Diese Arbeit wurde durch das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (IZKF, Projekt E7) am Universitätsklinikum der Universität Erlangen-Nürnberg unterstützt.

Ein. Setup Montage und Software Programmierung <ol><li> Installieren Sie einen D / A-Karte in einem Personal Computer (zB: NI PCI 6229, National Instruments) und verbinden Sie es mit einer Breakout-Box (zB: BNC-2110 von National Instruments), sollten beide unterstützt mindestens einen Eingang und einen Ausgang Kanal mit einer Abtastrate von mindestens 44,1 kHz jeden. </li><li> Verbinden Sie den Ausgang des Breakout-Box via BNC-Kabel mit einem Sound-Verstärker (zB: AMP75 Breitband-Leistungsverstärker, Thomas Wulf). </li><li> Installieren Sie eine Infrarot-Webcam (zB: Grand IP Camera Pro, Grandtec Electronics) für Tier-Überwachung in der Dunkelheit. </li><li> Installieren Sie ein Integrated Development Environment (zB: Matlab) um ein Programm als durch das Flussdiagramm in Abbildung 1 dargestellt definiert umzusetzen. Eine Version, die auf Matlab 2007b kann kostenlos bezogen aus dem entsprechenden Autor werden. </li><li> Innerhalb einer schalldichten Kammer installiert einen Lautsprecher auf einem Tisch. Schließen Sie den Lautsprecher to die Sound-Verstärker. </li><li> Installieren Sie einen Piezo-Sensor (zB Kraftsensor FSG15N1A, Honeywell) auf einer Dämmplatte, unterstützen sie mit Macht und verbinden Sie es über BNC-Kabel mit dem Eingang des Breakout-Box; Boden das Sensorsignal. </li><li> Baue eine Meßkammer aus einem Acrylglas-Rohr angepasst an die Größe des Nagers zu messen (z. B. für Rennmäuse: Länge 15 cm, Innendurchmesser 4,3 cm, Aussendurchmesser 4,8 cm). Fix eine mit einer Maschenweite von 0,5 mm an der Vorderseite des Rohres und einem gepolsterten Tür mit einem Schloß-Mechanismus (zB einem Haken) an der hinteren Gitterrost. Die Fixierung kann mit Heißkleber gemacht werden, für die Tür nur das Scharnier und der Bügel für den Haken an dem Rohr befestigt ist. </li><li> Bringen Schaumstoff Füße, die Messrohr Abmessungen passen auf die isolierende Sensor Board. Die Füße sollten das Rohr unter dem vorderen und hinteren Ende unterstützt und heben das Rohr auf die Sensor-Ebene. Stellen Sie sicher, dass es leichter Kontakt zwischen dem Piezo-Sensor und der Messkammer. </li&gt; <li> Befestigen Sie den Sensor-Board mit der Messkammer vor dem Lautsprecher zentriert und legte ein Mikrofon für Sound Control daneben (zB B &amp; K Typ 2669 / B &amp; K Typ 4190 mit Messverstärker B &amp; K Typ 2610, Alle: Bruel und Kjaer) auf der Ebene der Tiere Kopf, so dass es nicht zu stören Rohres. </li><li> Beachten Sie, dass die Qualität der audiometrischen Daten hängt von der Qualität des Sound Systems abhängen. In jedem Fall, das Mikrofon und Messverstärker um die Frequenz Transfer Funktion Ihres Systems vor zu bestimmen, Ihre ersten Experimente und verfügen über eine Routine in Ihre Software für diese Frequenz Übertragungsfunktion zu korrigieren, um die spektrale Leistung des Lautsprechers flach zu machen. </li><li> Richten Sie die Webcam mit dem Setup, so dass ein Verhalten der Tiere zu überwachen. </li></ol> 2. Behavioral Bestimmung der Hörschwelle (Audiogramme) <ol><li> Nehmen Sie das Tier von seinem eigenen Käfig und legte sie mit dem Kopf zuerst in das Rohr; cverlieren die Tür. </li><li> Legen Sie den Schlauch auf den Schaum Füßen und dem Sensor. Schalten Sie kein Licht, und schließen Sie die Tür zu der Kammer. Die Kammer selbst ist nicht klimatisierten hat aber die Temperatur, Feuchtigkeit und anderer Umgebungsvariablen des umgebenden Labor. Luftwechsel durch Ventilatoren ist nicht ratsam aufgrund des induzierten Rauschens aber das Volumen der Kammer unterstützt Sauerstoff für das Tier für viele Stunden. Warten Sie 15 min, damit das Tier in das Setup zu gewöhnen. Die Eingewöhnungszeit ist vorteilhaft für das Tier, wie es beruhigen kann sich in seinem eigenen