Diese Studie wurde von der Abteilung für Interne Research Program (DIRP) des National Institute of Mental Health, National Institutes of Health gefördert.

1. Sterile, verschließbares Glasgefäß Kammer mit MEA für Langzeit-Aufzeichnungen <ol><li> Threaded Glaszylinder mit Teflon-Kunststoff (Ace Glass), für die sichere und dichte Kultur Kammer Schließung erforderlich ist, werden geschnitten (Aceglass) ca. 2 mm von der Unterseite des den Faden (Abb. 1A, B). Saubere Glas-Ringe durch Spülen mit Wasser (3x) und Kochen für 5 min in 200 Beweis Ethyl-Alkohol, trocknen lassen. </li><li> Aliquot Silizium-Lösung erforderlich, um Glas Ringe MEA Oberfläche befestigen. Mix 15 ml Teile A &amp; B von Sylgard 184 Silikon-Elastomer Kit gründlich, lassen Sie sich für 15 min, um Luftblasen zu entfernen, bewahren in 1 ml Aliquots bei -20 ° C. </li><li> Kleber Glasring der MEA (8x8 Gitter w / interne Masseelektrode, 30 um Elektroden-Durchmesser, 200/100 um inter-Elektrodenabstand für Ratte / Maus) (Abb. 1A, B). Nehmen Sie 1 ml von Silizium (23 ° C) in Spritze mit kleinen Nadel. Silikon auf ungeschliffen Schnittfläche Glasring, Zentrum Glasring auf MEA, gelten eine zusätzliche Schicht von Silizium an der Außenseite des Ringes für eine stärkere Dichtung, lassen Heilung für 1 bis 2 Stunden bei ~ 60 ° C auf einer Heizplatte. </li><li> Sterilisieren MEA Kammer-und Kammermusik Mützen in einer Sterilbank durch 3x in entionisiertem Wasser spülen um 70% Alkohol, gefolgt (3 x; für letzten Spülgang lassen Sie sich für 10 min in Alkohol), gefolgt von 10 min Exposition von Kammer und Deckel innen mit UV-Licht . Autoclave MEA Kammer (120 ° C; nass, 45 min) und trocknen lassen. </li><li> Coat MEA-Oberfläche im Inneren Kultur Kammer mit Poly-D-Lysin. Für neue MEAs, die eher lipophil sind, Mantel durch wiederholtes Tropfen Aspiration der Lösung von der Elektrode Gitter. Bei gebrauchten MEAs, Deckelkammer unten mit einer Lösung, die überschüssige Flüssigkeit absaugen, zu erlauben, unter sterilen Bedingungen in laminaren Haube verdampfen. Bringen Sie Kappe MEA Kammer für die Lagerung und die zukünftige Verwendung zu versiegeln. </li></ol> 2. Zutaten für die Zubereitung und das Wachstum von organotypischen Kulturen Required <ol><li> Lösen Sie sterile Agar in 0,9% NaCl, pour in sterile Petrischale (Falcon, 100 x15, ~ 5 mm Höhe), abkühlen lassen und sterilen Verpackung mit Parafilm für die Lagerung. Cut 20 x 10 x 5 mm Blöcke aus massivem Agar für den Einsatz. </li><li> Shop Sekundenkleber, zB Devcon Super Glue II, mit der Verpackung wischte sich mit 70% EtOH vor der Eröffnung, in der Sterilbank, um die Sterilität zu erhalten. </li><li> Bereiten Sie 50% D-Glucose (SIGMA ultra, G7528) durch Zugabe von 40 g Glucose in 40 ml deionisiertem Wasser Kultur (Sigma). Store in 2 ml Aliquots bei -20 ° C. </li><li> 4 ml 50% D-Glucose in 500 ml Balanced Salt Gey-Lösung und Kälte zu Matsch (Mischung aus Flüssigkeit / Eiskristalle) im Gefrierschrank vor dem Gebrauch. </li><li> Rekonstituieren Huhn Plasma in 5 ml deionisiertem Wasser Kultur (shake sanfte, Vermeidung der Bildung von Blasen), lassen Sie für 5 niederlassen - 10 min, leicht schwenken, und Dekantat den klaren Inhalt in eine sterile Petrischale. Sterile-Filter (0,22 um Porenfilter; protein)-Plasma-Lösung, Aliquot 350 ul in Kryoröhrchen (NuncTM), bei -20 ° C. </li><li> Rekonstituieren Thrombin aus bovinem Plasma entsprechend, steril-Filter (0,22 um Porenfilter), 40 ul Aliquot in Kryoröhrchen (NuncTM), bei -20 ° C. Für funktionierende Lösung, verdünnte 40 pl der Thrombin-Lösung in 375 ul einer ausgewogenen Salz Gey-Lösung w / D-Glucose. </li><li> Bereiten Sie 400 ml Kulturmedium durch Mischen von 100 ml Pferdeserum, 200 ml Basal Medium Eagle, 100 ml Hanks Salzlösung auf die 4 ml 50% Glucose und 2 ml 200 mM L-Glutamin hinzugefügt werden. Kann gespeichert werden 4 bis 8 Wochen in 100 ml Flaschen PYREX bei 4 ° C. </li><li> Bereiten Mitose-Hemmer durch Mischen 0,3 mM Uridin, 0,3 mM ARA-C Cytosin-β-D-arabinofuranosid und 0,3 mM 5-Fluor-2&#39;-desoxyuridin, Sterilfilter, Aliquot 200 ul und bei -20 ° C für 6 - 12 Monate. </li></ol> 3. Cortex und ventralen Tegmentum (VTA) Gewebedissektion (Zeit: &lt;1 Stunde) <ol><li> Verfahren ergibt Kortex und VTA Gewebeschnitten für ~ 12 Co-Kulturen von Ratten oder Mäusen, und befindet sich in einer Sterilbank unter sterilen Bedingungen hergestellt. Insgesamt benötigte Zeit für die Gewebe-Sammlung soll als 1 Stunde sein. </li><li> Nehmen Sie gesund, gut ernährt Welpen (Wurfgröße ~ 10; Vorhandensein einer abdominalen Milch vor Ort &quot;) bei 1 bis 2 postnatalen Tage (PND). Halten Sie einen Welpen sanft an der Schnauze, damit sie frei hängen und schnell an der Basis des Halses mit einer scharfen Schere zu enthaupten. </li><li> Für Gehirn entfernen, Haut entfernen (zwei seitlichen Scherenschnitt), schneiden Schädel öffnen mit feinem Auge Schere (1 sagittalen Mittellinie geschnitten, 1 koronalen Schnitt bei Cortex / Cerebellum-Kreuzung). Blättern Sie zurück alle 4 Schädel Klappen. Mit einem geschärften Spatel, frontal Schnitt durch den Riechkolben, vorab Spachtel kaudal unterhalb des Gehirns. Heben Sie das Gehirn aus dem Schädel und ließ es in sterile, gekühlt, Gey-Lösung für die schnelle Kühlung und Zwischenlagerung gleiten. Wiederholen Sie die Schritte 3,2 bis 3,3 für 2 weitere Köpfe (Gesamtdauer: &lt;20 min). </li><li> Um VTAGewebe, übertragen Sie die Gehirne auf eine sterile, trockene Petrischale mit einem kleinen Spachtel. Weitere entfernen überschüssige Flüssigkeit durch sanftes Gleiten jedes Gehirn etwa 1 cm seitlich. Entfernen Hirnstamm durch einen koronalen, vertikalen Schnitt auf dem Niveau des Kleinhirns mit einer Rasierklinge. </li><li> Kleber-Agar-Block auf Montage-Disc für die mechanische Stabilisierung des Gehirns während Slicing Verfahren. Legen Sie eine dünne Linie von Sekundenkleber wenige Millimeter vor dem Agar-Block auf der Festplatte (Vermeidung von Leim Berühren der Agar). </li><li> Mit einem kleinen Spatel, Transfer und montieren jedes Gehirn, frontalen Pol nach unten. Stellen Sie sicher, dass frontal Pole Montage Scheibe geklebt und das ventrale Seiten berühren die Agar ohne Klebereste, um die ordnungsgemäße mechanische Stabilisierung während des Schneidens und easy lift-off der geschnittenen Scheiben. Erzielen </li><li> Vorsichtig tauchen und sichere Montage Festplatte mit Gehirn Montage in einem Vibratom Fach (zB Leica VT1000) mit einer sterilen, gekühlt Gey-Lösung gefüllt. Mit einem sorgfältig gereinigt Rasierklinge (90% EtOH), schneiden koronalen Schichten des Mittelhirns bei höchsten Schwingungsfrequenz und relativ niedrige Fahrgeschwindigkeit bei einer Dicke von 400 500 um. Mit einer umgekehrten Pasteur-Pipette mit Saug-Glühbirne, Transfer und sammeln Scheiben mit dem VTA in 35 x 10 mm Petrischalen mit sterilen, gekühlt Gey-Lösung gefüllt (Abb. 1C; siehe auch koronalen Platte 18 bis 20 auf E22 in 15). </li><li> Für Kortex Abschnitte, wiederholen Sie die Schritte 3,2 bis 3,6, sondern gelten vertikalen Schnitt zwischen Kortex und Kleinhirn, und montieren Vorderhirn mit frontalen Pol nach oben. Etwa 3 koronalen Scheiben (350 mu m Dicke) ab auf der Ebene des Striatum sind für zukünftige Cortex Dissektion gesammelt. </li><li> Mit einem Mikro-Messer von gebrochenen Rasierklingen gemacht, sezieren ~ 2 mm breiten Frontalschnitt des frontalen Kortex und des Mittelhirns die Bereiche mit der VTA (Abb. 1C) unter einem Stereomikroskop. Sammeln Gewebeschnitten separat in kleinen Gerichten (z. B. Kammer Dias) mit gekühltem Gey-Lösung gefüllt. </li></ol> 4. Montage Cortex und VTA Gewebeschnitten auf der MEA (Zeit: &lt;1 Stunde) <ol><li> Position MEA bei Raumtemperatur unter einem Stereomikroskop mit dem Elektroden-Array im Fokus. Center eine 25 ul Tropfen Plasma auf die saubere, staubfreie und sterile Elektroden-Array-Matrix. Mit kleinen Spachteln, sorgfältig schieben Sie einen Kortex und VTA Abschnitt in das Plasma Tropfen. </li><li> Legen MEA auf Kühlplatte, konzentrieren Sicht ruhen lassen ~ 15 s, dann fügen Sie 25 ul von Thrombin in das Plasma Tropfen. Mit dem Thrombin Pipettenspitze vorsichtig die Plasma / Thrombin-Gemisch mit kleinen kreisenden Bewegungen über die MEA verteilt. Berühren Sie nicht die spröde Elektroden-Array direkt. Vorsichtig Position der Hirnrinde auf das Array mit dorsalen Grenze entlang der zweiten Elektrode Zeile des Arrays. Auf diese Weise wird die Entwicklung von oberflächlichen Schichten schließlich decken die Erinnerung an die Reihe. Die VTA ist benachbart zu dem ventralen Rand des Kortex Abschnitt (Abb. 1D). </li><li> Cap und locker in der Nähe der MEA Kammer mit hoher Luftfeuchtigkeit zu halten, während der MEA / Kultur Montage sitzt ~ 5 min in die Haube bei Raumtemperatur für Plasma / Thrombin Koagulation zu ermöglichen. In der Zwischenzeit, wiederholen Sie Schritt von 4,1 bis 4,3 für 3 weitere Kulturen. </li><li> Vorsichtig 600 ul Kulturmedium in kleine Tröpfchen, die Kultur-Kammer unter Verwendung einer 1 ml-Spritze mit 25 x 5 / 8 Nadel. </li><li> Verschließen Sie die MEA Kammer und Ort MEA / Kultur Montage auf dem schaukelnden Ablage in den Inkubator (Abb. 1B). Zur Beschleunigung des Verfahrens, 3 bis 4 MEAs kann in überlappenden Sequenzen zusammengestellt werden. Montagezeit für 12 MEAs sollte &lt;1 Stunde sein. </li><li> Nach 2 Tagen in vitro (DIV), mit 10 ul der Mitose-Hemmer. Refresh Kulturmedien von 60% bei 4 DIV und alle 4 Tage danach. </li></ol> 5. Elektrophysiologische Aufzeichnung und Stimulus-Generation <ol><li> Um die Beziehung zwischen signifikante Ausschläge in den lokalen Bereich Potential (LFP) und die