We thank members of the Wilson lab for their helpful advice on the fabrication method.
This work was supported by the Simons Foundation, a NIH pathway to independence career award from the NINDS and a NARSAD Young Investigator Award (to M.M.H.) as well as grants from the NIH (to M.A.W.).

1. Design Intent <ol><li> Identifizieren Sie die Hirnregion der Wahl (seitliche Kniehöcker (LGN, visuellen Thalamus)), indem Sie durch den Sagittalschnitten der elektronischen Maus-Gehirn-Atlas. </li><li> Bei A / P-Koordinaten (-2,3 - -2.7 mm), ist die LGN breitesten. Verwenden Sie diesen Bereich, um das Laufwerk unten (Unterteil) zu entwerfen. ANMERKUNG: Eine Gesamtzahl von 8 unabhängig beweglichen Elektroden können zum LGN abzuzielen (4-6 Elektroden an die LGN zu machen, werden 2-4 Elektroden hinzugefügt Implantationsfehler 1A Offset). </li><li> In Solidworks, zeichnen Sie eine Skizze des Design-Körper (Abbildung 1B) in der vorderen Ebene. Klicken Sie auf Skizze, und verwenden Sie dann Kombination von Linien und Kurven, um eine Skizze, die enthalten wird, die Konturen für die Antriebsbasis, Griffe und Polyamid Hälfte Schlitze wie gezeigt zu ziehen. Stellen Sie sicher, dass die Kontur nicht alle geöffneten Lücken enthalten. Dann klicken Sie auf Beenden Skizze. </li><li> Als nächstes wählen Sie sowohl die Vorder-und rechten Flugzeuge, und klicken Sie auf &quot;Create Achse &quot;. Erstellen Sie dann die 3D-Konstruktion Körpermodell durch Drehen der Skizze blau markiert Kontur (Abbildung 1B) 360 °. In der Eigenschaften-Menü auf &quot;Gedrehter Boss / Base&quot;. Wählen Sie die Mittellinie als Drehachse. Im Abschnitt Parameter, unter der Leitung 1 auf Blinde und unter Winkel auszuwählen 360.00 deg. Im gewählten Konturen Schnitt gewährleisten, dass die blau hervorgehoben Kontur ist der ausgewählte. </li><li> Erstellen Sie eine Polyimid-Halbschlitz durch Drehen der rot hervorgehoben Konturen 13 ° (Abbildung 1c, oben links). Schritte sind zu 1,4 identisch mit der Ausnahme, für die Winkelangabe </li><li> Erstellen Sie ein Laufwerk behandelt durch Drehen der grüne Kontur 15 ° (Abbildung 1c, rechts oben). </li><li> Erstellen Sie die zweite Antriebshandgriff mit der kreisförmigen Muster Funktion (1C, unten links). In der Eigenschaften-Menü, klicken Sie auf &quot;Circular Pattern&quot;. In Parameter, wählen Sie die Mittellinie als Drehachse. Wählen Sie 180.00 ° als der Winkel, und 2, wenn die Anzahl der Instanzen. Stellen Sie sicher, dass der erste Griff ist unter &quot;Features für Muster&quot; gewählt. </li><li> Erstellen sechzehn Polyimid Halbschlitze mit dem kreisförmigen Muster Funktion (1C, unten links). Führen ähnliche Bewegungen auf 1,7, aber wählen Sie den ersten Polyimid Half-Slot als die &quot;Features für Muster&quot;. Der Winkel beträgt 22,5 ° und die Anzahl der Instanzen sind 16 (Hinweis: Dies ist nur 360 ° geteilt durch die Anzahl der Zeiten, die Sie wollen die Funktion Muster) </li><li> Erstellen Sie eine neue Ebene, auf der die Polyimid-Behälter zu ziehen. Erreichen dies, indem Sie auf &quot;Einfügen&quot; im Hauptmenü. Klicken Sie auf &quot;Referenzgeometrie&quot;, wählen Sie die beiden Seiten der Polyimid-Halbautomaten, und klicken Sie dann auf &quot;Create New Plane&quot;; (1D, oben) </li><li> Erstellen Sie das Microdrive Aufnahme (das Schraubenloch, Polyimide Loch und Anti-Drehmoment Schiene (1D, unten). Erreichen dies durch die Schaffungeine Skizze, die all diese Funktionen auf der neuen Ebene in 1,9 erstellt umfasst. Beachten Sie, dass für die Anti-Drehmoment Schienen, definieren Sie eine Mittellinie zwischen den beiden Seiten der Polyamid Spitzenplätze. Dann ziehen die Anti-Drehmoment Schienen durch die Schaffung von zwei Kreise senkrecht zur Mittellinie, deren Zentren 1 Radius auseinander, und dann den Zuschnitt der Mitte Kontur. </li><li> Im Menü Extras, klicken Sie auf &quot;Extrude Boss / Base&quot;, um die Gegendrehschiene zu erstellen, und wählen Sie einen blinden extrudieren von 10 mm nach oben gehen und 2 mm nach unten gehen. Für das Schraubenloch und Polyimid Loch, klicken Sie auf &quot;Extrudieren cut&quot;, und wählen Sie blinde 6mm, und ein paar mm nach oben gehen für beide (1E, links). </li><li> Muster der Mikroantriebsaufnahme 16x, mit dem Zentrum als der Drehachse (22,5 °, 16 Instanzen, gleicher Abstand), (1E, rechts) </li><li> Auf der Oberseite des Griffs, ziehe eine 3 mm x 3 mm Feld ab der Mitte Spitze der Antriebshandgriff, mit Blick auf die Zentralexis. Extrudieren diese 2 mm nach oben mit der Funktion &quot;Extrude Boss&quot;. Zeichnen Sie Kreise von 1 mm Durchmesser an den Orten, in denen die EIB Schrauben wird weitergehen. Danach machen 1,5 mm &quot;Extrude Cut&quot;, um ein Loch zu machen. Dann Muster der Box und Loch zweimal mit dem Kreismuster-Funktion (Text-Overlay: 180 °, 2 Fällen gleichen Abstand, um die Mittelachse). </li><li> Verwenden Sie die Abmessungen (in mm) in 1F, ein Spitzenstück Skizze zu zeichnen. Verwenden Sie die &quot;Extrude Boss / Base&quot;, ein 3D-Modell zu machen. HINWEIS: Nach diesen Schritten komplette Antriebskonzept ist. Das physische Laufwerk Körper durch das Verfahren der Stereolithographie erzeugt. Es gibt eine Reihe von Unternehmen, die Stereolithographie Druck auf der Basis von STL-Dateien anbieten. Wir empfehlen Dienstleistungen, die in Hartplastik drucken können (wie