Tempo und auf das Rohr zu gewöhnen. Auf der anderen Seite, sieht man nicht alle Unterschiede im Verhalten während der Eingewöhnungszeit über mehrere Sitzung, die anzeigt, dass eine zusätzliche Sitzung für vertraut das Tier mit dem Rohr und der Kammer vor dem Experiment nicht benötigt wird. </li><li> Starten Sie das Programm und die Parameter für die Stimulation (vgl. auch Lit. 5).: Stimuli bestehen aus reinen Tönen mit unterschiedlichen FrequenzenFrequenzen. Die Schreckreaktion Stimulus muss mit einem Schalldruckpegel hoch genug, um reproduzierbar entlocken eine Schreckreaktion vorgestellt. In unserem Labor verwenden wir Intensitäten von 105 dB SPL (Reizdauer 6 ms, darunter 2 ms Cosinus-squared Aufstieg und Fall Rampen) zu erschrecken Antworten in Mongolische Rennmäuse zu entlocken. Die Teststimuli vor den Schreckreaktion Stimuli werden in unterschiedlichen Frequenzen und Intensitäten im Bereich zu testenden, in der Regel von unten Hörschwelle auf Werte deutlich oberhalb der Schwelle und mit Frequenzen über den gesamten hörbaren Bereich der Spezies präsentiert werden. Häufigkeit und Dauer der Schreckreaktion und Testreiz in jedem Versuch abgestimmt sind, wird die Interstimulus Intervall zwischen Schreckreaktion und Teststimulus auf 100 ms eingestellt. Verwenden Sie mindestens 15 Wiederholungen mit randomisierten Interstimulus Abständen von 10 ± 2,5 sec für jede Frequenz und Intensität Kombination der Teststimuli (vgl. Abbildung 2A, links). Nachfolgende Teststimuli können vorgestellt werden entweder zufällig oder nicht-ranrandomisierten Reihenfolge. Wenn Sie eine nicht-randomisierte Ansatzes werden (zB ein Test-Ebene für alle getesteten Frequenzen fest) ermöglichen 5 min der Erholung zwischen den verschiedenen Stimulus-Sets. Man beachte, dass die ermittelte absolute Schwelle wird auf der Randomisierung der Stimuli abhängt, sondern möglichen relativen Verschiebungen der Schwelle nicht (z. B. nach Lärmtrauma, cf. Ref. 5). </li><li> Vor der Analyse der Daten, entfernen ungültige Versuche von Datensatz (zB Studien, in denen das Tier vor der Schreckreaktion Stimulus bewegt;. Vgl. Abbildung 2B). </li><li> Innerhalb eines Zeitfensters des ersten 50 ms nach dem Schreckreaktion Stimulus, berechnen die Reaktion Amplitude (Spitze zwischen dem ersten Maximum zum Minimum der ersten Reaktion Peak) und Latenz (Zeit vom Beginn bis zum Ansprechen Stimulus Onset) jedes einzelnen Versuch . </li><li> Setzen Sie eine Boltzmann-Funktion auf die vollständige Antwort Amplitudendaten einer Frequenz eingestellt für prestimulus Intensität für alle gültigen singl sortierte Studien. Die 50%-Punkt der Boltzmann-Funktion 7 zeigt die Hörschwelle für diese Stimulationsfrequenz. </li></ol> 3. Acoustic Trauma und Quantifizierung von Hörbehinderungen <ol><li> Planen Ketamin-Xylazin-Narkose mit einem Gemisch aus Ketamin Hydrochlorid: 96 mg / kg (Ketamin-ratiopharm Ratiopharm); Xylazinhydrochlorid: 4 mg / kg (2% Rompun, Bayer); Atropinsulfat: 1 mg / kg (Atropinsulfat, B. Braun Melsungen AG) und physiologische NaCl-Lösung (Berlin-Chemie AG, Berlin) mit einem Verhältnis von 9:1:2:8. </li><li> Spritzen Sie das Tier mit 3 ml / kg der Anästhesie subkutan. Warten Sie, bis das Tier tief narkotisiert (ca. 5 min, überprüfen Reflexe, z. B. mit dem Pedal withdrawal reflex). Um Anästhesie während Messungen beizubehalten, kontinuierlich injizieren die Anästhetikum-Lösung bei einer Rate von 3 ml / kg / h über eine Spritzenpumpe. Kontrolle der Vitalfunktionen mit entsprechender Ausrüstung (zB Atmen via Kamera) und halten Sie das Tier warm Placing auf einer Erwärmung pad. </li><li> Induzieren eine akustische Trauma, z. B. mit einem lauten reinen Ton: zB 2 kHz bei 115dB SPL für 75 min. </li><li> Nach dem Ende des Traumas zu stoppen die Spritzenpumpe und ließ das Tier wach in einem Wake-up-Käfig auf einer Erwärmung pad an einem ruhigen Ort. Prüfen Sie regelmäßig, während