Darryl A. Boyd und Michael A. Daniele sind Postdoktoranden des National Research Council. Die Arbeiten wurden von den ONR/NRL-Arbeitsgruppen 4286 und 9899 unterstützt. Die Ansichten sind die der Autoren und repräsentieren nicht die Meinung oder Politik der US Navy oder des Verteidigungsministeriums.

Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung einer Hohlfaser mit photoinitiierter Thiol-yne-Klickchemie. Der Mikrokanal hat Chevron-Nuten oder "Streifen" als Formierelemente im unteren und oberen Rand des Kanals (Abbildung 1). Drei Flüssigkeiten werden eingeführt und in konzentrischen Strömen geleitet; von den inneren bis zur äußeren Flüssigkeitsströme werden diese als Kern-, Verkleidungs- und Mantelflüssigkeit bezeichnet. Nur der Verkleidungsfluss wird polymerisiert, um die Hohlfaser zu bilden. Die ausgewählten Materialien sind wie folgt:
<ol type="a"><li>Kernflüssigkeit: PEG (M.W. = 400), ca. 100 mPa. Sec (20 oC)</li>
	<li>Verkleidungsflüssigkeit: Thiol-yne Polymer (PETMP + ODY), Initiator (DMPA)</li>
	<li>Mantelflüssigkeit: PEG (M.W. = 400), ca. 100 mPa. Sec (20 oC)</li>
</ol>Das Mikrokanalgerät wurde aus Aluminium- und Kunststoffteilen aus CNC-Fräsen und PDMS-Guss gefertigt. Der Durchfluss durch den Mikrokanal wurde durch drei Spritzenpumpen gesteuert.
1. Design und Simulation von Microchannel
Bei der Berechnung sowohl der Flüssigkeitsgeschwindigkeit als auch der Konvektion/Diffusion innerhalb des Mikrokanals ist es wichtig, jeder eingehenden Flüssigkeit die richtige Viskosität zuzuweisen.
<ol><li>Erstellen Sie ein Computermodell des gewünschten Mikrokanals, der in die Computational Fluid Dynamics Software (COMSOL) importiert werden soll. Das Beispiel in Abbildung 1 wurde mit Autodesk Inventor CAD-Software generiert. Die folgenden Schritte beziehen sich auf die Verwendung von COMSOL Multiphysics zur Berechnung des Flüssigkeitsflusses innerhalb eines Mikrokanals.</li>
	<li>Nach dem Import des entworfenen Mikrokanals in COMSOL können iterative Flüssigkeitsdurchflussraten in den Navier-Stokes-Solver eingebracht werden.<ol>
<li>Initialisieren Sie die Programmeinstellung, und wählen Sie 3D Laminar Flow+Convection/Diffusion Equations. Die niedrigen Reynolds-Zahlen, die in den Mikrokanälen erzeugt werden, ermöglichen einen vollständigen laminaren Fluss innerhalb des Geräts.</li>
		<li>Entwerfen Sie ein Finite-Elemente-Netz, auf dem die numerischen Berechnungen durchgeführt werden sollen. Das Netz sollte in Bereichen, in denen sich die Eigenschaften schnell ändern, verfeinert werden (kleine Teilungen haben). Es wird vorgeschlagen, das Netz sowohl am Formgebungs- als auch beim Ausgang auf <1 m Seitenlänge zu verfeinern. Dies ermöglicht eine "knackige" Visualisierung der Kern-Mantel-Flüssigkeitsschnittstelle.</li>
		<li>Eingabematerialeigenschaften für Denkfluss, d.h. Viskosität, Diffusionskonstante und Konzentration. Legen Sie zu diesem Zeitpunkt auch die Randbedingungen für den Austrittsfluss fest. Wir schlagen null viskose Spannung vor, um einen offenen Auslass zu simulieren.</li>
		<li>Berechnen Sie Strömungsgeschwindigkeitsstudien, indem Sie iterativ durch eine Reihe von Eingangsflussraten radeln. Zum Beispiel Kernflüssigkeit = 7,5 l/min, Mantelflüssigkeit = 30 l/min.</li>
		<li>Importieren Sie die Geschwindigkeitsfeldlösungen als Anfangswerte, um die Konvektions-/Diffusionseigenschaften des Mikrokanalflusses zu lösen. Die Lösung der Konvektions-/Diffusionsprobleme wird die Kern-Mantel-Flüssigkeitsschnittstelle veranschaulichen und die Form des endgültigen Flüssigkeitsflusses und der erzeugten Faser vorhersagen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>Aus den Rechenergebnissen können die erforderliche Anzahl und Art der Formungsmerkmale vorhergesagt werden, um die gewünschte Faserform zu erreichen. Die Flüssigkeitsdurchflussrateneingänge korrelieren auch mit den erforderlichen Durchflussraten für die Erzeugung der Fasern. Mit diesen Vorhersagen kann ein Mikrokanalgerät für die Extrusion von Polymerfasern hergestellt werden.
2. Herstellung von Mantel-Flow-Gerätekomponenten
Eine Kombination aus direktem Mikrofräsen, Heißprägung und/oder Polymerguss kann verwendet werden, um die Komponenten der Manteldurchflussvorrichtung zu erstellen. Wählen Sie je nach Ressourcen die Strategie entsprechend aus. Das vorgestellte Beispiel ist ein direkter Fräsprozess, der einen Computer Numerical Code (CNC) verwendet. Es sind fünf Ebenen zu erstellen (von oben nach unten), die in Abbildung 2: 1 dargestellt sind. Einlassfutter (Aluminium), 2. Befestigungsplatte (Aluminium), 3. Mikrokanal-Oberschicht (zyklisches Olefin-Copolymer, COC oder PDMS), 4. Mikrokanalbodenschicht (COC oder Polyethertherketon, PEEK), 5. Befestigungsplatte (Aluminium). (Beispieldateien für das direkte Fräsen sind im *.stl-Format in den Unterstützenden Informationen verfügbar)
<ol><li>Entwickeln Sie mit Hilfe eines mit den COMSOL-Simulationen kompatiblen Entwurfs ein 3D-Modell des Systems über computergestütztes Zeichnen (CAD). Erstellen Sie eine separate CAD-Datei für jede Ebene des Geräts.</li>
	<li>Wenn eine Schicht über direktes Mikrofräsen hergestellt werden soll, importieren Sie die CAD-Modelle in eine computergestützte Bearbeitungsanwendung, um numerischen Code (NC) zu generieren, der von der computernumsteuerten (CNC) Fräse interpretiert wird, um das Gerät herzustellen.</li>
	<li>Erwerben Sie 5 Blätter von 30,5 cm × 30,5 cm Opferschicht Materialien, die mindestens 3,2 mm dick sind.</li>
	<li>Erwerben Sie je 1 Blatt COC, PEEK, Aluminium und Poly (Methylmethacrylat), die 30,5 cm × 30,5 cm und 3,2 mm dick sind.</li>
	<li>Erwerben Sie 1 Aluminiumblech, das 30,5 cm × 30,5 cm und 9,5 mm dick ist.</li>
	<li>Befestigen Sie jedes blattinsträube in den Schritten 2.4-2.5 auf einem Blatt Opferlager aus Schritt 2.3 mit doppelseitigem Klebstoff. Stellen Sie sicher, dass maximal ein äußerer, nicht getapter Rand von 2,5 cm vorhanden ist. Das Band dient dazu, das Arbeitsmaterial während des Mahlens an Ort und Stelle zu halten und zu schützen, sobald das gefräste Teil am Ende des Mühlenzyklus vom Lagermaterial abgeschnitten ist.</li>
	<li>Befestigen Sie den COC + Opferbestand am Tisch der CNC-Fräse, laden Sie die im numerischen Code (NC) angegebenen Werkzeuge und kalibrieren Sie die Werkzeuge und Materialien (Arbeit) in x, y und z.</li>
	<li>Laden Sie den NC-Code, und fräsen Sie die COC-Schicht.</li>
