This model was developed with the support of the National Institute of General Medical Sciences (NIGMS)/the National Institute of Health (NIH) grant 1P20GM103652 (Project# 3) (to MRA) and the American Heart Association (AHA) Grant-in-Aid 14GRNT20460291 (to MRA); the Brazilian government grant CAPES (to KR and FR); and a Brown University LINK award (to IM). We also acknowledge the outstanding technical support from our veterinarians and animal facility staff.

Dieses Tier-Protokoll wurde von der Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) in Rhode Island Hospital überprüft und genehmigt. 1. Anästhesie und Intubation <ol><li> Wiegen Sie die Maus, um die Dosierung von postoperativen Schmerzmitteln zu berechnen. </li><li> Platzieren Sie die Maus in eine Ansaugkammer und liefern 4% Isofluran für 9 - 10 min, Überwachung des Tieres im gesamten. Schalt auf einem heißen bead Sterilisator so daß die Vorrichtung auf etwa 250 ° C vorwärmen kann. 20 min - Vorglühen wird 15 nehmen. </li><li> Sobald die Maus eine tiefe Ebene der Anästhesie erreicht, mit einer Atemfrequenz von etwa 32 Atemzüge / min, legen Sie die Maus in Rückenlage auf eine Styroporplatte und ein Gummiband unter den oberen Schneidezähnen befestigt verwenden, um die Mündung offen zu halten. Bestätigen Sedierung durch einen Zeh Prise durchführen. Positionieren eine Hochintensitätsbeleuchtungseinrichtung oberhalb der Maus, so daß die Oropharynx kann sichtbar gemacht werden. </li><li> Verwenden einer gebogenen Pinzette die Klemmbacke zu öffnen, und ein anderes Paareine Zange, die Zunge aus dem Weg zu heben. Achten Sie darauf, während intubieren bei oder leicht unterhalb der Augenhöhe mit dem Körper der Maus positioniert. Die Verwendung von Lupenbrillen wird empfohlen. </li><li> Visualisieren Sie das Öffnen und Schließen der Stimmbänder. Wenn geöffnet ist, kann eine 20-Gauge, 1-in intravenöser (IV) Katheter mit einer stumpfen Spitze-Nadeleinführungs. Verwenden Sie die Nadel den Katheter zu der Trachealöffnung zu führen, aber zu vermeiden, um die Nadel in die Trachea eingeführt wird. Überprüfung der korrekten Platzierung kann mit einem Kunststoff Transferpipette erfolgen. </li><li> Übertragen der intubierte Maus an eine Bedienfläche mit einer Heizvorrichtung ausgestattet. Schließen Sie die Maus auf ein kleines Nagetier Beatmungsgerät auf einem Hubvolumen von 150 ul / Hub und einer Hubzahl von 130 Hüben / min. </li><li> Liefern 2,5% Isofluran. Überprüfen Sie die Intubation durch bilaterale Brust führen zu überprüfen. Stellen Sie sicher, Anästhesie durch eine Zehe Prise durchführen. Die Maus muß von 5 bis 10 min auf dem Beatmungsgerät vollständig betäubten werden. </li></ol><ol><li> Klebeband auf den Intubationstubus an der Verbindungsstelle zwischen dem Beatmungsgerät und dem IV-Katheter. Band nach unten den Extremitäten. Platzieren sterile Schmier Tropfen auf den Augen. </li><li> Schneiden Sie die ventrale linke Seite des Thorax mit einem elektrischen Rasierapparat. Staub die rasierte Fell mit trockenen Tüchern ab und geben Sie eine kleine Schicht von Enthaarungscreme ein steriles Wattestäbchen. 45 s - Die Creme sollte für etwa 30 mit den Haarfollikeln in Kontakt bleiben. </li><li> Während die Prozesse Creme, legen drei sterilen Wattestäbchen in drei 1,5-ml-Röhrchen mit Betadine gefüllt einweichen. Mit Tüchern mit destilliertem Wasser befeuchtet, wischen Sie die Creme und Fell entfernt. </li><li> Reinigen Operationsfeld dreimal abwechselnd Betadine und steriles 70% Isopropanol prep pads, in einer kreisförmigen Bewegung der Reinigung vom Zentrum zur Peripherie bewegt. Legen Sie eine sterile Abdeckung mit einem Viertel großen Loch über das Operationsfeld der Maus. </li><li> Reinigen Sie den Bereich rund um das mouse mit 70% Ethanol. Stellen Sie sicher, Anästhesie noch einmal mit einer Zehe Prise. </li></ol> 3. LAD Ligierung <ol><li> Platzieren Sie die autoklaviert chirurgischen Instrumente in heissem bead Sterilisator vorgewärmt auf 250 ° C für ca. 20 s. Legen Sie die sterilisierten Instrumente auf sterile autoklavierten chirurgischen Tuchs. Don OP-Handschuhe. </li><li> Verwenden fein Spitze einer Pinzette vorsichtig auf die Haut an einem Punkt ungefähr 5 mm links von dem prominent xiphoid Knorpel zu heben. Verwenden, um ein chirurgisches Skalpell mit einer Klinge No. 10 nach oben einem vertikalen Schnitt in der Haut von diesem Punkt zu schaffen, auf das Niveau des Manubrium. </li><li> Verwenden einer gebogenen Pinzette vorsichtig auf die Haut und Muskelschichten zu trennen. Öffnen Sie die Muskelschicht, nach dem Hautschnitt. Legen zwei 5-0 Polypropylennahtmaterial durch die Muskelschicht, eine auf jeder Seite des Einschnitts, und befestigen die Nähte vorübergehend mit Klemmen der Muskelschicht offen zu