Tendenz der Neuronen Aktionspotenziale Brand zu etablieren, nach ca. 1 Woche 5,6 Rekord spontane Aktivität bei 24 kHz für ~ 10 min von jeder Elektrode des MEA (Hardware : MEA1060 w / Ausblendschaltung, x1200 gewinnen, 12 bit A / D, Bereich 0-4096 mV, mehrkanaligen Systemen, Software: MC_Rack). Ground ist entweder über den internen Masseelektrode vorgesehen, oder extern durch Zugabe einer Ag / AgCl-Halbzelle. </li><li> Trennen Sie die LFP mit einem Bandpass-Filter von 1 bis 200 Hz aus extrazellulären Spike-Aktivität (Bandpass 300 - 3.000 Hz). Spike-Aktivität kann weiter in Einzel-und Multi-Unit-Tätigkeit, bei der off-line spike Sorter (zB Plexon Inc.) klassifiziert werden. Berechnen Spike ausgelöst Durchschnittswerte für jede Elektrode. Für Kortex Kulturen, werden die meisten Durchschnitte negativen LFP Ausschläge (nLFP) als die bevorzugte Zeit der neuronalen Spikes in die Kultur zu identifizieren. </li><li> Berechnen Sie für jede Elektrode eine Schwelle von -3 Standardabweichungen der Lärm (SD) von der LFP Spuren (Abb. 2)Bestimmen Stoßzeiten und Amplituden nLFPs, dass Cross Schwelle (Abb. 2B, C). Wählen Sie eine Zeit bin At (zB zwischen 2 bis 8 ms) und identifizieren raumzeitlichen nLFP Cluster auf dem Array durch die Verkettung nLFPs aus allen Elektrode, die in der gleichen aufeinanderfolgenden Mal Turbinen der Länge At (Abb. 2D; für Details 2,4 s. , 5). </li><li> Um neuronale Lawinen zu identifizieren, berechnen Sie die Größe der einzelnen nLFP Cluster, z. B. Anzahl der aktiven Elektroden oder die Summe der nLFP Amplituden, konstruieren eine Größe Histogramm und Grundstück in doppelt-logarithmischen Koordinaten. Für neuronale Lawinen, folgt die Größenverteilung einem Potenzgesetz durch eine gerade Linie in doppelt-logarithmischen Koordinaten 2 (Abb. 2E, F) angenähert. Siehe 16 für statistische Tests auf Macht Gesetze. </li><li> Elicit evozierte Potentiale im Gewebe durch die Auswahl einer Elektrode, durch die Strom-gesteuerten Reize mit einer Amplitude von S aufgetragen (Stimulus-Generator STG 1008, Multichannel-Systeme) sind. Zur Reduzierung der Elektroden beschädigen, verwenden Sie einen Bereich beschränkt, ladungsneutrale Stimulation der einzelnen Schocks mit bipolaren Rechteck-Wellenform: 50 ms mit einer Amplitude-S, gefolgt von 100 &amp;mgr; mit Amplitude + S / 2 und S zwischen 10 bis 200 uA. Siehe Bedienungsanleitung für weitere Details. </li><li> Zur Erfassung der Dynamik 9, Rekord Stimulus aufgezeichnet LFP Reaktionen bei 4 kHz Abtastrate auf allen Elektroden nach 500 ms nach der Stimulation. Verwenden Sie Blanking-Schaltung (Multi-Kanal-Systeme), die den Kopf der Bühne Verstärker trennt während der Stimulation auf einen Reiz Artefakte zu reduzieren und Vorverstärker Sättigung zu verhindern. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse: Mit neuen MEAs über 8 bis 9 von 10 Kulturen werden für viele Wochen überleben. Die meisten unserer langfristigen Aufzeichnungen erfolgen im Inkubator in Kulturmedium, die uns auf die Entwicklung der einzelnen Kulturen im Laufe von vielen Wochen 5 verfolgen können. Basierend auf unseren Experimenten können LFP-Aufnahmen zuverlässig mit MEAs für mehr als 100 Kultur Tagen verwendet eingeholt werden. Im Gegensatz dazu ist extrazellulären Spike-Aktivität mehr zuverlässig mit relativ neue MEAs (&lt;40 Kultur Tage) gemessen. In einem typischen Experiment, übertragen wir eine MEA aus der Ablage (Abb. 1B, rechts), um das Fach mit dem Kopf der Bühne befestigt (Abb. 1B, links) halten die Kultur abgedichtet. Für die Hirnrinde 5, Cortex-VTA Co-Kulturen 6, sowie in der narkotisierten Ratte 6 und die wach Affen in vivo 7, neuronale Aktivität während der neuronalen Lawinen in oberflächlichen Schichten tritt vorwiegend in der Nähe der Spitze negativen Auslenkung der LFP (nLFP ). So kann die räumlich-zeitliche Organisation der lokal synchrone neuronale Gruppen, die durch die Messung des Auftretens von nLFPs in Raum und Zeit auf dem Array 17 geschätzt werden. Aktivität auf dem MEA neigt dazu, in zeitlichen Clustern entstehen, ist, dass Aktivität an einer Elektrode durch Aktivität an anderen Standorten begleitet. Typische Verläufe der LFP während einer solchen Tätigkeit Perioden sind in Abbildung 2a dargestellt, um über Plotten 3 Cluster auftretenden mehrere Sekunden auseinander. Für jedes Cluster können negative Feld Ausschläge an mehreren Elektroden innerhalb eines Fensters von 1 zu sehen s. Beim Extrahieren nLFP Spitzen, die einen Schwellenwert von mehreren negativen SD Kreuz ist die Aktivität in Form von nLFP Spitzenzeiten komfortabel visualisiert in einem Raster, in der &quot;Säulen&quot; der Punkte gibt in der Nähe deckungsgleich nLFPs an verschiedenen Elektroden (Abb. 2B). Die raum-zeitliche Organisation dieser Aktivität ist ziemlich komplex; &#39;Spalten&#39;, die mehr oder weniger homogenen bei niedrigen zeitlichen Auflösung erscheinen, werden von getrennten Clustern auf höhere zeitliche Auflösung und so weiter (Abb. 2C) zusammen. In der Tat ist die Entstehung von räumlich-zeitlichen nLFP Clustern hoch in kortikalen Netzwerken organisiert. Genauer gesagt, ist die Organisation skaleninvarianten für neuronale Lawinen. Dies wird durch die Berechnung der Wahrscheinlichkeit von Cluster-Größen zu einem bestimmten zeitlichen Auflösung At demonstriert. Hier sind Cluster von nLFPs, dass in der gleichen oder aufeinanderfolgenden Zeitintervallen (Abb. 2D) auftreten zusammen. Wenn die Größe eines solchen Clusters in der Gesamtzahl der nLFPs pro Cluster, oder integriert nLFP Amplituden pro Cluster exprimiert wird, zeigt die Cluster-Größe Distributionen einem Potenzgesetz, deren Steigung hat sich gezeigt, auf -1,5 2,4,5,7 werden ( Abb.. 2E, F). Beachten Sie, dass diese Verteilung ein Scale-invariant Bestellung von Cluster-Größen, die das Verhältnis der Größen S bis KXS, wobei k ein konstanter Faktor ist identifiziert, ist k -1,5, die unabhängig von s ist Diese Kraft Gesetzes Organisation ist unabhängig von der Größe des Arrays 2, Ausschläge der zeitlichen Auflösung At 2, und die Schwelle zur erheblichen nLFP identifizieren 7. Da nLFP Amplitude skaliert mit neuronalen Gruppe Größe 7, spiegelt die skaleninvarianten Organisation nLFPs ein Scale-invariant, dh fraktale, Bestellung of lokal neuronalen Gruppen, dass alle Größen sind synchronisiert. <img src="/files/ftp_upload/2949/2949fig1.jpg" alt="Abbildung 1"/> Abbildung 1. (A) Seitenansicht und Draufsicht der MEA mit Gewinde Glasring montiert, und die entsprechenden cap. (B) Innenansicht des Inkubators. Links: headstage Halterung ermöglicht für die Aufnahme von einer einzigen Kultur unter Inkubator Zustand. Rechts: Tray hält zahlreiche MEAs für Kultur Wachstum. Side Räder: Schrittmotor gesteuert rocking Gerät für wechselnde untergetaucht und Atmosphäre ausgesetzt Phase für Kultur das Wachstum notwendig. (C) Schematische Darstellung der koronalen Ratte Scheiben für Cortex-VTA Co-Kulturen verwendet. Cortex Abschnitte (links) und Mittelhirn Abschnitte (Mitte, rechts) mit dem VTA ventralen Tegmentum (VTA; grau) sind durch Schneiden entlang der gestrichelten Linien erhalten. CTX: Cortex, wm: weiße Substanz; cpu: striatum; vta: Pons: pontine Bereich. Siehe auch entsprechende koronalen Platten 8, 18 und 20 um 15. (D) Placement und das Wachstum von einem einzigen Cortex-VTA Co-Kulturen auf der MEA und ihre Entwicklung in den ersten 9 DIV in der Kultur. Beachten Sie die Verflachung der Kultur und deren schrittweise Ausweitung auf dem Array. Reflektierende Gewebeteile zeigen entarteten Zellen und Gewebereste. Gesundes Gewebe ist undurchsichtig und grau unter Durchleuchtung mit sichtbarem Licht. <img src="/files/ftp_upload/2949/2949fig2.jpg" alt="Abbildung 2"/> Abbildung 2. Neuronale Lawinen in kortikalen organotypischen Kulturen. (A) Overplot drei Zeitraum von spontaner Aktivität auf dem Array von mehreren Sekunden getrennt. Beachten Sie, dass jede Aktivität Zeitraum von negativen LFP Ausschläge auf vielen Elektroden auf dem Array (jede Farbe Etiketten eine Aktivität Periode) besteht. (B) Negative Spitzenzeiten nLFPs von jeder Elektrode werden in einem Raster von Aktivitäten zusammengestellt. &quot;Column&#39; Strukturen angegeben Zeiten in der Nähe synchrone Aktivität. (C) Beachten Sie, dass Spalten, die sehr an einer Zeitskala angezeigt werden synchronisiert von mehreren Spalten in den höheren zeitlichen Skalen (3 zeitlichen Skalen dargestellt) bestehen. (D) Schematische Darstellung der neuronalen Lawine Algorithmus. Auf einer 2 x 2 Elektroden-Array Peak-Zeit und Amplitude der negativen Ausschläge LFP (nLFP) Überqueren einer Schwelle von-x SD des Lärms identifiziert. Räumlich-zeitliche Organisation der nLFPs ist in der Reihe der aktiven Zeit bins der Breite At geclustert. Die Größe eines Clusters wird entweder durch die Anzahl der aktiven Zentren, dh Elektroden mit nLFP identifiziert (s = 4) oder die integrierte Summe nLFP Amplituden (s = 130 uV). Die Lebensdauer wird in Vielfachen von At gemessen. (E, F) Power Gesetz in Cluster-Größenverteilung identifiziert Cluster als neuronale Lawinen. Beachten Sie, dass die Wahl eines bestimmten interelectrode Entfernungen für das Array (hier 200 pm) Dd eine besondere At, bei dem die Dynamik beobachtet werden sollte einführt. Genauer gesagt, in welchem ​​Verhältnis Dd / At nähert sich der durchschnittliche Ausbreitungsgeschwindigkeit im Netz, bei der die Steigung α der Macht Recht ist annähernd -1,5 für die neuronale Lawinen 2,4,5. Bitte <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/2949/2949largefig2.jpg">klicken Sie hier,</a> um eine größere Version der Abbildung 2 zu sehen.

