Forschung in dieser Veröffentlichung berichtet, wurde von der National Institute of Arthritis und Muskel-Skelett-und Hautkrankheiten, Teil der National Institutes of Health, unter Verleihungsnummer R01-AR063084 unterstützt. Der Inhalt ist ausschließlich der Verantwortung der Autoren und nicht unbedingt die offizielle Meinung der National Institutes of Health.

Dieses Tier Protokoll wurde zugelassen und ist in Übereinstimmung mit den Richtlinien und Vorschriften her von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) an der Ohio State University eingestellt. Alle Richtlinien von der lokalen IACUC entwickelt werden, sind in Übereinstimmung mit dem Tierversuchs Guide von Office of Laboratory Animal Welfare an den National Institutes of Health entwickelt. 1. Anästhesie und Intubation <ol><li> Autoklav alle Instrumente und chirurgische Versorgung vor dem Gebrauch. Während des gesamten Verfahrens tragen sterile Einweg-OP-Handschuhe. Halten Sie einen sterilen Bereich während des gesamten Verfahrens. Verwendung einer sterilen Tuch vorgeschlagen, aber nicht in dem Video gezeigt, um eine bessere Visualisierung von anatomischen Landmarken auf der Maus zu ermöglichen. </li><li> Platzieren jede Maus einzeln in einer Induktionskammer bereitzustellen Anästhesie unter Verwendung von 5% Isofluran und Sauerstoff mit einer Flussrate von 0,4 L / min bis Verlust des Stellreflexes, und dann halten the tierischen mit 2% Isofluran in 100% Sauerstoff mit einer Strömung von 0,4 l / min durch eine Röhre zu dem Nasenkonus Narkosegerät angeschlossen, bis der Trachealtubus eingesetzt ist. Das Isofluran Anästhesie-Maschine verwendet wird, sollte in geeigneter Weise entlüftet und mit Aktivkohlefiltern ausgerüstet, um die Exposition des Chirurgen zu Isofluran Dämpfe während des Verfahrens zu minimieren. Der Nasenkonus ist zu bemerken, aber nicht in dem Video gezeigt, zur Visualisierung der Manipulationen zu ermöglichen, um die Maus zu intubieren. </li><li> Rasur der Brust des Tieres mit einem Tier-Haarschneidemaschine an einem anderen Ort als der Chirurgie Plattform, um eine Kontamination der Chirurgie Lage zu vermeiden. </li><li> Platzieren Sie die Maus in Rückenlage auf Chirurgie-Plattform für die anschließende Intubation. Eine einfache kleine Styropor-Plattform als Betriebsplattform zu dienen. Decken Sie die Plattform mit einem vorsterilisierten drapieren, um eine sterile Oberfläche bereitzustellen. Platzieren ein Heizkissen zwischen der Plattform und Abdecktuch um die Körpertemperatur der Mäuse in surgica haltenl Verfahren. </li><li> Bringen Sie eine Länge von 2-0 Seidenfaden von mindestens 10 cm zu der Plattform mit Klebeband und dann die Schleife des Fadens um die vorderen oberen Schneidezähne. Positionieren des Kegels in unmittelbarer Nähe (2-3 cm) mit dem Rand der Plattform über der Nase der Maus. Ziehen Sie die Maus straff und befestigen Sie es an der Plattform durch den Schwanz mit einem Stück Klebeband. </li><li> Sicherung der Beine bis zu den Seiten des Körpers mit Strängen des Bandes. Es ist wichtig, daß die vorderen Schenkel sind nicht überlastet, da dies die Atmung beeinträchtigen. </li><li> Bereiten Sie die rasierte Operationsstellen mit Betadine und Alkohol vor den Hals und Brust Einschnitte vorgenommen werden. </li><li> Legen Sie die Plattform mit der Maus den Kopf in die Richtung des Bedieners. Schneiden Sie ein 0,5 cm Median Gebärmutterhalskrebs Hautschnitt. Trennen Sie die Lappen der Schilddrüse an ihren Landenge, die sternohyoideus Muskel, wo die Luftröhre kann unter den Muskel zu sehen aussetzen. </li><li> Entfernen Sie die innere Nadel einer 18-Gauge-Trokar, damit es als intub kann verwendet werden,ation Röhre. Die Nadelspitze kann als Halterung dienen und 1 cm des Außenrohres kann als Trachealtubus zu dienen. </li><li> Halten Sie die Zunge der Maus mit einer gebogenen Pinzette in einer Hand und bewegen Sie es leicht nach oben. Sehen Sie sich die Luftröhre