm breiten Pinsel in Wasser getaucht, um die Fruchtfliege Eier gleichmäßig über die Gewebeoberfläche. </li><li> Legen Sie die Fruchtfliege Eier unter dem unteren Bildschirm des Parasitoiden Käfige Eiablage zu ermöglichen. Tippen Sie auf der Unterseite des unteren Bildschirm, um tote Parasiten, die die Eier behindern können, zu entfernen. Es ist am besten, wenn der untere Bildschirm nicht berührt die Eier. </li><li> Lassen Sie die Parasiten über Nacht und in den nächsten Tag oviposit, etwa 21 Stunden. Dies ist ausreichend Zeit für einen hohen Prozentsatz der Eier parasitiert werden. Längere Belichtungszeiten Risiken superparasitization. </li></ol> 2. Schraffuren und Verpuppung der von Parasiten befallenen Host Fruchtfliegen <ol><li> Bereiten Sie die Aufzucht Behälter, indem Sie 3 bis 3,5 zubereitet Agarblöcken der parasitierten Eier pro 1,25 Liter Fruchtfliege Diät 19 mit Eiern nach oben. </li><li> Legen Sie die Diät-Container mit Eiern auf einer Riser über eine 1,5 cm dicke Schicht aus feinem grade Vermiculit oder gewaschenem Sand in einen größeren Behälter Verpuppung. Decken Sie die Verpuppung Behälter mit Deckel und Klebeband die Kanten der mit Klebeband. Vermiculite können nach Sichtung (siehe unten) verwendet werden. </li><li> Stellen Sie sicher, dass genügend Raum zwischen der Spitze der Diät-Container und die Verpuppung Behälterdeckel für Taufliegen-Larven kriechen heraus und &#39;pop&#39; 20 in den vemiculite unten. </li><li> Bewegen Verpuppung Container zu einem Raum bei 27 ° C und 80% relative Luftfeuchtigkeit (RH) für eine Woche. Deckel Behälter mit einem dunklen Tuch für die ersten vier Tage, dann entfernen Sie das Tuch für die verbleibenden Tage. </li><li> Entfernen Larven Ernährung nach einer Woche haben einmal Larven knallte und betrat das Vermiculit für Verpuppung. Wenn es Larven im Vermiculit sind, damit sie sich zu verpuppen Nacht. </li><li> Sieve die Puppen aus der Vermiculit. Beginnen Sie mit einem groben Sieb (ca. 3 mm) verwenden Sie dann eine Hand Sieb, um alle verbleibenden Klumpen von Vermiculit entfernen. </li></ol> 3. Trennung und Sortierung <ol><li> Pupa mit F. arisanus kann teilweise aus unparasitized Fruchtfliegen werden nach ihrer Größe getrennt. Sammeln Puppe zwischen 1,65 und 2,26 mm im Durchmesser, da diese für parasitierten fliegt angereichert werden. 12 Puparia, die kleiner enthalten meist unterdimensioniert Parasitoide, größere Puppe enthalten meist Fliegen sind. Beachten Sie auch, dass für die parasitierten Puppen der Anteil der Frauen positiv korreliert mit der Größe 12. </li><li> Eine Vielzahl von Methoden eingesetzt werden, um Puppen nach Größe zu sortieren. Wir beschreiben eine mechanische Methode mit einem benutzerdefinierten Format Sortierer 21. </li><li> Legen Sie Puppen in den Trichter an der Spitze eines Vibrationsförderer, die sich langsam nährt die Größe Sorter. </li><li> Feed the Puppen in der Größe Sorter, die aus einem Paar leicht divergent Walzbarren zu einem Winkel von 30 ° besteht. Die Puppen Drop individuell nach Größe in ein Array von Slots, die in zehn getrennten Behältern durch einen Trichter leer. </li><li> Sammeln Puppen aus dem Becher in der Größenordnung von 1,65 bis 2,26 mm und legen Sie sie in einem Käfig Entstehung für 7 Tage, bis die meisten Fliegen aus dem unparasitized Puppen entstanden. </li><li> Als Nächstes verwenden Sie ein Fan auf leere puparia von denen, die noch mit Insekten zu trennen. </li></ol> 4. F. arisanus Entstehung und Aufrechterhaltung <ol><li> Um die Kolonie von F. halten arisanus einen Parasitoid Haltekäfigs mit einem abnehmbaren Glasfront, ca. 25 cm in der Länge pro Seite. Der Käfig hat 1mm 2 Screening auf der Oberseite und zwei Seiten. Die Rückseite des Käfigs befindet sich in einer Gummi-Blatt mit einer 9 cm Loch für den Zugang abgedeckt. Der Boden des Käfigs ist ein Schnitt auf der Innenseite mit 1-2mm 2 Bildschirm groß genug, um die Platzierung von zwei Agar-Blöcke mit Fruchtfliege Eier für Parasitoid Eiablage ermöglichen abgedeckt. </li><li> Die Käfige sollten auch eine getönte Teil entlang der unteren Viertel der Glasfront zum Licht, das Parasitoid Gedränge an der Vorderseite des Käfigs können, was zu erhöhten