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Lett. 107, 6-11 (1989).</li><li>G&#246;tz, M., Bolz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formation+and+Preservation+of+cortical+layers+in+slice+cultures.">Formation and Preservation of cortical layers in slice cultures.</a> J. Neurobiol. 23, 783-802 (1992).</li><li>Bolz, J., Novak, N., G&#246;tz, M., Bonhoeffer, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formation+of+target-specific+neuronal+projections+in+organotypic+slice+cultures+from+rat+visual+cortex.">Formation of target-specific neuronal projections in organotypic slice cultures from rat visual cortex.</a> Nature. 346, 359-362 (1990).</li><li>Bolz, J., Novak, N., Staiger, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formation+of+specific+afferent+connections+in+organotypic+slice+cultures+from+rat+visual+cortex+cocultured+with+lateral+geniculate+nucleus.">Formation of specific afferent connections in organotypic slice cultures from rat visual cortex cocultured with lateral geniculate nucleus.</a> J. Neurosci. 12, 3054-3070 (1992).</li><li>Novak, N., Bolz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formation+of+specific+efferent+connections+in+organotypic+slice+cultures+from+rat+visual+cortex+cocultured+with+lateral+geniculate+nucleus+and+superior+colliculus.">Formation of specific efferent connections in organotypic slice cultures from rat visual cortex cocultured with lateral geniculate nucleus and superior colliculus.</a> Eur. J. Neurosci. 5, 15-24 (1993).</li><li>Plenz, D., Aertsen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+dynamics+in+cortex-striatum+co-cultures.+I.+Anatomy+and+electrophysiology+of+neuronal+cell+types.">Neural dynamics in cortex-striatum co-cultures. I. Anatomy and electrophysiology of neuronal cell types.</a> Neurosci. 70, 861-891 (1996).</li><li>Plenz, D., Aertsen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+dynamics+in+cortex-striatum+co-cultures.+II.+Spatio-temporal+characteristics+of+neuronal+activity.">Neuronal dynamics in cortex-striatum co-cultures. II. Spatio-temporal characteristics of neuronal activity.</a> Neurosci. 70, 893-924 (1996).</li><li>Plenz, D., Kitai, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organotypic+cortex-striatum-mesencephalon+cultures:+the+nigro-striatal+pathway.">Organotypic cortex-striatum-mesencephalon cultures: the nigro-striatal pathway.</a> Neurosci. Lett. 209, 177-180 (1996).</li><li>Plenz, D., Kitai, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Up'+and+'down'+states+in+striatal+medium+spiny+neurons+simultaneously+recorded+with+spontaneous+activity+in+fast-spiking+interneurons+studied+in+cortex-striatum-substantia+nigra+organotypic+cultures.">Up' and 'down' states in striatal medium spiny neurons simultaneously recorded with spontaneous activity in fast-spiking interneurons studied in cortex-striatum-substantia nigra organotypic cultures.</a> J. Neurosci. 18, 266-283 (1998).</li><li>Plenz, D., Herrera-Marschitz, M., Kitai, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphological+organization+of+the+globus+pallidus-subthalamic+nucleus+system+studied+in+organotypic+cultures.">Morphological organization of the globus pallidus-subthalamic nucleus system studied in organotypic cultures.</a> J. Comp. Neurol. 397, 437-457 (1998).</li><li>Plenz, D., Kitai, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+basal+ganglia+pacemaker+formed+by+the+subthalamic+nucleus+and+external+globus+pallidus+[see+comments].">A basal ganglia pacemaker formed by the subthalamic nucleus and external globus pallidus [see comments].</a> Nature. 400, 677-682 (1999).</li><li>Plenz, D., Kitai, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+high-frequency+oscillations+in+local+circuits+of+rat+somatosensory+cortex+cultures.">Generation of high-frequency oscillations in local circuits of rat somatosensory cortex cultures.</a> J Neurophysiol. 76, 4180-4184 (1996).</li><li>Klostermann, O., Wahle, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patterns+of+spontaneous+activity+and+morphology+of+interneuron+types+in+organotypic+cortex+and+thalamus-cortex+cultures.">Patterns of spontaneous activity and morphology of interneuron types in organotypic cortex and thalamus-cortex cultures.</a> Neurosci. 92, 1243-1259 (1999).</li><li>Cowan, R. L., Wilson, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+firing+patterns+and+axonal+projections+of+single+cortico-striatal+neurons+in+the+rat+medial+agranular+cortex.">Spontaneous firing patterns and axonal projections of single cortico-striatal neurons in the rat medial agranular cortex.</a> J. Neurophysiol. 71, 17-32 (1994).</li><li>Porter, L. L., Rizzo, E., Hornung, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dopamine+affects+parvalbumin+expression+during+cortical+development+in+vitro.">Dopamine affects parvalbumin expression during cortical development in vitro.</a> J Neurosci. 19, 8990-9003 (1999).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