durch den Hals-Hautschnitt. Mit der anderen Hand sanft legen Sie die Intubationstubus, bis das Rohr innerhalb der Luftröhre gesehen. </li><li> Sobald der Schlauch in der Luftröhre, verschieben Sie die gebogenen Pinzette in anderen Hand in Richtung der Röhre und entfernen Sie die innere Nadel schnell. Wenn das Rohr nicht in die Luftröhre eingeführt werden, sollte die Röhre herausgezogen werden, damit die Herstellung Atemwegserkrankungen. Es ist wichtig, die Spitze des Rohres bis zu zeigen, wenn es um nicht Einführen des Rohres in die Speiseröhre anstelle der Trachea nahe der Kehle. </li></ol> 2. Lüftung und Fixation <ol><li> Künstliche Beatmung mit Beatmungsgerät ein Tier Entlüftung 2% Isofluran in Sauerstoff mit einer Flussrate von 0,4 L / min. Verwenden Sie einen modifizierten Y-shaPE-Anschluss, um die Intubationstubus mit dem Beatmungsgerät zu verbinden. Die korrekte Positionierung des Trachealtubus kann durch Beurteilen der symmetrisch Thoraxexpansion bestätigt werden. </li><li> Stellen Sie das Atemvolumen bei 260 ul / Hub-und Lüftungsrate beträgt 130 Schläge pro Minute, die auf das Körpergewicht einer bestimmten Maus bei Bedarf angepasst werden kann. </li><li> Entfernen Sie das Band auf dem Schwanz, und schalten Sie die Maus vorsichtig, um es in einem richtigen Seitenlage für die nachfolgende Operation zu platzieren. Verwenden Sie Klebeband, um den Schwanz und die Beine auf die Plattform wieder zu sichern. </li><li> Legen Sie die rektale Sonde, um die Körpertemperatur zu überwachen und stellen Sie die Erwärmung Pad, um die Temperatur um 37 ° C zu halten </li><li> Befestigen Sie die Sonde auf die Plattform mit Klebeband. Spritzen subkutan Bupivacain an der Einschnittstelle, um den Bereich zu betäuben, bevor der Schnitt gemacht wird. </li></ol> 3. Thorakotomie <ol><li> Machen Sie einen Schrägschnitt, der etwa 1 cm lang ist an einem Standort 2 mm von der linkenSternalrand in der Richtung, wo der linke Vorderbein trifft der Körper (etwa 1-2 mm unter dem das Bein-und Körper verbinden). Die oberflächliche Brust Vene in der Nähe von dieser Website und der Schnitt ist so vorzunehmen, dass die seitlichen Ende des Einschnitts geht bis zu, aber nicht in die Vene geschnitten. </li><li> Schneiden wenn die Brustmuskel, die Rippen unter aussetzen. Während dieses Schritts zu vermeiden versehentliche Verletzung des Gefäßes. Wenn die Blutung auftritt, verwenden Sie Wattestäbchen, um Blutungen zu stoppen, bevor Sie den nächsten Schritt 7. </li><li> Visualisieren Sie die Rippen und Lunge Aufblasen durch die dünne und halbtransparente Brustwand. Öffnen Sie die Brusthöhle mit OP-Schere, eine 6-8 mm Schnitt in der dritten Zwischenrippenraum zu machen. Dieser Einschnitt sollte mindestens 2 mm von der Brustbeinrand, wo der Brustwandarterie befindet. Schäden an der Arterie wird schwere Blutungen, die nur schwer zu kontrollieren ist zu produzieren. </li><li> Legen Sie die vorge sterilisiert hausgemachte Brust Retraktoren into der Schnitt und sanft nach hinten ziehen, um den Einschnitt zu öffnen, so dass es etwa 8-10 mm breit, während sie vorsichtig, um die Lunge zu vermeiden. Die Gurtstraffer sollte auf die chirurgische Plattform mit Stiften befestigt werden. </li><li> An diesem Punkt sollte die Herz sichtbar sein, jedoch wird die Lunge immer noch einen Teil des Herzens abzudecken. Nehmen Sie den Herzbeutel vorsichtig mit einer gebogenen Pinzette, ziehen Sie sie auseinander, und schieben Sie das Gewebe hinter den Wundhaken. Während dieser Manipulation wird die Lunge und vom Herzen weg zu heben. </li></ol> 4. Positioning LAD <ol><li> Suchen Sie die LAD auf der Oberfläche des Herzens durch eine Dissektionsmikroskop. Die LAD läuft in der Mitte der Herzwand von nahe der Herzspitze nach unten durch die linke Herzkammer. Die KOP erscheint leuchtend rot und wird stark werden pulsierende. Die Vene hier ist manchmal für die LAD falsch, aber die richtige Beleuchtung kann helfen, unterscheiden