Mortalität zu minimieren. </li><li> Es werden ca. 11 g dieser AuswahlTed Puppen in Kunststoff-Behälter ca. 9 cm im Durchmesser. Dabei sollte sich ca. 600-700 Parasiten pro Käfig. Größe Auswahl sollte in etwa 60% Frauen führen. </li><li> Bringen Sie geschirmte Deckel der Behälter. Die Deckel sind mit 2 mm 2-Screening, die es erlauben erwachsenen F. abgedeckt werden arsianus die Behälter beim Austritt verlassen, sondern enthält alle verbleibenden Fruchtfliegen. </li><li> Pflegen Sie die Parasiten bei 24 ° C und ca. 45% RH mit einem 12:12 Photoperiode und gute Belüftung. Wenn hohe Mortalität beobachtet wird, kann die Umstellung der Käfige im Freien für ein paar Stunden am Tag oder Erhöhung Lüftung reduzieren. Parasiten sollten bereit sein, oviposit in einer weiteren Woche und sollten produktiv sein für zwei weitere Wochen. </li><li> Streak unverdünnt gesponnen Honig am oberen Rand der Käfige mindestens dreimal pro Woche oder wenn die zur Verfügung Honig trocken ist. Übernehmen Sie die gesponnen Honig in schmalen Streifen mit einer Fingerspitze. Beachten Sie, dass, wenn die Streifen zu schwer sind der Honig wird in den Käfig tropft, wenn zu hell der Honig wird schnell austrocknen und erfordern häufige reapplication. </li><li> Legen Sie Agarblöcken (10 cm x 10 cm x 4 cm) auf den Gipfeln der Käfige, um Feuchtigkeit, um die Parasiten geben. Diese sollten zwei Mal pro Woche gewechselt werden. </li></ol> 5. Repräsentative Ergebnisse: Wir berichten hier ergibt sich aus Verfahren zur Qualitätskontrolle auf der USDA-ARS F. durchgeführt arisanus Aufzucht-Betrieb in Hilo, Hawaii zwischen dem 5. Januar und 22. Juni 2010. Aufzucht an der Hilo Lage auf der Skala in diesem Video Artikel und Protokoll beschrieben wurde im August 2009 eingeleitet, und anfänglichen Problemen und Anpassungen mit dem neuen Standort war vor allem im Januar aufgelöst. Daher sind diese Daten repräsentativ für die Ergebnisse anderer Forscher erhalten ab ihrer Kolonie, wenn sie das Protokoll folgen wie beschrieben könnte und haben Erfahrung Aufzucht Insekten im Allgemeinen. Während dieser Zeit waren wir erhalten eine kleine Kolonie von F. arisanus: 4 Parasitoid Käfige pro Woche produziert, das entspricht etwa 3600 F. arisanus. Eine erste Überprüfung von angereichertem Parasitierung Preise wurde durch Aufnahme eines 2-g-Probe von Puppen im Größenbereich von 1,65 durchgeführt - 2,26 mm (angereichert), bevor eine weitere Woche der Entwicklung in eine Holding-Käfig (dh unmittelbar nach dem Larvenstadium Ernährung entfernt wurde und die Puppen gesichtet und Größe sortiert. Wir bezeichnen diese als &quot;frühe Puppen&quot;). In den ersten drei Monaten des Jahres 2010 der mittlere Anteil Parasiten in der angereicherten Probe wurde 0,46 (SD = 0,18). In den folgenden Quartal bedeutet dies betrug 0,58 (SD = 0,08), was auf eine Stabilisierung der Kolonie und Aufzucht Verfahren am neuen Standort. Beachten Sie, dass das angereicherte Puppen, die nicht erfolgreich parasitiert jene, die nicht produziert hat Emergenzen und diejenigen, die Fliegen produziert sind. Nach einer weiteren Woche in der Haltekäfigs Entfernen leerer puparia weitere zwei Gramm-Probe entnommen wurde (&quot;late Puppen&quot;). Fruchtfliegen unter 1% dieser zweiten Stichprobe vertreten. Der geringe Prozentsatz von Fruchtfliegen ist teilweise auf die frühere Entstehung von Fliegen im Vergleich mit Parasiten, so dass die meisten Fliegen in den Aufnahmebehälter blieb. Schließlich gibt Abbildung 1 die Ausbeute in Puppenstadium Masse von Januar bis Juni 2010. Die Ausbeuten sind aus Puppen bereichert in der Größenordnung von Interesse, 1,65-2,26 mm gemessen. Die große Masse der &quot;frühen Puppen&quot; zu Beginn des Jahres zeigt einen hohen Anteil an Fruchtfliegen und unemerged Puppen damals, während Anpassungen an den neuen Standort gemacht werden. <img src="/files/ftp_upload/2901/2901fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Angereichertes (Puppenstadium Durchmesser 1,65-2,26 mm) frühen Ernte (unmittelbar nach Größe Auswahl) und &quot;Ende&quot; (nach dem Halten für eine Woche und Entfernen von leeren Hülsen) Puppen an der ARS-USDA F. ariasnus Kolonie in Hilo, Hawaii , Januar - Juni 2010