1. Technische Fragen: <ol><li> Sterile Technik. Die Aufstellung von MEAs und Kultur Vorbereitung sind alle in einer Sterilbank unter sterilen Bedingungen durchgeführt. Antibiotika, die neuronale Aktivität beeinflussen, sind nicht zu jeder Zeit während der Vorbereitung und Kultur eingesetzt. </li><li> Plasma / Thrombin Koagulation und Gewebe Einhaltung der MEA. Tissue Überleben auf dem MEA erfordert eine sorgfältige Balance zwischen der Zeit, für Plasma / Thrombin Koagulation und die Zeit des Gewebes an der Luft erforderlich. Eine kurze Gerinnungszeit Risiken vorzeitigen Ablösung von Abschnitten aus der MEA, während längerer Atmosphäre löst Gewebedegeneration. Da die Stärke des Thrombin-Lösung bestimmt die Geschwindigkeit der Koagulation ist es ein sehr wichtiger Parameter für die erfolgreiche Anbringung, gesunde Kulturen der MEA-Oberfläche. Wir erzielen die besten Ergebnisse mit 1000 Einheiten (1KU; 1 NIH-Einheit = 0,324 ± 0,073 mg). Wichtig ist, dass unvollständige Vermischung der Plasma / Thrombin-Lösung resultiert in räumlich heterogenen Koagulation Förderung Plasma-Brüche während der Kultivierung. Diese Plasma-&quot;Löcher&quot; erheblich beeinträchtigen Kultur Gesundheit und lösen Sie die Kultur von Mikroelektroden, damit Abstriche bei der Qualität der elektrophysiologischen Aufzeichnung. Arbeiten mit Kühlplatten während der MEA / Gewebe Montage verlangsamt die Blutgerinnung und ermöglicht eine homogene Durchmischung des Plasmas / Thrombin-Lösung und die richtige Positionierung der Gewebeschnitten. Auch durch Zugabe von Medium in einzelne Tröpfchen, die Kultur Kammer zu versenken die Kultur nach nur 5 min von Koagulation, reduziert das Risiko von Gewebe Abteilungen aufgrund der Oberflächenspannung. Eine erfolgreiche Kultur wird auf der MEA flach und leicht zu erweitern, welche ein gesundes Wachstum für Wochen, ohne größere Anzeichen von unvollständiger Gewebe-MEA Kontakt oder Gewebedegeneration (z. B. Abb. 1D). </li><li> Gewebedissektion. Micro Messer haben unsere Dissektion Prozess verbessert. Wir verwenden doppelte Rasierklingen (Fine Science Tools - zerbrechlich Skalpellklingen - 100050-00), aus denen wir uns trennen ~ 2 mm breite Klingen &quot;mit einer Zange, und halten Sie sie mit einem Skalpell Inhaber. Gewebeproben aus den koronalen Schnitt mit einem glatten, senkrechten festen Bewegung des Messers seziert dabei stark reduziert mechanische Belastung durch Ziehen des Gewebes insgesamt verbessern Kultur Gesundheit. </li><li> Tissue Kühlung. Ordnungsgemäße Kühlung der Scheiben und Gewebeschnitte während der Vorbereitung ist unerlässlich für die Kultur Erfolg. Wir verwenden maßgeschneiderte kalten Platten von Peltier-Elementen unter einer Metallscheibe befestigt gebaut. Die Wärme, die durch das Peltier-Element erzeugt wird, durch kaltes Wasser Perfusion entfernt. Dies reduziert die Vorbereitungszeit und standardisiert Kühlung während jeder Phase der Vorbereitung (Dold Labs &amp; Engineering 131 Plantation Dr. Seguin, TX 78155;. (830) 560-1471)). </li><li> Incubator Zustand. Eine maßgeschneiderte Inkubator mit präzisen internen rocking Bedingungen war entscheidend für unseren Erfolg in der Pflege Scheiben auf MEAs. Basierend auf einem Original in-house design by Multichannelsystems (derzeit nicht im Handel erhältlich), besteht die interne rocking Gerät von Schalen, die mit zwei großen seitlichen Rädern angebracht sind. Schrittmotoren und EDV-Steuerung ermöglicht eine präzise Flugbahn rocking (rocking Winkel, rocking Geschwindigkeit und intermittierenden Pausen). Letztlich müssen Slice Kulturen in die Atmosphäre und Kulturmedium in langsamen Wechsel ausgesetzt werden. Der traditionelle Ansatz besteht darin, Slice Kulturen in engen Röhren, die sich langsam entlang gibt es am längsten Achse zu drehen statt. Dabei spielt langsame Rotation nicht produzieren mechanische Belastung durch die Rotation selbst, und die Rotationsgeschwindigkeit ist hoch genug, um eine optimale Fütterung / Atmung &quot;-Zyklus von etwa 5 erhalten - 10 min Dauer. Je kompakter Innere des MEA Kammer, ihre Gesamtvolumen von ca. 2 ccm, und die kleine Kulturmedium Volumen für mittlere Konditionierung durch das Gewebe selbst erforderlich sind, stellt eine erhebliche Herausforderung. Durch Schütteln der MEA zwischen ± 70 ° Winkel (Zykluszeit: ~ 200 s), Verlangsamung der rocking Geschwindigkeit wie die Kultur Übergänge zwischen der flüssigen Phase und die Atmosphäre, und die Eindämmung des rocking an den äußersten Winkeln für längere Einwirkung der Atmosphäre hat wesentlich gewesen für die Kultur überleben. </li></ol> 2. Developmental Alter von Cortex Kulturen zu neuronalen Lawinen-Studie Akute Scheiben von Rattencortex werden in der Regel bei PND 0 Gewinner - 1 und kultiviert für viele Wochen auf der MEA. Frühe Studien haben deutlich gezeigt, dass einzelne Kortex Scheibe Kulturen, nach mehreren Wochen in vitro, pflegen eine geschichtete Struktur mit identifizierbaren Zelltypen, die sich leicht in vivo Zell-Klassen 18,18-21 verglichen werden kann. Das geschichtete Organisation in diesem in vitro-System wurde verwendet, um bequem Thalamus StudieInnervation der Hirnrinde während der Entwicklung 22-24, sowie für den Antrieb subkortikale Strukturen wie das Striatum 25,26. In der Tat ermöglicht die Spezifität bei der Bildung von neuronalen Verbindungen innerhalb und zwischen den Hirnregionen für den Bau des Komplexes in vitro-Systeme, zahlreiche detaillierte Projektionssysteme zurückzuerobern, zB, dass der Kortex-Basalganglien-Schaltung 27-30. Nach 4 bis 6 Wochen in vitro, single Kortex Scheiben 31 und Cortex Scheiben mit striatum 26 oder Thalamus 32 zeigen spontane co-kultivierten Up-und Down Staaten typischerweise in vivo in der Urethan-narkotisierten Ratten 33 gefunden. Die feine zeitliche Organisation dieser up-Staaten trägt die Handschrift von verschachtelten θ-und γ-Oszillationen weisen auf eine elektrophysiologisch reifen Netzwerk von pyramidalen Neuronen und schnell spiking GABAergen Interneuronen 31. Wichtig ist, dass in der Abwesenheit von Dopamin-D2-Rezeptor-Stimulation, ist die Reifung von Parvalbumin-positive kortikale Interneuronen von ca. 2 Wochen in Cortex Schnittkulturen 34 verzögert. Im Einklang mit diesen Ergebnissen die Entwicklung zeitlichen Verlauf der verschachtelten θ-, β-und γ-Oszillationen ist, dass in vivo trifft zu, wenn Kortex Scheiben sind mit dem ventralen Tegmentum (VTA), die dopaminergen Neuronen projizieren, die enthält co-kultivierten Cortex 6. Diese Studien zeigen, dass bei der Untersuchung neuronaler Lawinen, die entscheidend davon abhängen, reifen schnell GABAergen Hemmung und sind in oberflächlichen Schichten des Kortex 2,4 gelegen, großer Sorgfalt zu treffen, um eine ordnungsgemäße Reifung der kortikalen Gewebes zu gewährleisten werden muss. Während neuronale Lawinen in einzelnen Kortex Kulturen entstehen über den zeitlichen Verlauf der 2 bis 5 Wochen 4, wenn die eine Entwicklungszeit natürlich, dass die in vivo Entwicklung abgestimmt ist, müssen Kortex Scheiben eine entsprechende Dopamin-Rezeptor-Stimulation, zB durch Co-Kultivierung Kortex Scheiben mit dem VTA 6.