	<li>Entfernen Sie das Materialblech aus der Mühle und entfernen Sie vorsichtig das bearbeitete Teil aus dem Substrat. Während dieses Prozesses wird das Mühlenkühlmittel das Teil und den Bestand sättigen. Spülen Sie gründlich, bevor Sie das Teil vorsichtig entfernen. Mit einem milden Waschmittel waschen, gefolgt von einem Waschen mit einem 70% Isopropylalkohol. Das milde Reinigungsmittel entfernt ölige Rückstände, und der Alkohol entfernt Restkleber. Wenn Grate in den Mikroarchitekturen gefangen sind, kann eine Beschallung notwendig sein, um sie zu vertreiben.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 2.7 und 2.9 für jede der anderen Layer, die zum Erstellen des Mantelflussgeräts verwendet werden.</li>
	<li>Mit Ausnahme der PMMA-Schicht wird jede der Layer, die bis zu diesem Punkt vorbereitet wurden, direkt im Gerät verwendet. Das PMMA wird verwendet, um eine PDMS-Schicht vorzubereiten, indem 10 Teile Sylgard 184 Basis mit 1-Teil-Härtungsmittel kombiniert und gründlich durch Rühren gemischt werden. Diese Informationen werden bereitgestellt, falls man lieber eine der COC-Schichten durch das dichtungsähnliche PDMS-Material ersetzen würde.</li>
	<li>Gießen Sie den Sylgard 184 in den zuvor vorbereiteten PMMA-Formhohlraum, um Luftblasen zu eliminieren. Bei Bedarf können Blasen im Vakuum entfernt werden. Das PDMS kann bei Raumtemperatur für 48 Stunden, 45 min bei 100 °C, 20 min bei 125 °C oder 10 min bei 150 °C ausgehärtet werden.</li>
</ol>3. Mantel Flussapparat Eassembly
<ol><li>Montieren Sie die Mantelflussvorrichtung von unten nach oben, indem Sie eine Befestigungsplatte an der Unterseite, dann die COC-Schicht gefolgt von der anderen COC-Schicht und die verbleibende Befestigungsplatte(Abbildung 2). Stellen Sie sicher, dass sich die Formnuten entlang der Kanten des Kanals aneinander ausrichten und dass sich die Fluidformgeometrien in den COC-Schichten perfekt überlappen. Ein Seziermikroskop kann verwendet werden, um bei der Ausrichtung zu helfen.</li>
	<li>Setzen Sie Schrauben in der Mitte des Geräts ein, und ziehen Sie die Muttern und Schrauben von Hand fest, um das Gerät zusammenzuklemmen.</li>
	<li>Wechseln von links nach rechts von der Mitte, wiederholen Sie Schritt 3.2 von der Mitte heraus, um die Ausrichtung zu verriegeln und Leckagen zu verhindern. Fügen Sie das Einlassfutter hinzu, wenn seine Befestigungslöcher erreicht sind, und montieren Sie die Schrauben abwechselnd weiter.</li>
	<li>Verwenden Sie Standard-HPLC-Fittings, um die Manteldurchflussvorrichtung mit den Schläuchen und Spritzen zu verbinden, die Mantelflüssigkeit und Prepolymerlösung enthalten. Das Anziehen der Hand ist für alle Anschlüsse ausreichend.</li>
	<li>Montieren Sie das Gerät vertikal mit einem Ringständer und einer Klemme. Stellen Sie sicher, dass das Gerät vertikal ist, indem Sie eine Ebene auf dem obersten Teil verwenden. Wenn das Manteldurchflussgerät nicht vertikal ist, kann die Faser die Mikrokanalwand berühren und verstopfen.</li>
	<li>Positionieren Sie die UV-Quelle senkrecht 1 cm von der COC-Fläche der Manteldurchflussvorrichtung, so dass die letzten 3-5 cm des Mikrokanals bestrahlt werden. Die UV-Quelle sollte so kalibriert werden, dass sie 2 000 mW/cmliefert.</li>
</ol>4. Lösungsvorbereitung
Wie bereits erwähnt, können viele Materialien verwendet werden, um Mikrofasern mit analogen Protokollen und Mantelflusssystemen zu erstellen, aber thiol-yne Chemie wird hier verwendet. Bereiten Sie die Prepolymerlösung unmittelbar vor Beginn des Faserextrusionsprozesses vor, um eine Erhöhung der Viskosität zu vermeiden, die im Laufe der Zeit bei der Lagerung auftreten kann.
<ol><li>Bereiten Sie ein Aliquot aus Polyethylenglykol 400 (PEG 400) vor, um als Mantelflüssigkeit zu dienen.</li>
	<li>Füllen Sie eine 1 ml Luer-Kippspritze mit PEG 400 als nichtpolymerisierbare Kernflüssigkeit und füllen Sie eine 30 ml Luer-Kippspritze mit PEG 400 als Mantelflüssigkeit.</li>
	<li>Bereiten Sie eine Prepolymerlösung vor, die 0,01 mol Pentaerythritoltetrakis 3-Mercaptopropionat (PETMP) und 0,01 mol 1,7-Octadiyne (ODY) enthält. Achten Sie darauf, dass die beiden Komponenten während des gesamten Experiments gut gemischt sind, minimieren Sie die Exposition aller Prepolymerreagenzien gegenüber UV-Lichtquellen, einschließlich Umgebungslicht(z. B. Wickelspritzen mit Folie).</li>
	<li>Ergänzen Sie die PETMP/ODY-Lösung mit 4 x 10-4 mol 2,2-Dimethoxy-2-phenylacetophenon (DMPA) Photoinitiator. Stellen Sie sicher, dass die Lösungen gut gemischt sind und dass sie nicht UV-Licht ausgesetzt sind, indem sie die Behälter mit Aluminiumfolie bedecken.</li>
	<li>Eine 5 ml Aluminiumfolie umwickelte Luer-Kippspritze mit der Prepolymerlösung eintragen.</li>
</ol>5. Mikrofaser-Produktion (Fokus video)
<ol><li>Stellen Sie sicher, dass der Auslass des mikrofluidischen Kanals mit einer Lösung im Sammelbad in Berührung kommt (Abbildung 3). Für komplexe Strukturen sollte die Lösung im Sammelbad viskositätsgerecht auf die Kern- und Mantelflüssigkeiten abgestimmt sein, aber für die einfachen Hohlfasern ist Wasser ausreichend.</li>
	<li>Stellen Sie die Pumpen für Kern-, Verkleidungs- und Mantelflüssigkeitsspritzen auf 1, 30 bzw. 120 l/min ein. Stellen Sie sicher, dass die jeweiligen Spritzendurchmesser ordnungsgemäß in die Spritzenpumpen eingegeben wurden.</li>
	<li>Montieren Sie die Spritzen in die entsprechenden Spritzenpumpen und schließen Sie sie mit UV-Schutz-Tygon-Schläuchen an die Manteldurchflussvorrichtung an.</li>
	<li>Starten Sie die Mantelflüssigkeit, um das Mantelstromgerät zu grunden und Luft aus dem System zu entfernen. Überprüfen Sie den Mikrokanal visuell, um sicherzustellen, dass keine Luftblasen im Mikrokanal verbleiben, bevor Sie zum nächsten Schritt übergehen. Achten Sie besonders auf die Streifen. Ein Seziermikroskop kann zur Unterstützung der Mikrokanalinspektion eingesetzt werden. Wenn Luftblasen vorhanden sind, rühren Sie das Gerät, indem Sie sich drehen und/oder sanft tippen, während unter Demstrom Luftblasen aus dem Gerät spülen.</li>
	<li>Starten Sie die Verkleidungsflüssigkeit, so dass sich auch der Durchfluss stabilisieren kann. Stellen Sie sicher, dass keine Luftblasen im Mikrokanal verbleiben, bevor Sie mit dem nächsten Schritt fortfahren. Achten Sie besonders auf die Formnuten. Wenn Luftblasen vorhanden sind, rühren Sie das Gerät während des Durchflusses, um die Luftblasen aus dem Gerät zu spülen.</li>
	<li>Beginnen Sie schließlich die Kernflüssigkeit; Stellen Sie erneut sicher, dass Blasen im System nicht vorhanden sind.</li>
	<li>Schalten Sie die UV-Quelle ein und beobachten Sie das Sammelbad zur kontinuierlichen Produktion der Hohlmikrofaser (Abbildung 4A), wie sie mit der Mantelflüssigkeit ausgeworfen wird. Rufen Sie die Faser aus dem Sammelbad mit einem modifizierten Spachtel oder einer Impfschleife ab, und lassen Sie die kontinuierliche Faser auf einer motorisierten Spule sammeln (Abbildung 3).</li>
</ol>