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Wir haben keine Interessenkonflikte zu melden.

In diesem Protokoll und begleitendes Video Artikel wir beschrieben haben, und ein optimiertes Protokoll demonstriert für die Aufzucht von F. ariasnus, ein Parasitoiden von Tephritid Fruchtfliegen im Labor. Dieses Protokoll wurde im Laufe der Jahre verfeinert, um die Menge von Arbeit und Spezialausrüstung benötigt, um eine Kolonie zu halten minimieren. Wir stellen fest, dass eine gut etablierte, produktive und stabile Kolonie von Host Fruchtfliegen für jeden Versuch der Aufzucht Parasitoide erforderlich ist. In unserem Insektarium wir Bactrocera dorsalis als Host Taufliege, aber auch andere Arten haben gezeigt, dass kompetente Gastgeber sowie 14-17 werden. Mehrere Aspekte der F. arisanus Kolonie Wartung bleiben, erkundet zu werden. Dazu gehören die Rate der Labor-Anpassung in dieser Art 10, Mechanismen des Lernens 22 und die genetischen Veränderungen, die mit der Anpassung und Mechanismen, die in Host Fruchtfliege Plastizität beteiligt sein können auftreten könnten. B. dorsalis in Französisch-Polynesien, B.: In den letzten zehn Jahren gab es mehrere Beispiele für die Ausbreitung von Dacine fliegt in der ganzen Welt, vor allem in der Gattung Bactrocera worden carambolae in Teilen Südamerikas, B. invadens in Afrika und B. zonata in Afrika und nördlichen Mittelmeerraum. 3,23,18 Prüfung der Wirksamkeit von biologischen Agenzien wie F. arisanus gegen andere Bactrocera Arten sollten eine hohe Priorität, und es ist unsere Hoffnung, dass die Anwendung der Methoden in diesem Protokoll und begleitenden Video-Artikel beschrieben, wird die Forschung auf F. beschleunigen arisanus in einer größeren Vielfalt von Stellen 24. Schließlich kann die weitere Forschung mit dieser Methode als Ausgangspunkt auch wichtige Informationen, um die Kolonisierung des Romans Eiparasitoiden 25,1

an optimized protocol for rearing fopius arisanus, a parasitoid of tephritid fruit flies