<table border="1"><tbody><tr><th> Name des Reagenzes </th><th> Firma </th><th> Katalog-Nummer </th><th> Kommentare (optional) </th></tr><tr><td> Integrierte planare Multielektroden Array </td><td> Multichannel Systems ( <a href="www.multichannelsystems.com">www.multichannelsystems.com</a> ) ALA Scientific Instruments (Www.alascience.com) </td><td> <a href="http://www.multichannelsystems.com/products-mea/product-details/products/158/20030ir-ito-wo.html">200/30iR-ITO-w/o</a> </td><td> Titannitrat (TiN)-Elektroden (30 mm Durchmesser) haben große Oberfläche führt mit niedriger Impedanz (~ 1,5 kOhm bei 1 kHz) und eine hervorragende Breitband-Aufnahmen (w / o - ohne Ring) </td></tr><tr><td> Kammer aus Glas </td><td> www.aceglass.com </td><td> 7620-32 </td><td> Threaded Glaszylinder </td></tr><tr><td> Kammer Kappe </td><td> www.aceglass.com </td><td> 7622-114 </td><td> Kunststoffkappe mit Teflon-Einsatz </td></tr><tr><td> Sylgard 184 </td><td> www.wpiinc.com </td><td> SYLG184 </td><td> Zwei-Komponenten-Silikon-Elastomer </td></tr><tr><td> Poly-D-Lysin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P6407-5mg </td><td> γ-bestrahlt, lyophilisierte Pulver-, Zell-kultivierten getestet. Rekonstitution mit 5 ml VE-Wasser vor dem Gebrauch. </td></tr><tr><td> Gey-Balanced Salt-Lösung </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> G9779-500ml </td><td> sterilfiltriert und kultiviert getestet </td></tr><tr><td> Huhn Plasma </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P3266-5 ml </td><td> Lyophilisierte, rekonstruieren mit 5 ml VE-Wasser vor dem Gebrauch. </td></tr><tr><td> Thrombin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> T6634-1KU </td><td> aus Rinder-Plasma, Pulver lyophilisiert. </td></tr><tr><td> Pferdeserum </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> H1138-100mL </td><td> Spender Herde, getestet Hitze inaktiviert, Zellkultur </td></tr><tr><td> Basal Medium Eagle </td><td> Invitrogen </td><td> 21010-046 </td><td> 1x, 500 ml - (+) Earle-Salzen, (-) L-Glutamin), </td></tr><tr><td> Hanks Salzlösung </td><td> Invitrogen </td><td> 24020-117 </td><td> 500 ml - (+) Magnesium, (+) Kalzium, w / Phenolrot) </td></tr><tr><td> Chamber Slides </td><td> Lab-Tek Chamber Slide-w / Deckel (Nunc), steril </td><td> 177429 </td><td></td></tr><tr><td> Uridin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> U3003 </td><td></td></tr><tr><td> ARA-C Cytosin-β-D-arabinofuranosid </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> C6645 </td><td></td></tr><tr><td> 5-Fluor-2&#39;-desoxyuridin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> F0503 </td><td></td></tr></tbody></table>