halten. </li><li> Identifizieren und einen Einschnitt machen in der dritten Intercostalraum, nach demnatürliche Winkel des Brustkorbs. Entfernen Sie das Klebeband von dem linken Enden der Maus und sichern ihren linken hinteren Fuß auf seinen rechten hinteren Fuß mit Klebeband. Geschnitten, um ein längeres Stück Klebeband und sichern seinen linken vorderen Fuß zur Bedienfläche in einer leicht erhöhten Position. Reinigen Sie die Handschuhe mit 70% Ethanol. </li><li> Verwenden einen Retraktor , um sanft die 3. und 4. Rippen gespreizt. Geschnitten, um einen kleinen Abschnitt des sterilen Gaze, ungefähr 1 ½ in x in, und tauchen sie in steriler 0,9% Kochsalzlösung. Squeeze-out die überschüssige Salzlösung und Pinzette vorsichtig auf die Gaze gegen die linke Lunge einsetzen, um ein versehentlichen Verschlucken Lungenschäden während des Verfahrens zu verhindern. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig den dünnen Perikard mit einer Pinzette. </li><li> Reißt eine geringe Menge an Baumwoll aus einem sterilen Wattestäbchen und rollen sie in eine kleine Kugel. Tauchen diesen Wattebausch in sterile 0,9% Salzlösung und sanft Tupfer über die Oberfläche des Herzens, die Arterien zu schätzen wissen. Sie vorsichtig die linke Ohrmuschel nach oben drücken und suchen Sie die Koronararterien unterunter. </li><li> Identifizieren der LAD und passieren eine 8-0 Nylonnaht unter der LAD; komplette zwei führt die Ligation zu sichern. Wenn die Unterbindung erfolgreich ist, die linke Ventrikel distal von der Ligatur Willen erbleichen. </li><li> Mit einer Pinzette, entfernen die Gaze früher eingesetzt und dann die Aufrollvorrichtung sanft entfernen. Legen Sie einen 6-in, 25-gauge flexiblen Schlauch an eine 25-Gauge-Nadel in die Brusthöhle durch die Öffnung Thorakotomie. Vorzurücken etwa 1 bis 2 in der Rohrleitung in den Raum oberhalb der linken Lunge. Bringen Sie die Maus auf eine Rückenlage und reinigen Sie die Handschuhe mit 70% Ethanol. </li><li> Verwenden Sie 5-0 Polypropylen Nähen in einem einfachen unterbrochenen Muster den Brustkorb zu schließen, um die Brust Rohr an Ort und Stelle zu halten. Entfernen Sie die beiden Fäden hält die Muskelschicht offen. Verwenden 5-0 Polypropylennahtmaterial in einem einfachen kontinuierlichen Muster die Muskelschicht zu schließen, was wiederum die Thoraxtubus anstelle halten. </li><li> Anhänge eine 1-ml-Spritze in die 25-Gauge-Nadel auf der Brust Rohr. Ziehen Sie nach oben auf dem Sprungr beim Extrahieren gleichzeitig allmählich die Thoraxtubus aus der Brusthöhle mit einer Pinzette. Extrahieren der Schlauch langsam, da dieser Schritt überschüssige Luft und Blut entfernt, die sonst geworden wäre in der Brusthöhle und das Ergebnis in einem Pneumothorax gefangen. </li><li> Sobald die Spritze voll ist, könnte die Spritze von der Nadel, und entsorgen den Abfall in einem Abfall Becher oder Waschbecken. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis die Brust Rohr vollständig extrahiert wird. Stellen Sie sicher, dass die Brust dicht verschlossen ist. </li><li> Verringern Sie die Isofluran auf 1,5%. Schließen Sie die Haut mit 4-0 Polypropylen Nähte in einem einfachen unterbrochenen Muster. Schalten Sie die Isofluran-Verdampfer ab. </li><li> Verabreichen, 0,1 mg / ml Buprenorphin in 0,9% Kochsalzlösung über eine intraperitoneale (IP) Injektion. gilt Topisch 2 mg / ml Lidocain mit 2 mg / ml Bupivacain in 0,9% Kochsalzlösung auf den Einschnitt. Administrieren zwischen 200-500 &amp; mgr; l von 0,9% Salzlösung über eine subkutane Injektion, die Salzmenge auf das Gewicht der Maus skaliert werden. </li><li> Warten 5 min nach administering die Schmerzmittel die Maus vom Intubationsschlauchs zu entfernen. Dies hilft beim Übergang vom Ventilator. <ol><li> Wenn die Maus nicht ein bilaterales Brust führt einmal hat aus dem Beatmungsgerät, führt Nadel Dekompression. Um dies zu tun, führen eine 25-Gauge - Nadel und einer sterilen 1-ml - Spritze zwischen den 3. und 4. Rippen , bis sie die Brusthöhle eintritt, durch eine plötzliche Abnahme des Widerstands bezeichnet. Ziehen Sie vorsichtig auf den Kolben nach oben, um überschüssige Luft zu entfernen. </li></ol></li><li> Wenn die Maus eine ausreichende bilaterale Atemfrequenz und Tiefe zeigt, und reagiert auf eine Zehe Prise, legen Sie die Maus in einem sauberen Erholungskäfig unter einer Wärmelampe. Geben Sie die Maus mit feuchter Nahrung und einer Wasserflasche, die Überwachung in einer laminaren Strömungshaube 15 - 20 min. Monitor für eine übertriebene Atemarbeit, starke Blutungen oder andere potenziell lebensbedrohlichen Komplikationen. </li><li> Für die nächsten drei Tage, verwalten 0,1 mg / ml Buprenorphin Schmerzmittel über ein IP inzweimal täglich jection. Überwachen Sie die Maus täglich. </li></ol>