Fopius arisanus (Sonan) ist ein wichtiger Parasitoiden von Tephritid Fruchtfliegen für mindestens zwei Gründen. Erstens ist es der eine von nur drei opiine Parasitoide bekannt, die Gastgeber während der Ei-Stufe 1 zu infizieren. Zweitens hat es eine breite Palette von möglichen Fruchtfliege Gastgeber. Vielleicht aufgrund seiner Lebensgeschichte, F. arisanus wurde eine erfolgreich zur biologischen Bekämpfung von Fruchtfliegen in mehreren tropischen Regionen 2-4 verwendet. Ein Hindernis für die breite Nutzung von F. arisanus für Fruchtfliege Kontrolle ist, dass es schwierig, eine stabile Labor Kolonie 5-9 etablieren. Trotz dieser Schwierigkeit, in den 1990er Jahren USDA-Forscher entwickelten eine zuverlässige Methode, um Labor-Populationen von F. halten arisanus 10-12. Es gibt großes Interesse an F. arisanus Biologie 13,14, insbesondere im Hinblick auf seine Fähigkeit, eine Vielzahl von Tephritid Gastgeber 14-17 besiedeln; Interesse ist vor allem durch die alarmierende Ausbreitung der Bactrocera Fruchtfliege Schädlinge zu neuen Kontinenten in den letzten zehn Jahren 18 angetrieben. Weitere Forschung auf F. arisanus und weitere Einsätze dieser Art als biologisches Bekämpfungsmittel wird von Optimierungen und Verbesserungen von Zuchtmethoden profitieren. In diesem Protokoll und die damit verbundenen Video-Artikel beschreiben wir ein optimiertes Verfahren zur Aufzucht von F. arisanus auf einem zuvor beschriebenen Ansatz 12. Die Methode, die wir hier beschreiben, ermöglicht die Aufzucht von F. arisanus in einem kleinen Maßstab, ohne die Verwendung von Obst, die Verwendung von Materialien in den tropischen Regionen der ganzen Welt und mit relativ geringen Handarbeit Anforderungen.

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An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus ist ein Ei-Larven-Parasitoiden von Tephritid Fruchtfliegen, die erfolgreich in der biologischen Bekämpfung dieser wichtigen tropischen Schädlinge eingesetzt wird. Wir beschreiben hier ein optimiertes Protokoll für die Aufzucht von F. arisanus im kleinen Maßstab mit leicht verfügbaren Materialien.

Ein optimiertes Protokoll für die Aufzucht Fopius arisanus, Fliegt ein Parasitoid von Tephritid Fruit

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

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Research

JoVE Journal

Biology

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

14.7K Aufrufe.  US Pacific Basin Agricultural Research Center. Fopius arisanus ist ein Ei-Larven-Parasitoiden von Tephritid Fruchtfliegen, die erfolgreich in der biologischen Bekämpfung dieser wichtigen tropischen Schädlinge eingesetzt wird. Wir beschreiben hier ein optimiertes Protokoll für die Aufzucht von F. arisanus im kleinen Maßstab mit leicht verfügbaren Materialien.

Serie: An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Studying Aggression in Drosophila (fruit flies)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources. This complex social behavior is influenced by genetic, hormonal and environmental factors. In many organisms, aggression is critical to survival but controlling and suppressing aggression in distinct contexts also has become increasingly important. In recent years, invertebrates have become increasingly useful as model systems for investigating the genetic and systems biological basis of complex social behavior. This is in part due to the diverse repertoire of behaviors exhibited by these organisms. In the accompanying video, we outline a method for analyzing aggression in Drosophila whose design encompasses important eco-ethological constraints. Details include steps for: making a fighting chamber; isolating and painting flies; adding flies to the fight chamber; and video taping fights. This approach is currently being used to identify candidate genes important in aggression and in elaborating the neuronal circuitry that underlies the output of aggression and other social behaviors.

Studying Aggression in Drosophila fruit flies

Studieren Aggression in Drosophila (Taufliege)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources.  This complex social behavior is influenced by ...

Forschung

Biologie

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

Protokoll für Mosquito Aufzucht (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Isolation and Biophysical Study of Fruit Cuticles

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and abiotic stresses and also regulates water flow from the external environment.1 A biopolyester (cutin) and long-chain fatty acids (waxes) form the principal structural framework of the cuticle; the functional integrity of the cuticular layer depends on the outer 'epicuticular' layer as well as the blend consisting of the cutin biopolymer and 'intracuticular' waxes.2 Herein, we describe a comprehensive protocol to extract waxes exhaustively from commercial tomato (Solanum lycopersicum) fruit cuticles or to remove epicuticular and intracuticular waxes sequentially and selectively from the cuticle composite. The method of Jetter and Sch&auml;ffer (2001) was adapted for the stepwise extraction of epicuticular and intracuticular waxes from the fruit cuticle.3,4 To monitor the process of sequential wax removal, solid-state cross-polarization magic-angle-spinning (CPMAS) 13C NMR spectroscopy was used in parallel with atomic force microscopy (AFM), providing molecular-level structural profiles of the bulk materials complemented by information on the microscale topography and roughness of the cuticular surfaces. To evaluate the cross-linking capabilities of dewaxed cuticles from cultivated wild-type and single-gene mutant tomato fruits, MAS 13C NMR was used to compare the relative proportions of oxygenated aliphatic (CHO and CH2O) chemical moieties.
Exhaustive dewaxing by stepwise Soxhlet extraction with a panel of solvents of varying polarity provides an effective means to isolate wax moieties based on the hydrophobic characteristics of their aliphatic and aromatic constituents, while preserving the chemical structure of the cutin biopolyester. The mechanical extraction of epicuticular waxes and selective removal of intracuticular waxes, when monitored by complementary physical methodologies, provides an unprecedented means to investigate the cuticle assembly: this approach reveals the supramolecular organization and structural integration of various types of waxes, the architecture of the cutin-wax matrix, and the chemical composition of each constituent. In addition, solid-state 13C NMR reveals differences in the relative numbers of CHO and CH2O chemical moieties for wild-type and mutant red ripe tomato fruits. The NMR techniques offer exceptional tools to fingerprint the molecular structure of cuticular materials that are insoluble, amorphous, and chemically heterogeneous. As a noninvasive surface-selective imaging technique, AFM furnishes an effective and direct means to probe the structural organization of the cuticular assembly on the nm-&mu;m length scale.