multi-electrode array recordings of neuronal avalanches in organotypic cultures

Der Kortex ist spontan aktiv, auch in Abwesenheit eines bestimmten Eingang oder Motorleistung. Während der Entwicklung, ist diese Tätigkeit für die Migration und Differenzierung von Cortex Zelltypen und die Bildung neuronaler Verbindungen 1 wichtig. In den reifen Tier, ein Ausdruck der fortlaufenden Tätigkeit der Vergangenheit und den gegenwärtigen Zustand eines Tieres in die Sinnesreize nahtlos integriert sind, um künftige Aktionen zu berechnen. Somit ist ein klares Verständnis von der Organisation der laufenden dh spontane Aktivität eine Voraussetzung für die Cortex-Funktion zu verstehen. Zahlreiche Aufnahme-Techniken ergab, dass die laufenden Aktivitäten in der Rinde der vielen Neuronen, deren einzelne Aktivitäten vorübergehend zu größeren Veranstaltungen, die im lokalen Bereich Potential (LFP) mit extrazellulären Mikroelektroden detektiert werden können Summe, oder in das Elektroenzephalogramm (EEG), die Magnetoenzephalogramm (MEG ist zusammen ) und das BOLD-Signal von der funktionellen Magnetresonanztomographie (fMRI). Die LFP wird derzeit die Methode der Wahl bei der Untersuchung neuronaler Aktivität Bevölkerung mit hoher zeitlicher und räumlicher Auflösung bei der mesoskopischen Skala (mehrere tausend Neuronen). Bei der extrazellulären Mikroelektroden, lokal Aktivitäten von räumlich benachbarten Neuronen führen schnelle Ausschläge in den LFP bis zu mehreren hundert Mikrovolt synchronisiert. Bei Verwendung einer Anordnung von Mikroelektroden, können die Organisationen wie Ausschläge bequem in Raum und Zeit überwacht werden. Neuronale Lawinen beschreiben die skaleninvarianten raumzeitliche Organisation der laufenden neuronalen Aktivität im Gehirn 2,3. Sie sind spezifisch für den oberflächlichen Schichten des Kortex als in vitro 4,5 etabliert, in vivo in der narkotisierten Ratte 6 und in der wachen Affen 7. Wichtig ist, deuten sowohl theoretische als auch empirische Studien 2,8-10, dass neuronale Lawinen ein exquisit ausgewogene kritischen Zustand Dynamik des Kortex, die Informationen übertragen und Informationsverarbeitung optimiert anzuzeigen. Um die Mechanismen der neuronalen Lawine Entwicklung, Wartung und Regulierung Studie, in vitro Vorbereitungen sind sehr nützlich, da sie für stabile Aufnahmen von Lawinen unter genau kontrollierten Bedingungen zu ermöglichen. Das aktuelle Protokoll beschreibt, wie neuronale Lawinen in vitro durch die Nutzung der oberflächlichen Schicht Entwicklung in organotypischen Kulturen Kortex, also Scheibe Kulturen, auf ebenen, integrierter Mikroelektroden-Arrays (MEA, siehe auch 11-14) gewachsen zu studieren.