<ol>
	<li>Hausenloy, D. J., Yellon, D. 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W., Baldi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+myocardial+infarction+and+heart+failure:+role+of+apoptosis.">Acute myocardial infarction and heart failure: role of apoptosis.</a> Int J Biochem Cell Biol. 38 (11), 1834-1840 (2006).</li><li>Zheng, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nebivolol+protects+against+myocardial+infarction+injury+via+stimulation+of+beta+3-adrenergic+receptors+and+nitric+oxide+signaling.">Nebivolol protects against myocardial infarction injury via stimulation of beta 3-adrenergic receptors and nitric oxide signaling.</a> PLOS ONE. 9 (5), 98179 (2014).</li><li>Tarnavski, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+cardiac+surgery:+comprehensive+techniques+for+the+generation+of+mouse+models+of+human+diseases+and+their+application+for+genomic+studies.">Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies.</a> Physiol Genomics. 16 (3), 349-360 (2004).</li><li>Buitrago, S., Martin, T. E., Tetens-Woodring, J., Belicha-Villanueva, A., Wilding, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+and+Efficacy+of+Various+Combinations+of+Injectable+Anesthetics+in+BALB/c+Mice.">Safety and Efficacy of Various Combinations of Injectable Anesthetics in BALB/c Mice.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 47 (1), 11-17 (2008).</li><li>Kolk, M. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=LAD-Ligation:+A+Murine+Model+of+Myocardial+Infarction.">LAD-Ligation: A Murine Model of Myocardial Infarction.</a> J Vis Exp. (32), e1438 (2009).</li><li>Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. H., McConnell, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+myocardial+infarction+in+rats.">Acute myocardial infarction in rats.</a> Journal of visualized experiments : J Vis Exp. (48), (2011).</li><li>Ferrera, R., Benhabbouche, S., Bopassa, J. C., Li, B., Ovize, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=One+hour+reperfusion+is+enough+to+assess+function+and+infarct+size+with+TTC+staining+in+Langendorff+rat+model.">One hour reperfusion is enough to assess function and infarct size with TTC staining in Langendorff rat model.</a> Cardiovasc Drugs Ther. 23 (4), 327-331 (2009).</li><li>Zeng, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+5-ethynyl-2'-deoxyuridine+staining+as+a+sensitive+and+reliable+method+for+studying+cell+proliferation+in+the+adult+nervous+system.">Evaluation of 5-ethynyl-2'-deoxyuridine staining as a sensitive and reliable method for studying cell proliferation in the adult nervous system.</a> Brain Res. 1319, 21-32 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Mit zunehmender Nutzung des MI-Modells in Laboratorien, sucht das beschriebene Verfahren der Effizienz und die Überlebensrate der Mäuse zu erhöhen, während ihre postoperativen Schmerzen und Beschwerden zu minimieren. Dieses Protokoll ist bestrebt, indem sie zahlreiche Verbesserungen an verschiedenen Aspekten der LAD-Ligation Verfahren Mortalität zu minimieren. Es gibt ein paar Unterschiede. Einige Mäuse - Intubation Studien , die Ketamin und Xylazin zusammen mit Isofluran für Induktion nutzen, aufgrund des Nutzen ihrer längeren Dauer der Anästhesie haben Mortalität 8 erhöht dargestellt. Unsere Methode verwendet nur Isofluran für Induktion, stark das Potenzial für drogenbedingten Komplikationen zu reduzieren. Ein weiteres ähnliches LAD - Ligation - Protokoll enthält eine Tracheotomie, eine verlängerte Erholungszeit und eine erhöhte Notwendigkeit für eine präzise Ausbildung 9 produziert. Das Verfahren, das wir hier beschreiben, verwendet eine nicht-invasive Methode zur Intubation, was zu lower Mortalität und eine höhere Reproduzierbarkeit der Ergebnisse. Auch, anstatt nur einen elektrischen Rasierapparat mit, unser Verfahren verwendet auch Enthaarungscreme für Pelzentfernung, eine ganz klare Visualisierung des sterilen Feldes Bereitstellung in weniger als 1 min. Ein weiterer wichtiger Unterschied ist die Neupositionierung der Maus, die nach auftritt, anstatt vor, die ersten Einschnitte. Herstellung des Einschnitts, während die Maus-Rücken ist ermöglicht eine direkte und genaue Visualisierung von Sehenswürdigkeiten, wie das xiphoid Knorpel-, damit in höherer Reproduzierbarkeit der Ergebnisse führt. Unser Verfahren verwendet auch sterile Wattestäbchen statt einer Kauter für das Management Blutungen, abnehmend iatrogenic Brandverletzungen und das Risiko einer Infektion. Abgesehen von diesen Unterschieden, die Brust Rohreinsetzseite für die Pleurapunktion ist besonders bemerkens, da unser Verfahren nicht mit sich bringt einen neuen Einschnitt für das Rohr zu schaffen. Vielmehr geht es um das Rohr in einem vorherigen Inzision eingeführt wird, wieder abnehmend mortality. Das Verfahren, das wir beschreiben, umfasst auch: (1) die Verwendung eines Aufroller, so dass eine genauere und stabilere Visualisierung der Koronararterien; (2) das Einführen von steriler Gaze in die Brusthöhle während des Verfahrens, wodurch das Risiko einer iatrogenen Lungenverletzungen zu verringern; und (3) die Verabreichung von Kochsalzlösung nach dem Verfahren, das zu beiden gezeigt wurde, verkürzt die Wiederherstellungszeit und verhindert Unterkühlung. Obwohl wir ein permanente Ligatur Modell beschreiben kann dieses Verfahren auch für ein akutes MI-Modell modifiziert werden. Das akute MI - Modell, das auch als Ischämie und Reperfusion beschrieben ist , bezieht sich auf 30 bis 60 min von durch Reperfusion im Herzgewebe 7 gefolgt Ischämie. Eine alternative Methode , um die Infarktgröße oder gefährdeten Bereiches nach Ischämie und Reperfusion ist die Färbung von 2% Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) 10 zu beurteilen. TTC-Färbung beruht auf der Fähigkeit, lebensfähiges Gewebe nach einem ischämischen Insult zu färbenaufgrund des in dem Herzgewebe Dehydrogenasen. Diese Enzyme wandeln einen löslichen Komponente in eine unlösliche rote Komponente, wodurch der Infarktbereich 11 abgrenzt. Das akute MI - Modell kann die Mechanismen nachzuahmen , die in der menschlichen Herzkrankheit auftreten und somit 10 ein nützliches Werkzeug für die Aufklärung der Ereignisse der myokardialen Ischämie sein kann. Die LAD-Ligation kann durch die Beobachtung eine sofortige Änderung in der Gewebefarbe überprüft werden, was einen Vorteil für diese Methode zur Induktion einer MI bereitstellt. Ein weiteres Verfahren für eine erfolgreiche Unterbindung zu prüfen, ist die Verwendung von Elektrokardiogramme, obwohl dies die Verwendung von teuerer Ausrüstung beinhaltet und möglicherweise nicht für alle Labors durchführbar sein. Wie oben beschrieben, gibt es mehrere einfache und kostengünstige molekulare Techniken, um die Ligation nach der Ernte, das Herz zu bestätigen. Die beiden sind gezeigt Techniken über Evans-Blau-Färbung und Trichrom-Färbung. Evans Blue-Farbstoff wird direkt in den Bogen der ao injiziertrta, was darauf hinweist, wo es einen Mangel an Blutfluss ist. Dies ist eine schnelle und effiziente Methode eingesetzt unmittelbar nach dem Herzen Ernte zu testen, ob das Modell erfolgreich war und das Ausmaß der Koronarverschlusses zu messen. Für Trichromfärbung, muss das Herz geschnitten und dann zu Immunhistochemie unterzogen werden. Trichromfärbung kann angeben, post-ischämische fibrotische Bereiche oder Herzbereiche durch chronische Ischämie betroffen. Die Injektion von postoperativer Maus 2-24 h vor der Tötung mit 5-ethinyl-2&#39;-desoxyuridin (EDU), ein Analogon für Thymidin, ist ein effektives Verfahren für Bereiche der DNA-Replikation und Zellproliferation nach Ischämie anzeigt, insbesondere in Studien Gefäßerneuerung 12. Im allgemeinen umfassen die Einschränkungen der LAD Ligierung Studie die Häufigkeit von postoperativer Mortalität, hauptsächlich verursacht durch das Vorhandensein von Herzrhythmusstörungen, Blutungen und Pneumothorax. Eine wirksame Pleurapunktion, Witzhout zusätzliche Brust Einschnitte (in der aktuellen Methode beschrieben) und korrekte postoperative Pflege notwendig sind, um die Morbidität und Mortalität bei den Tieren zu vermeiden. Die sehr sorgfältige Überwachung der postoperativen Hypothermie ist ebenfalls kritisch. Die Verringerung der Anzahl von Hals und Brust Einschnitte (für Tracheotomie und Pleurapunktion), beschrieben in der aktuellen Methode wird die Überlebensrate zu verbessern. Die Vermeidung von injizierbaren präoperativen Anästhetika hierin beschrieben wird auch die postoperative Genesung der Tiere verbessern. Um eine hohe Reproduzierbarkeit, die LAD-Ligation Modell zu erhalten erfordert strenge Ausbildung und Erfahrung. Der Bediener muss mehrere Wochen von Operationen auszuführen, um die Fähigkeit zu gewinnen reproduzierbar Infarkte an den gewünschten Stellen auf dem Herz zu machen. Ausbildung und Erfahrung sind zwei entscheidende Faktoren für eine erfolgreiche Überleben Chirurgie LAD-Ligation.