Aerial plant organs are protected by the cuticle, a supramolecular biopolyester-wax assembly. We present protocols to monitor selective removal of epi- and intracuticular waxes from tomato fruit cuticles on molecular and micro scales by solid-state NMR and atomic force microscopy, respectively, and to assess the cross-linking capacity of engineered cuticular biopolyesters.

Isolierung und biophysikalische Untersuchung der Cuticula

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and ...

Fruit Volatile Analysis Using an Electronic Nose

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit aroma. Maturity at harvest is one of the key factors influencing the flavor quality of fruits and vegetables1. The validation of robust methods that rapidly assess fruit maturity and aroma quality would allow improved management of advanced breeding programs, production practices and postharvest handling. 
Over the last three decades, much research has been conducted to develop so-called electronic noses, which are devices able to rapidly detect odors and flavors2-4. Currently there are several commercially available electronic noses able to perform volatile analysis, based on different technologies. The electronic nose used in our work (zNose, EST, Newbury Park, CA, USA), consists of ultra-fast gas chromatography coupled with a surface acoustic wave sensor (UFGC-SAW). This technology has already been tested for its ability to monitor quality of various commodities, including detection of deterioration in apple5; ripeness and rot evaluation in mango6; aroma profiling of thymus species7; C6 volatile compounds in grape berries8; characterization of vegetable oil9 and detection of adulterants in virgin coconut oil10. 
This system can perform the three major steps of aroma analysis: headspace sampling, separation of volatile compounds, and detection. In about one minute, the output, a chromatogram, is produced and, after a purging cycle, the instrument is ready for further analysis. The results obtained with the zNose can be compared to those of other gas-chromatographic systems by calculation of Kovats Indices (KI). Once the instrument has been tuned with an alkane standard solution, the retention times are automatically converted into KIs. However, slight changes in temperature and flow rate are expected to occur over time, causing retention times to drift. Also, depending on the polarity of the column stationary phase, the reproducibility of KI calculations can vary by several index units11. A series of programs and graphical interfaces were therefore developed to compare calculated KIs among samples in a semi-automated fashion. These programs reduce the time required for chromatogram analysis of large data sets and minimize the potential for misinterpretation of the data when chromatograms are not perfectly aligned.
We present a method for rapid volatile compound analysis in fruit. Sample preparation, data acquisition and handling procedures are also discussed.

A rapid method for volatile compound analysis in fruit is described. The volatile compounds present in the headspace of a homogenate of the sample are rapidly separated and detected with ultra-fast gas chromatography (GC) coupled with a surface acoustic wave (SAW) sensor. A procedure for data handling and analysis is also discussed.

Obst-Volatile-Analyse mit einem elektronische Nase

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit ...

Optimized Protocol for Retinal Wholemount Preparation for Imaging and Immunohistochemistry

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ring-supported hydrophilized PTFE membrane to provide structural support to both living and fixed tissue during immunohistochemical processing, which allows for the use of a variety of protocols that would otherwise cause damage to the tissue. First, this is demonstrated with bolus loading of fluorescent markers into living retinal tissue. This method allows for quick visualization of targeted structures, while the membrane support maintains tissue integrity during the injection and allows for easy transfer of the preparation for further imaging or processing.
Second, a procedure for antibody staining in tissue fixed with carbodiimide is described. Though paraformaldehyde fixation is more common, carbodiimide fixation provides a superior substrate for the visualization of synaptic proteins. A limitation of carbodiimide is that the resulting fixed tissue is relatively fragile; however, this is overcome with the use of the supporting membrane. Retinal tissue is used to demonstrate these techniques, but they may be applied to any fragile tissue.