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Multi-electrode Array Recordings of Neuronal Avalanches in Organotypic Cultures

Eine robuste Art und Weise die neuronale Lawinen, dh skaleninvarianten räumlich-zeitliche Aktivitätsmuster platzt, was auf kritischen Zustand Dynamik in Kortex zu untersuchen. Lawinen entstehen spontan bei der Entwicklung von oberflächlichen Schichten der kultivierten Cortex, die für die langfristige Messungen der Aktivität ermöglicht mit planaren integrierten Multi-Elektroden-Arrays (MEA) unter genau kontrollierten Bedingungen.

Multi-Elektroden-Array Recordings neuronaler Lawinen in organotypischen Kulturen

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output.  During development, this activity is important for the ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

26.3K Aufrufe.  National Institute of Mental Health. Eine robuste Art und Weise die neuronale Lawinen, dh skaleninvarianten räumlich-zeitliche Aktivitätsmuster platzt, was auf kritischen Zustand Dynamik in Kortex zu untersuchen. Lawinen entstehen spontan bei der Entwicklung von oberflächlichen Schichten der kultivierten Cortex, die für die langfristige Messungen der Aktivität ermöglicht mit planaren integrierten Multi-Elektroden-Arrays (MEA) unter genau kontrollierten Bedingungen.

Serie: Multi-electrode Array Recordings of Neuronal Avalanches in Organotypic Cultures

Multielectrode Array Recordings of the Vomeronasal Epithelium

Understanding neural circuits requires methods to record from many neurons simultaneously. For in vitro studies, one currently available technology is planar multielectrode array (MEA) recording. Here we document the use of MEAs to study the mouse vomeronasal organ (VNO), which plays an essential role in the detection of pheromones and social cues via a diverse population of sensory neurons expressing hundreds of types of receptors. Combining MEA recording with a robotic liquid handler to deliver chemical stimuli, the sensory responses of a large and diverse population of neurons can be recorded. The preparation allows us to remove the intact neuroepithelium of the VNO from the mouse and stimulate with a battery of chemicals or potential ligands while monitoring the electrical activity of the neurons for several hours. Therefore, this technique serves as a useful method for assessing ligand activity as well as exploring the properties of receptor neurons. We present the techniques needed to prepare the vomeronasal epithelium, MEA recording, and chemical stimulation.

Multielectrode array (MEA) recordings provide a method for studying the electrical activity of large populations of neurons. Here, we present the details of a MEA preparation to record from the mouse vomeronasal epithelium while simultaneously stimulating the tissue.

Multielektroden Array Recordings der Vomeronasal Epithel

Understanding neural circuits requires methods to record from many neurons simultaneously. For in vitro studies, one currently available technology is ...

Forschung

Neurowissenschaften

Organotypic Hippocampal Slice Cultures

The hippocampus, a component of the limbic system, plays important roles in long-term memory and spatial navigation 1. Hippocampal neurons can modify the strength of their connections after brief periods of strong activation. This phenomenon, known as long-term potentiation (LTP) can last for hours or days and has become the best candidate mechanism for learning and memory 2. In addition, the well defined anatomy and connectivity of the hippocampus 3 has made it a classical model system to study synaptic transmission and synaptic plasticity4.
As our understanding of the physiology of hippocampal synapses grew and molecular players became identified, a need to manipulate synaptic proteins became imperative. Organotypic hippocampal cultures offer the possibility for easy gene manipulation and precise pharmacological intervention but maintain synaptic organization that is critical to understanding synapse function in a more naturalistic context than routine culture dissociated neurons methods.
Here we present a method to prepare and culture hippocampal slices that can be easily adapted to other brain regions. This method allows easy access to the slices for genetic manipulation using different approaches like viral infection 5,6 or biolistics 7. In addition, slices can be easily recovered for biochemical assays 8, or transferred to microscopes for imaging 9 or electrophysiological experiments 10.

We describe a method to prepare organotypic hippocampal slices that can be easily adapted to other brain regions. Brain slices are laid on porous membranes and culture media is allowed to form an interface. This method preserves the gross architecture of the hippocampus for up to 2 weeks in culture.

Organotypischen hippokampalen Slice-Kulturen

The hippocampus, a component of the limbic system, plays important roles in long-term memory and spatial navigation 1. Hippocampal neurons can modify the ...

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

The mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due to the abundance of molecular and genetic data. However, the developing mouse brain is not suitable for easy manipulation and imaging in vivo since the mouse embryo is inaccessible and opaque. Organotypic slice cultures of embryonic brains are therefore widely used to study murine brain development in vitro. Ex-vivo manipulation or the use of transgenic mice allows the modification of gene expression so that subpopulations of neuronal or glial cells can be labeled with fluorescent proteins. The behavior of labeled cells can then be observed using time-lapse imaging. Time-lapse imaging has been particularly successful for studying cell behaviors that underlie the development of the cerebral cortex at late embryonic stages 1-2. Embryonic organotypic slice culture systems in brain regions outside of the forebrain are less well established. Therefore, the wealth of time-lapse imaging data describing neuronal cell migration is restricted to the forebrain 3,4. It is still not known, whether the principles discovered for the dorsal brain hold true for ventral brain areas. In the ventral brain, neurons are organized in neuronal clusters rather than layers and they often have to undergo complicated migratory trajectories to reach their final position. The ventral midbrain is not only a good model system for ventral brain development, but also contains neuronal populations such as dopaminergic neurons that are relevant in disease processes. While the function and degeneration of dopaminergic neurons has been investigated in great detail in the adult and ageing brain, little is known about the behavior of these neurons during their differentiation and migration phase 5. We describe here the generation of slice cultures from the embryonic day (E) 12.5 mouse ventral midbrain. These slice cultures are potentially suitable for monitoring dopaminergic neuron development over several days in vitro. We highlight the critical steps in generating brain slices at these early stages of embryonic development and discuss the conditions necessary for maintaining normal development of dopaminergic neurons in vitro. We also present results from time lapse imaging experiments. In these experiments, ventral midbrain precursors (including dopaminergic precursors) and their descendants were labeled in a mosaic manner using a Cre/loxP based inducible fate mapping system 6.