Accura® 55), mit einer Mindestauflösung von mindestens 0,1 mm. </li></ol> 2. Herstellung der Hyperdrive-Komponenten <ol><li> Legen Sie eine kleine(: &#39;. / 0116 &quot;ID / OD 0,0071&#39; &#39;; Wall: 0,00225) Stück doppelseitiges Klebeband auf eine flache Oberfläche und schneiden Sie die erforderliche Anzahl von 31 g Polyimid Rohre auf etwa 8 Zentimeter (2A - 2B) . </li><li> Layout der ersten Schicht von Führungsrohren an der doppelseitigen Klebeband, wobei darauf zu Führungsrohre so dicht wie möglich zueinander auf dem Band zu platzieren. Dab eine kleine Menge von dünnen, Sekundenkleber über der Schicht aus Polyimide. (2C) </li><li> Schnell lag eine zweite Schicht Polyimide (2D). </li><li> Erstellen Sie eine Lichtwellenleiter-Platzhalter mit einer 26 G Kanüle. Sicherzustellen, dass dies unter Verwendung eines Teflon basierenden Schmiermittels, bevor sie in die Anordnung (2E) aufgenommen geschmiert. </li><li> Tragen Sie eine Linie von Epoxid 4-5 mm in der Länge senkrecht zu der Polyimid-Bündel (2F). Sobald das Epoxidharz hat (2-3 Stunden) gehärtet, entfernen Sie das Klebeband von der unteren Schicht und reePOxy der anderen Seite. Nachdem das Epoxidharz ausgehärtet ist wiederum kann das 26 G Kanüle entfernt und das Konstrukt mit einer Rasierklinge (2G), so dass sich zwei Polyimid-Matrizen, von denen jede für einen Hyper (2H) verwendet werden, in der Mitte geschnitten. </li><li> Drucken Sie die Vorlage Kegel auf einem Blatt Papier und schneiden Transparenz eine entsprechende Blatt schwere Aluminiumfolie (3A - 3C). </li><li> Tragen Sie eine Schicht Epoxidharz auf die Aluminiumfolie und die Transparenz Papier schnell anwenden. Mit einem schweren Gegenstand oder einem Holzstab, glätten die Epoxid, so daß sie gleichmäßig verteilt ist (3D). </li><li> Schneiden Sie die Vorlage und Kegel zusammenklemmen mit einer Krokodilklemme. Schließlich verwenden Sie einen anderen Klecks Epoxy, um die Stücke (3E) dauerhaft anzubringen. </li></ol> 3. Endmontage des Microdrive <ol><li> Befestigen Sie die EIB mit dem Antriebskörper, Und setzen Sie die 26 G Kanüle durch die Polyimid-Führungsrohr Matrix. Richten Sie die Polyimid-Matrix mit der Antriebskörper mit dem LWL-Loch in der EIB, um sicherzustellen, daß die Führungsrohre senkrecht an die EIB und Epoxy-Matrix zu der Antriebskörper wobei darauf zu achten, dass kein Epoxy in den Führungsrohren oder in der fließt Antriebskörper (4A - 4C). </li><li> Karte jedes Führungsrohr in der Polyimid-Matrix mit einer entsprechenden Halterung an der Innenwand des Antriebskörpers. Schieben Sie einen kleinen Ring von 33 g Polyimid über jede Führungsrohr und in die Halterung und eine kleine Menge von Sekundenkleber, um jede Führungsrohr befestigen. (Figuren 4D - 4E) Schließlich Epoxid der gesamten Vorrichtung an der Innenwand des Antriebskörpers und schneiden die Polyimide, so dass sie genau über der inneren Lippe (4F - 4G) ragen. </li><li> Bauen Sie ein Microdrive Montage, indem Sie eine der benutzerdefinierten-built Schrauben durch das Mittelloch des oberen Teils, gefolgt von einer der Federn 5 mm. Schieben Sie die äußere Loch des Oberteils über eine der Schienen, und sanft fahren die Schraube an. Fahren Sie die Schraube, bis die Feder erreicht es Mindestdrucklänge. (Abbildungen 4H - 4i) Wiederholen Sie diesen Vorgang für jede Schiene / Microdrive (4J). </li><li> Schalten Sie das Laufwerk-Array auf den Kopf und nehmen Sie ein Bild von dem Führungsrohr Matrix. Dieses Bild wird verwendet, um die Position der Führungsröhre, die jedem Microdrive (Abbildung 4K) abzubilden. </li><li> Legen Sie eine Polyimid-Rohr (0,005 &quot;) in jedes Führungsrohr aus dem Boden der Antriebsbasis. Lassen Sie das Trägerrohr verlängern 1-2 mm von der Spitze des vollständig abgesenkt Microdrive und Aufzeichnung auf dem Foto die Identität des entsprechenden Mikro-Laufwerk. (Abbildungen 4L - 4 M) </li><li> Epoxidharz Die Polyimid-Rohr auf die Microdrive-Unterstützung, dabei nicht zu let Epoxid durch die Microdrive auf die Feder oder Schraube (- 4Q Zahlen 4N, 4P) laufen. </li><li> Voll unteren alle Microdrives. Schneiden alle Polyimid-Röhrchen bündig an der Unterseite des Polyimid-Matrix (Abbildung 4A). </li><li> Montieren Sie die Elektrodenschnittstellenkarte an den Antriebsbasis mit zwei # 00-90 x 16.3 &quot;&quot; Schrauben (Bild 4R). HINWEIS: An dieser Stelle ist das Laufwerk-Array bereit, mit stereotrodes oder Tetroden geladen werden. Einzelheiten zur Tetrode Bau und Laden finden Sie 10. Die gedruckte Antriebsbasis und die Microdrives wurden in Solidworks konstruiert 2011 3D-CAD-Software: Link zum Download Solidworks-Dateien. </li><li> Nach der Beladung invertieren die Antriebs und vorsichtig absenken Abschirmkegel über die Antriebs so dass nur das Unterteil hineinragt. Befestigen Sie das Abschirmkegel von epoxying den Kegel mit dem Antriebskörper. </li><li> Nach der Konus befestigt ist, Streifen eine kleine LängeEdelstahldraht (.008 &#39;&#39; Bare, .011 &#39;&#39; Coated) und Pin an die EIB. Kratzer auf der inneren, Aluminium Teil des Kegels mit einer Nadel und erden Sie die Stahldraht auf den Konus mit Silberfarbe. Sobald die Farbe getrocknet ist Silber, verstärken mit einem Klecks Epoxy. Alternativ kann der Stahldraht direkt auf den Kegel mit einem Klecks leitendes Epoxid (MG Chemicals, Surrey, Kanada) befestigt werden. </li></ol>

<ol>
	<li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nat Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).</li><li>Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+and+application+of+optogenetics.">The development and application of optogenetics.</a> Annu Rev Neurosci. 34, 389-412 (2011).</li><li>Alexander, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Remote+control+of+neuronal+activity+in+transgenic+mice+expressing+evolved+G+protein-coupled+receptors.">Remote control of neuronal activity in transgenic mice expressing evolved G protein-coupled receptors.</a> Neuron. 63, 27-39 (2009).</li><li>Halassa, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+optical+drive+of+thalamic+reticular+nucleus+generates+thalamic+bursts+and+cortical+spindles.">Selective optical drive of thalamic reticular nucleus generates thalamic bursts and cortical spindles.</a> Nat Neurosci. 14, 1118-1120 (2011).</li><li>Tsien, J. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subregion-+and+cell+type-restricted+gene+knockout+in+mouse+brain.">Subregion- and cell type-restricted gene knockout in mouse brain.</a> Cell. 87, 1317-1326 (1996).</li><li>Nestler, E. J., Hyman, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+neuropsychiatric+disorders.">Animal models of neuropsychiatric disorders.</a> Nat Neurosci. 13, 1161-1169 (2010).</li><li>Collins, P. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Grand+challenges+in+global+mental+health.">Grand challenges in global mental health.</a> Nature. 475, 27-30 (2011).</li><li>Wilson, M. A., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+the+hippocampal+ensemble+code+for+space.">Dynamics of the hippocampal ensemble code for space.</a> Science. 261, 1055-1058 (1993).</li><li>Wilson, M. A., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactivation+of+hippocampal+ensemble+memories+during+sleep.">Reactivation of hippocampal ensemble memories during sleep.</a> Science. 265, 676-679 (1994).</li><li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording:+tetrode+assembly.">Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly.</a> J Vis Exp. (26), (2009).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Dieses Protokoll beschreibt den Prozess der Konstruktion eines ultraleichten Microdrive-Array für Ausrichtung auf einen einzigen oder mehrere Hirnregionen in der Maus. Nach dem Abschluss der Konstruktion ist der Hyperantrieb bereit, mit Standard-Operationstechniken implantiert und mit der Maus die Schädel mit Zahnzement befestigt werden. Nach der Implantation können die Elektroden jeweils voran unabhängig mit einem kleinen Schraubendreher werden, während die Maus mit der Hand zurückgehalten. Der Abstand pro Runde, dass jede Elektrode Fortschritte wird durch die Steigung der Schraube bestimmt. Mit den Schrauben hier verwiesen rückt jede Elektrode ca. 150 mm pro Umdrehung, wenn auch halbe und viertel-Windungen für höhere Auflösung verwendet werden. Die Dimensionen der Skizze in Figur 1B zu bestimmen, die Gesamtgröße des Implantats ist daher offensichtlich, dass die Möglichkeit, Implantate bidirektional zu skalieren, um die Maße zu diesem kritischen Skizze ändern. Zusätzlich the Länge der Schrauben kann erweitert werden, um tiefer Gehirnstrukturen zielen. Wir empfehlen maßgeschneiderte Titanschrauben, wie Licht und weniger spröde als Stahl sind. Beachten Sie, dass die Gegendrehschienen müssen linear mit der Schneckenlänge zu skalieren, und an diesem Punkt haben wir nicht bestimmt die maximale Länge, bei denen diese Strukturen können gedruckt werden. Mehrere Gehirnregionen Target, kann die Form des unteren Teils verändert werden. Die Zugabe bekannter großen Scheiben (Dicke 200 um), kann Abstandshalter zwischen Polyimide Targeting getrennten Strukturen des Gehirns (zB Hippocampus und präfrontalen Kortex) benötigt wird. Diese könnten in den Unterteil Montageschritte aufgenommen werden und später abgeschnitten, nachdem das Epoxidharz aushärtet. Ein großer Nachteil dieser Konstruktion ist ihre Abhängigkeit von proprietärer Software (Solid in diesem Fall). Zukünftige Entwicklung der Open-Source-Programme, die benutzerfreundliche Gestaltung von Schnittstellen zu solchen Geräten mit minimalem Engineering backg bieten förderlichRunde wäre von enormer Vorteil für den Neurowissenschaften Gemeinschaft zu sein. Dieses Verfahren bietet mehrere Vorteile gegenüber bestehenden Verfahren. Erstens ist das Design einfach, abhängig von sehr wenigen Skizzen (Abbildung 1). Zweitens ist es extrem leicht, erfordern keine Zahnzement oder schweres Material in seine Montage zu gehen. Insgesamt wiegt es rund 1,7 g - fast ein Drittel des Gewichts von kommerziell verfügbaren Implantate ähnliche Funktionalität. Drittens, es erfordert keine spezielle Ausrüstung zu machen - der Implantatkörper können aus mehreren Quellen 3D gedruckt werden (zum Beispiel approto.com, aber es gibt einige andere); Die Schrauben können nach Maß sein (zum Beispiel antrinonline.com); Die Federn sind im Handel erhältlich (zum Beispiel leesprings.com); und als Ergebnis die gesamte Montagevorgang an einem Tag geschehen. Schließlich sind diese Implantate verwendet wurden, um aus mehreren Hirnregionen während der natürlichen Nahrungssuche erfassen, strukturierte Verhaltens Aufgaben und Schlaf (Abbildung5). Zukünftige Anwendungen dieser Methode sind der Umsetzung ihrer Skalierbarkeit. Es ist wahrscheinlich, dass das Implantat bidirektional einfach durch Veränderung 1 skaliert) die Größe der Skizze in Abbildung 1B und 2) die Anzahl der Microdrive Aufnahmen (1D) strukturiert. Beispielsweise kann es nach unten zum Datensatz aus frei verhalten Mäuse früh in der Entwicklung skaliert werden und skaliert oben aus Ratten, Kaninchen, Frettchen und möglicherweise nicht-menschlichen Primaten zu erfassen. Ein letztes Wort ist es, die Leser, die entscheidend für eine erfolgreiche Umsetzung der skizzierten Methode ist, um alle Änderungen zu implementieren, um sie Design-Dateien beigefügt .stl Prototypen erinnern. Der Leser wird bemerken, zum Beispiel, dass die angehängte Entwurf enthält eine &quot;Figur 8&quot; Gegendreh Schiene. Dies war die beste Ausführung möglich angesichts der Beschränkung des 3D-Drucks, da ist es oft erforderlich, dass wir diese Löcher zu bohren. Nachdem es ein Kreis sein, comp würderomise Stabilität, aber es mit ein Quadrat oder eine abgewinkelte Form würde die Fähigkeit, 3D-Druck Unvollkommenheiten durch Bohren fixieren zu begrenzen.

Mus musculus hat, aufgrund seiner genetischen Lenkbarkeit, schnell das Tiermodell der Wahl für Physiologen interessiert Mikroschaltung-Level-Dissektion der genetisch identifiziert Neuronen und bei der Untersuchung von Mausmodellen menschlicher Erkrankungen zu werden. Zum Beispiel hat die kürzliche Einführung der kausalen genetischen Werkzeugen, wie optogenetische und chemische genetische Aktoren erlaubt Experimentatoren, die Notwendigkeit und Angemessenheit der festgestellten neuronalen Schaltkreise im Verhalten 1-4 zu testen. Die breite Verfügbarkeit von rekombinanten transgenen Maustreiber Leitungen (Cre-Linien), hat die experimentelle Leichtigkeit, mit der Neuron-Subtypen gezielt verstärkt werden, indem auf den Wert der Maus für diese Experimente 5. Ebenso haben genetische Screens und genomweiten Verbände der häufigsten neurologischen und psychiatrischen Erkrankungen die Identifizierung genetischer Risikofaktoren für die Erkrankung des Gehirns 6,7 erleichtert. Diese Fortschritte, verbunden mit der wachsendenWerkzeugkasten für die genetische Manipulation und Genomtechnik bei Mäusen, haben es der Organismus der Wahl für die Modellierung menschlichen Krankheit gemacht. Die Kombination von Krankheitsmodellen und kausalen genetischen Werkzeuge bietet eine beispiellose Gelegenheit für das Verständnis des Gehirns Krankheit und Identifizierungsschaltung-Level-Ziele für Interventionen. Um vollständig zu kapitalisieren dieser molekularen Werkzeuge und einen Einblick in Mikroschaltfunktion in Gesundheit und Krankheit, ist es wichtig zu koppeln sie mit physiologischen Anzeigen der Hirnaktivität. Idealerweise ist der Experimentator in der Lage wäre, eine große Anzahl von Neuronen zu überwachen, während die Einzelzellauflösung. Extrazellulären, Multi-Elektroden-Aufnahmen in frei lebenden Tier bieten solche Gelegenheit; Die Verwendung dieser Technologie in der Maus war begrenzt. Von kleinen Zielen (zB CA1-Schicht im Hippocampus) aufzuzeichnen, notwendig, kleine Bewegungen in der Aufzeichnungselektroden folgenden Surgic ist die Verwendung von einstellbaren Elektrodenal Implantation unmöglich machen Aufnahmestabilität 8,9 zu halten. Traditionell sind die Methoden, die verwendet wurden, um zu bewegen Elektroden im Gehirn auferlegen Gewichtsbeschränkungen, wenn in der Maus verwendet wird, was es schwierig macht zu koppeln Aufnahme einer großen Zahl von Neuronen mit dem Verhalten in diesem Organismus. Hier werden Verfahren zur Herstellung von Miniatur-, ultraleichten, Mikroarrays, die individuell anpassbar an die Hirnregion, die gezielt Optogenetik-kompatibel sind, eingeführt und leicht aus handelsüblichen Teilen zusammengesetzt. Jeder &quot;Microdrive&quot; im Multi-Elektroden-&quot;Hyperdrive&quot; verwendet eine Feder-Schraubenmechanismus, um die Elektrode und eine Kunststoffschiene voran, in den Hyperantrieb Körper gebaut, um das Drehmoment von der Schraube entgegenwirken. Erstens, der Prozess der Gestaltung der Hyperantrieb Körper und Microdrives in einem CAD-Programm für den 3D-Druck beschrieben. Durch die Gestaltung Hyperantrieb Körper, die angepasst werdenfür bestimmte Strukturen ist es möglich, die Genauigkeit der Ausrichtung zu erhöhen und die Ausbeute der Herstellung zu erhöhen. Zweitens wird das Herstellungsverfahren im Detail, wobei das Mehrelektrodenanordnung wird von Hand aus Teilen, die im Handel erhältlich sind gebaut beschrieben. Diese Technik wurde verwendet, erfolgreich, um von Ensembles von Neuronen im Hippocampus, Thalamus und Cortex im frei verhalten Tier während natürliche Nahrungssuche und oper Aufgaben aufnehmen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="618">
	<tbody>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Part Name</td>
			<td style="width:131px;">Manufacturer&#160;</td>
			<td style="width:143px;">Catalogue # (if applicable)</td>
			<td style="width:176px;">Part Description</td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:169px;">Microdrive screws</td>
			<td style="width:131px;">Antrin</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">Half Circle .6UNM Titanium Screws. 8mm thread. 9mm length from under head.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:169px;">Tap-ease</td>
			<td style="width:131px;">AGS CO.</td>
			<td style="width:143px;">#TA2</td>
			<td style="width:176px;">Tapping Grease</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;">Microdrives</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">See .STL file</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;">Drive Body</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">See .STL file</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="81" rowspan="4" style="height:81px;width:169px;">Outer Polyimide Guide Tube</td>
			<td rowspan="4" style="width:131px;">Minvasive Components&#160;&#160;</td>
			<td rowspan="4" style="width:143px;">IWG Item # 72113300022-012</td>
			<td style="width:176px;">Length:12&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">ID:.0071&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">OD:.0116&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">WALL:.00225&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="81" rowspan="4" style="height:81px;width:169px;">Inner Polyimide Guide Tube</td>
			<td rowspan="4" style="width:131px;">Minvasive Components&#160;</td>
			<td rowspan="4" style="width:143px;">IWG Item # 72113900001-012</td>
			<td style="width:176px;">Length: 12&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">ID:.0035&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">OD:.0055&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">WALL:.001&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Grounding Wire</td>
			<td style="width:131px;">A-M Systems, Inc.</td>
			<td style="width:143px;">&#160;Catalog # 791900</td>
			<td style="width:176px;">.008&#39;&#39; Bare, .011&#39;&#39; Coated</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;"></td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Tri-Flow&#160;</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">Teflon based lubricant - Aerosol</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="181" rowspan="5" style="height:181px;width:169px;">Microdrive Springs</td>
			<td rowspan="5" style="width:131px;">Lee Spring</td>
			<td rowspan="5" style="width:143px;">Part # CB0050B 07 E</td>
			<td style="width:176px;">Outside Diameter: 1.016 mm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:176px;">Hole Diameter: 1.193 mm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:176px;">Wire Diameter: 0.127 mm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:176px;">Free Length 10.160 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">Solid Length 3.581 mm</td>
		</tr>
		<tr height="59">
			<td height="80" rowspan="2" style="height:80px;width:169px;"><a name="RANGE!A24">Z-poxy 5 Minute</a></td>
			<td rowspan="2" style="width:131px;">Pacer Technology (Zap)</td>
			<td rowspan="2" style="width:143px;">PT37</td>
			<td rowspan="2" style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:169px;">&#160;Silver Paint</td>
			<td style="width:131px;">&#160;GC Electronics</td>
			<td style="width:143px;">&#160;Part #: 22-023</td>
			<td style="width:176px;">Silver Print II</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="41" rowspan="2" style="height:41px;width:169px;"></td>
			<td rowspan="2" style="width:131px;">Tri-Flow&#160;</td>
			<td align="right" rowspan="2" style="width:143px;">20009</td>
			<td rowspan="2" style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="59">
			<td height="100" rowspan="3" style="height:100px;width:169px;">26 Gauge Hypodermic Tube - Stainless Steel</td>
			<td rowspan="3" style="width:131px;">Small Parts&#160;</td>
			<td rowspan="3" style="width:143px;">HTXX-26T-12-10</td>
			<td style="width:176px;">Length: 12&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">ID: .012&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">OD: .018&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">EIB screws</td>
			<td style="width:131px;">Component Supply Co.</td>
			<td style="width:143px;">MX-0090-03SP</td>
			<td style="width:176px;">#00-90 x 3/16&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Fine Scissors - Toughcut</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:143px;">14058-09</td>
			<td style="width:176px;">22mm</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;">Transparency Paper</td>
			<td style="width:131px;">3M</td>
			<td style="width:143px;">PP2500</td>
			<td style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Aluminum Foil</td>
			<td style="width:131px;">Reynold&#39;s Wrap Heavy Duty</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">Extra Thick</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

design and fabrication of ultralight weight, adjustable multi-electrode probes for electrophysiological recordings in mice

Die Zahl der physiologische Untersuchungen in der Maus, Mus musculus, hat eine jüngste Anstieg erlebt, parallel zum Wachstum der Methoden der genetischen Targeting für Mikroschaltung Dissektion und Krankheit Modellierung. Die Einführung der Optogenetik, hat beispielsweise zur bidirektionalen Manipulation genetisch identifiziert Neuronen erlaubt, mit einer beispiellosen zeitlichen Auflösung. Um diese Tools zu nutzen und einen Einblick in dynamischen Wechselwirkungen zwischen Gehirnmikroschaltungen, ist es wichtig, dass man die Fähigkeit hat, aus Ensembles von Nervenzellen tief im Gehirn des kleinen Nager aufnehmen, in beiden Kopf-festen und frei verhalten Zubereitungen. Um von Tiefenstrukturen und unterschiedliche Zellschichten aufnehmen erfordert eine präzise Vorbereitung, die Weiterentwicklung von Elektroden auf Wunsch Hirnregionen ermöglicht. Neuronale Ensembles aufzuzeichnen, ist es erforderlich, dass jede Elektrode unabhängig voneinander beweglich sein, so dass der Experimentator, einzelne Zellen zu lösen, während NEIGHBoring Elektroden ungestört. Sowohl in einer frei verhalten Maus tun erfordert eine Elektrodenplatte, die leicht, robust und sehr individuell für bestimmte Zielhirnstrukturen ist. Eine Technik, die für die Gestaltung und Herstellung von Miniatur-, Ultraleicht-Gewicht, Microdrive Elektrodenarrays, die individuell anpassbar und leicht aus handelsüblichen Teilen zusammengesetzt sind vorgestellt. Diese Geräte sind leicht skalierbar und kann auf die Struktur, die gezielt angepasst werden; es wurde erfolgreich verwendet, um von Thalamus und kortikale Regionen in einem frei verhalten Tier während natürliche Verhalten aufzuzeichnen.

Implantatkonstruktion ist ein Prozess, der mit der Konstruktion der gedruckten 3D Hyper (Figur 1) beginnt, ausgehend auf die Konstruktion des Unterteils (2), die Schirmkegel (3) und die Endmontage des Hyper durch einzelnen Bau der Microdrives (Abbildung 4). Diese Schritte werden durch das Laden der Microdrives mit Elektroden (siehe 10) gefolgt. Nach diesem Schritt ist es möglich, diese Geräte zu benutzen, um aus verschiedenen Hirnregionen zu erfassen. In Figur 5 zeichnet beispielsweise von einem gleichzeitigen Aufnahme des Corpus geniculatum laterale (LGN) und Hippocampus (HPC) gezeigt. Die Stabilität der einzelnen in 5B gezeigten Einheiten ist bemerkenswert, zeigt konsistente Wellenformen über einen Zeitraum von mehreren Tagen. Diese Neuronen wurde bestätigt, daß Neuronen von anspricht auf Leuchtdioden Stimulation LGN werden, wie durch die gezeigteperistimulus Zeit-Histogramm (PSTH) in 5C. In der gleichen Vorbereitung wurde HPC lokale Feldpotential als Proxy für Verhaltenszustand erfasst. Diese Spuren zeigten sharp wave ripples (5D), während Verhaltens Ruhe im Einklang mit ihrer Hippocampus Herkunft. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig1highres.jpg" /> Abbildung 1. Entwerfen der Hyperantrieb in Solidworks. A. Schematische Darstellung eines Frontalschnitt einer Maus Gehirn bei A / P-Koordinaten -2.3 - -2.7 mm von Bregma. Vier Einzel Polyimide (300 um) sind über dem Kortex gezogen, die die Ausrichtung der Region LGN (rot) mit Elektroden. B. Skizze des Design-Körper. Drehen der blaue Kontur 180 ° führt zu einem 3D-Design-Körpermodell (kleines Bild). C. Die Zugabe von Polyimid-Steckplätze und Laufgriffe auf das Design Körper. Drehen des roten highlighted Konturen in B um 13 ° zu einer Polyimid-Halbschlitz (oben links). Ein Antrieb Handgriff durch Drehen der grüne Kontur in B durch (oben rechts) 15 ° aufgenommen. Der zweite Handgriff unter Verwendung der kreisförmigen Musterfunktion (links unten) zugegeben. Die gleiche Funktion kann verwendet werden, um die 16 Polyimid Hälfte Schlitze (unten rechts). D. Eine neue Ebene wird auf das Design (oben) aufgenommen, so dass eine neue Skizze für das Microdrive Behälter, der das Schraubenloch besteht zu erstellen, Polyimide erstellen Loch und Gegendrehschiene (unten). E. Diese Merkmale werden in die Gestaltung mit den Schnitt und extrudieren Funktionen implementiert werden, und drehte sich um 360 ° zu 16 Aufnahmen erstellen. F. Abmessungen des oberen Teils Skizze (links) und dem 3D-Modell (rechts ). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51675/51675fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt= &quot;2&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 51675 / 51675fig2highres.jpg&quot; /&gt; Abbildung 2. Vorbereitung der Unterteil der Hyperantrieb. A. Die erste Polyimidrohr auf doppelseitiges Klebeband angebracht. B. Weiteres Tubes sind einzeln platziert, wobei darauf zu Raum zwischen den Rohren zu minimieren. C. Nachdem die erste Schicht wird ausgelegt eine dünne Schicht von Cyanoacrylat-Klebstoff aufgetragen D. Eine zweite Schicht von Polyimiden wird schnell zugegeben, bevor der Klebstoff getrocknet wird. E. Auf der Oberseite der Polyimide Bündel wird eine 26 G-Kanüle als Platzhalter für die optische Faser aufgenommen. F . Das gesamte Konstrukt ist fest mit einem Tropfen Epoxidharz auf der Schnittfläche eines fertigen befestigt. G. Nach der Entfernung der Kanüle kann das Konstrukt in der Mitte mit einer Rasierklinge geschnitten, wodurch zwei identische Unterteile. H. anzeigen Bodenstück, welches die zwei Doppelreihen von vier Polyimideund das Loch für den Lichtwellenleiter. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51675/51675fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig3highres.jpg" /> Abbildung 3. Zusammenbau des Hyper. A. Das Polyimid-Matrix wird unter Verwendung der 26 G Kanüle in den Antriebskörper eingesetzt und mit der elektronischen Schnittstellenkarte (EIB) ausgerichtet ist. B. eine kleine Menge Epoxid wird verwendet, um die Polyimid-Matrix zu fixieren der Antriebskörper. C. Eine zweite Anwendung von Epoxy kann notwendig sein, nach der überschüssige Epoxidharz sollte weg D. Draufsicht auf den Antriebskörper mit der Matrix eingesetzt dremeled werden. E. Mit einem kleinen Stück von 33 g Polyimid-Schlauch, der äußere Führungsrohre in die entsprechenden Schlitze der Antriebskörper angebracht. F. </strong&gt; Alle äußeren Führungsrohre sollten mit einer Schiene abgebildet werden, kümmert sich um die Spannung auf den Rohren zu minimieren. G. Nachdem alle äußeren Führungsrohre abgebildet, sollten sie mit Epoxy gesichert und knapp über der Innenlippe geschnitten werden. H. Microdrive Montage, bestehend aus einer speziell angefertigten Schraube, 5 mm Feder und einem Oberteil sollte montiert werden und über eine Schiene, die einer der Führungsrohre gelegt. I. Jede Microdrive Montage sollte vorsichtig in den Antriebskörper eingeschraubt werden. J. Nach der Montage sollte jede Führungsrohr eine entsprechende Microdrive K. Unterseite der Polyimid-Matrix L -.. M. Polyimid-Rohre (0,005 &quot;) werden in jeder äußeren Führungsrohr eingelegt. N. Jede innere Führungsrohr sollte eng in die Gabel passt der es entsprechende Microdrive. O. Die inneren Polyimid Rohre mit Epoxy auf die entsprechende Microdrive angeschlossen undschneiden so kurz wie möglich. Nachdem alle inneren Führungsrohre sind geklebt, die inneren Führungsrohre aus dem Polyimid-Matrix hervorstehenden sollte bündig mit der Matrix Lippe während der innere Führungsrohr Lade geschnitten werden. P. Inverted Makro-Ansicht des Laufwerks. Q. Top Makro-Ansicht der Antriebs während inneren Führungsrohr Belastung. R. Komplett montiert Hyperantrieb mit der EIB angebracht, bereit, mit Elektroden geladen werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51675/51675fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 4" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig4highres.jpg" /> . Abbildung 4. Vorbereitung der Abschirmkegel A. Kegel Vorlage auf Transparenz Papier gedruckt. B - D. Eine Aluminiumfolie wird an der Vorlage mit einer dünnen Schicht aus Epoxidharz verklebt. E. &lt;<html> / Strong&gt; Nach dem Ausschneiden der Schablone, der Kegel gebildet und zusammen mit Epoxidharz verklebt. <img alt="Figur 5" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig5highres.jpg" /> Abbildung 5. Multi-Site-Aufnahmen über den Ultraleicht-Gewicht Hyperantrieb. A. Bild von einem frei verhalten Maus mit implantiert. Hyperantrieb B. Beispiele für zwei Einzeleinheit Wellenformen Aufnahmen von dieser Maus. C. Links, Frontalschnitt des Gehirns der Maus Hervorhebung der seitlichen Kniehöcker, wo einige der Elektroden gesenkt wurden. Rechts, peristimulus Beispiel Histogramme (PSTHs) von zwei LGN Neurone auf visuelle Stimulation (gelber Balken) ausgerichtet ist. D. Rechts, Frontalschnitt Hervorhebung der Hippocampus (HPC), wo ein anderer Satz von Elektroden wurden gesenkt. Rechts, Beispiel für lokale Feldpotential Aufnahme einer Hippocampus-Welligkeit (rot markiert). nt &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig6highres.jpg" /> Abbildung 6. Übersicht der Antriebskomponenten. (Links) Umfassender Überblick über Hyperantrieb-Komponenten. (Rechts) Abbildung der einzelnen na Microdrive Montage.

Watch this Scientific Journal Video about Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice at JoVE.com

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Design und Fertigung von Ultraleichtgewicht, verstellbare Multi-Elektroden-Sonden für elektrophysiologischen Ableitungen in Mäuse

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

design-fabrication-ultralight-weight-adjustable-multi-electrode

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.6K Aufrufe.  New York University Langone Medical Center. Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Serie: Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

Elektrophysiologischen Ableitungen aus dem Riesen-Fiber Pathway der D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Forschung

Neurowissenschaften

Multi-electrode Array Recordings of Neuronal Avalanches in Organotypic Cultures

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output. During development, this activity is important for the migration and differentiation of cortex cell types and the formation of neuronal connections1. In the mature animal, ongoing activity reflects the past and the present state of an animal into which sensory stimuli are seamlessly integrated to compute future actions. Thus, a clear understanding of the organization of ongoing i.e. spontaneous activity is a prerequisite to understand cortex function. 
Numerous recording techniques revealed that ongoing activity in cortex is comprised of many neurons whose individual activities transiently sum to larger events that can be detected in the local field potential (LFP) with extracellular microelectrodes, or in the electroencephalogram (EEG), the magnetoencephalogram (MEG), and the BOLD signal from functional magnetic resonance imaging (fMRI). The LFP is currently the method of choice when studying neuronal population activity with high temporal and spatial resolution at the mesoscopic scale (several thousands of neurons). At the extracellular microelectrode, locally synchronized activities of spatially neighbored neurons result in rapid deflections in the LFP up to several hundreds of microvolts. When using an array of microelectrodes, the organizations of such deflections can be conveniently monitored in space and time. 
Neuronal avalanches describe the scale-invariant spatiotemporal organization of ongoing neuronal activity in the brain2,3. They are specific to the superficial layers of cortex as established in vitro4,5, in vivo in the anesthetized rat 6, and in the awake monkey7. Importantly, both theoretical and empirical studies2,8-10 suggest that neuronal avalanches indicate an exquisitely balanced critical state dynamics of cortex that optimizes information transfer and information processing.
In order to study the mechanisms of neuronal avalanche development, maintenance, and regulation, in vitro preparations are highly beneficial, as they allow for stable recordings of avalanche activity under precisely controlled conditions. The current protocol describes how to study neuronal avalanches in vitro by taking advantage of superficial layer development in organotypic cortex cultures, i.e. slice cultures, grown on planar, integrated microelectrode arrays (MEA; see also 11-14).

A robust way to study neuronal avalanches, i.e. scale-invariant spatio-temporal activity bursts, indicative of critical state dynamics in cortex. Avalanches emerge spontaneously in developing superficial layers of cultured cortex which allows for long-term measurements of the activity with planar integrated multi-electrode arrays (MEA) under precisely controlled conditions.

Multi-Elektroden-Array Recordings neuronaler Lawinen in organotypischen Kulturen

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output.  During development, this activity is important for the ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Konstruktion und Montage eines Ultra-light Motorisierte Microdrive für chronische Neural Recordings in Kleintiere

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Dual-Elektrophysiologische Recordings synaptisch-evozierte astrogliale und neuronale Antworten in Acute Hippocampusschnitte

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

A Computer-assisted Multi-electrode Patch-clamp System

The patch-clamp technique is today the most well-established method for recording electrical activity from individual neurons or their subcellular compartments. Nevertheless, achieving stable recordings, even from individual cells, remains a time-consuming procedure of considerable complexity. Automation of many steps in conjunction with efficient information display can greatly assist experimentalists in performing a larger number of recordings with greater reliability and in less time. In order to achieve large-scale recordings we concluded the most efficient approach is not to fully automatize the process but to simplify the experimental steps and reduce the chances of human error while efficiently incorporating the experimenter's experience and visual feedback. With these goals in mind we developed a computer-assisted system which centralizes all the controls necessary for a multi-electrode patch-clamp experiment in a single interface, a commercially available wireless gamepad, while displaying experiment related information and guidance cues on the computer screen. Here we describe the different components of the system which allowed us to reduce the time required for achieving the recording configuration and substantially increase the chances of successfully recording large numbers of neurons simultaneously.

Multi-electrode patch-clamp recordings constitute a complex task. Here we show how, by automating of many of the experimental steps, it is possible to accelerate the process leading to qualitative improvement in performance and number of recordings.

Eine EDV-gestützte Multi-Elektroden-Patch-Clamp-System

The patch-clamp technique is today the most  well-established method for recording electrical activity from individual  neurons or their subcellular ...

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the stimulation parameters (e.g., orientation, field strength, and stimulation duration) need to be examined in mice brain slice preparations. Testing and arranging the orientation of the electrode relative to the position of the mice brain slice are feasible. The present method preserves the thalamocingulate pathway to evaluate the effect of DCS on anterior cingulate cortex seizure-like activities. The results of the multichannel array recordings indicated that cathodal DCS significantly decreased the amplitude of the stimulation-evoked responses and duration of 4-aminopyridine and bicuculline-induced seizure-like activity. This study also found that cathodal DCS applications at 15 min caused long-term depression in the thalamocingulate pathway. The present study investigates the effects of DCS on thalamocingulate synaptic plasticity and acute seizure-like activities. The current procedure can test the optimal stimulation parameters including orientation, field strength, and stimulation duration in an in vitro mouse model. Also, the method can evaluate the effects of DCS on cortical seizure-like activities at both the cellular and network levels.

Studies have shown that cathodal transcranial direct-current stimulation can produce suppressive effects on drug-resistant seizures. In this study, an in vitro experimental setup was devised in which the direct-current stimulation and multielectrode array recording of seizure-like activity were evaluated in mice brain slice preparation. The direct-current stimulation parameters were evaluated.

Gleichstrom-Stimulation und Multi-Elektroden-Array-Aufnahme von Seizure-ähnliche Aktivität in Mäuse-Gehirn Scheibe Vorbereitung

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using 'SpikeSorter'

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be user friendly with a graphical user interface, able to read data files in a variety of formats, and provide users with a flexible set of tools giving them the ability to detect and sort extracellular voltage waveforms from different units with some degree of reliability. Previously published spike sorting methods are now available in a software program, SpikeSorter, intended to provide electrophysiologists with a complete set of tools for sorting, starting from raw recorded data file and ending with the export of sorted spikes times. Procedures are automated to the extent this is currently possible. The article explains and illustrates the use of the program. A representative data file is opened, extracellular traces are filtered, events are detected and then clustered. A number of problems that commonly occur during sorting are illustrated, including the artefactual over-splitting of units due to the tendency of some units to fire spikes in pairs where the second spike is significantly smaller than the first, and over-splitting caused by slow variation in spike height over time encountered in some units. The accuracy of SpikeSorter's performance has been tested with surrogate ground truth data and found to be comparable to that of other algorithms in current development.

The article shows how to use the program SpikeSorter to detect and sort spikes in extracellular recordings made with multi-electrode arrays.

Ein Visual Guide to Sortierung elektrophysiologischen Ableitungen Mit &#39;SpikeSorter&#39;

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.

Ganzzellige Patch-Clamp-Aufnahmen zur elektrophysiologischen Bestimmung der Ionenselektivität in Channelrhodopsinen

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

Zebrafisch<em&gt; In Situ</em&gt; Spinal Cord Vorbereitung für elektrophysiologische Aufzeichnungen von Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, enabling the use of D. melanogaster molecular genetics to study inositol-lipid signaling and Transient Receptor Potential (TRP) channels at the single-molecule level. A handful of labs have mastered this powerful technique, which enables the analysis of the physiological responses to light under highly controlled conditions. This technique allows control over the intracellular and extracellular media; the membrane voltage; and the fast application of pharmacological compounds, such as a variety of ionic or pH indicators, to the intra- and extracellular media. With an exceptionally high signal-to-noise ratio, this method enables the measurement of dark spontaneous and light-induced unitary currents (i.e.&#160;spontaneous and quantum bumps) and macroscopic Light-induced Currents (LIC) from single D. melanogaster photoreceptors. This protocol outlines, in great detail, all the key steps necessary to perform this technique, which includes both electrophysiological and optical recordings. The fly retina dissection procedure for the attainment of intact and viable ex vivo isolated ommatidia in the bath chamber is described. The equipment needed to perform whole-cell and fluorescence imaging measurements are also detailed. Finally, the pitfalls in using this delicate preparation during extended experiments are explained.

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors enable the measurement of spontaneous dark bumps, quantum bumps, macroscopic responses to light, and current-voltage relationships under various conditions. In combination with D. melanogaster genetic manipulation tools, this method enables the study of the ubiquitous inositol-lipid signaling pathway and its target, the TRP channel.