The protocol described here is for structural assessment of a wholemount retinal preparation. This includes descriptions of tissue dissection, mounting onto a hydrophilized polytetrafluoroethylene (PTFE) membrane insert, bolus loading with fluorescent markers, and a comparison of fixation with carbodiimide and paraformaldehyde for immunohistochemical analysis of cellular and synaptic components.

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ...

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in agronomic practices resulted in serious outbreaks of stable flies in several countries. These outbreaks disrupted livestock production and human recreation resulting in public demands for increasing research and management efforts for this pest. A simple and inexpensive procedure for rearing stable flies for laboratory studies is presented. The procedure uses locally available diet components, equipment and supplies. The procedure can be adapted for rearing other muscoid flies including face fly (Musca autumnalis), horn fly (Haematobia irritans), and house fly (Musca domestica). The procedure produces stable fly puparia averaging 12.5 mg and ~35% egg to adult survival. Approximately 3000 flies are produced in each pan.

A procedure for rearing stable flies (Stomoxys calcitrans) is presented. The procedure uses locally available materials for diet components, equipment and supplies.

Labor Aufzucht von stabil fliegen und andere moosigen Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

Einfache hausgemachte Werkzeuge, um Fruchtfliegen zu behandeln —Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

Topische Anwendung Bioassay zur Quantifizierung der Insektizidtoxizität für Moskitos und Fruchtfliegen

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, and parts of Africa over the last decade, becoming a devastating pest of various soft-skinned fruits in its invaded regions. Biological control, especially by means of self-perpetuating and specialized parasitoids, is expected to be a viable option for sustainable area-wide management of this highly mobile and polyphagous pest. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) is a larval parasitoid that is widely distributed in East Asia, and has been found to be one of the most effective parasitoids of D. suzukii.
Following rigorous pre-introduction evaluations of its efficacy and potential non-target risks, one of the more host-specific genetic groups of this species (G1 G. brasiliensis) has been approved recently for introduction and field release in the United States and Italy. Another genetic group (G3 G. brasiliensis), which was also commonly found to attack D. suzukii in East Asia, may be considered for introduction in the near future. There is currently enormous interest in rearing G. brasiliensis for research or in mass-production for field release against D. suzukii. This protocol and associated video article describe effective rearing methods for this parasitoid, both on a small scale for research and a large scale for mass-production and field release. These methods may benefit further long-term research and use of this Asian-native parasitoid as a promising biological control agent for this global invasive pest.

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Ganaspis brasiliensis-a larval parasitoid of Drosophila suzukii (a global invasive fruit crop pest)-has been approved or is considered for introduction into Europe and the United States for biological control of this pest. This article provides protocols for both small-scale and large-scale rearing of this parasitoid.

Methoden zur Aufzucht des parasitoiden Ganaspis brasiliensis, einem vielversprechenden biologischen Bekämpfungsmittel für die invasive Drosophila suzukii

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, ...

Aufzucht keimfreier Nasonia-Wespen

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of external microorganisms on insect microbiota and thus promote the rapid development of insect microbiota research. Nasonia (wasp genus) is a parasitic wasp insect that has many advantages, such as a short lifespan, high genetic variation, easy operation, etc., and is widely used as an insect model system. Unlike antibiotic treatment, which can only reduce the number of microorganisms in animals, aseptic rearing techniques can control both the composition and quantity of microorganisms in animals, further facilitating the study of host-microbe interactions. However, previous versions of Nasonia rearing medium (NRM) have some defects and problems, such as a complex and time-consuming preparation process, easy contamination by bacteria or fungi, and short storage time. Therefore, this study solves these problems by optimizing the tools used in the NRM preparation process, storage conditions, and component ratios. The optimized medium could allow storage at -20 &#176;C for at least 3 months and eliminate the possibility of NRM contamination during feeding sterile wasps. This further improves the survival rate and health level of aseptic Nasonia, which is important for using Nasonia as a model for microbial research.

Autor im Rampenlicht: Optimierung der Aufzucht von keimfreien Wespen  

Nasonia wasp embryos were dissected from Lucillia sericata pupae after parasitization for 12-24 h and washed with alcohol and 10% sodium hypochlorite solution to obtain germ-free embryos. After rearing the germ-free embryos&#160;and supplying them with Nasonia rearing medium to grow and develop in vitro, germ-free Nasonia adults were obtained.

Optimierung der Aufzucht keimfreier Wespen

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...