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

A method to generate organotypic slices from the E12.5 murine embryonic midbrain is described. The organotypic slice cultures can be used to observe the behavior of dopaminergic neurons or other ventral midbrain neurons.

Organotypischen Kulturen von embryonalen ventralen Mittelhirn: Ein System zur Dopaminerge Neuronale Development Study In-vitro-</em

The  mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due  to the abundance of molecular and genetic data. However, the ...

The Analysis of Purkinje Cell Dendritic Morphology in Organotypic Slice Cultures

Purkinje cells are an attractive model system for studying dendritic development, because they have an impressive dendritic tree which is strictly oriented in the sagittal plane and develops mostly in the postnatal period in small rodents 3. Furthermore, several antibodies are available which selectively and intensively label Purkinje cells including all processes, with anti-Calbindin D28K being the most widely used. For viewing of dendrites in living cells, mice expressing EGFP selectively in Purkinje cells 11 are available through Jackson labs. Organotypic cerebellar slice cultures cells allow easy experimental manipulation of Purkinje cell dendritic development because most of the dendritic expansion of the Purkinje cell dendritic tree is actually taking place during the culture period 4. We present here a short, reliable and easy protocol for viewing and analyzing the dendritic morphology of Purkinje cells grown in organotypic cerebellar slice cultures. For many purposes, a quantitative evaluation of the Purkinje cell dendritic tree is desirable. We focus here on two parameters, dendritic tree size and branch point numbers, which can be rapidly and easily determined from anti-calbindin stained cerebellar slice cultures. These two parameters yield a reliable and sensitive measure of changes of the Purkinje cell dendritic tree. Using the example of treatments with the protein kinase C (PKC) activator PMA and the metabotropic glutamate receptor 1 (mGluR1) we demonstrate how differences in the dendritic development are visualized and quantitatively assessed. The combination of the presence of an extensive dendritic tree, selective and intense immunostaining methods, organotypic slice cultures which cover the period of dendritic growth and a mouse model with Purkinje cell specific EGFP expression make Purkinje cells a powerful model system for revealing the mechanisms of dendritic development.

We present a protocol that permits to view and to quantitatively asses the morphology of the dendritic tree of individual Purkinje cells grown in organotypic cerebellar slice cultures. This protocol is intended to promote studies on the mechanisms of Purkinje cell dendritic development.

Die Analyse von Purkinje Zelle Dendritische Morphologie in organotypischen Kulturen

Purkinje cells are an attractive model system for studying dendritic development, because they have an impressive dendritic tree which is strictly ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Dual-Elektrophysiologische Recordings synaptisch-evozierte astrogliale und neuronale Antworten in Acute Hippocampusschnitte

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Design und Fertigung von Ultraleichtgewicht, verstellbare Multi-Elektroden-Sonden für elektrophysiologischen Ableitungen in Mäuse

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

Gepaart ganze Zelle Recordings in Organotypische Hippocampus

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

Investigating Functional Regeneration in Organotypic Spinal Cord Co-cultures Grown on Multi-electrode Arrays

Adult higher vertebrates have a limited potential to recover from spinal cord injury. Recently, evidence emerged that propriospinal connections are a promising target for intervention to improve functional regeneration. So far, no in vitro model exists that grants the possibility to examine functional recovery of propriospinal fibers. Therefore, a representative model that is based on two organotypic spinal cord sections of embryonic rat, cultured next to each other on multi-electrode arrays (MEAs) was developed. These slices grow and, within a few days in vitro, fuse along the sides facing each other. The design of the used MEAs permits the performance of lesions with a scalpel blade through this fusion site without inflicting damage on the MEAs. The slices show spontaneous activity, usually organized in network activity bursts, and spatial and temporal activity parameters such as the location of burst origins, speed and direction of their propagation and latencies between bursts can be characterized. Using these features, it is also possible to assess functional connection of the slices by calculating the amount of synchronized bursts between the two sides. Furthermore, the slices can be morphologically analyzed by performing immunohistochemical stainings after the recordings. 
Several advantages of the used techniques are combined in this model: the slices largely preserve the original tissue architecture with intact local synaptic circuitry, the tissue is easily and repeatedly accessible and neuronal activity can be detected simultaneously and non-invasively in a large number of spots at high temporal resolution. These features allow the investigation of functional regeneration of intraspinal connections in isolation in vitro in a sophisticated and efficient way.

Here we present a protocol that is based on spinal cord slices cultured on multi-electrode arrays to study functional regeneration of propriospinal connections in vitro.

Untersuchung funktionelle Regeneration im Organotypische Spinal Cord Co-Kulturen auf Multi-Elektroden-Arrays Grown

Adult higher vertebrates have a limited potential to recover from spinal cord injury. Recently, evidence emerged that propriospinal connections are a ...

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the stimulation parameters (e.g., orientation, field strength, and stimulation duration) need to be examined in mice brain slice preparations. Testing and arranging the orientation of the electrode relative to the position of the mice brain slice are feasible. The present method preserves the thalamocingulate pathway to evaluate the effect of DCS on anterior cingulate cortex seizure-like activities. The results of the multichannel array recordings indicated that cathodal DCS significantly decreased the amplitude of the stimulation-evoked responses and duration of 4-aminopyridine and bicuculline-induced seizure-like activity. This study also found that cathodal DCS applications at 15 min caused long-term depression in the thalamocingulate pathway. The present study investigates the effects of DCS on thalamocingulate synaptic plasticity and acute seizure-like activities. The current procedure can test the optimal stimulation parameters including orientation, field strength, and stimulation duration in an in vitro mouse model. Also, the method can evaluate the effects of DCS on cortical seizure-like activities at both the cellular and network levels.

Studies have shown that cathodal transcranial direct-current stimulation can produce suppressive effects on drug-resistant seizures. In this study, an in vitro experimental setup was devised in which the direct-current stimulation and multielectrode array recording of seizure-like activity were evaluated in mice brain slice preparation. The direct-current stimulation parameters were evaluated.

Gleichstrom-Stimulation und Multi-Elektroden-Array-Aufnahme von Seizure-ähnliche Aktivität in Mäuse-Gehirn Scheibe Vorbereitung

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

Purkinje Cell Survival in Organotypic Cerebellar Slice Cultures

Organotypic slice culture is a powerful in vitro model that mimicks in vivo conditions more closely than dissociated primary cell cultures. In early postnatal development, cerebellar Purkinje cells are known to go through a vulnerable period, during which they undergo programmed cell death. Here, we provide a detailed protocol to perform mouse organotypic cerebellar slice culture during this critical time. The slices are further labeled to assess Purkinje cell survival and the efficacy of neuroprotective treatments. This method can be extremely valuable to screen for new neuroactive molecules.

Organotypic slice cultures are a powerful tool to study neurodevelopmental or degenerative/regenerative processes. Here, we describe a protocol that models the neurodevelopmental death of Purkinje cells in mouse cerebellar slice cultures. This method may benefit research in neuroprotective drug discovery.

Purkinje Zell Überleben in organotypischen Zerebellar Slice Kulturen

Organotypic slice culture is a powerful in vitro model that mimicks in vivo conditions more closely than dissociated primary cell cultures. In early ...