<ol>
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Die in den Referenzen aufgeführten Patente stehen dem Department of the Navy (<a href="http://www.nrl.navy.mil/doing-business/tech-transfer/">http://www.nrl.navy.mil/doing-business/tech-transfer/ ) zur</a>Verfügung.

Die Herstellung von Polymerfasern mit dem Mantelflussansatz hat im Vergleich zu anderen Faserherstellungstechniken mehrere Vorteile. Einer dieser Vorteile ist die Fähigkeit, Fasern mit verschiedenen Reagenzkombinationen herzustellen. Obwohl hier eine spezifische Thiol-Yne-Kombination vorgestellt wurde, funktionieren einige andere Thiol-Klick-Kombinationen (einschließlich Thiol-ene) ebenso gut. Zur Herstellung von Fasern kann eine Vielzahl anderer Kombinationen eingesetzt werden, solange die Mantellösung mit dem zu polymerisierenden Kernmaterial mischbar ist. Einschlüsse wie Nanofasern, Partikel und Zellen sind ebenfalls möglich, sofern die Beiträge dieser Additive zur Viskosität der Prepolymerlösung berücksichtigt werden.
Thiol-Klick-Chemie ist eine Teilmenge der Click-Chemie-Familie, in der ein Komplex mit einer Thiolgruppe kovalent an einen Komplex mit einer Alken-Funktionsgruppe (Doppelbindung) oder Alkyn (Triple Bond) durch UV-Lichtphotopolymerisation gebunden werden kann. Reaktionen mit Alkenen werden als Thiol-Ene-Reaktionen bezeichnet, und Reaktionen mit Alkynen werden als Thiol-Yne-Reaktionen bezeichnet. Eine Pi-Bindung (von einem Alken oder Alkyn) wird bei UV-Lichtbestrahlung an eine Thiolgruppe anhaften. Das Verfahren passt gut in die Klickfamilie der Reaktionen und wurde effektiv in unserem mikrofluidischen Kanal verwendet, um Fasern in verschiedenen Formen(z.B. runde, bandförmige, Doppelanker) aus zahlreichen Thiol-Klick-Startkomponenten herzustellen.
Ein besonderer Vorteil der hier skizzierten Methode im Vergleich zu den meisten anderen ähnlichen Prozessen ist die Fähigkeit, sowohl die Form als auch die Größe der produzierten Fasern zu kontrollieren (Abbildungen 4A-H). Durch die Gestaltung eines Kanals, der Streifen, Chevrons oder Heringbones enthält, hat die erzeugte Faser eine andere Querschnittsform. Im Allgemeinen sind die Streifen nützlich für die Herstellung von runden Formen oder für die Einführung zusätzlicher Mantelströme, um zuvor geformte Ströme vollständig einzukreisen und sie vor der Polymerisation von den Kanalwänden wegzubewegen. Die Chevrons reduzieren die vertikale Dimension in der Mitte des geformten Stroms und behalten die horizontale Symmetrie bei. Die Heringsknochen reduzieren die vertikale Dimension einer Seite des geformten Stroms und erzeugen eine Asymmetrie. Diese Formwerkzeuge können in unzähligen Kombinationen gemischt werden. Die Anzahl der äquivalenten Merkmale(d.h. 7 Chevrons im Vergleich zu 10 Chevrons) kann auch zur Herstellung von Fasern mit unterschiedlichen Querschnittsprofilen verwendet werden.
Neben der Fähigkeit, die Faserform zu steuern, bietet die vorgestellte Faserherstellungsmethodik auch die Möglichkeit, die Größe der hergestellten Fasern zu kontrollieren, auch mit einer einzigen Mantelflussbaugruppe(z. B. Abbildung 1). Die Anpassung des Mantels:Kern-Durchfluss-Verhältnis ist ein Mittel zur Herstellung von Fasern mit unterschiedlichen Querschnittsflächen. Es ist auch möglich, die Größe der Faser zu steuern, indem Sie das Kanaldesign so einstellen, dass zusätzliche Ummantelungsstufen haben. Unabhängig davon, ob die Formgebung in einer oder mehreren Stufen erfolgt, kann eine einfache Endphase verwendet werden, um die Größe des Kerns zu reduzieren, ohne die Form zu ändern.
Die Leichtigkeit, mit der eine Vielzahl von Reagenzienkombinationen zur Herstellung von Fasern in verschiedenen Formen und Größen mit diesem mikrofluidischen Kanaldesign verwendet werden kann, wird sich in einer Vielzahl von Anwendungen als nützlich erweisen, von der Tissue-Engineering über die optische Kommunikation bis hin zu intelligenten Textilien.