der Aufwachphase, wenn die Vitalfunktionen stabil sind. Legen Sie das Tier in seinem eigenen Käfig nur, wenn es vollständig wach ist. Lassen Sie das Tier aus der Narkose (mindestens 2 Tage) und Ruhe in seinem eigenen Käfig zu erholen. </li><li> Führen 2,1 bis 2,6 wieder. Vergleichen Sie die Hörschwellen vor und nach dem akustischen Trauma durch Berechnung des Prozentsatzes von Hörverlust für jede Frequenz. Nach Beendigung aller Experimente schmerzlos euthanize das Tier. </li></ol> 4. Test für Acoustic Phantom Perception (subjektiven Tinnitus) <ol><li> Führen diese Messungen vor und nach dem akustischen Trauma. </li><li> Folgen Sie 2,1 bis 2,2, wenn das Tier nicht bereits im Setup. </li><li> A number der Stimulation Paradigmen können verwendet werden, um Nagetiere subjektiven Tinnitus getestet werden. Das Verhältnis in all diesen Ansätzen ist für die Salienz einer stillen Lücke in einem Hintergrundrauschen zu testen. Wenn der Spalt von den Tieren wahrgenommen wird, kann es als ein Teststimulus benutzt werden, einer Schreckreaktion man analog der in 2 beschrieben zu reduzieren. Wenn das Tier leidet an Tinnitus (dh wahrscheinlich nach akustischem Trauma entwickeln), wird diese Tinnitus im stillen Lücke wahrgenommen werden und macht somit die Lücke weniger hervorstechenden. Die Wirkung der Spalt an der Schreckreaktion folglich werden schwächer in Tinnitus Tieren im Vergleich zu gesunden Probanden (verringert PPI, cf. 8). Diese Wahrnehmung wird mit zwei leicht unterschiedliche Protokolle getestet. </li><li> In der ersten subjektiven Tinnitus Paradigma präsentierte hier (. 2A, Mitte, vgl. 9) die folgenden Parameter für die Stimulation: Schreckreaktion Schallintensität 105 dB SPL mit Frequenzen von 1 bis 16 kHz in 1 Oktave Schritten stimuluns Länge 6 ms, darunter 2 ms Cosinus-squared Aufstieg und Fall Rampen. Präsentieren ein weißes Rauschen Hintergrund von 50 dB SPL während des Experiments, entweder mit oder ohne 15 ms, die die Lücke vorangeht Schreckreaktion Stimulus von 100 ms; vorliegenden mindestens 15 Versuche für jede Frequenz und Spalt-Zustand. Bei Verwendung einer nicht-randomisierten Ansatz erlauben 5 min Erholung zwischen den verschiedenen Stimulus-Sets. Verwenden verschiedener Schreckreaktion Stimulusfrequenzen geben eine grobe Schätzung der wahrgenommene Tinnitus-Frequenz. </li><li> In einem zweiten subjektiven Tinnitus Paradigma (2A, rechts) können Sie die folgenden Stimulationsparameter: Schreckreaktion Schallintensität 105 dB SPL, doppelklicken Sie Stimulus mit 0,1 ms Dauer pro Klick und 0,1 ms zwischen den Klicks, der zweite Klick mit dem umgekehrter Richtung im Vergleich zum ersten. Präsentieren Sie einen Bandpass gefiltert Geräuschkulisse von 50 dB SPL mit einem Gauß-Filter Breite von 0,5 Oktaven und Mittenfrequenzen von 1 bis 16 kHz in Oktav-Schritten. Präsentieren dieses Geräusch either mit oder ohne 15 ms, die den Spalt Schreckreaktion Stimulus von 100 ms vorausgeht; vorliegenden mindestens 15 Versuche für jede Frequenz und Spalt-Zustand. Bei Verwendung einer nicht-randomisierten Ansatz erlauben 5 min Erholung zwischen den verschiedenen Stimulus-Sets. Verwendung von unterschiedlichen Mittenfrequenzen des Bandpass Hintergrundgeräusche geben eine grobe Schätzung der wahrgenommene Tinnitus-Frequenz. </li><li> Befolgen von 2,4 bis 2,5; normalisieren alle erfassten Daten mit Referenzdaten für jeden getesteten Frequenz eingestellt und jedem Trauma Zustand, dh vor und nach einer akustischen Trauma.. Diese Referenz ist die Antwort Amplitude auf den reinen Ton Schreckreaktion Stimulus ohne prestimulus (vgl. 2,3). Die Frequenz wird entweder durch den Purton oder die Mittenfrequenz des Bandpass-gefilterten Rauschens bestimmt. Berechnen Sie die mittlere Antwortzeit für jede Referenzperiode und normalisieren jede berechnete Antwort Amplitude, indem sie durch ihre Referenz. </li><li> Berechnen PPI durch Dividieren der normierten Schwingungsamplituden des Spalts condition durch den Mittelwert der normalisierten no-Spalt Zustand jedes getesteten Frequenz. </li><li> Berechnen Sie die PPI Änderung nach dem Trauma in Prozent für jede getestete Frequenz. </li></ol> Die Schreckreaktion Reaktionen der Tiere sind leicht zu erzeugen und zu analysieren. 