die beiden Schiffe. Wenn die Beleuchtung zu hell ist es schwierig sein kann, um die Farbe zu schätzen wissenUnterschiede zwischen den Gefäßen. </li><li> Verwenden Sie eine sterile Wattebausch Fragment mit einem Durchmesser von etwa 1-2 mm, um die LAD für die Ligation vorzubereiten. Legen Sie die Baumwolle zwischen dem linken Vorhof und der linken Herzkammer, die den linken Vorhof zu heben und zu helfen setzen die KOP und klären ihre Position. Wenn die LAD kann nicht gefunden werden, kann das Fragment ferner so der linke Vorhof ist noch höher angehoben, um die Aorta, wo das LAD stammt offenbaren geschoben werden. </li></ol> 5. LAD-Ligation <ol><li> Die ideale Positionierung für die Ligatur ist ca. 2 mm niedriger als die Spitze des linken Ohrmuschel. Die Lungen Stamm kann als Marker zur Identifizierung der linken Ohrmuschel verwendet werden. Alternativ kann das Ligationsposition als Punkt 1-2 mm von der Verzweigung der linken Kranz visualisiert werden. Verwenden gebogenen Pinzette vorsichtig anwenden Druck an einem Ort unmittelbar unter dem Punkt Ligation bestimmt. Dadurch wird es einfacher, die Arterie zu sehen und wird auch helfen, halten das Herz in Ortund vereinfachen den Bund Ligatur. Drücken Sie nicht mit der Zange für mehr als 5 Sekunden gelten zu einer Zeit und Kompression des Herzens, die Pump verändern könnten. </li><li> Verwenden Sie eine Nadel verjüngt, um ein 6-0 Seidenfaden unter der LAD passieren, während die Beobachtung mit einem Binokular. Legen Sie die Nadel unter die Arterie mit Präzision wie die Nadel des linken Ventrikels Kammer eintreten, wenn zu tief platziert oder beschädigen LAD, wenn die Nadel ist zu flach. Wenn der LAD ist verletzt entfernen Sie die Nadel und nähen die LAD um Blutungen zu kontrollieren, aber wenn die Blutung nicht kontrolliert werden kann ist es vorzuziehen, das Tier einschläfern. </li><li> Machen Sie eine lockere Doppelknoten mit der Naht, so dass ein 2-3 mm Durchmesser Schleife, durch die ein 2-3 mm langes Stück des PE-10-Schlauch 8 platziert. </li><li> Ziehen Sie die Schleife um die Arterie und Schläuche befestigen Sie dann die Schleife durch das Binden einer zusätzlichen slipknot, kümmert sich nicht um die Ventrikel Wand beschädigen. Für dauerhafte Ligation direkt binden die LAD mit einem9 Knoten. Bestätigen Sie den Verschluss der LAD, indem Sie für Aussehen einer helleren Farbe in der vorderen Wand des LV, die innerhalb von wenigen Sekunden nach der Ligation erscheinen soll. </li><li> Entfernen Sie die Rückzieh und schließen die Wunde vorübergehend durch Kneifen der Haut zusammen mit einer Bulldogge Klemme. Die Länge der Zeit, dass Ischämie aufrechterhalten hängt von der Experimentdesign, ist aber häufig 20, 30, 45 oder 60 min. Die Maus bleibt auf dem Beatmungsgerät für die Dauer der LAD Okklusion. </li></ol> 6. Reperfusion <ol><li> Nach der Ischämie Zeitraum entfernen Sie die Bulldogge Clip und legen Sie die Brust-Haken, um die Ligatur aus. Lösen Sie den Knoten und die PE-10-Schlauch zu entfernen. Reperfusion Bestätigen durch Beobachtung einer Rückkehr der rosa-rote Farbe der vorderen Wand des LV nach 15-20 sek. </li><li> Verlassen Sie die Naht an Ort und Stelle, wenn 2% Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) und Blau-Färbung wird nach der Reperfusion durchgeführt werden. Wenn Färbung ist nicht erforderlich, kann die Naht be entfernt. </li><li> Die Reperfusion Zeit wird auf dem Versuchsplan abhängen, in der Regel überspannt von 1 Stunde bis 24 Stunden. </li></ol> 7. Brustverschluss und postoperative Pflege <ol><li> Schließen Sie den Brustraum durch Nähen schloss die Inzision in der 3. Zwischenrippenraum mit 4-0 Seidenfaden. Es ist wichtig, dass die Lungen sind der Naht und nach der 3. und 4. gefangen Rippen miteinander vernäht werden, nicht. Während das Binden der Nahtknoten ist es hilfreich, leichten Druck auf der Brust mit dem Nadelhalter gelten für jeden Raum, die Luft in den