Gewebegerüste1, Verbundwerkstoffe2, optische Kommunikation3 undleitfähige Hybridmaterialien4 sind Forschungsbereiche mit speziellen Polymerfasern. Herkömmliche Verfahren zur Faserherstellung umfassen Schmelzextrusion, Spinnen, Zeichnen, Gießen und Elektrospinnen. Die meisten Polymerfasern, die mit diesen Verfahren hergestellt werden, weisen runde Querschnitte auf, die durch Oberflächenspannungen zwischen Polymer und Luft während der Herstellung erzeugt werden. Fasern mit nicht runden Querschnitten können jedoch die mechanischen Eigenschaften von Verbundwerkstoffen5,6verbessern, die Flächen-Volumen-Verhältnisse erhöhen, benetzen oder leiten7steuern und als Wellenleiter8 oder Polarisatoren9verwendet werden.
Die Herstellung von spezialisierten Polymerfasern durch mikrofluidische Systeme, die einen Strom (Mantelstrom) verwenden, um einen anderen Strom (Kernstrom) zu umgeben und zu formen, sind aufgrund der milden Bedingungen und kapazitäten für die kontinuierliche Produktion hoch reproduzierbarer Fasern attraktiv. Erste Experimente ergaben runde Fasern mit Größen, die von den relativen Durchflussraten der Prepolymer- und Mantelflüssigkeiten10-12abhängen. Die Entdeckung, dass Rillen im oberen und unteren Teil des mikrofluidischen Kanals den Mantel ablenken könnten, um eine vorbestimmte Form für den Kernstrom13,14 zu erzeugen, führte zu einer Technologie zur Erzeugung komplexerer Faserformen10-12,15-17.
NRL-Ermittler haben die folgenden kritischen technischen Merkmale nachgewiesen13-21:
<ol><li>Eine Vielzahl von Formfunktionen kann verwendet werden, um die Mantelflüssigkeit zu lenken, um den Kernstrom zu formen: Nuten oder Grate können als Streifen, Chevrons oder Heringsknochen konfiguriert werden.</li>
	<li>Eine Toolbox dieser Features kann dem gewünschten Flow-Ergebnis zugeordnet werden.</li>
	<li>Mikrokanäle können mit Lithographie-, Form-, Fräs- oder Drucktechniken erstellt werden. Die Substratmaterialien dürfen sich in den Vorpolymer- oder Mantellösungen nicht auflösen oder erodieren, und bei photoinitiierten Polymerisationen müssen die äußeren Schichten für ultraviolettes Licht transparent sein.</li>
	<li>Die Form, die durch einen einzelnen Satz von Formier-Features erstellt wird, kann durch Ändern der Durchflussraten durch den Kanal geändert werden. COMSOL Multiphysik-Simulationen des Flüssigkeitsflusses in den Mikrokanälen sind in der Lage, die resultierenden Fluid- und Faserformen vorherzusagen.</li>
	<li>Die Anpassung der Viskosität und Phase (Hydrophilie) der Mantel- und Kernflüssigkeiten ist entscheidend, um Knicken Typ Instabilität zu vermeiden, die durch Variation der Scherdehnung über die Fluidschnittstelle. Wenn es eine große Viskosität oder Phase Inrukoviskose Knickung auftreten kann, möglicherweise verformen die endgültige Faserform oder sogar Verstopfung des Mikrokanals.</li>
	<li>Fasern können durch Gießen oder Polymerisation gebildet werden, aber die Polymerisation bietet mehr Kontrolle über die Form.</li>
	<li>Die Polymerisation (Erstarrung der Kernflüssigkeit) muss vor dem Verlassen des Mikrokanals erfolgen. Eine langsamere Polymerisation innerhalb des Kanals kann jedoch zu einer Erhöhung der Viskosität führen, was die Faserform beeinflusst oder sogar den Kanal verstopft. Die Zeit und die Lage der Polymerisationsereignisse müssen sorgfältig kontrolliert werden.</li>
	<li>Aufgrund ihrer schnellen Reaktionskinetik eignen sich fotoinduzierte freie Radikalpolymerisationen, insbesondere thiolbasierte Klickchemikalien, besonders gut für die Faserproduktion.</li>
	<li>Die relativen Durchflussraten können während der Fertigung geändert werden, um ungleichmäßige Faserdurchmesser zu erzeugen.</li>
	<li>Mehrere Gruppen von Formfunktionen können aus den folgenden Gründen in einen kanaleinen Kanal integriert werden:<ol type="a">
<li>So trennen Sie die Form- und Größenfunktionen</li>
		<li>So erstellen Sie Mehrschicht- oder Hohlfasern</li>
		<li>So produzieren Sie mehrere Fasern aus einem einzigen mikrofluidischen Kanal</li>
	</ol>
</li>
	<li>Flüssigkristallmesogene, die in sehr niedrigen Konzentrationen in das Polymer eingebaut sind, weisen eine Birefreringität unter polarisiertem Licht auf, was darauf hindeutet, dass Polymermoleküle entlang der Achse der Fasern ausgerichtet werden können.</li>
	<li>Zellen können in biokompatible Hydrogel-Prepolymere eingebaut werden und überleben den Herstellungsprozess mit hoher Lebensfähigkeit22.</li>
</ol>Bei der Herstellung von Polymerfasern unter Verwendung hydrodynamischer Fokussierung durch einen Mantelstrom zur Formung eines Prepolymerstroms ist die Auswahl von Polymermaterialien ein praktischer erster Schritt. Die entsprechenden Polymere, entsprechenden Initiatorchemikalien und Mantelflüssigkeiten sollten in den folgenden Richtlinien identifiziert werden:
<ol><li>Polymer- und Mantelflüssigkeiten sind mischbar und haben eine ähnliche Viskosität. Zum Beispiel könnte eine wässrige Monomerlösung Wasser als lebensfähige Mantelflüssigkeit nutzen, aber Hexan nicht als Mantelflüssigkeit verwenden.</li>
	<li>Der Polymerisationsmechanismus muss schnell genug Ratenkinetik haben, um die Kernflüssigkeit nach dem Formen und unmittelbar vor dem Verlassen des Kanals zu erstarren.</li>
</ol>Nachdem die Materialien ausgewählt wurden, muss ein Mikrokanal zur Erzeugung der gewünschten Faserform und -größe entworfen werden. Um die erforderlichen Formgebungsmerkmale (Streifen, Heringbones, Chevrons) zu bestimmen, kann eine Computer-Flüssigkeitsdynamik-Software verwendet werden, um die Strömungsmuster vorherzusagen. Die Formelemente transportieren die Mantelflüssigkeit um die Kernflüssigkeit. Im Allgemeinen bewegen Streifen die Mantelflüssigkeit über den oberen und unteren Rand des Kanals von einer Seite zur anderen, während Heringsknochen und Chevrons die Flüssigkeit von den Seiten weg in Richtung der oberen und/oder unteren Seite des Kanals und dann zurück in Richtung der Mitte des Kanals direkt unter dem Punkt der Struktur bewegen. Die Anzahl der sich wiederholenden Nuten im oberen und unteren Bereich des Kanals beeinflusst den Grad, in den die Mantelflüssigkeit geleitet wird. Das Verhältnis der Durchflussraten von Kern- und Mantelflüssigkeit vermittelt ebenfalls den Effekt. Simulationen mit comSOL Multiphysics Software haben sich bei der Bewertung der Wechselwirkungen der Formiereigenschaften und Durchflussratenzurerate zur Vorhersage der Querschnittsform als zuverlässig erwiesen. Diese Simulationen bieten auch nützliche Einblicke in die Diffusion von Gelösten zwischen Kern und Mantel mit der Größe des Kanals, der Viskosität und den vorgeschlagenen Durchflussraten.
Wenn eine komplexe Form gewünscht wird, wie z. B. der in Boyd et al beschriebene "Doppelanker". 23ist es sinnvoll, die Funktionen des Gestaltens und Der Dimensionierung zu trennen. Eine komplexe Form kann mit einem Satz von Merkmalen erstellt werden und dann kann eine strategisch platzierte Ein-Nut-Struktur am Eingang eines zweiten Ummantelungsstroms verwendet werden, um die Querschnittsfläche des polymerisierbaren Stroms zu verringern, ohne seine Form signifikant zu verändern.