Koronarer Herzkrankheit oder ACS, sind die häufigste kardiovaskulären Ereignisse und die Hauptursache für Morbidität und Mortalität weltweit im Jahr 2020 1 in Betracht gezogen werden. Die Ursache des ACS ist das Vorhandensein einer myokardialen Thrombose aufgrund des Bruches eines koronaren atherosklerotischen Plaques , die Blöcke oder den Blutfluss zum Herzgewebe 2 reduziert. Daher gibt es klinische Symptome mit dem Vorhandensein von akuter myokardialen Ischämie, wie Myokardinfarkt (MI) 3, 4. MI führt zu einem Verlust in der Masse der Kardiomyozyten und eine Progression zu pathologischen ventrikulären Remodeling, die 6 5, ventrikuläre Dysfunktion und Herzinsuffizienz führen können. Einer der effektivsten Wege, IHD zu untersuchen wurde in einem Tiermodell menschlicher Myokardinfarkt zu imitieren. Dies wird durch Verschließen des LAD erreichtMäuse. Mit diesem Modell untersuchen wir, wie das Herz aus den von IHD Schäden geschützt werden. Im letzten Jahrzehnt haben Forscher aus mit größeren Tiermodellen für kleinere Tiere, einschließlich der Verschiebung von Ratten Mäuse verschoben. Je kleines Mausmodell beginnt aus vielen Gründen bevorzugt werden, einschließlich ihrer geringen Größe, große Wurfgröße, niedrig Kosten und kurze Tragezeit sowie für die expansive Verfügbarkeit von transgenen und Gen - Knockout - Modellen 7 zu halten. Obwohl Mäuse in der Größe klein sind, neue chirurgische Instrumente speziell für sie haben in dieser Entwicklung unterstützt. Unsere Methode nutzt diese neue chirurgische Instrumente. Während mehrere Methoden, um eine invasive Tracheotomie zu implementieren, verwenden wir eine weniger invasive Methode zur Intubation. Mit Kopf Beleuchtung des Rachens, intubieren wir ohne Einschnitt zu schaffen, eine sicherere und weniger traumatische Erfahrung für t Bereitstellunger Tier. Die Maus wird dann an einem Beatmungsgerät platziert und gehalten auf Isofluran während des gesamten Verfahrens. Aufgrund der kurzen Dauer der Anästhesie durch das Medikament produziert, es dauert nur ein paar Minuten für das Tier aus der Narkose zu erholen, sobald es abgebrochen wird. Unser OP-Modell enthält auch eine minimalinvasive Pleurapunktion. Die sorgfältige Entfernung von Blut und überschüssiger Luft aus dem Brustraum Thorakozentese durch die ursprüngliche Thorakotomie Inzision verwendet, hat eine gemeinsame postoperative Komplikation der LAD Ligierung angesprochen: die Spannung Pneumothorax. Diese Methode, die die Notwendigkeit für die beiden zusätzlichen Einschnitte eliminiert in anderen Methoden-on verwendet wurde für die Tracheotomie und eine weitere für die Pleurapunktion-hat weniger postoperative Komplikationen ergaben und hat die Sterblichkeit drastisch reduziert.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="868">
	<tbody>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">High-Intensity Light Source</td>
			<td style="width:195px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:187px;">72-0215</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="125">
			<td height="125" style="height:125px;width:296px;">SurgiSuite Operating Platform</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">SurgiSuite</td>
			<td style="width:191px;">Uses a rechargeable, battery-operated far infrared warming pad. Charge overnight before surgery.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">SurgiSuite LED Lighting Kit</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">SURGI-5003</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:296px;">Hot Bead Sterilizer</td>
			<td style="width:195px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:187px;">18000-45</td>
			<td style="width:191px;">Preheating takes 15-20 minutes. Instruments take 20 seconds to sterilize.</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Small Rodent Anesthesia System</td>
			<td style="width:195px;">VetEquip Inc.</td>
			<td style="width:187px;">901810</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Isofluorane</td>
			<td style="width:195px;">Piramal Enterprises</td>
			<td style="width:187px;">66794-017-10</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:195px;">Rhode Island Hospital Pharmacy</td>
			<td style="width:187px;">NDC 12496-0757-1, 12496-0757-5</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Surgical Loupes</td>
			<td style="width:195px;">Roboz</td>
			<td style="width:187px;">RS-6687</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Small Rodent Ventilator</td>
			<td style="width:195px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:187px;">73-0043</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Lubricating Drops</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>19-898-350</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Electric Razor</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td>CL 9990-1201</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Hair Removal Cream</td>
			<td style="width:195px;">Nair</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Medical Tape</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:187px;">18-999-380</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Betadine</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>19-027136</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">70% Isopropanol Wipes</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Surgical Drapes</td>
			<td style="width:195px;">Braintree</td>
			<td>SP-TS</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Surgical Gloves</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:187px;">18999102D</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">5-0 Polypropylene Sutures&#160;</td>
			<td style="width:195px;">Ethicon</td>
			<td>8630G</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">8-0 Nylon Sutures</td>
			<td style="width:195px;">Fine Science Tools</td>
			<td>12051-08</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="75">
			<td height="75" style="height:75px;width:296px;">Platinum-Cured Tubing</td>
			<td style="width:195px;">Harvard Apparatus</td>
			<td>72-1042&#160;</td>
			<td style="width:191px;">0.3 mm inside diameter x 0.6 mm outside diameter</td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">0.9% Saline</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>19-310-207</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">4-0 Polypropylene Sutures</td>
			<td style="width:195px;">Ethicon</td>
			<td>8631G</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">1 CC Syringe with 25-Gauge Needle&#160;</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:187px;">14-826-100</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Scissors</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INSS600225</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Forceps</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS700100</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Cotton Swabs</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>23-400-118</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">IV Catheter, 20-Gauge</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>&#160;NC9892181</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Retractor</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td>INS 750369</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Forceps</td>
			<td style="width:195px;">Fine Science Tools</td>
			<td>11003-12</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Dissecting Forceps, Straight</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 700101</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Dissecting Forceps, Curved</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 700103</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Hemostatic Forceps, Straight</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 750451</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Hemostatic Forceps, Curved</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 750452</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 700131</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Needle Holder</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 600109</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Scissors&#160;</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 600225</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine left anterior descending (lad) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction

Ischämische Herzkrankheit (IHD) oder akuter Koronarsyndrom (ACS) ist eine der führenden Todesursachen in den Vereinigten Staaten. IHD wird durch reduzierte Blutzufuhr zum Herzen, was den Verlust von Sauerstoff und der anschließenden Nekrose des Herzmuskels gekennzeichnet. Das MI-Modell hat an Popularität gewinnt für seine Verwendung als kurzfristiges Ischämie-Reperfusion-Modell und ein langfristigen Dauer Ligatur-Modell. Im Folgenden beschreiben wir für die dauerhafte Unterbindung der LAD eine zuverlässige Methode. Mit der Maus genetische immer Engineering-Technologie weiter fortgeschritten ist, und mit einer zunehmenden Verfügbarkeit von qualitativ hochwertigen Maus-chirurgischen Instrumenten hat die Maus ein beliebtes Modell für MI Operationen worden. Unser OP-Modell beinhaltet die Verwendung eines leicht umkehrbar Anästhetikum für die schnelle Wiederherstellung der Maus; eine minimal-invasive Intubation ohne eine Tracheotomie beteiligt sind; und Thorakozentese durch die ursprüngliche Thorakotomie Seite ohne einen zusätzlichen Einschnitt in der Brust zu schaffen, wiein einigen anderen Verfahren durchgeführt, um effektiv überschüssiges Blut und Luft aus der Brusthöhle entfernt werden. Dieses Verfahren ist vergleichsweise weniger invasiv als andere Methoden, die dramatisch chirurgische und postoperativen Komplikationen und Mortalität und verbessert die Reproduzierbarkeit verringert.

Die Mäuse werden 28 Tage nach der Operation getötet, und die Herzen werden geerntet und untersucht. Die Mäuse werden betäubt mit 50-75 mg / kg Ketamin und von 5 bis 10 mg / kg Xylazin. Wenn das Tier unter adäquater Anästhesie ist, wird der Brustraum geöffnet wird, und unter Verwendung einer 23-Gauge-Nadel, kalte Kaliumchlorid (KCL, 30 mM) wird in den hinteren basalen Bereich des Herzens injiziert. Das Herz wird in der Diastole verhaftet. Für weitere Validierung der Ligation wird das Herz aus dem Tier entnommen und mit 4% Paraformaldehyd fixiert und dann 1% Evans-Blau-Farbstoff injiziert. Abbildung 1 zeigt den Mangel an Evans Blau in der ischämischen linken Ventrikels. Abbildung 2 zeigt eine richtige Intubation - Setup. Abbildung 3 zeigt die Platzierung des Thoraxtubus für die Thorakozentese in der anfänglichen Inzisionsstelle, mit der Schicht Muskel angenäht geschlossen um das Rohr vor der Luftabsaugung aus dem chest Hohlraum. Trichrom - Färbung zeigt eine Zunahme der Kollagen in der Infarktregion (Abbildung 4). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/55353/55353fig1.jpg" /> Abbildung 1: Blau Injection Evan. Die Evans Blau Injektion offenbart einen Mangel an Farbstoff in ischämischem Gewebe, lokalisiert an den linken Ventrikel Infarktregion. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55353/55353fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55353/55353fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/55353/55353fig2.jpg" /> Abbildung 2: Die endotracheale Intubation. Der Nachweis einer ordnungsgemäßen Intubation Setup. Der Betreiber, der mit dem OP-Lupen, ist auf Augenhöhe mit der Maus sitzt. Ein hoher Intensität Illuminator wird nach unten auf die tracheale Bereich fokussiert, die o Durchleuchtungropharynx. Ein elastisches Band befindet sich hinter den oberen Schneidezähnen verhakt, so dass der Bediener den Mund mit dem gebogenen Pinzette zu öffnen. Die gebogene Pinzette verwendet, um die Zunge an der Seite für eine klare Visualisierung zu halten. Eine intravenöse Katheterkanüle Intubation mit einer stumpfen Spitzennadel Einführvorrichtung wird in einem leichten Winkel nach oben, während das Öffnen und Schließen der Stimmbänder vorgeschoben visualisiert. Visualisierung der Stimmbänder öffnen und zu schließen, bevor die Intubationsversuch ist einer der kritischen Punkte für eine erfolgreiche Intubation. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55353/55353fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55353/55353fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/55353/55353fig3.jpg" /> Abbildung 3: Thorakozentese. Platzierung des Thoraxtubus für Thorakozentese verwendet, in der ursprünglichen Inzisionsstelle eingeführt. Die Muskelschicht vernäht wird, schloss sich umdas Rohr, bevor die Luft in der Brusthöhle wird mit einer Spritze entnommen, und dann wird das Brustrohr entfernt. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55353/55353fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55353/55353fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/55353/55353fig4.jpg" /> Abbildung 4: Trichrom - Färbung. Linke Seite: Kontrolle, nicht-LAD-Liga Herz. Rechts: LAD-ligiert, Infarkt Herz. Trichrome-Färbung (Masson) unter Anwendung Biebricher Scharlach-Säurefuchsin Lösung, Phosphowolframsäure / Phosphomolybdänsäure-Lösung und Anilinblau offenbart erhöhten Kollagen (blau) als Marker für Fibrose im Querschnitt linken Ventrikels Infarktregion. Bar = 500 &amp; mgr; m. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55353/55353fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55353/55353fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Murine Left Anterior Descending LAD Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

We provide a reliable method for left anterior descending artery (LAD) ligation in a mouse model. This method is comparatively less invasive than other methods, involving endotracheal intubation, a left-sided thoracotomy approach, and thoracentesis. This method can be used as a model for both acute and chronic myocardial infarction (MI).

Murine linken vorderen absteigenden (LAD) Koronararterienligatur: ein verbessertes und vereinfachtes Modell für Myokardinfarkts

Ischemic heart disease (IHD), or acute coronary syndrome (ACS), is one of the leading causes of death in the United States. IHD is characterized by ...

murine-left-anterior-descending-lad-coronary-artery-ligation-an

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

24.3K Aufrufe.  Rhode Island Hospital, Brown University Warren Alpert Medical School. We provide a reliable method for left anterior descending artery (LAD) ligation in a mouse model. This method is comparatively less invasive than other methods, involving endotracheal intubation, a left-sided thoracotomy approach, and thoracentesis. This method can be used as a model for both acute and chronic myocardial infarction (MI).

Serie: Murine Left Anterior Descending LAD Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

Acute Myocardial Infarction in Rats

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular diseases. Animal models that mimic human cardiac disease, such as myocardial infarction (MI) and ischemia-reperfusion (IR) that induces heart failure as well as pressure-overload (transverse aortic constriction) that induces cardiac hypertrophy and heart failure (Goldman and Tarnavski), are useful models to study cardiovascular disease. In particular, myocardial ischemia (MI) is a leading cause for cardiovascular morbidity and mortality despite controlling certain risk factors such as arteriosclerosis and treatments via surgical intervention (Thygesen). Furthermore, an acute loss of the myocardium following myocardial ischemia (MI) results in increased loading conditions that induces ventricular remodeling of the infarcted border zone and the remote non-infarcted myocardium. Myocyte apoptosis, necrosis and the resultant increased hemodynamic load activate multiple biochemical intracellular signaling that initiates LV dilatation, hypertrophy, ventricular shape distortion, and collagen scar formation. This pathological remodeling and failure to normalize the increased wall stresses results in progressive dilatation, recruitment of the border zone myocardium into the scar, and eventually deterioration in myocardial contractile function (i.e. heart failure). The progression of LV dysfunction and heart failure in rats is similar to that observed in patients who sustain a large myocardial infarction, survive and subsequently develops heart failure (Goldman). The acute myocardial infarction (AMI) model in rats has been used to mimic human cardiovascular disease; specifically used to study cardiac signaling mechanisms associated with heart failure as well as to assess the contribution of therapeutic strategies for the treatment of heart failure. The method described in this report is the rat model of acute myocardial infarction (AMI). This model is also referred to as an acute ischemic cardiomyopathy or ischemia followed by reperfusion (IR); which is induced by an acute 30-minute period of ischemia by ligation of the left anterior descending artery (LAD) followed by reperfusion of the tissue by releasing the LAD ligation (Vasilyev and McConnell). This protocol will focus on assessment of the infarct size and the area-at-risk (AAR) by Evan's blue dye and triphenyl tetrazolium chloride (TTC) following 4-hours of reperfusion; additional comments toward the evaluation of cardiac function and remodeling by modifying the duration of reperfusion, is also presented. Overall, this AMI rat animal model is useful for studying the consequence of a myocardial infarction on cardiac pathophysiological and physiological function.

The rat model of acute myocardial infarction (AMI) is useful to study the consequence of a MI on cardiac pathophysiological and physiological function.

Akuter Myokardinfarkt bei Ratten

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular ...

Forschung

Medizin

Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo. With the advent of genetic modifications to the whole organism or the myocardium and an array of biological and/or synthetic materials, there is great potential for any combination of these to assuage the extent of acute ischemic injury and impede the onset of heart failure pursuant to myocardial remodeling. 
Here we present the methods and materials used to reliably perform this microsurgery and the modifications involved for temporary (with reperfusion) or permanent coronary artery occlusion studies as well as intramyocardial injections. The effects on the heart that can be seen during the procedure and at the termination of the experiment in addition to histological evaluation will verify efficacy. 
Briefly, surgical preparation involves anesthetizing the mice, removing the fur on the chest, and then disinfecting the surgical area. Intratracheal intubation is achieved by transesophageal illumination using a fiber optic light. The tubing is then connected to a ventilator. An incision made on the chest exposes the pectoral muscles which will be cut to view the ribs. For ischemia/reperfusion studies, a 1 cm piece of PE tubing placed over the heart is used to tie the ligature to so that occlusion/reperfusion can be customized. For intramyocardial injections, a Hamilton syringe with sterile 30gauge beveled needle is used. When the myocardial manipulations are complete, the rib cage, the pectoral muscles, and the skin are closed sequentially. Line block analgesia is effected by 0.25% marcaine in sterile saline which is applied to muscle layer prior to closure of the skin. The mice are given a subcutaneous injection of saline and placed in a warming chamber until they are sternally recumbent. They are then returned to the vivarium and housed under standard conditions until the time of tissue collection. At the time of sacrifice, the mice are anesthetized, the heart is arrested in diastole with KCl or BDM, rinsed with saline, and immersed in fixative. Subsequently, routine procedures for processing, embedding, sectioning, and histological staining are performed. 
Nonsurgical intubation of a mouse and the microsurgical manipulations described make this a technically challenging model to learn and achieve reproducibility. These procedures, combined with the difficulty in performing consistent manipulations of the ligature for timed occlusion(s) and reperfusion or intramyocardial injections, can also affect the survival rate so optimization and consistency are critical.

Numerous genetic manipulations and/or intramyocardial injections of genes, proteins, cells, and/or biomaterials are superimposed upon the dimension of time in studies of acute ischemia/ reperfusion injury and chronic remodeling in mice. This video illustrates the microsurgical procedures for ischemia/reperfusion, permanent coronary artery ligation, and intramyocardial injection studies.

Koronare Ligation und intramyokardialen Injection in einem Mausmodell der Infarkt

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo.  With the advent of genetic modifications to ...

Modified Technique for Coronary Artery Ligation in Mice

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI we need better knowledge about pathophysiology of myocardial ischemia. This knowledge may be valuable to define new therapeutic targets for innovative cardiovascular therapies4. Experimental MI model in mice is an increasingly popular small-animal model in preclinical research in which MI is induced by means of permanent or temporary ligation of left coronary artery (LCA)5. In this video, we describe the step-by-step method of how to induce experimental MI in mice.
The animal is first anesthetized with 2% isoflurane. The unconscious mouse is then intubated and connected to a ventilator for artificial ventilation. The left chest is shaved and 1.5 cm incision along mid-axillary line is made in the skin. The left pectoralis major muscle is bluntly dissociated until the ribs are exposed. The muscle layers are pulled aside and fixed with an eyelid-retractor. After these preparations, left thoracotomy is performed between the third and fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The proximal segment of LCA artery is then ligated with a 7-0 ethilon suture which typically induces an infarct size ~40% of left ventricle. At the end, the chest is closed and the animals receive postoperative analgesia (Temgesic, 0.3 mg/50 ml, ip). The animals are kept in a warm cage until spontaneous recovery.

The surgical procedure used to induce experimental myocardial infarction in mice begins with left thoracotomy between the third and the fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The left coronary artery is ligated, the chest is closed and the mouse is allowed to recover spontaneously.

Geändert Technik für Coronary Artery Ligation in Mäuse

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Einem Mausmodell der myokardialen Ischämie-Reperfusion Injury durch Ligation des linken vorderen absteigenden Arterie

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Permanent Ligation of the Left Anterior Descending Coronary Artery in Mice: A Model of Post-myocardial Infarction Remodelling and Heart Failure

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It is characterized by fluid retention, shortness of breath, and fatigue, in particular on exertion. Heart failure is a growing public health problem, the leading cause of hospitalization, and a major cause of mortality. Ischemic heart disease is the main cause of heart failure.
Ventricular remodelling refers to changes in structure, size, and shape of the left ventricle. This architectural remodelling of the left ventricle is induced by injury (e.g., myocardial infarction), by pressure overload (e.g., systemic arterial hypertension or aortic stenosis), or by volume overload. Since ventricular remodelling affects wall stress, it has a profound impact on cardiac function and on the development of heart failure. A model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice is used to investigate ventricular remodelling and cardiac function post-myocardial infarction. This model is fundamentally different in terms of objectives and pathophysiological relevance compared to the model of transient ligation of the left anterior descending coronary artery. In this latter model of ischemia/reperfusion injury, the initial extent of the infarct may be modulated by factors that affect myocardial salvage following reperfusion. In contrast, the infarct area at 24 hr after permanent ligation of the left anterior descending coronary artery is fixed. Cardiac function in this model will be affected by 1) the process of infarct expansion, infarct healing, and scar formation; and 2) the concomitant development of left ventricular dilatation, cardiac hypertrophy, and ventricular remodelling.
Besides the model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery, the technique of invasive hemodynamic measurements in mice is presented in detail.

Heart failure is the leading cause of hospitalization and a major cause of mortality. A model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice is applied to investigate ventricular remodelling and cardiac dysfunction post-myocardial infarction. The technique of invasive hemodynamic measurements in mice is presented.

Permanent Ligation des linken vorderen absteigenden Koronararterie bei Mäusen: Ein Modell der Post-Myokardinfarkt Umbau und Herzinsuffizienz

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It ...

Murine Echocardiography of Left Atrium, Aorta, and Pulmonary Artery

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic pressure through echocardiography, as well as to obtain measurements of the Aorta and PA diameter in mice.
Mice older than 10 d of age can be analyzed using the present technique. The technique is composed of 3 main steps: set-up, image acquisition, and image analysis. The set-up step consists of getting the mouse anesthetized with 1% isoflurane, shaving it, and taping it in a supine position to a heated EKG board where the image acquisition will take place. The image acquisition step consists of learning to identify the cardiac structures and obtaining all the required images with its correspondent probe and axis in order to be able to calculate volumes and diameters. The image analysis step consists of measuring the previously acquired images with the aid of computer software.
Advantages of the proposed technique include a fast (15 min) procedure that would allow the researcher to evaluate interventions in a non-invasive, non-terminal approach and therefore follow the same mouse over time; each mouse can be used as its own control. This fact plus having the same operator perform all the acquisition and analysis for the entire experiment minimizes the limitation of operator-dependency. The present methodology is useful for mouse researchers in cardiovascular and pulmonary medicine.

The following protocol describes the methodology for the acquisition and analysis of echocardiographic images used to obtain the Left Atrial Volume (LAV), Aorta (Ao) diameter, and Pulmonary Artery (PA) diameter in mice. This technique is a non-invasive, non-terminal procedure that allows assessment of the cardiopulmonary function.

Murine Echokardiographie von Linker Vorhof, Aorta und Lungenarterie

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic ...

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery (ALCAPA)

Anomalous origin of the left coronary artery from the pulmonary artery (ALCAPA) is a rare congenital anomaly which is one of leading causes of myocardial ischemia and infarction in children. If left untreated, it results in a 90% mortality rate in the first year of life. In patients who survive to the adulthood, the coronary steal phenomenon and retrograde left-sided coronary flow provide a substrate for chronic subendocardial ischemia, which may lead to left ventricular dysfunction, ischemic mitral regurgitation, malignant ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death. The average age of life-threatening presentation is 33 years and of sudden cardiac death 31 years. Therefore, surgical correction is highly recommended as soon as the diagnosis is made, regardless of age. In adult-type ALCAPA originating from the right-facing sinus of the pulmonary artery, direct re-implantation of the ALCAPA into the aorta is the more physiologically sound repair technique to re-establish the dual-coronary perfusion system and is recommended. This protocol describes the technique of direct re-implantation of adult-type ALCAPA into the aorta.

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery ALCAPA

Surgical correction of ALCAPA is highly recommended, regardless of age or the degree of intercoronary collateralization. This protocol presents a technique for the direct re-implantation of adult-type ALCAPA into the aorta to re-establish the dual-coronary perfusion. Whenever feasible, direct re-implantation is preferred to other surgical correction techniques.

Direkter Wieder Implantation von linken Koronararterie in die Aorta bei Erwachsenen mit Anomale Ursprung der linken Koronararterie aus der Lungenarterie (ALCAPA)

Anomalous origin of the left coronary artery from the pulmonary artery (ALCAPA) is a rare congenital anomaly which is one of leading causes of myocardial ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

Murine Myokardinfarkt Modell mit permanenten Ligation der linken Anterior absteigende Koronararterie

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

Ein Cryoinjury-Modell zur Untersuchung des Myokardinfarkts in der Maus

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Intramyocardial Transplantation of MSC-Loading Injectable Hydrogels after Myocardial Infarction in a Murine Model

One of the major issues facing current cardiac stem cell therapies for preventing postinfarct heart failure is the low retention and survival rates of transplanted cells within the injured myocardium, limiting their therapeutic efficacy. Recently, the use of scaffolding biomaterials has gained attention for improving and maximizing stem cell therapy. The objective of this protocol is to introduce a simple and straightforward technique to transplant bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) using injectable hydroxyphenyl propionic acid (GH) hydrogels; the hydrogels are favorable as a cell delivery platform for cardiac tissue engineering applications due to their ability to be cross-linked in situ and high biocompatibility. We present a simple method to fabricate MSC-loading GH hydrogels (MSC/hydrogels) and evaluate their survival and proliferation in three-dimensional (3D) in vitro culture. In addition, we demonstrate a technique for intramyocardial transplantation of MSC/hydrogels in mice, describing a surgical procedure to induce myocardial infarction (MI) via left anterior descending (LAD) coronary artery ligation and subsequent MSC/hydrogels transplantation.

Stem cell-based therapy has emerged as an efficient strategy to repair injured cardiac tissues after myocardial infarction. We provide an optimal in vivo application for stem cell transplantation using gelatin hydrogels that are able to be enzymatically cross-linked.

Intramyokardiale Transplantation von MSC-Loading injizierbaren Hydrogelen nach Myokardinfarkt in einem Murine-Modell

One of the major issues facing current cardiac stem cell therapies for preventing postinfarct heart failure is the low retention and survival rates of ...