2B gibt einen Überblick über ein typisches Ergebnis von einem Tier mit einem reinen Ton von 105 dB SPL ohne prestimulus für 15-fache stimuliert wird. Die Mehrheit der Studien sind gültige und ungültige Versuche sind leicht zu erkennen (Studien von roten Quadrat markiert). Die Antwort Amplituden und Latenzen sind nur von gültigen Studien berechnet. Ein typisches Verhalten Grenzwertveränderung ist in 3A angegeben. Das Audiogramm eines beispielhaften Tieres mit dem in 2 beschriebenen erworben wird, bevor (blau) und nach (rot) ein akustisches Trauma bei 2 kHz (gelber Bereich) gegeben. Eine klare Hörverlust ist speziell auf 2 kHz dargestellt. Die Antworten im Zusammenhang mit einer subjektiven Tinnitus Wahrnehmung sein kanngesehen in 3B werden die normierten Amplituden Reaktion desselben Tieres wie vorstehend beispielhaft für Stimulationen eine Oktave unterhalb und oberhalb des Traumas gezeigt, wie in 4.5 beschrieben. Der Vergleich der Reaktionen auf Reize mit und ohne Lücke vor (blau) und nach dem Trauma (rot) ermöglicht eine Interpretation eines möglichen Tinnitus Wahrnehmung. Unterhalb des Traumas Frequenz keine Änderung der Antwort-Muster findet während oberhalb des Traumas der Effekt der Spalt verschwunden nach dem Trauma, was auf eine mispercept bei dieser Frequenz ist. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/4433/4433fig1.jpg" /> Abbildung 1. Flussdiagramm des Programms verwendet werden, um die Verhaltensmuster Schwellen und subjektiven Tinnitus Daten zu erfassen. Beachten Sie, dass dies nur eine vereinfachte Version des Programmcodes. Abkürzungen: GUI - Graphical User Interface; ISI - inter Stimulus-Intervall. Abbildung 2. Auditory Schreckreaktion (ASR) Reize. A Schemata der drei verschiedenen Stimulationsprotokolle verwendet. Linkes Feld: Präpulsinhibierung (PPI) des ASR ohne Reintontest Stimulus vor (grün) die Schreckreaktion Ton (rot) gemessen; die Antwort Zeitraum ist in blau dargestellt. Center-Leiste: gap / Rausch-Paradigma mit reinen Tönen Schreckreaktion Stimuluspräsentation verschiedener Frequenzen auf einem weißen Rauschen Hintergrund. Rechts: Lücke / Rausch-Paradigma mit Klick Schreckreaktion Stimulus Präsentation auf bandpassgefiltert Hintergrund unterschiedlicher Mittenfrequenzen B Beispielhafte auditiven Schreckreaktion Antworten von 15 Studien mit der Schwelle Paradigma ohne prestimulus bei 1 kHz Anregungsfrequenz erfasst.. Drei Studien sind ungültig (rote Quadrate) gezählt, wie das Tier bewegt schon vor der Stimulation Beginn. &lt;img alt = &quot;Abbildung 3&quot; src = &quot;/ files/ftp_upload/4433/4433fig3.jpg&quot; /&gt; Abbildung 3. Beispielhafte Ergebnisse der ASR in ein Tier. A Behavioral Schwelle vor (blau) und nach (rot) das akustische Trauma bei 2 kHz (gelber Bereich). Die Schwellen werden von den Antworten auf die PPI moduliert ASR-Protokoll mit der Boltzmann-Funktion Wendepunkt als Schwellenwert berechnet. Beachten Sie, dass der Hörverlust bei 2 kHz beträgt mehr als 66%, während weiter weg von dem Trauma Frequenz ein oft sogar Verbesserung der Hörschwelle sehen können B Normalized Schwingungsamplituden (offene Kreise:. Einzelnen Studien, gefüllte Kreise: ein Mittel, Whisker: Standardabweichung) während der Stimulation mit der Lücke / Rausch-Klick ASR-Protokoll (4,5) für 1 und 4 kHz Mittenfrequenzen. Reaktionen sind für Versuche ohne und mit Zwischenraum im Rauschen vor und nach dem Trauma bei 2 kHz sortiert. Nur bei 4 kHz die Wirkung der Spalt verschwindet nach dem Trauma, das eine subjektive Wahrnehmung Tinnitus um dieses anzeigtFrequenz.