Ein weiteres Beispiel für komplexes Mikrokanaldesign kann mehrschichtige Fasern erzeugen. In diesem Design werden sequenzielle Sätze von Formierfunktionen und zusätzlichen Verkleidungsflüssigkeiten eingeführt. Diese konzentrischen Ströme können zu festen Kernverkleidungsfasern oder Hohlrohren verfestigt werden. Ein Beispiel für dieses Gerät wird unten vorgestellt.
Sobald das Design des mikrofluidischen Geräts ausgewählt wurde, kann der Mikrokanal-Fertigungsprozess beginnen. Fertigungswerkzeuge, die verwendet werden können, umfassen Soft Lithographie, CNC-Fräsen, Heißprägung und 3D-Druck. Unabhängig von den verwendeten Werkzeugen ist es wichtig zu erkennen, dass Merkmale, die versehentlich in die Wand des mikrofluidischen Kanals eingeführt werden, auch den Mantelfluss lenken und zu hoch reproduzierbaren Abweichungen in der Querschnittsform aller fasern führen können, die mit diesem Gerät hergestellt werden. Mikrokanal-Substratmaterialien sollten auch sorgfältig ausgewählt werden, um physikalisch robust, chemisch inert und uv-schädigend zu sein. Beispielsweise kann Polydimethylsiloxan (PDMS) leicht gegossen werden, liefert dichtungsähnliche Dichtungen und ist UV-transparent; PDMS ist nützlich für die transparente Oberseite des Kanals, aber nicht die Seiten und den Unteren Rand des Kanals, die mehr Steifigkeit benötigen.
Letztlich erzeugen die Formgebungsmerkmale durch die Einführung der richtig ausgewählten Kern- und Mantelflüssigkeiten bei den durch die Strömungssimulationen vorhergesagten Fließgeschwindigkeiten das entsprechende Fluidprofil und die nachgeschaltete UV-Härtungslampe wird die entworfenen Polymerfasern verfestigen. Die kontinuierliche Extrusion der polymerisierten Fasern aus dem Kanal kann reproduzierbare Fasern in Längen liefern, die nur durch das Volumen der Flüssigkeitsbehälter begrenzt sind.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="685">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Pentaerythritol tetrakis 3-mercaptopropionate</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">381462</td>
			<td style="width:251px;">See references</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:197px;">1.7-Octadiyne</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">161292</td>
			<td style="width:251px;">See references</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">2,2-Dimethoxy-2-phenylacetophenone</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">196118</td>
			<td style="width:251px;">See references</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:197px;">Polyethylene glycol 400</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">202398</td>
			<td style="width:251px;">Polyethylene glycol 200 or 600, dextrose, or glycerol may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Sylgard 184&#160;</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">761036</td>
			<td style="width:251px;">QSIL 216, OptiTec 7020, or GS RTV 615 may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td colspan="2" height="22" style="height:22px;">Table of Specific Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:197px;">Equipment</td>
			<td style="width:99px;">Company</td>
			<td style="width:139px;">Catalogue number</td>
			<td style="width:251px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">MiniMill</td>
			<td style="width:99px;">Haas</td>
			<td style="width:139px;">MINIMILL</td>
			<td style="width:251px;">Any NC code interpreting 2.5 axis (or higher) mill may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:197px;">Syringe pumps (3)</td>
			<td style="width:99px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:139px;">702212</td>
			<td style="width:251px;">Syringe pumps that can be programmed to deliver the desired volume flow rates may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Tygon tubing (3 m)</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">14-169-13A</td>
			<td style="width:251px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">PEEK tubing</td>
			<td style="width:99px;">Upchurch Scientific</td>
			<td style="width:139px;">1435</td>
			<td style="width:251px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">HPLC fittings</td>
			<td style="width:99px;">Upchurch Scientific</td>
			<td style="width:139px;">1457</td>
			<td style="width:251px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="67">
			<td height="67" style="height:67px;width:197px;">BlueWave 200 UV lamp with stand and light guides</td>
			<td style="width:99px;">Dymax</td>
			<td style="width:139px;">38905; 38477; 39700</td>
			<td style="width:251px;">Any guided UV source that delivers 300-450 nm, &#62;200 mW/cm2 may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:197px;">500 ml beaker</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">FB-100-600</td>
			<td style="width:251px;">Any vessel of approximately the same size and shape may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:197px;">Ring stand</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">S47807</td>
			<td style="width:251px;">Any ring stand capable of mounting a clamped sheath flow apparatus above the level of the syringe pumps may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:197px;">Ring stand clamp holder (2)</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">S02625</td>
			<td style="width:251px;">Any ring stand clamp holder capable of holding the clamps may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:197px;">Ring stand clamps (2)</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">02-216-352</td>
			<td style="width:251px;">Any ring stand clamp capable of holding the clamped sheath flow apparatus and light guides may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:197px;">1, 5, and 60 ml Syringes</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">14-823-16H; 14-823-16D; 14-820-11</td>
			<td style="width:251px;">Any syringe with known inner diameter and sufficient volume may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Poly(methylmethacrylate) (3.2 mm)</td>
			<td style="width:99px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:139px;">8560K239</td>
			<td style="width:251px;">Polycarbonate and cyclic olefin copolymer may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Polyether ether ketone (3.2 mm)</td>
			<td style="width:99px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:139px;">8504K25</td>
			<td style="width:251px;">Solvent resistant machinable materials may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Aluminum (3.2, 9.5 mm)</td>
			<td style="width:99px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:139px;">1651T41; 9246K23</td>
			<td style="width:251px;">Substitute other materials as needed</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