Brustraum eingefangen werden können, zu minimieren. </li><li> Schließen Sie alle Muskelschichten mit kontinuierlicher Nähte mit 4-0 Seide. Verwenden Nylonnaht, die Haut mit einer fortlaufenden Naht schließen. Alternativ kann die Haut mit unterbrochener Naht geschlossen werden. </li><li> Beim Nähen ist komplett nicht mehr der Fluss von Isofluran während Sauerstoff fließt weiter. Sobald die Maus bewegt seine Schnurrhaare oder Schwanz es, Schulterd beginnen, Versuche, spontan zu atmen. Entfernen Sie die Maus vom Beatmungsgerät mit Intubationstubus noch in der Luftröhre gehalten. </li><li> Beobachten Sie das Tier vorsichtig, bis die Maus wieder eine normale Atmung und dann extubiert die Maus. Das Rohr sollte langsam entfernt werden, um Aspiration von Sekreten der Mundhöhle zu vermeiden. </li><li> Bestätigen Sie die Maus nicht in jedem Atemnot beobachten, die für weitere 3-5 min vor der Rückgabe an einem Käfig. Wenn Anzeichen von Austrocknung sind nach der Operation beobachtet, bieten bis zu 0,5 ml steriler Kochsalzlösung durch intraperitoneale Injektion. </li><li> Für die postoperative Analgesie, verwalten ein Opioid-Analgetikum (Buprenorphin, 0,1 mg / kg) subkutan (SC), bevor das Tier ist die ambulante und bieten eine zusätzliche Dosis alle 4-6 Stunden für die nächsten 24 Stunden danach. Überprüfen Sie die Tier Anzeichen von Leiden bei 12 Stunden nach der Operation. Simulation von Myokardinfarkt mit Überleben Operation erfordert eine Bewertung von Schmerzen und Leiden folgenden Erholung von der surgery. Die aktuelle geeignete Verfahren ist es, Analgesie für den ersten 24 Stunden nach einer invasiven Verfahren mit zusätzlichen Dosen gegeben als durch Gewichtsverlust oder Anzeichen von Schmerzen gerechtfertigt ist. Für dauerhafte Ligation sollte das Körpergewicht täglich verfolgt werden, um zu helfen, um die Erholung des Tieres zu messen. </li><li> Ibuprofen (Motrin), ein nicht-steroidale Entzündungshemmer (NSAID) mit entzündungshemmenden, Analgesie und fiebersenkende Aktivität oder andere NSAIDs, im Trinkwasser der Tiere als 0,2 mg / ml-Lösung für zwei Tage vor der Operation gestellt werden und bis zu 7 Tage nach der Operation in zusammen mit der Buprenorphin, um zusätzliche Schmerz / Not verwalten. </li></ol> 8. Messung der Infarktgröße <ol><li> Anesthetize intubieren und die Maus am Ende der gewünschten Reperfusionszeit. Schneiden Sie die Brusthaut in der Mittellinie auf den Schwertfortsatz. Öffnen der Bauch und die Membran unter dem Brustkorb und von beiden Seiten des Medioklavikularlinie. </li> &lt;li&gt; Expose das Herz und dann wieder ligieren die LAD in der gleichen Lage. Kanülieren die Aorta so 10% Phthaloblau langsam direkt in die Aorta, das Herz für die Abgrenzung des ischämischen Zone von der nicht-ischämischen Zone 10 Fleck eingespritzt werden. </li><li> Schnell das Herz herausschneiden und waschen Sie es in 30 mM KCl (Kaliumchlorid-Lösung), um den Herzschlag einstellen und ermöglichen eine konsistente Schnitte. Frieren Sie das Herz für mindestens 4 Stunden bei -20 ° C und schneiden Sie das Herz in Scheiben von 1 mm unter Verwendung einer Herz-Matrix Trennvorrichtung 11. </li><li> Inkubieren Herzscheiben mit 2% TTC bei 37 ° C für 40 min. Der Infarktbereich wird als ein weißer Bereich abgegrenzt, während lebensfähige Gewebe rot färbt. </li><li> Fix die gefärbten Scheiben mit 10% Formaldehyd über Nacht, was dazu beitragen wird, den Kontrast zwischen dem Infarktbereich und dem normalen Gewebe zu erhöhen. Fotografieren Sie die Scheiben und berechnen Sie den Risikobereich (AAR), die nicht-ischämischen Zone und das Infarktgebiet mit ImageJ Software. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 9. Die Messung der Herzenzyme Messen kardialem Troponin I (cTnI) im Serum der Mäuse durch Blutentnahme von der Pfortader und dann Isolieren Serum durch Zentrifugation. Serum cTnI Ebenen werden dann mit einer schnellen quantitativen cTnI-Assay 12 bestimmt.

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Dr. Noah Weisleder ist ein Gründer und Chief Scientific Officer bei der TRIM-edizin, Inc.

Maus myokardialen Ischämie-Reperfusion-Modelle sind eine effektive Methode für Herz-Kreislaufforschung in die klinische akuten oder chronischen Herzerkrankungen 13,14 simulieren. Erhebliche Anstrengungen wurden angewendet zu entwickeln und zu verfeinern, chirurgische Ansätze, die ischämische Ereignisse und Reperfusionsschäden in den Herzen der verschiedenen Tierarten zu produzieren. Zwar gibt es besondere Vorteile für die Verwendung von verschiedenen Tieren Systemen hat die Maus Merkmale, die großes In...

Tiermodelle von Myokardinfarkt (MI) in der Forschung der komplexen Pathophysiologie von ischämischen Herzkrankheiten 1 wichtig. Ischämie-Reperfusion (I / R) Verletzungen ist ein wesentlicher Faktor der myokardialen Schäden während MI generiert. Die durch Okklusion der Herz-Kreislauf hergestellt Anfangs Ischämie Verletzung kann in MI-Patienten durch den Einsatz der Angioplastie, um die Perfusion in einer zeitgemäßen Weise wiederherzustellen minimiert werden. Während dieser Intervention hat stark die Zahl der Todesfälle infolge akuter MI, Wiederherstellung der Blutfluss in den ischämischen Bereich Ergebnisse in I / R-Schaden, die zum Tod von Kardiomyozyten führt reduziert. Dieser Verlust der Herzmuskelmasse trägt zur verminderten Herzleistung und Entwicklung hin zu Herzversagen. So ist das Studium der Mechanismen, die in Kardiomyozyten Tod von I / R Verletzungen führen eine wichtige Linie der Untersuchung in der kardiovaskulären Forschung. Chirurgische Koronarligatur ist eine nützliche Technik, um Versuchsmodelle von MI in verschiedenen Tierarten zu induzieren, including der Ratte, Hund und Schwein. Veröffentlichungen in verschiedenen Labors sind verschiedene Verfahren zur Einrichtung der Mäuse Herzmodell von I / R-Schaden 2,3 eingeführt. Um einen Einblick in diese Mechanismen zu gewinnen, müssen wir Zugang zu zuverlässigen Tiermodellen, die mehrere Aspekte der MI Pathologie reproduzieren können. Entwicklung solcher Modelle ist auch wichtig für die Prüfung therapeutische Ansätze zur Behandlung von Myokardinfarkt und zugehörigen I / R-Schaden. Die meisten der derzeit verfügbaren chirurgischen Techniken zu MI bei Versuchstieren zu simulieren damit chirurgische Dissektion in die Brusthöhle, um den linken vorderen absteigenden Arterie (LAD), die dann durch eine Ligatur für definierten Zeitraum in der Zeit, die ischämischen Ereignis erzeugen verschlossen aussetzen. Dann Ligatur entfernt werden, um für Reperfusion des ischämischen Bereich und die Erzeugung von I / R-Schadens zu ermöglichen. Eine Haupteinschränkung dieser Ansätze, daß die Position der Literatur über die LAD ist nicht immer genau wiedergegeben werden, wobeikönnen, um Unterschiede in der Schwere der MI durch diesen Ansatz induziert führen. Die meisten verfügbaren Techniken nur allgemein beschrieben die ungefähre Position der LAD in der vorderen Wand des Herzens. Wie die Verzweigung und die Richtung der LAD kann bei einzelnen Tieren variieren die Lage nicht immer festgelegt und können leicht verwechselt werden 4,5, während der Operation 6 was zu möglichen Komplikationen. Die Folgen unsachgemäßer Platzierung der Ligatur von Variabilität in der Größe des Infarkts in der linken Herzkammer induziert, um die Spezifität des Modells vollständig Kompromisse laufen. Hier präsentieren wir eine modifizierte Methode für myokardiale I / R und permanente Ligation in Mäusen, die für eine verbesserte Genauigkeit der Platzierung der Ligatur auf der KOP ermöglicht. Durch die Anwendung spezifische Ansätze für die erste Inzision und Dissektion interne, als auch die Verwendung von Manipulationen, um die Atrien zu heben, um besseres Verständnis der LAD und der Stelle, wo es aus der Aorta tritt ermöglichen. Gründung derPosition auf der LAD und seine Herkunft bietet die Möglichkeit, die LAD reproduzierbar zu ligieren. Dieses Modell der myokardialen I / R und permanente Ligation verringert nicht nur die Variation der Infarktgröße nach der Operation, es kann auch das Auftreten von übermäßiger Blutung während der Operation zu verringern.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="845">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:347px;">PhysioSuite with RightTemp Homeothermic Warming</td>
			<td style="width:192px;">Kent Scientific Corp</td>
			<td style="width:139px;">PS-RT</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Light source</td>
			<td style="width:192px;">Zeiss</td>
			<td style="width:139px;">KL 1500 LCD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Mouse Heart Slicer Matrix</td>
			<td style="width:192px;">Zivic Miller</td>
			<td style="width:139px;">HSMS001-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Micro Tray - Base, Lid, &#38; Mat (6.0 x 10 x 0.75)</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">6100A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride</td>
			<td style="width:192px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">T8877</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine (Buprenex Injectable)</td>
			<td>Reckitt Benkiser Healthcare</td>
			<td>NDC 12496-0757-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">bupivacaine</td>
			<td style="width:192px;">Hospira</td>
			<td>NDC 0409-1163-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>NDC 5260-04-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Betadine Soultion&#160;</td>
			<td>Purdue Pharma</td>
			<td>25655-41-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mouse Cardiac Troponin T(cTnT) ELISA</td>
			<td>Kamiya Biomedical Company</td>
			<td>KT-58997</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Fine Scissors</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">14040-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">11251-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Dumont #3 Forceps</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">11231-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Castroviejo Micro Needle Holders</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12060-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Slim Elongated Needle Holder</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12005-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Round Handled Needle Holders</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12075-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Omano Trinocular Stereoscope</td>
			<td style="width:192px;">Microscope.com</td>
			<td style="width:139px;">OM99-V6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">SB2 Boom Stand with Universal Arm</td>
			<td style="width:192px;">Microscope.com</td>
			<td style="width:139px;">V6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Tracheal Tube, 0.5mm, 1/16in Y</td>
			<td style="width:192px;">Kent Scientific Corp</td>
			<td style="width:139px;">RSP05T16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Anesthesia Systems for Rodents and Small Animals</td>
			<td style="width:192px;">VetEquip, Inc</td>
			<td style="width:139px;">901807</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">4-0 silk taper suture</td>
			<td style="width:192px;">Sharpoint&#8482; Products</td>
			<td style="width:139px;">DC-2515N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">6-0 silk taper suture</td>
			<td style="width:192px;">Sharpoint&#8482; Products</td>
			<td style="width:139px;">DC-2150N</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery

Akuter oder chronischer Myokardinfarkt (MI) sind kardiovaskuläre Ereignisse zu hohen Morbidität und Mortalität. Die Festlegung der pathologischen Mechanismen bei der Arbeit während MI und die Entwicklung wirksamer Therapieansätze erfordert Methodik reproduzierbar simulieren die klinische Inzidenz und spiegeln die pathophysiologischen Veränderungen mit MI verbunden. Hier beschreiben wir eine chirurgische Methode, MI in Mausmodellen induzieren, die für Kurzzeit-Ischämie-Reperfusion (I / R)-Verletzungen sowie permanente Ligation verwendet werden kann. Der große Vorteil dieses Verfahrens ist, um den Standort des linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) zu erleichtern, um für eine genaue Ligation dieser Arterie zu ermöglichen, Ischämie im linken Ventrikel des Herzens Maus induzieren. Genaue Positionierung der Ligatur auf LAD erhöht die Reproduzierbarkeit der Infarktgröße und erzeugt somit zuverlässigere Ergebnisse. Mehr Präzision bei der Platzierung der Ligatur wird die Standard-Operationsverfahren zu verbessern, um in Mäusen MI simulieren, thus Verringerung der Zahl der Versuchstiere, die für statistisch relevante Studien und verbessern unser Verständnis der Mechanismen, die Herstellung kardiale Dysfunktion folgenden MI. Dieses Mausmodell der MI ist auch nützlich für die präklinische Prüfung von Behandlungen Targeting myokardialen Schäden nach MI.

Nach 24 Stunden Reperfusion, die Analyse der Infarktgröße und der Region-at-Risk (AAR), durch Phthaloblau Farbstoff und Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC), Ligation der LAD kann durch Beobachtung Blanchieren von Herzgewebe distal der Naht bestätigt werden sowie Störungen der vorderen Wand. Reperfusion kann durch die Rückkehr der roten Farbe des Myokards und die Demonstration von einer gewissen Erholung der Vorderwand Bewegung überprüft werden. Infarkt Bereiche (weiß) sollten in Gefahr...

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A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Wir stellen ein chirurgisches Verfahren, experimentelle Ischämie / Reperfusions (I / R) Schädigung induzieren Myokardinfarkt (MI) in Mausmodellen, die für mehr Klarheit in der Positionierung der Ligation an der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) simulieren können, um die Reproduzierbarkeit zu erhöhen MI Experimente in Mäusen.

Einem Mausmodell der myokardialen Ischämie-Reperfusion Injury durch Ligation des linken vorderen absteigenden Arterie

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

38.9K Aufrufe.  The Ohio State University.  Wir stellen ein chirurgisches Verfahren, experimentelle Ischämie / Reperfusions (I / R) Schädigung induzieren Myokardinfarkt (MI) in Mausmodellen, die für mehr Klarheit in der Positionierung der Ligation an der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) simulieren können, um die Reproduzierbarkeit zu erhöhen MI Experimente in Mäusen. 

Serie: A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Permanent Ligation of the Left Anterior Descending Coronary Artery in Mice: A Model of Post-myocardial Infarction Remodelling and Heart Failure

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It is characterized by fluid retention, shortness of breath, and fatigue, in particular on exertion. Heart failure is a growing public health problem, the leading cause of hospitalization, and a major cause of mortality. Ischemic heart disease is the main cause of heart failure.
Ventricular remodelling refers to changes in structure, size, and shape of the left ventricle. This architectural remodelling of the left ventricle is induced by injury (e.g., myocardial infarction), by pressure overload (e.g., systemic arterial hypertension or aortic stenosis), or by volume overload. Since ventricular remodelling affects wall stress, it has a profound impact on cardiac function and on the development of heart failure. A model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice is used to investigate ventricular remodelling and cardiac function post-myocardial infarction. This model is fundamentally different in terms of objectives and pathophysiological relevance compared to the model of transient ligation of the left anterior descending coronary artery. In this latter model of ischemia/reperfusion injury, the initial extent of the infarct may be modulated by factors that affect myocardial salvage following reperfusion. In contrast, the infarct area at 24 hr after permanent ligation of the left anterior descending coronary artery is fixed. Cardiac function in this model will be affected by 1) the process of infarct expansion, infarct healing, and scar formation; and 2) the concomitant development of left ventricular dilatation, cardiac hypertrophy, and ventricular remodelling.
Besides the model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery, the technique of invasive hemodynamic measurements in mice is presented in detail.

Heart failure is the leading cause of hospitalization and a major cause of mortality. A model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice is applied to investigate ventricular remodelling and cardiac dysfunction post-myocardial infarction. The technique of invasive hemodynamic measurements in mice is presented.

Permanent Ligation des linken vorderen absteigenden Koronararterie bei Mäusen: Ein Modell der Post-Myokardinfarkt Umbau und Herzinsuffizienz

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It ...

Forschung

Medizin

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Murine Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusionsschaden

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Ein Maus-Modell der Netzhautischämie-Reperfusionsschaden Durch Erhöhung des intraokularen Druck

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

Ischemic heart disease (IHD), or acute coronary syndrome (ACS), is one of the leading causes of death in the United States. IHD is characterized by reduced blood supply to the heart, resulting in the loss of oxygen to and the ensuing necrosis of the heart muscle. The MI model has gained popularity for its use as a short-term ischemia-reperfusion model and a long-term permanent ligation model. Below, we describe a reliable method for the permanent ligation of the LAD. With mouse genetic engineering technology becoming more advanced, and with an increasing availability of quality murine surgical instruments, the mouse has become a popular model for MI surgeries. Our surgical model incorporates the use of an easily reversible anesthetic for the rapid recovery of the mouse; a minimally invasive endotracheal intubation without involving a tracheotomy; and a thoracentesis through the original thoracotomy site without creating an additional incision in the chest, as is done in some other methods, to effectively remove excess blood and air from the chest cavity. This method is comparatively less invasive than other methods, which dramatically reduces surgical and post-surgical complications and mortality and improves reproducibility.

Murine Left Anterior Descending LAD Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

We provide a reliable method for left anterior descending artery (LAD) ligation in a mouse model. This method is comparatively less invasive than other methods, involving endotracheal intubation, a left-sided thoracotomy approach, and thoracentesis. This method can be used as a model for both acute and chronic myocardial infarction (MI).

Murine linken vorderen absteigenden (LAD) Koronararterienligatur: ein verbessertes und vereinfachtes Modell für Myokardinfarkts

Ischemic heart disease (IHD), or acute coronary syndrome (ACS), is one of the leading causes of death in the United States. IHD is characterized by ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Bewertung des koronaren Flussreservats nach Myokard-Ischämie-Reperfusion bei Ratten

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

Murine Myokardinfarkt Modell mit permanenten Ligation der linken Anterior absteigende Koronararterie

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Verzögerte intramyokardiale Lieferung von Stammzellen nach Ischämie-Reperfusionsverletzung in einem Murine-Modell

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

Ein Ratten-Lungentransplantationsmodell für warme Ischämie/Reperfusionsschäden: Optimierungen zur Verbesserung der Ergebnisse

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

Induktion von Myokardinfarkt und myokardialer Ischämie-Reperfusionsschädigung bei Mäusen

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Left Coronary Artery Ligation: A Surgical Murine Model of Myocardial Infarction

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In order to explore the pathophysiological changes after myocardial infarction and design future treatments, research models of MI are required. Permanent ligation of the left coronary artery (LCA) in mice is a popular model to investigate cardiac function and ventricular remodeling post MI. Here we describe a less invasive, reliable, and reproducible surgical murine MI model by permanent ligation of the LCA. Our surgical model comprises of an easily reversible general anesthesia, endotracheal intubation that does not require a tracheotomy, and a thoracotomy. Electrocardiography and troponin measurement should be performed to ensure MI. Echocardiography at day 28 after MI will discern heart function and heart failure parameters. The degree of cardiac fibrosis can be evaluated by Masson's trichrome staining and cardiac MRI. This MI model is useful for studying the pathophysiological and immunological alterations after MI.

Presented here is a surgical procedure for permanent ligation of the left coronary artery in mice. This model can be used to investigate the pathophysiology and associated inflammatory response after myocardial infarction.

Linke Koronararterienligatur: Ein chirurgisches Mausmodell des Myokardinfarkts

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In ...