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P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversing+pathological+neural+activity+using+targeted+plasticity.">Reversing pathological neural activity using targeted plasticity.</a> Nature. 470, 101-104 (2011).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Wir präsentieren eine billige und leicht zu bauen Setup für audiometrische Messungen bei Nagetieren auf Präpulsinhibierung der akustischen Schreckreaktion Reaktionen, die verwendet werden, um Hörschwellen (= Audiogramme 10) und auditive Phantom Wahrnehmungen wie subjektiven Tinnitus 11 bestimmt werden kann basieren. Besonders die letzteren Messungen stehen im Mittelpunkt von mehreren jüngsten Berichten 8,12,13,14 und kann als eine Voraussetzung für elektrophysiologische Untersuchun...

a low cost setup for behavioral audiometry in rodents

In auditiven Tierversuchen ist es wichtig, genaue Informationen über grundlegende Anhörung Parameter der Tier-Themen, die in den Experimenten beteiligt sind, haben. Solche Parameter können physiologische Ansprechverhalten des Hörbahn über Hirnstammaudiometrie (BERA) zB sein. Aber diese Methoden erlauben nur indirekt und unsicher Hochrechnungen über die auditive Wahrnehmung, die zu diesen physiologischen Parametern entspricht. Um die wahrnehmbare Ebene des Hörens zu bewerten, müssen Verhaltensmethoden verwendet werden. Ein mögliches Problem mit der Verwendung von verhaltenstherapeutischen Methoden für die Beschreibung der Wahrnehmung in Tiermodellen ist die Tatsache, dass die meisten dieser Methoden eine Art von Lernparadigma bevor die Themen im Verhalten getestet werden können beinhalten, können zB Tiere müssen lernen, einen Hebel nach innen drücken Reaktion auf einen Klang. Da diese Lernparadigmen Änderung Wahrnehmung selbst 1,2 sie folglich beeinflussen jedes Ergebnis über die Wahrnehmung erhalten mitdiese Methoden und müssen daher mit Vorsicht interpretiert werden. Ausnahmen sind Paradigmen, die Verwendung von Reflexe zu machen, weil hier keine Lernparadigmen um sich vor der Wahrnehmungs-Tests durchgeführt haben. Ein solcher Reflex ist die akustische Schreckreaktion (ASR), die hoch reproduzierbar mit unerwarteten laute Geräusche in naiven Tieren ausgelöst werden kann. Diese ASR kann wiederum durch vorangehenden Klänge in Abhängigkeit von der Wahrnehmbarkeit dieser vorhergehenden Stimulus beeinflusst werden: Sounds deutlich über Hörschwelle vollständig hemmen die Amplitude des ASR; klingt nahe Schwellenwert nur geringfügig hemmen die ASR. Dieses Phänomen wird als Präpulsinhibierung (PPI) 3,4, und die Menge des auf dem PPI ASR allmählich abhängig von der Erkennbarkeit des Vorimpulses. PPI der ASR ist daher gut geeignet, um Verhaltensänderungen Audiogramme in naiv, nicht trainierten Tieren zu bestimmen, Hörschäden zu bestimmen oder gar zu möglichen subjektiven Tinnitus Wahrnehmungen in diesen erkennenTiere. In diesem Papier zeigen wir die Verwendung dieser Methode in einem Nagetier-Modell (vgl. auch Lit.. 5), der Mongolischen Wüstenrennmaus (Meriones unguiculatus), die ist eine bekannte Modell Arten Schreckreaktion Forschung innerhalb der normalen menschlichen Hörbereich (zB 6).

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A Low Cost Setup for Behavioral Audiometry in Rodents

Eine schnelle und kostengünstige Methode zur Verhaltens Bestimmung hören Parameter wie Hörschwellen, Hörschäden oder Phantom Wahrnehmungen (subjektiven Tinnitus) beschrieben. Es verwendet Präpulsinhibierung des akustischen Schreckreaktion und kann leicht in einem Personal Computer unter Verwendung eines programmierbaren AD / DA-Wandler und einen Piezo-Sensor implementiert werden.

Ein Low-Cost-Setup für Verhaltensaudiometrie in Nagetiere

In auditory animal research it is crucial to have precise information about basic hearing parameters of the animal subjects that are involved in the ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.6K Aufrufe.  University of Erlangen-Nuremberg. Eine schnelle und kostengünstige Methode zur Verhaltens Bestimmung hören Parameter wie Hörschwellen, Hörschäden oder Phantom Wahrnehmungen (subjektiven Tinnitus) beschrieben. Es verwendet Präpulsinhibierung des akustischen Schreckreaktion und kann leicht in einem Personal Computer unter Verwendung eines programmierbaren AD / DA-Wandler und einen Piezo-Sensor implementiert werden.

Serie: A Low Cost Setup for Behavioral Audiometry in Rodents

A General Method for Evaluating Incubation of Sucrose Craving in Rats

For someone on a food-restricted diet, food craving in response to food-paired cues may serve as a key behavioral transition point between abstinence and relapse to food taking 1. Food craving conceptualized in this way is akin to drug craving in response to drug-paired cues. A rich literature has been developed around understanding the behavioral and neurobiological determinants of drug craving; we and others have been focusing recently on translating techniques from basic addiction research to better understand addiction-like behaviors related to food 2-4.
As done in previous studies of drug craving, we examine sucrose craving behavior by utilizing a rat model of relapse. In this model, rats self-administer either drug or food in sessions over several days. In a session, lever responding delivers the reward along with a tone+light stimulus. Craving behavior is then operationally defined as responding in a subsequent session where the reward is not available. Rats will reliably respond for the tone+light stimulus, likely due to its acquired conditioned reinforcing properties 5. This behavior is sometimes referred to as sucrose seeking or cue reactivity. In the present discussion we will use the term "sucrose craving" to subsume both of these constructs.
In the past decade, we have focused on how the length of time following reward self-administration influences reward craving. Interestingly, rats increase responding for the reward-paired cue over the course of several weeks of a period of forced-abstinence. This "incubation of craving" is observed in rats that have self-administered either food or drugs of abuse 4,6. This time-dependent increase in craving we have identified in the animal model may have great potential relevance to human drug and food addiction behaviors.
Here we present a protocol for assessing incubation of sucrose craving in rats. Variants of the procedure will be indicated where craving is assessed as responding for a discrete sucrose-paired cue following extinction of lever pressing within the sucrose self-administration context (Extinction without cues) or as responding for sucrose-paired cues in a general extinction context (Extinction with cues).

Responding for food or drug-paired cues increases over the course of a period of abstinence and this may relate to an increased susceptibility to relapse behaviors. Here we detail a procedure for evaluating this "incubation of craving" in rats that have self-administered sucrose.

Eine allgemeine Methode zur Bewertung der Inkubation von Saccharose Craving in Ratten

For someone on a food-restricted diet, food craving in response to food-paired cues may serve as a key behavioral transition point between abstinence and ...

Forschung

Neurowissenschaften

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

A Lightweight, Headphones-based System for Manipulating Auditory Feedback in Songbirds

Experimental manipulations of sensory feedback during complex behavior have provided valuable insights into the computations underlying motor control and sensorimotor plasticity1. Consistent sensory perturbations result in compensatory changes in motor output, reflecting changes in feedforward motor control that reduce the experienced feedback error. By quantifying how different sensory feedback errors affect human behavior, prior studies have explored how visual signals are used to recalibrate arm movements2,3 and auditory feedback is used to modify speech production4-7. The strength of this approach rests on the ability to mimic naturalistic errors in behavior, allowing the experimenter to observe how experienced errors in production are used to recalibrate motor output.
Songbirds provide an excellent animal model for investigating the neural basis of sensorimotor control and plasticity8,9. The songbird brain provides a well-defined circuit in which the areas necessary for song learning are spatially separated from those required for song production, and neural recording and lesion studies have made significant advances in understanding how different brain areas contribute to vocal behavior9-12. However, the lack of a naturalistic error-correction paradigm - in which a known acoustic parameter is perturbed by the experimenter and then corrected by the songbird - has made it difficult to understand the computations underlying vocal learning or how different elements of the neural circuit contribute to the correction of vocal errors13.
The technique described here gives the experimenter precise control over auditory feedback errors in singing birds, allowing the introduction of arbitrary sensory errors that can be used to drive vocal learning. Online sound-processing equipment is used to introduce a known perturbation to the acoustics of song, and a miniaturized headphones apparatus is used to replace a songbird's natural auditory feedback with the perturbed signal in real time. We have used this paradigm to perturb the fundamental frequency (pitch) of auditory feedback in adult songbirds, providing the first demonstration that adult birds maintain vocal performance using error correction14. The present protocol can be used to implement a wide range of sensory feedback perturbations (including but not limited to pitch shifts) to investigate the computational and neurophysiological basis of vocal learning.

We describe the design and assembly of miniaturized headphones suitable for replacing a songbird&#x2019;s natural auditory feedback with a manipulated acoustic signal. Online sound processing hardware is used to manipulate song output, introduce real-time errors in auditory feedback via the headphones, and drive vocal motor learning.

Ein Leichtes, Kopfhörer-basierte System zur Manipulation Auditory Feedback in Songbirds

Experimental manipulations of sensory feedback during complex behavior have provided valuable insights into the computations underlying motor control and ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

Aufnahme und Analyse der zirkadianen Rhythmen in Laufen-Rad-Aktivität in Nagetiere

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

A Low-cost Method for Analyzing Seizure-like Activity and Movement in Drosophila

Video tracking systems have been used widely to analyze Drosophila melanogaster movement and detect various abnormalities in locomotive behavior. While these systems can provide a wealth of behavioral information, the cost and complexity of these systems can be prohibitive for many labs. We have developed a low-cost assay for measuring locomotive behavior and seizure movement in D. melanogaster. The system uses a web-cam to capture images that can be processed using a combination of inexpensive and free software to track the distance moved, the average velocity of movement and the duration of movement during a specified time-span. To demonstrate the utility of this system, we examined a group of D. melanogaster mutants, the Bang-sensitive (BS) paralytics, which are 3-10 times more susceptible to seizure-like activity (SLA) than wild type flies. Using this novel system, we were able to detect that the BS mutant bang senseless (bss) exhibits lower levels of exploratory locomotion in a novel environment than wild type flies. In addition, the system was used to identify that the drug metformin, which is commonly used to treat type II diabetes, reduces the intensity of SLA in the BS mutants.

A Low-cost Method for Analyzing Seizure-like Activity and Movement in Drosophila

Using a webcam and a combination of free and inexpensive software programs, locomotive patterns in Drosophila melanogaster can be analyzed to detect differences in the speed, distance, and time of various motor activities.

Ein Low-Cost-Methode für die Analyse von Beschlagnahme-ähnliche Aktivität und Bewegung in<em&gt; Drosophila</em

Video tracking systems have been used widely to analyze Drosophila melanogaster movement and detect various abnormalities in locomotive behavior. While ...

High-density Electroencephalographic Acquisition in a Rodent Model Using Low-cost and Open-source Resources

Advanced electroencephalographic analysis techniques requiring high spatial resolution, including electrical source imaging and measures of network connectivity, are applicable to an expanding variety of questions in neuroscience. Performing these kinds of analyses in a rodent model requires higher electrode density than traditional screw electrodes can accomplish. While higher-density electroencephalographic montages for rodents exist, they are of limited availability to most researchers, are not robust enough for repeated experiments over an extended period of time, or are limited to use in anesthetized rodents.1-3 A proposed low-cost method for constructing a durable, high-count, transcranial electrode array, consisting of bilaterally implantable headpieces is investigated as a means to perform advanced electroencephalogram analyses in mice or rats.

Procedures for headpiece fabrication and surgical implantation necessary to produce high signal to noise, low-impedance electroencephalographic and electromyographic signals are presented. While the methodology is useful in both rats and mice, this manuscript focuses on the more challenging implementation for the smaller mouse skull. Freely moving mice are only tethered to cables via a common adapter during recording. One version of this electrode system that includes 26 electroencephalographic channels and 4 electromyographic channels is described below.

Instructions for the low-cost construction and surgical implantation of a chronic transcranial high-density electroencephalographic montage into mice are provided. Signal recording, extraction, and processing techniques are also described.

Mit hoher Dichte Elektroenzephalographische Acquisition in einem Nagetiermodell unter Verwendung von Low-Cost-und Open-Source-Ressourcen

Advanced electroencephalographic analysis techniques requiring high spatial resolution, including electrical source imaging and measures of network ...

The Power of Interstimulus Interval for the Assessment of Temporal Processing in Rodents

Temporal processing deficits have been implicated as a potential elemental dimension of higher-level cognitive processes, commonly observed in neurocognitive disorders. Despite the popularization of prepulse inhibition (PPI) in recent years, many current protocols promote using a percent of control measure, thereby precluding the assessment of temporal processing. The present study used cross-modal PPI and gap prepulse inhibition (gap-PPI) to demonstrate the benefits of employing a range of interstimulus intervals (ISIs) to delineate effects of sensory modality, psychostimulant exposure, and age. Assessment of sensory modality, psychostimulant exposure, and age reveals the utility of an approach varying the interstimulus interval (ISI) to establish the shape of the ISI function, including increases (sharper curve inflections) or decreases (flattening of the response amplitude curve) in startle amplitude. Additionally, shifts in peak response inhibition, suggestive of a differential sensitivity to the manipulation of ISI, are often revealed. Thus, the systematic manipulation of ISI affords a critical opportunity to evaluate temporal processing, which may reveal the underlying neural mechanisms involved in neurocognitive disorders.

Temporal processing, a preattentive process, may underlie deficits in higher-level cognitive processes, including attention, commonly observed in neurocognitive disorders. Using prepulse inhibition as an exemplar paradigm, we present a protocol for manipulating interstimulus interval (ISI) to establish the shape of the ISI function to provide an assessment of temporal processing.

Die Macht der Interstimulus Intervall für die Beurteilung der zeitlichen Verarbeitung bei Nagern

Temporal processing deficits have been implicated as a potential elemental dimension of higher-level cognitive processes, commonly observed in ...

Data Acquisition and Analysis In Brainstem Evoked Response Audiometry In Mice

Brainstem evoked response audiometry (BERA) is of central relevance in the clinical neurophysiology. As other evoked potential (EP) techniques, such as visually evoked potentials (VEPs) or somatosensory evoked potentials (SEPs), the auditory evoked potentials (AEPs) are triggered by the repetitive presentation of identical stimuli, the electroencephalographic (EEG) response of which is subsequently averaged resulting in distinct positive (p) and negative (n) deflections. In humans, both the amplitude and the latency of individual peaks can be used to characterize alterations in synchronization and conduction velocity in the underlying neuronal circuitries. Importantly, AEPs are also applied in basic and preclinical science to identify and characterize the auditory function in pharmacological and genetic animal models. Even more, animal models in combination with pharmacological testing are utilized to investigate for potential benefits in the treatment of sensorineural hearing loss (e.g., age- or noise-induced hearing deficits). Here we provide a detailed and integrative description of how to record auditory brainstem-evoked responses (ABRs) in mice using click and tone-burst application. A specific focus of this protocol is on pre-experimental animal housing, anesthesia, ABR recording, ABR filtering processes, automated wavelet-based amplitude growth function analysis, and latency detection.

Brainstem evoked response audiometry is an important tool in clinical neurophysiology. Nowadays, brainstem evoked response audiometry is also applied in the basic science and preclinical studies involving both pharmacological and genetic animal models. Here we provide a detailed description of how auditory brainstem responses can be successfully recorded and analyzed in mice.

Datenerfassung und -analyse in Brainstem Evokierte Reaktion Audiometrie bei Mäusen

Brainstem evoked response audiometry (BERA) is of central relevance in the clinical neurophysiology. As other evoked potential (EP) techniques, such as ...

A Hydrophobic Tissue Clearing Method for Rat Brain Tissue

Hydrophobic tissue clearing methods are easily adjustable, fast, and low-cost procedures that allows for the study of a molecule of interest in unaltered tissue samples. Traditional immunolabeling procedures require cutting the sample into thin sections, which restricts the ability to label and examine intact structures. However, if brain tissue can remain intact during processing, structures and circuits can remain intact for the analysis. Previously established clearing methods take significant time to completely clear the tissue, and the harsh chemicals can often damage sensitive antibodies. The iDISCO method quickly and completely clears tissue, is compatible with many antibodies, and requires no special lab equipment. This technique was initially validated for the use in mice tissue, but the current protocol adapts this method to image hemispheres of control and transgenic rat brains. In addition to this, the present protocol also makes several adjustments to preexisting protocol to provide clearer images with less background staining. Antibodies for Iba-1 and tyrosine hydroxylase were validated in the HIV-1 transgenic rat and in F344/N control rats using the present hydrophobic tissue clearing method. The brain is an interwoven network, where structures work together more often than separately of one another. Analyzing the brain as a whole system as opposed to a combination of individual pieces is the greatest benefit of this whole brain clearing method.

Here we present a hydrophobic tissue clearing method that allows for the viewing of target molecules as part of intact brain structures. This technique has now been validated for F344/N control and HIV-1 transgenic rats of both sexes.

Eine hydrophobe Gewebereinigungsmethode für Rattenhirngewebe

Hydrophobic tissue clearing methods are easily adjustable, fast, and low-cost procedures that allows for the study of a molecule of interest in unaltered ...

A Rat Model of EcoHIV Brain Infection

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. Establishment of the EcoHIV infected rat model for studies of drug abuse and neurocognitive disorders, would be beneficial in the study of neuroHIV and HIV-1 associated neurocognitive disorders (HAND). In the present study, we demonstrate the successful creation of a rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV). First, the lentiviral construct of EcoHIV was packaged in cultured 293 FT cells for 48 hours. Then, the conditional medium was concentrated and titered. Next, we performed bilateral stereotaxic injections of the EcoHIV-EGFP into F344/N rat brain tissue. One week after infection, EGFP fluorescence signals were detected in the infected brain tissue, indicating that EcoHIV successfully induces an active HIV infection in rats. In addition, immunostaining for the microglial cell marker, Iba1, was performed. The results indicated that microglia were the predominant cell type harboring EcoHIV. Furthermore, EcoHIV rats exhibited alterations in temporal processing, a potential underlying neurobehavioral mechanism of HAND as well as synaptic dysfunction eight weeks after infection. Collectively, the present study extends the EcoHIV model of HIV-1 infection to the rat offering a valuable biological system to study HIV-1 viral reservoirs in the brain as well as HAND and associated comorbidities such as drug abuse.

Here, we present a protocol to establish a new rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV), which is critical for enhancing our understanding of HIV-1 viral reservoirs in the brain and offering a system to study HIV-associated neurocognitive disorders and associated comorbidities (i.e., drug abuse).

Ein Rattenmodell der EcoHIV-Gehirninfektion

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. ...