microfluidic fabrication of polymeric and biohybrid fibers with predesigned size and shape

Eine "Mantel"-Flüssigkeit, die durch einen mikrofluidischen Kanal bei niedriger Reynolds-Zahl geht, kann um einen anderen "Kernstrom" gerichtet werden und verwendet werden, um die Form sowie den Durchmesser eines Kernstroms zu diktieren. Nuten in der Ober- und Unterseite eines mikrofluidischen Kanals wurden entwickelt, um die Mantelflüssigkeit zu lenken und die Kernflüssigkeit zu formen. Durch die Abstimmung der Viskosität und Hydrophilie der Mantel- und Kernflüssigkeiten werden die Grenzflächeneffekte minimiert und komplexe Fluidformen gebildet. Die Steuerung der relativen Durchflussraten der Mantel- und Kernflüssigkeiten bestimmt den Querschnittsbereich der Kernflüssigkeit. Fasern wurden in Größen von 300 nm bis 1 mm hergestellt, und Faserquerschnitte können rund, flach, quadratisch oder komplex sein, wie im Fall von Doppelankerfasern. Die Polymerisation der Kernflüssigkeit nach dem Formbereich verfestigt die Fasern. Photoinitiated Klick-Chemie ist gut geeignet für eine schnelle Polymerisation der Kernflüssigkeit durch Bestrahlung mit ultraviolettem Licht. Fasern mit einer Vielzahl von Formen wurden aus einer Liste von Polymeren einschließlich Flüssigkristallen, Poly(Methylmethacrylat), Thiol-ene- und Thiol-Yne-Harzen, Polyethylenglykol und Hydrogelderivaten hergestellt. Die minimale Scherung während des Formprozesses und milde Polymerisationsbedingungen machen den Herstellungsprozess auch gut für die Verkapselung von Zellen und anderen biologischen Komponenten geeignet.

Zur Herstellung von Hohlfasern wurde ein einfaches 2-stufiges Design mit Formnuten und drei Lösungseingängen verwendet (Abbildung 1). COMSOL-Simulationen wurden verwendet, um die geeigneten Durchflussratenverhältnisse zu bestimmen, um die gewünschte Querschnittsgröße zu erhalten(Abbildung 1, ESI Video). Eine Kombination aus Fräsen und Formen produzierte die Komponenten für die Mantelflussbaugruppe, um die Fasern herzustellen (Abbildung 2). Die komplette Montage umfasste das Manteldurchflussgerät, den glasfasergekoppelten UV-Laser, drei Spritzenpumpen, ein Sammelbad (Becher) und eine Fasersammelsspule(Abbildung 3).
Die Polymerisation des Verkleidungsmaterials wurde durch die UV-Lichtquelle eingeleitet und Hohlfasern wurden aus dem Mikrokanal in das Sammelbad extrudiert. Die Faser bildete sich und wurde kontinuierlich gesammelt, bis das UV-Licht ausgeschaltet war. Die Faserproduktion wurde minutenlang fortgesetzt und erzeugte eine einzelne Faser über einen Meter Länge. Die unter diesen Bedingungen hergestellten Fasern hatten einen Durchmesser von ca. 200 m. Die Struktur der Fasern wurde mittels optischer und elektronenmikroskopischer Mikroskopie visualisiert. Die Fasern hatten eine ovale Form mit einem hohlen Kern. Kapillarwirkung wurde verwendet, um Flüssigkeit und Blasen in das Innere der Faser einzuführen und bestätigte, dass die Hohlstruktur kontinuierlich über die Länge der Faser war (Abbildung 4A).
<img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50958/50958fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50958/50958fig1.jpg"> Abbildung 1. Entwurf des Mantelflussgeräts und COMSOL-Daten. Die zweiteilige Fertigungsvorrichtung mit geraden Nuten wurde ausgewählt, um eine Hohlfaser zu erzeugen (um die x-Achse 45° gedreht). Die COMSOL-Simulationen links zeigen, wie sich die Durchflussverhältnisse core:cladding:sheath (Zahlen unter jeder Simulation) auf die endgültige Größe der Hohlfasern auswirken. Der Mikrokanalquerschnitt ist 1 mm x 0,75 mm groß, die Streifen sind 0,38 mm breit und 250 m tief. Die Streifen befinden sich bei einem ∠45° relativ zum Kanal.
<img alt="Figure 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50958/50958fig2highres.jpg" width="500"> Abbildung 2. Explosionsansicht der Mantelflussbaugruppe. Von oben nach unten, (A) Einlassfutter, (B) Befestigungsplatte, (C) Mikrokanalabdeckung, (D) Mikrokanalbasis, (E) Befestigungsplatte. Die Komponenten werden aus Aluminium, Aluminium, COC (oder PDMS), COC (oder PEEK) bzw. Aluminium gefertigt. Die regelmäßig verteilten Löcher nehmen Montageschrauben auf.
<img alt="Figure 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50958/50958fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50958/50958fig3.jpg"> Abbildung 3. Foto des Layouts und schaltplantische Übersicht. Setup umfasst Mantelfluss-Montage vertikal gesichert über Becher mit Wasserbad, Faseroptik-Laser für die Photopolymerisation, drei Spritzenpumpen und Spindel zum Sammeln von Polymerfasern. Inset zeigt Fertigungsbaugruppe mit UV-Beleuchtung. (A) Mantel- und Kerneinlässe, (B) mikrofluidischer Kanal, (C) UV-Licht, (D) Sammelbehälter, (E) polymerisierte Faser gesammelt.
<img alt="Figure 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50958/50958fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50958/50958fig4.jpg"> Abbildung 4. Optische und Rasterelektronen-Mikrographikbilder von Fasern, die mit hydrodynamischer Fokussierung hergestellt werden. Fasern wurden in den folgenden Formen mit hydrodynamischer Fokussierung hergestellt: (A) Hohlrohre, (B) Rechteckige Bänder, (C) Dünne elastische Bänder, (D) Dreiecke, (E) Kidneybohnen, (F) Perlenkette, (G) Rundfaser mit eingebetteter Kohlenstoff-Nanofaser und (H) Doppelanker geformt. Die Fasern bestehen aus verschiedenen Materialien, darunter Acrylate, Methacrylate und Thiol-Enes.
 <a href="/files/ftp_upload/50958/ESI_Video.mp4" target="_blank">ESI Video.</a> Slice-Plot, das in COMSOL Multiphysics produziert wird und eine Hälfte des Mikrokanals mit Kern-, Verkleidungs- und Mantelflüssigkeiten darstellt, die in das Gerät eindringen und die zweistufigen, strömungsverändernden diagonalen Streifenrillen durchqueren. Die simulierten Kern-, Verkleidungs- und Manteldurchflussraten sind 1, 28 bzw. 256 l/min. Das Video stellt 6 Sek. in Echtzeit dar, verlangsamt 6-fach zu Veranschaulichungszwecken.

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Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

Zwei benachbarte Flüssigkeiten, die durch einen gerillten mikrofluidischen Kanal geleitet werden, können zu einem Mantel um einen Prepolymerkern geleitet werden; dabei sowohl Form als auch Querschnitt bestimmen. Die photoinitiierte Polymerisation, wie die Thiol-Klick-Chemie, eignet sich gut für die schnelle Erstarrung der Kernflüssigkeit in eine Mikrofaser mit vorgegebener Größe und Form.

Mikrofluidische Herstellung von Polymer- und Biohybridfasern mit vorgefertigter Größe und Form

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.4K Aufrufe.  US Naval Research Laboratory. Zwei benachbarte Flüssigkeiten, die durch einen gerillten mikrofluidischen Kanal geleitet werden, können zu einem Mantel um einen Prepolymerkern geleitet werden; dabei sowohl Form als auch Querschnitt bestimmen. Die photoinitiierte Polymerisation, wie die Thiol-Klick-Chemie, eignet sich gut für die schnelle Erstarrung der Kernflüssigkeit in eine Mikrofaser mit vorgegebener Größe und Form.

Serie: Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

Microfluidic Chip Fabrication and Method to Detect Influenza

Fast and effective diagnostics play an important role in controlling infectious disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we present an integrated microfluidic thermoplastic chip with the ability to amplify influenza A virus in patient nasopharyngeal (NP) swabs and aspirates. Upon loading the patient sample, the microfluidic device sequentially carries out on-chip cell lysis, RNA purification and concentration steps within the solid phase extraction (SPE), reverse transcription (RT) and polymerase chain reaction (PCR) in RT-PCR chambers, respectively. End-point detection is performed using an off-chip Bioanalyzer (Agilent Technologies, Santa Clara, CA). For peripherals, we used a single syringe pump to drive reagent and samples, while two thin film heaters were used as the heat sources for the RT and PCR chambers. The chip is designed to be single layer and suitable for high throughput manufacturing to reduce the fabrication time and cost. The microfluidic chip provides a platform to analyze a wide variety of virus and bacteria, limited only by changes in reagent design needed to detect new pathogens of interest.

An integrated microfluidic thermoplastic chip has been developed for use as a molecular diagnostic. The chip performs nucleic acid extraction, reverse transcriptase, and PCR. Methods for fabricating and running the chip are described.

Mikrofluidischen Chip Herstellung und Verfahren zur Influenza Detect

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Forschung

Biotechnik

Microfluidic Picoliter Bioreactor for Microbial Single-cell Analysis: Fabrication, System Setup, and Operation

In this protocol the fabrication, experimental setup and basic operation of the recently introduced microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) is described in detail. The PLBR can be utilized for the analysis of single bacteria and microcolonies to investigate biotechnological and microbiological related questions concerning, e.g.&#160;cell growth, morphology, stress response, and metabolite or protein production on single-cell level. The device features continuous media flow enabling constant environmental conditions for perturbation studies, but in addition allows fast medium changes as well as oscillating conditions to mimic any desired environmental situation. To fabricate the single use devices, a silicon wafer containing sub micrometer sized SU-8 structures served as the replication mold for rapid polydimethylsiloxane casting. Chips were cut, assembled, connected, and set up onto a high resolution and fully automated microscope suited for time-lapse imaging, a powerful tool for spatio-temporal cell analysis. Here, the biotechnological platform organism Corynebacterium glutamicum&#160;was seeded into the PLBR and cell growth and intracellular fluorescence were followed over several hours unraveling time dependent population heterogeneity on single-cell level, not possible with conventional analysis methods such as flow cytometry. Besides insights into device fabrication, furthermore, the preparation of the preculture, loading, trapping of bacteria, and the PLBR cultivation of single cells and colonies is demonstrated. These devices will add a new dimension in microbiological research to analyze time dependent phenomena of single bacteria under tight environmental control. Due to the simple and relatively short fabrication process the technology can be easily adapted at any microfluidics lab and simply tailored towards specific needs.

In this protocol the fabrication, setup and basic operation of a microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) for single-cell analysis of prokaryotic microorganisms is introduced. Industrially relevant microorganisms were analyzed as proof of principle allowing insights into growth rate, morphology, and phenotypic heterogeneity over certain time periods, hardly possible with conventional methods.

In this protocol the fabrication, experimental setup and basic operation of the recently introduced microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) is described ...

Polymeric Microneedle Array Fabrication by Photolithography

This manuscript describes the fabrication of polymeric microneedle (MN) arrays by photolithography. It involves a simple mold-free process by using a photomask consisting of embedded micro-lenses. Embedded micro-lenses were found to influence MN geometry (sharpness). Robust MN arrays with tip diameters ranging between 41.5 &#181;m &#177; 8.4 &#181;m and 71.6 &#181;m &#177; 13.7 &#181;m, with two different lengths (1,336 &#181;m &#177; 193 &#181;m and 957 &#181;m &#177; 171 &#181;m) were fabricated. These MN arrays may provide potential applications in delivery of low molecular and macromolecular therapeutic agents through skin.

Here, we present a protocol describing a mold-free fabrication process of the polymeric microneedles by photolithography.

Polymeren Mikronadelanordnung Fabrication durch Photolithographie

This manuscript describes the fabrication of polymeric microneedle (MN) arrays by photolithography. It involves a simple mold-free process by using a ...

Fabrication of a Bioactive, PCL-based "Self-fitting" Shape Memory Polymer Scaffold

Tissue engineering has been explored as an alternative strategy for the treatment of critical-sized cranio-maxillofacial (CMF) bone defects. Essential to the success of this approach is a scaffold that is able to conformally fit within an irregular defect while also having the requisite biodegradability, pore interconnectivity and bioactivity. By nature of their shape recovery and fixity properties, shape memory polymer (SMP) scaffolds could achieve defect &#8220;self-fitting.&#8221; In this way, following exposure to warm saline (~60 &#186;C), the SMP scaffold would become malleable, permitting it to be hand-pressed into an irregular defect. Subsequent cooling (~37 &#186;C) would return the scaffold to its relatively rigid state within the defect. To meet these requirements, this protocol describes the preparation of SMP scaffolds prepared via the photochemical cure of biodegradable polycaprolactone diacrylate (PCL-DA) using a solvent-casting particulate-leaching (SCPL) method. A fused salt template is utilized to achieve pore interconnectivity. To realize bioactivity, a polydopamine coating is applied to the surface of the scaffold pore walls. Characterization of self-fitting and shape memory behaviors, pore interconnectivity and in vitro bioactivity are also described.

Fabrication of a Bioactive, PCL-based &quot;Self-fitting&quot; Shape Memory Polymer Scaffold

Scaffolds capable of fitting within cranio-maxillofacial (CMF) bone defects while exhibiting osteoconductivity and bioactivity are of interest. This protocol describes the preparation of a shape memory scaffold based on polycaprolactone diacrylate (PCL-DA) using a solvent-casting particulate-leaching (SCPL) method employing a fused salt template and application of a bioactive polydopamine coating.

Herstellung eines bioaktiven, PCL-basierte &quot;Self-Montage&quot; Formgedächtnispolymer Scaffold

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A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

Einem mikrofluidischen Plattform für Präzisions-Kleinvolumen Probenbearbeitung und seine Verwendung zur Größe Separate biologische Partikel mit einem Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

Image-guided, Laser-based Fabrication of Vascular-derived Microfluidic Networks

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic networks embedded in PEGDA hydrogels. Here, we describe the creation of virtual masks that allow for image-guided laser control; the photopolymerization of a micromolded PEGDA hydrogel, suitable for microfluidic network fabrication and pressure head-driven flow; the setup and use of a commercially available laser scanning confocal microscope paired with a femtosecond pulsed Ti:S laser to induce hydrogel degradation; and the imaging of fabricated microfluidic networks using fluorescent species and confocal microscopy. Much of the protocol is focused on the proper setup and implementation of the microscope software and microscope macro, as these are crucial steps in using a commercial microscope for microfluidic fabrication purposes that contain a number of intricacies. The image-guided component of this technique allows for the implementation of 3D image stacks or user-generated 3D models, thereby allowing for creative microfluidic design and for the fabrication of complex microfluidic systems of virtually any configuration. With an expected impact in tissue engineering, the methods outlined in this protocol could aid in the fabrication of advanced biomimetic microtissue constructs for organ- and human-on-a-chip devices. By mimicking the complex architecture, tortuosity, size, and density of in vivo vasculature, essential biological transport processes can be replicated in these constructs, leading to more accurate in vitro modeling of drug pharmacokinetics and disease.

This protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation to fabricate vascular-derived, biomimetic microfluidic networks embedded in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) hydrogels. These biomimetic microfluidic systems may be useful for tissue engineering applications, generation of in vitro disease models, and fabrication of advanced "on-a-chip" devices.

Bildgestützte, laserbasierte Herstellung von Mikrofluidik-Networks-Vascular abgeleitet

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic ...

Fabrication of Three-dimensional Paper-based Microfluidic Devices for Immunoassays

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and directed within a layer of paper. Moreover, stacking multiple layers of patterned paper creates sophisticated three-dimensional microfluidic networks that can support the development of analytical and bioanalytical assays. Paper-based microfluidic devices are inexpensive, portable, easy to use, and require no external equipment to operate. As a result, they hold great promise as a platform for point-of-care diagnostics. In order to properly evaluate the utility and analytical performance of paper-based devices, suitable methods must be developed to ensure their manufacture is reproducible and at a scale that is appropriate for laboratory settings. In this manuscript, a method to fabricate a general device architecture that can be used for paper-based immunoassays is described. We use a form of additive manufacturing (multi-layer lamination) to prepare devices that comprise multiple layers of patterned paper and patterned adhesive. In addition to demonstrating the proper use of these three-dimensional paper-based microfluidic devices with an immunoassay for human chorionic gonadotropin (hCG), errors in the manufacturing process that may result in device failures are discussed. We expect this approach to manufacturing paper-based devices will find broad utility in the development of analytical applications designed specifically for limited-resource settings.

We detail a method to fabricate three-dimensional paper-based microfluidic devices for use in the development of immunoassays. Our approach to device assembly is a type of multilayer, additive manufacturing. We demonstrate a sandwich immunoassay to provide representative results for these types of paper-based devices.

Herstellung von dreidimensionalen Papierbasis Microfluidic Devices für Immunoassays

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and ...

Dry Film Photoresist-based Electrochemical Microfluidic Biosensor Platform: Device Fabrication, On-chip Assay Preparation, and System Operation

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An easy-to-use and low-cost sensor platform is highly desired to measure various types of analytes (e.g., biomarkers, hormones, and drugs) quantitatively and specifically. For this reason, dry film photoresist technology - enabling cheap, facile, and high-throughput fabrication - was used to manufacture the microfluidic biosensor presented here. Depending on the bioassay used afterwards, the versatile platform is capable of detecting various types of biomolecules. For the fabrication of the device, platinum electrodes are structured on a flexible polyimide (PI) foil in the only clean-room process step. The PI foil serves as a substrate for the electrodes, which are insulated with an epoxy-based photoresist. The microfluidic channel is subsequently generated by the development and lamination of dry film photoresist (DFR) foils onto the PI wafer. By using a hydrophobic stopping barrier in the channel, the channel is separated into two specific areas: an immobilization section for the enzyme-linked assay and an electrochemical measurement cell for the amperometric signal readout.
The on-chip bioassay immobilization is performed by the adsorption of the biomolecules to the channel surface. The glucose oxidase enzyme is used as a transducer for electrochemical signal generation. In the presence of the substrate, glucose, hydrogen peroxide is produced, which is detected at the platinum working electrode. The stop-flow technique is applied to obtain signal amplification along with rapid detection. Different biomolecules can quantitatively be measured by means of the introduced microfluidic system, giving an indication of different types of diseases, or, in regard to therapeutic drug monitoring, facilitating a personalized therapy.

A microfluidic biosensor platform was designed and fabricated using low-cost dry film photoresist technology for the rapid and sensitive quantification of various analytes. This single-use system allows for the electrochemical readout of on-chip-immobilized enzyme-linked assays by means of the stop-flow technique.

Trockenen Film Photoresist-basierte elektrochemische mikrofluidischen Biosensor Plattform: Gerät Fertigung, On-Chip-Test Vorbereitung und Systembetrieb

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An ...

Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human patients. Human Organ-on-a-Chip (Organ Chip) microfluidic cell culture devices, which provide an experimental in vitro platform to assess efficacy, toxicity, and pharmacokinetic (PK) profiles in humans, may be better predictors of therapeutic efficacy and safety in the clinic compared to animal studies. These devices may be used to model the function of virtually any organ type and can be fluidically linked through common endothelium-lined microchannels to perform in vitro studies on human organ-level and whole body-level physiology without having to conduct experiments on people. These Organ Chips consist of two perfused microfluidic channels separated by a permeable elastomeric membrane with organ-specific parenchymal cells on one side and microvascular endothelium on the other, which can be cyclically stretched to provide organ-specific mechanical cues (e.g., breathing motions in lung). This protocol details the fabrication of flexible, dual channel, Organ Chips through casting of parts using 3D printed molds, enabling combination of multiple casting and post-processing steps. Porous poly (dimethyl siloxane) (PDMS) membranes are cast with micrometer sized through-holes using silicon pillar arrays under compression. Fabrication and assembly of Organ Chips involves equipment and steps that can be implemented outside of a traditional cleanroom. This protocol provides researchers with access to Organ Chip technology for in vitro organ- and body-level studies in drug discovery, safety and efficacy testing, as well as mechanistic studies of fundamental biological processes.

Here, we present a protocol that describes the fabrication of stretchable, dual channel, organ chip microfluidic cell culture devices for recapitulating organ-level functionality in vitro.

Skalierbare Fertigung von dehnbar, Dual Channel, mikrofluidischen Orgel Chips

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human ...

A Microfluidic Platform for Stimulating Chondrocytes with Dynamic Compression

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth plate cartilage architecture and results in growth modulation of long bones of children. To determine the role of compressive stress in bone growth, we created a microfluidic device actuated by pneumatic pressure, to dynamically (or statically) compress growth plate chondrocytes embedded in alginate hydrogel cylinders. In this article, we describe detailed methods for fabricating and characterizing this device. The advantages of our protocol are: 1) Five different magnitudes of compressive stress can be generated on five technical replicates in a single platform, 2) It is easy to visualize cell morphology via a conventional light microscope, 3) Cells can be rapidly isolated from the device after compression to facilitate downstream assays, and 4) The platform can be applied to study mechanobiology of any cell type that can grow in hydrogels.

This article provides detailed methods for fabricating and characterizing a pneumatically actuating microfluidic device for chondrocyte compression.

Eine mikrofluidische Plattform zur Stimulierung von Chondrozyten mit dynamischer Kompression

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth ...