We thank members of the Wilson lab for their helpful advice on the fabrication method.
This work was supported by the Simons Foundation, a NIH pathway to independence career award from the NINDS and a NARSAD Young Investigator Award (to M.M.H.) as well as grants from the NIH (to M.A.W.).

1. Intenção do projeto <ol><li> Identificar a região do cérebro de escolha (núcleo geniculado lateral (LGN, tálamo visual)), percorrendo as seções sagital do cérebro do rato atlas eletrônicos. </li><li> No coordenadas A / P (-2,3 - -2,7 mm), o LGN é mais largo. Use esta região para projetar a parte inferior da unidade (peças inferiores). NOTA: Um total de 8 eletrodos independentemente móveis podem ser usados ​​para direcionar LGN (4-6 eletrodos vai fazer isso para o LGN, 2-4 eletrodos são adicionados para compensar erros de implantação, Figura 1A). </li><li> No SolidWorks, desenhar um esboço do corpo de design (Figura 1B) no plano frontal. Clique esboço e, em seguida, usar a combinação de linhas e curvas para fazer um desenho que irá incluir os contornos para a base da unidade, puxadores e poliamida meia ranhuras, como mostrado. Certifique-se de que o contorno não contém lacunas abertas. Em seguida, clique em Sair do esboço. </li><li> Em seguida, selecione a frente e os aviões certos, e clique em &quot;Create Axis &quot;. Em seguida, crie o modelo de corpo de design 3D rodando o contorno de esboço azul realçado (Figura 1B) 360 °. No menu de recursos, clique em &quot;Revolved Boss / Base&quot;. Escolha a linha média como o eixo de revolução. Na seção de parâmetros, sob a direção de um clique Cego, e sob ângulo selecionar 360,00 graus. Na seção contornos selecionado, verifique se o azul destacou contorno é o selecionado. </li><li> Criar meia um slot poliimida revolvendo o vermelho destacou contornos 13 ° (Figura 1C, canto superior esquerdo). Passos são idênticos aos 1.4 acima, excepto para a especificação ângulo </li><li> Criar uma unidade lida pelo revolvimento do contorno verde 15 ° (Figura 1C, canto superior direito). </li><li> Crie a segunda alça da unidade usando a função padrão circular (Figura 1C, canto inferior esquerdo). No menu de recursos, clique em &quot;Circular Pattern&quot;. Em parâmetros, escolha a linha média como eixo de revolução. Selecione uma80,00 graus como o ângulo, e 2 como o número de ocorrências. Certifique-se que o primeiro identificador é selecionado em &quot;Recursos para Pattern&quot;. </li><li> Criar dezesseis poliimida meia-slots com a função padrão circular (Figura 1C, canto inferior esquerdo). Realize movimentos semelhantes a 1.7, mas marcar a primeira metade do slot poliimida como os &quot;Recursos para padrão&quot;. O ângulo é de 22,5 ° eo número de casos são 16 (Nota: esta é apenas a 360 ° dividido pelo número de vezes que você quer padrão o recurso) </li><li> Criar um novo plano no qual desenhar o receptáculo poliimida. Conseguir isso clicando em &quot;Inserir&quot; no menu principal. Clique em &quot;Geometria de referência&quot;, selecione os dois lados de slots de meia poliimida e clique em &quot;Criar Novo Plano&quot;; (Figura 1E, em cima) </li><li> Crie o receptáculo microdrive (o orifício do parafuso, polyimides buraco e anti-binário ferroviário (Figura 1D, inferior). Conseguir isso através da criaçãoum esboço que engloba todas estas características sobre o novo plano criado em 1,9. Note-se que para os carris de anti-torque, definem uma linha de centro, entre os dois lados das ranhuras superiores de poliamida. Em seguida, desenhe os trilhos anti-torque através da criação de dois círculos perpendicular à linha central, cujos centros são um raio de distância, e, em seguida, corte o contorno do meio. </li><li> No menu Recursos, clique em &quot;Extrude Boss / Base&quot; para criar o trilho anti-torque e escolher uma extrusão cega de 10 mm que vai para cima e dois milímetros de ir para baixo. Para o orifício do parafuso e furo poliimida, clique em &quot;cut Extrude&quot; e escolha seis milímetros cego, e alguns mms indo para cima para ambos (Figura 1E, esquerda). </li><li> Padrão receptáculo micro-drive 16x, utilizando o centro como o eixo de revolução (22,5 °, 16 casos, espaçamento igual), (Figura 1E, à direita) </li><li> Na parte superior da alavanca, desenhar um quadro 3 mm x 3 milímetros começando na extremidade do centro da unidade de punho, de frente para o centro de umxis. Expulse esta 2 milímetros para cima usando a função &quot;Extrude Boss&quot;. Desenhe círculos de 1mm de diâmetro nos locais em que os parafusos do BEI vai continuar. Depois, fazer 1,5 milímetros &quot;Extrude Cut&quot; para fazer um buraco. Então, padrão da caixa e buraco duas vezes usando a função Padrão Circular (Sobreposição de texto: 180 °, 2 casos, espaçamento igual, em torno do eixo central). </li><li> Use as dimensões (em milímetros) na Figura 1F para desenhar um esboço parte superior. Use o &quot;Extrude Boss / Base&quot; para fazer um modelo 3D do mesmo. NOTA: Após essas etapas o projeto da unidade está completa. O corpo rígido físico é criado através do processo de estereolitografia. Há uma série de empresas que oferecem impressão estereolitografia baseado em arquivos STL. Recomendamos serviços que podem imprimir em plástico duro (como Accura® 55), com uma resolução mínima de pelo menos 0,1 mm. </li></ol> 2 Preparação de componentes Hyperdrive <ol><li> Coloque uma pequena(: &#39;. / 0116&#39; ID / OD 0,0071 &#39;&#39;; Wall: 0,00225) pedaço de fita dupla face em uma superfície plana e cortar o número necessário de 31 g de tubos de poliamida para cerca de 8 centímetros (Figuras 2A - 2B) . </li><li> Coloque para fora a primeira camada de tubos de guia na fita dupla face, tendo o cuidado de colocar tubos de guia o mais próximo possível um do outro na fita. Dab uma pequena quantidade de finos, de cola de cianoacrilato sobre a camada de poli-imidas. (Figura 2C) </li><li> Estabelecer rapidamente a uma segunda camada de poli-imidas (Figura 2D). </li><li> Criar um espaço reservado de fibra óptica usando uma cânula 26 G. Certifique-se de que este é lubrificado com um lubrificante à base de Teflon, antes de serem incorporados na montagem (Figura 2E). </li><li> Aplique uma linha de epóxi 4-5 mm de comprimento perpendicular ao feixe de poliimida (Figura 2F). Uma vez que o epóxi endurecido (2-3 horas), remova a fita da camada inferior e reePOxy o outro lado. Depois do epóxi ter endurecido de novo, a 26 L de uma cânula pode ser removida e a construção de corte no meio utilizando uma lâmina de barbear (Figura 2G), resultando em duas matrizes de poliamida, cada um dos quais pode ser usado para uma hiperpropulsão (Figura 2H). </li><li> Imprima o modelo de cone em uma folha de papel a transparência e cortar uma folha correspondente da folha de alumínio resistente (Figuras 3A - 3C). </li><li> Aplicar uma camada de epóxi à folha de alumínio e aplicar rapidamente o papel transparência. Usando um objecto pesado ou um pino de madeira, suavizar o epoxi de modo que ele é distribuído uniformemente (Figura 3D). </li><li> Recorte o molde cone e apertar em conjunto, utilizando um jacaré. Finalmente, use outra bagatela de epóxi para fixar permanentemente as peças (Figura 3e). </li></ol> 3. montagem final do Microdrive <ol><li> Prenda o BEI para o corpo rígidoE reinserir o 26 G cânula através da matriz de tubo guia poliimida. Alinhe a matriz de poliimida com o corpo rígido usando o buraco de fibra óptica no BEI para garantir que os tubos de guia são perpendiculares ao BEI e epóxi a matriz para o corpo rígido com cuidado para garantir que nenhum epóxi flui para os tubos de guia ou na corpo rígido (Figuras 4A - 4C). </li><li> Mapear cada tubo guia na matriz de poliimida para um suporte correspondente na parede interna do corpo da unidade. Deslize um pequeno anel de 33 L de poliimida, sobre cada tubo de guia e para dentro do suporte e aplicar uma pequena quantidade de cola de cianoacrilato para fixar cada tubo guia. (Figuras 4D - 4E) Finalmente, epóxi todo o aparelho para a parede interior do corpo da unidade e cortar as poliamidas de modo a que se projectem ligeiramente acima do rebordo interior (Figuras 4F - 4G). </li><li> Construir uma montagem microdrive, colocando uma das custom-bparafusos uilt através do orifício central de uma peça superior, seguido de uma das molas 5 mm. Deslize o orifício exterior da peça de topo sobre uma das calhas, e suavemente a inserção do parafuso. Dirija o parafuso até que a mola atinge o comprimento mínimo comprimido. (Figuras 4H - 4I) Repita esse processo para cada trilho / Microdrive (Figura 4J). </li><li> Vire a matriz de unidade de cabeça para baixo e tirar uma foto da matriz de tubo guia. Esta imagem será utilizada para mapear a localização do tubo guia correspondente para cada microdrive (Figura 4K). </li><li> Inserir um tubo de poliimida (0,005 &quot;) em cada tubo de guia a partir da parte inferior da base da unidade. Deixe o tubo transportador estender 1-2 mm de distância do topo da microdrive totalmente abaixada e registro na fotografia da identidade do micro-drive correspondente. (Figuras 4L - 4M) </li><li> Epóxi tubo de poliimida ao suporte Microdrive, tomando cuidado para não let epóxi executado através do Microdrive para a primavera ou parafuso (Figuras 4 N, 4P - 4T). </li><li> Totalmente menor todas as microdrives. Cortar todos os tubos de descarga de poliimida fora na parte inferior da matriz de poliimida (Figura 4O). </li><li> Monte a placa de interface eletrodo à base da unidade utilizando dois # 00-90 x 3/16 &quot;dos parafusos (Figura 4R). NOTA: Neste ponto, a matriz de unidade está pronta para ser carregado com stereotrodes ou tetrodes. Para mais detalhes sobre a construção tetrodo e carregamento, consulte 10. A base da unidade impressa e os microdrives foram projetados em SolidWorks 2011 software 3D CAD: link para baixar os arquivos do SolidWorks. </li><li> Após o carregamento, a unidade de inverter cuidadosamente e diminuir o cone de blindagem sobre a unidade de forma que apenas a parte inferior sobressai. Cole o cone de proteção por epoxying o cone com o corpo rígido. </li><li> Após o cone está ligado, tira um pequeno comprimento defio de aço inoxidável (0,008 &#39;Bare, 0,011&#39; Revestido) eo pino ao BEI. Raspe o interior da peça, o cone de alumínio com uma agulha e o fio de terra para o cone de aço usando tinta de prata. Uma vez que a pintura prata secou, ​​reforçar com um pouco de epóxi. Alternativamente, o arame de aço pode ser directamente ligado ao cone com um pouco de epóxi condutora (MG Chemicals, Surrey, Canadá). </li></ol>

<ol>
	<li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nat Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).</li><li>Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+and+application+of+optogenetics.">The development and application of optogenetics.</a> Annu Rev Neurosci. 34, 389-412 (2011).</li><li>Alexander, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Remote+control+of+neuronal+activity+in+transgenic+mice+expressing+evolved+G+protein-coupled+receptors.">Remote control of neuronal activity in transgenic mice expressing evolved G protein-coupled receptors.</a> Neuron. 63, 27-39 (2009).</li><li>Halassa, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+optical+drive+of+thalamic+reticular+nucleus+generates+thalamic+bursts+and+cortical+spindles.">Selective optical drive of thalamic reticular nucleus generates thalamic bursts and cortical spindles.</a> Nat Neurosci. 14, 1118-1120 (2011).</li><li>Tsien, J. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subregion-+and+cell+type-restricted+gene+knockout+in+mouse+brain.">Subregion- and cell type-restricted gene knockout in mouse brain.</a> Cell. 87, 1317-1326 (1996).</li><li>Nestler, E. J., Hyman, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+neuropsychiatric+disorders.">Animal models of neuropsychiatric disorders.</a> Nat Neurosci. 13, 1161-1169 (2010).</li><li>Collins, P. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Grand+challenges+in+global+mental+health.">Grand challenges in global mental health.</a> Nature. 475, 27-30 (2011).</li><li>Wilson, M. A., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+the+hippocampal+ensemble+code+for+space.">Dynamics of the hippocampal ensemble code for space.</a> Science. 261, 1055-1058 (1993).</li><li>Wilson, M. A., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactivation+of+hippocampal+ensemble+memories+during+sleep.">Reactivation of hippocampal ensemble memories during sleep.</a> Science. 265, 676-679 (1994).</li><li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording:+tetrode+assembly.">Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly.</a> J Vis Exp. (26), (2009).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Este protocolo descreve o processo de construção de uma matriz microdrive ultra-leve para alvejar uma única ou múltiplas regiões cerebrais no mouse. Após as etapas finais de construção, a hipervelocidade está pronto para ser implantado usando técnicas de implante cirúrgico padrão e afixado ao crânio do rato com cimento dental. Pós-implantação, os eletrodos podem cada ser avançado independentemente usando uma pequena chave de fenda, enquanto o mouse é contido com a mão. A distância por sua vez, que cada eletrodo avanços é determinado pelo passo do parafuso. Utilizando os parafusos referenciados aqui avança cada eletrodo aproximadamente 150 mm por sua vez, embora metade e quartas de voltas pode ser utilizado para uma maior resolução. As dimensões do esboço na Figura 1B determinar o tamanho total do implante, por conseguinte, uma forma óbvia para dimensionar implantes bidireccional é a alteração das dimensões em que esboço crítico. Além disso, the o comprimento dos parafusos pode ser estendida para atingir as estruturas mais profundas do cérebro. Recomendamos personalizado feito parafusos de titânio, como os que são leves e menos frágil do que o aço. Note-se que os trilhos antitorque preciso dimensionar de forma linear com o comprimento do parafuso, e, neste ponto, não se determinou o comprimento máximo a que estas estruturas podem ser impressas. Para atingir várias regiões do cérebro, a forma da parte inferior pode ser modificado. A adição de arruelas conhecidos tamanho (espessura de 200 um), poderia fornecer espaçadores necessários entre polyimides segmentação estruturas cerebrais separados (por exemplo, o hipocampo eo córtex pré-frontal). Estes poderiam ser incluídos nas etapas de montagem parte de fundo, e depois cortados após o epoxi endurece. A grande limitação deste projeto é a sua dependência de software proprietário (Solidworks, neste caso). O desenvolvimento futuro de programas de código aberto que fornecem interfaces conviviais propício para a concepção de tal equipamento com o mínimo de fu engenhariarodada seria de grande benefício para a comunidade da neurociência. Este método proporciona várias vantagens sobre os métodos existentes. Primeiro, o design é simples, dependente de poucos desenhos (Figura 1). Segundo, é ultra-leve, sem necessidade de cimento dental ou material pesado para entrar em sua montagem. Em geral, pesa cerca de 1,7 g - cerca de um terço do peso dos implantes comercialmente disponíveis de funcionalidade semelhante. Em terceiro lugar, ele não requer nenhum equipamento especializado para fazer - o corpo do implante pode ser impresso em 3D a partir de várias fontes (por exemplo approto.com, mas existem vários outros); os parafusos podem ser feitos (por exemplo antrinonline.com); as molas estão comercialmente disponíveis (por exemplo leesprings.com); e como resultado a totalidade do processo de montagem pode acontecer em um dia. Finalmente, estes implantes têm sido usados ​​para gravar a partir de várias regiões do cérebro durante o forrageamento naturais, tarefas comportamentais estruturadas e sono (Figura5). As aplicações futuras deste método incluem a implementação de sua escalabilidade. É provável que o implante pode ser dimensionado bidireccionalmente simplesmente mudando 1) o tamanho do esboço na Figura 1B e, 2) o número de recipientes de micro-unidade (Figura 1D) modelado. Por exemplo, ele pode ser escalado para baixo, para registro de agir livremente ratos início do desenvolvimento, e escalado para cima, para gravar a partir de ratos, coelhos, furões e primatas não-humanos, talvez. A palavra final é para lembrar ao leitor que críticos para a implementação bem sucedida do método descrito é o protótipo de todas as modificações que implementar para .stl arquivos de projeto em anexo. O leitor notará, por exemplo, que o desenho em anexo contém um &quot;Figura 8&quot; anti-torque ferroviário. Este foi o melhor projeto possível, dada a limitação de impressão 3D, como muitas vezes é necessário que nós perfuramos esses buracos. Tê-lo ser um círculo, se cortesiaestabilidade romise, mas ter que ser um quadrado ou uma forma angular que limitaria a capacidade de corrigir imperfeições de impressão 3D por perfuração.

Mus musculus tem, devido à sua rastreabilidade genética, tornar-se rapidamente o modelo animal de escolha para os fisiologistas interessados ​​em nível de microcircuito dissecção de neurônios identificados geneticamente e na investigação de modelos de rato da doença humana. Por exemplo, a recente introdução de ferramentas genéticas causais, tais como atuadores genéticos optogenetic e químicas permitiu experimentalistas para testar a necessidade e suficiência dos circuitos neurais identificados no comportamento 1-4. A ampla disponibilidade de transgênicos linhagens recombinantes driver do mouse (CRE-linhas), ampliou a facilidade experimental pelo qual os subtipos de neurônios são direcionados, somando-se o valor do mouse para estas experiências 5. Da mesma forma, as telas genéticas e genômicas amplas associações de distúrbios neurológicos e psiquiátricos comuns têm facilitado a identificação de fatores de risco genético para a doença cerebral 6,7. Estes avanços, combinados com o crescimentocaixa de ferramentas para a manipulação genética e engenharia de genoma em camundongos, fizeram o organismo de escolha para a modelagem de doenças humanas. A combinação de modelos de doenças e ferramentas genéticas causais oferece uma oportunidade sem precedentes para a compreensão de doenças do cérebro e identificar alvos no nível do circuito de intervenções. Para tirar pleno partido destas ferramentas moleculares e ganhar a introspecção em função microcircuito na saúde e na doença, é essencial para associá-los com leituras fisiológicos da atividade cerebral. Idealmente, o experimentador seria capaz de controlar um grande número de neurónios, mantendo a resolução de células simples. Extracelulares, gravações multi-eletrodos em animais se comportando livremente fornecer tal oportunidade; no entanto, o uso desta tecnologia no rato tem sido limitado. Para gravar a partir de pequenos alvos (por exemplo, a camada CA1 do hipocampo), o uso de eletrodos ajustáveis ​​é necessário como pequenos movimentos em eletrodos de registro seguintes Surgicimplantação al tornar impossível a manutenção da estabilidade de gravação 8,9. Tradicionalmente, os métodos que têm sido empregados para mover eletrodos dentro do cérebro impor limitações de peso quando usado no rato, tornando-se um desafio para a gravação par de um grande número de neurônios com o comportamento neste organismo. Aqui, os métodos são introduzidos para a fabricação em miniatura, ultra-leves, matrizes de microeletrodos que são individualmente customizável a região do cérebro a ser alvo, optogenética-compatível, e facilmente montado a partir de peças disponíveis no mercado. Cada &quot;microdrive&quot; dentro do multi-eletrodo &quot;hipervelocidade&quot; utiliza um mecanismo de mola e parafuso para fazer avançar o eletrodo e um trilho de plástico, integrado ao corpo da hipervelocidade, para contrariar o torque do parafuso. Primeiro, o processo de concepção dos corpos Hyperdrive e microdrives em um programa CAD para a impressão 3D é descrito. Ao projetar corpos Hyperdrive que são personalizadosde estruturas específicas, é possível aumentar a precisão de orientação e para aumentar ainda mais o rendimento da preparação. Em segundo lugar, o processo de fabricação é descrito em detalhe, em que a matriz de multi-eléctrodo é montada a partir de peças de mão que estão disponíveis comercialmente. Esta técnica tem sido utilizada, com sucesso, para gravar a partir de conjuntos de neurônios no hipocampo, tálamo e córtex no animal se comportar livremente durante o forrageamento natural e tarefas operantes.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="618">
	<tbody>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Part Name</td>
			<td style="width:131px;">Manufacturer&#160;</td>
			<td style="width:143px;">Catalogue # (if applicable)</td>
			<td style="width:176px;">Part Description</td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:169px;">Microdrive screws</td>
			<td style="width:131px;">Antrin</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">Half Circle .6UNM Titanium Screws. 8mm thread. 9mm length from under head.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:169px;">Tap-ease</td>
			<td style="width:131px;">AGS CO.</td>
			<td style="width:143px;">#TA2</td>
			<td style="width:176px;">Tapping Grease</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;">Microdrives</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">See .STL file</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;">Drive Body</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">See .STL file</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="81" rowspan="4" style="height:81px;width:169px;">Outer Polyimide Guide Tube</td>
			<td rowspan="4" style="width:131px;">Minvasive Components&#160;&#160;</td>
			<td rowspan="4" style="width:143px;">IWG Item # 72113300022-012</td>
			<td style="width:176px;">Length:12&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">ID:.0071&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">OD:.0116&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">WALL:.00225&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="81" rowspan="4" style="height:81px;width:169px;">Inner Polyimide Guide Tube</td>
			<td rowspan="4" style="width:131px;">Minvasive Components&#160;</td>
			<td rowspan="4" style="width:143px;">IWG Item # 72113900001-012</td>
			<td style="width:176px;">Length: 12&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">ID:.0035&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">OD:.0055&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">WALL:.001&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Grounding Wire</td>
			<td style="width:131px;">A-M Systems, Inc.</td>
			<td style="width:143px;">&#160;Catalog # 791900</td>
			<td style="width:176px;">.008&#39;&#39; Bare, .011&#39;&#39; Coated</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;"></td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Tri-Flow&#160;</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">Teflon based lubricant - Aerosol</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="181" rowspan="5" style="height:181px;width:169px;">Microdrive Springs</td>
			<td rowspan="5" style="width:131px;">Lee Spring</td>
			<td rowspan="5" style="width:143px;">Part # CB0050B 07 E</td>
			<td style="width:176px;">Outside Diameter: 1.016 mm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:176px;">Hole Diameter: 1.193 mm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:176px;">Wire Diameter: 0.127 mm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:176px;">Free Length 10.160 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">Solid Length 3.581 mm</td>
		</tr>
		<tr height="59">
			<td height="80" rowspan="2" style="height:80px;width:169px;"><a name="RANGE!A24">Z-poxy 5 Minute</a></td>
			<td rowspan="2" style="width:131px;">Pacer Technology (Zap)</td>
			<td rowspan="2" style="width:143px;">PT37</td>
			<td rowspan="2" style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:169px;">&#160;Silver Paint</td>
			<td style="width:131px;">&#160;GC Electronics</td>
			<td style="width:143px;">&#160;Part #: 22-023</td>
			<td style="width:176px;">Silver Print II</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="41" rowspan="2" style="height:41px;width:169px;"></td>
			<td rowspan="2" style="width:131px;">Tri-Flow&#160;</td>
			<td align="right" rowspan="2" style="width:143px;">20009</td>
			<td rowspan="2" style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="59">
			<td height="100" rowspan="3" style="height:100px;width:169px;">26 Gauge Hypodermic Tube - Stainless Steel</td>
			<td rowspan="3" style="width:131px;">Small Parts&#160;</td>
			<td rowspan="3" style="width:143px;">HTXX-26T-12-10</td>
			<td style="width:176px;">Length: 12&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">ID: .012&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">OD: .018&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">EIB screws</td>
			<td style="width:131px;">Component Supply Co.</td>
			<td style="width:143px;">MX-0090-03SP</td>
			<td style="width:176px;">#00-90 x 3/16&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Fine Scissors - Toughcut</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:143px;">14058-09</td>
			<td style="width:176px;">22mm</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;">Transparency Paper</td>
			<td style="width:131px;">3M</td>
			<td style="width:143px;">PP2500</td>
			<td style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Aluminum Foil</td>
			<td style="width:131px;">Reynold&#39;s Wrap Heavy Duty</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">Extra Thick</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

design and fabrication of ultralight weight, adjustable multi-electrode probes for electrophysiological recordings in mice

O número de investigações fisiológicas no musculus rato, mus, sofreu um aumento recente, em paralelo com o crescimento nos métodos de genética de segmentação para dissecção microcircuito e modelagem de doenças. A introdução de Optogenetics, por exemplo, tem permitido a manipulação bidireccional de neurónios identificados geneticamente, em uma resolução temporal sem precedentes. Para capitalizar sobre essas ferramentas e obter insights sobre as interações dinâmicas entre microcircuitos do cérebro, é essencial que a pessoa tem a capacidade de gravar a partir de conjuntos de neurônios no interior do cérebro deste pequeno roedor, em ambas as preparações fixo-cabeça e se comportando livremente. Para gravar a partir de estruturas profundas e camadas de células distintas requer uma preparação que permite o avanço precisa de eletrodos para regiões cerebrais desejados. Para gravar conjuntos neurais, é necessário que cada um dos eléctrodos ser independentemente móvel, permitindo que o experimentador para resolver as células individuais, deixando neighbeletrodos Oring imperturbável. Para fazer as duas coisas em um rato comportando livremente requer uma unidade de eletrodo que é leve, resistente e altamente personalizável para a segmentação de estruturas cerebrais específicas. Uma técnica para a concepção e fabricação de miniatura, peso ultraleve, matrizes de eletrodos de micro-unidade que são individualmente personalizável e facilmente montado a partir de peças disponíveis comercialmente é apresentado. Estes dispositivos são facilmente escalável e pode ser personalizado para a estrutura a ser alvo; que tem sido utilizado com sucesso para gravar a partir de regiões do tálamo e do córtex de um animal comportando livremente durante seu comportamento natural.

Construção do implante é um processo que se inicia com o desenho do 3D impressa hiperpropulsão (Figura 1), se proceder à construção da peça de fundo (Figura 2), o cone de blindagem (Figura 3), e a montagem final do hiperpropulsão, pela construção individual dos microdrives (Figura 4). Estes passos são seguidos por carregar os microdrives com eletrodos (ver 10). Seguindo este passo, é possível utilizar estes dispositivos para gravar a partir de várias regiões do cérebro. Na Figura 5, a partir de um exemplo traça gravação simultânea do núcleo geniculado lateral (CGL) e do hipocampo (HPC) são mostrados. A estabilidade das unidades individuais mostrados na Figura 5B foi notável, que mostra formas de onda consistentes ao longo de um curso de vários dias. Estes neurónios foram confirmadas como neurónios LGN por ser sensível à luz emissora de diodo estimulação, como mostrado pelaperistimulus tempo histograma (PSTH) na Figura 5C. Nesta mesma preparação, HPC potencial de campo local foi registrado como um proxy para o estado comportamental. Esses traços mostrou ondulações acentuadas onda (Figura 5D), durante uma inibição comportamental, de acordo com a sua origem no hipocampo. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig1highres.jpg" /> Figura 1 Projetando a hipervelocidade, Solidworks. A. Esquema de uma secção coronal do cérebro do rato em A / P coordena -2,3 - -2,7 mm de bregma. Quatro polyimides individuais (300 mM) são desenhadas acima do córtex, o que ilustra a segmentação da região de LGN (vermelho) com eletrodos. B. Esboço do corpo design. Rotativo o contorno azul 180 ° resulta em um modelo de corpo de design 3D (no detalhe). C. A adição de slots de poliimida e unidade lida com o corpo design. Rotativo a highl vermelhocontornos ighted em B por 13 ° resulta em um half-slot de poliimida (superior esquerdo). Uma alça da unidade é adicionada através da rotação de contorno verde em B por 15 ° (canto superior direito). A segunda alça é adicionado usando a função padrão circular (canto inferior esquerdo). A mesma função pode ser usada para criar os 16 slots de meia poliimida (canto inferior direito). D. Um novo plano é adicionado ao projeto (em cima), que permite criar um novo esboço para o receptáculo microdrive, composta pelo orifício do parafuso, polyimides buraco e ferroviário anti-torque (em baixo). E. Esses recursos serão implementados no projeto usando as funções de corte e de extrusão e girava 360 ° para criar 16 recipientes. F. Dimensões do esboço peça superior (esquerda) e do modelo 3D (direita ). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51675/51675fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt= &quot;Figura 2&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 51675 / 51675fig2highres.jpg&quot; /&gt; Figura 2 Preparando a parte inferior da hipervelocidade. A. O primeiro tubo de poliimida é colocado fita dupla face. B. tubos subseqüentes são colocados individualmente, tendo o cuidado para minimizar o espaço entre os tubos. C. Após a primeira camada é colocada para fora , uma fina camada de cola de cianoacrilato é aplicado D. Uma segunda camada de poli-imidas é adicionado rapidamente antes de a cola é seca. E. No topo do feixe de poliimidas, um G cânula 26 é adicionado como um local para a fibra óptica. F . Toda a construção está firmemente fixada com uma gota de epóxi. G. Após a remoção da cânula, a construção pode ser cortado no meio com uma lâmina de barbear, obtendo-se dois pedaços de fundo idênticas. H. Ver na superfície de corte de uma acabado peça de fundo, que ilustra as duas filas de quatro poliimidaseo buraco para a fibra óptica. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51675/51675fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig3highres.jpg" /> Figura 3 Montagem da hipervelocidade. A. A matriz de poliimida é inserido no corpo rígido, e alinhado com a placa de interface eletrônica (BEI), utilizando a cânula 26 G. B. Uma pequena quantidade de epóxi é usado para fixar a matriz de poliimida para o corpo rígido. C. Uma segunda aplicação de epoxi pode ser necessária, após o que o excesso de epoxi deve ser dremeled distância D. vista superior do corpo rígido com a matriz inserido. E. Usando um pequeno pedaço de tubo de poliimida 33 L, o exterior tubos de guia estão ligados nas ranhuras correspondentes do corpo rígido. F. </strong&gt; Todos os tubos de guia exteriores devem ser mapeados para um trilho, tendo o cuidado para minimizar a tensão sobre os tubos. G. Depois de todos os tubos de guia exteriores são mapeados, eles devem ser protegidos com epóxi e corte um pouco acima do lábio interno. H. A Microdrive montagem, que consiste de um parafuso construído por encomenda, uma mola 5 mm e uma parte superior deve ser montado e colocado sobre um carril correspondente a um dos tubos de guia. I. Cada conjunto microdrive deve ser cuidadosamente aparafusado no corpo rígido. J. Após a montagem, cada tubo guia deve ter um microdrive correspondente K. Vista inferior da poliimida matriz L -.. M. Tubos de poliimida (0.005 &#39;) são inseridas em cada tubo guia exterior. N. Cada tubo guia interno deve caber confortavelmente no garfo dele é microdrive correspondente. O. Os tubos de poliamida internos são presos com epóxi para o Microdrive correspondente ecorte tão curto quanto possível. Depois de todos os tubos de guia interiores são epoxied, os tubos de guia interior que saem da matriz de poliamida devem ser cortados rente com o lábio da matriz. P. invertido visão macro da unidade durante o carregamento do tubo guia interior. Q. Top visão macro da unidade durante o carregamento do tubo guia interior. R. Totalmente montado hipervelocidade com o BEI ligado, pronto para ser carregado com eletrodos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51675/51675fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig4highres.jpg" /> . Figura 4 Preparando o cone de proteção modelo A. Cone impresso em papel transparência B -. D. A folha de alumínio é colada ao molde usando uma fina camada de epóxi. E. &lt;<html> / Forte&gt; Depois de cortar o molde, o cone é formado e coladas umas às outras com epóxi. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig5highres.jpg" /> Figura 5 gravações Multi-site usando a hipervelocidade ultralight de peso. Uma. Imagem de um rato comportando livremente com a hipervelocidade implantado. B. Exemplos de duas unidades de formas de onda único gravações deste mouse. C. Esquerda, corte coronal do cérebro do rato com destaque para o núcleo geniculado lateral, onde alguns dos eletrodos foram reduzidos. Certo, exemplo peristimulus histogramas de tempo (PSTHs) de dois neurônios LGN alinhados à estimulação visual (barra amarela). D. Direito, corte coronal com destaque para o hipocampo (HPC), onde um outro conjunto de eletrodos foram reduzidos. Certo, Exemplo de campo local, potencial de gravação de uma ondulação do hipocampo (destaque vermelho). nt &quot;fo: manter-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig6highres.jpg" /> Figura 6 Visão geral dos componentes de acionamento. (Esquerda) visão abrangente dos componentes Hyperdrive. (Direito) Ilustração de montagem na microdrive individual.

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Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Projeto e fabricação de Ultraleve Peso, ajustável Sondas Multi-eletrodo para gravações eletrofisiológicas em Ratos

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

design-fabrication-ultralight-weight-adjustable-multi-electrode

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.6K visualizações.  New York University Langone Medical Center. Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

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Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

As gravações eletrofisiológicas da via fibra Gigante da D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Neurociência

Multi-electrode Array Recordings of Neuronal Avalanches in Organotypic Cultures

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output. During development, this activity is important for the migration and differentiation of cortex cell types and the formation of neuronal connections1. In the mature animal, ongoing activity reflects the past and the present state of an animal into which sensory stimuli are seamlessly integrated to compute future actions. Thus, a clear understanding of the organization of ongoing i.e. spontaneous activity is a prerequisite to understand cortex function. 
Numerous recording techniques revealed that ongoing activity in cortex is comprised of many neurons whose individual activities transiently sum to larger events that can be detected in the local field potential (LFP) with extracellular microelectrodes, or in the electroencephalogram (EEG), the magnetoencephalogram (MEG), and the BOLD signal from functional magnetic resonance imaging (fMRI). The LFP is currently the method of choice when studying neuronal population activity with high temporal and spatial resolution at the mesoscopic scale (several thousands of neurons). At the extracellular microelectrode, locally synchronized activities of spatially neighbored neurons result in rapid deflections in the LFP up to several hundreds of microvolts. When using an array of microelectrodes, the organizations of such deflections can be conveniently monitored in space and time. 
Neuronal avalanches describe the scale-invariant spatiotemporal organization of ongoing neuronal activity in the brain2,3. They are specific to the superficial layers of cortex as established in vitro4,5, in vivo in the anesthetized rat 6, and in the awake monkey7. Importantly, both theoretical and empirical studies2,8-10 suggest that neuronal avalanches indicate an exquisitely balanced critical state dynamics of cortex that optimizes information transfer and information processing.
In order to study the mechanisms of neuronal avalanche development, maintenance, and regulation, in vitro preparations are highly beneficial, as they allow for stable recordings of avalanche activity under precisely controlled conditions. The current protocol describes how to study neuronal avalanches in vitro by taking advantage of superficial layer development in organotypic cortex cultures, i.e. slice cultures, grown on planar, integrated microelectrode arrays (MEA; see also 11-14).

A robust way to study neuronal avalanches, i.e. scale-invariant spatio-temporal activity bursts, indicative of critical state dynamics in cortex. Avalanches emerge spontaneously in developing superficial layers of cultured cortex which allows for long-term measurements of the activity with planar integrated multi-electrode arrays (MEA) under precisely controlled conditions.

Multieletrodos Recordings Array of Avalanches Neuronal em culturas organotípicas

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output.  During development, this activity is important for the ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Concepção e montagem de um Microdrive Ultra-leve motorizada para doenças crônicas Recordings Neurais em Pequenos Animais

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Dois registros eletrofisiológicos de sinapticamente evocadas Respostas astroglial e neuronal em fatias hipocampais agudas

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

A Computer-assisted Multi-electrode Patch-clamp System

The patch-clamp technique is today the most well-established method for recording electrical activity from individual neurons or their subcellular compartments. Nevertheless, achieving stable recordings, even from individual cells, remains a time-consuming procedure of considerable complexity. Automation of many steps in conjunction with efficient information display can greatly assist experimentalists in performing a larger number of recordings with greater reliability and in less time. In order to achieve large-scale recordings we concluded the most efficient approach is not to fully automatize the process but to simplify the experimental steps and reduce the chances of human error while efficiently incorporating the experimenter's experience and visual feedback. With these goals in mind we developed a computer-assisted system which centralizes all the controls necessary for a multi-electrode patch-clamp experiment in a single interface, a commercially available wireless gamepad, while displaying experiment related information and guidance cues on the computer screen. Here we describe the different components of the system which allowed us to reduce the time required for achieving the recording configuration and substantially increase the chances of successfully recording large numbers of neurons simultaneously.

Multi-electrode patch-clamp recordings constitute a complex task. Here we show how, by automating of many of the experimental steps, it is possible to accelerate the process leading to qualitative improvement in performance and number of recordings.

A Multi-eletrodo Sistema patch-clamp assistida por computador

The patch-clamp technique is today the most  well-established method for recording electrical activity from individual  neurons or their subcellular ...

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the stimulation parameters (e.g., orientation, field strength, and stimulation duration) need to be examined in mice brain slice preparations. Testing and arranging the orientation of the electrode relative to the position of the mice brain slice are feasible. The present method preserves the thalamocingulate pathway to evaluate the effect of DCS on anterior cingulate cortex seizure-like activities. The results of the multichannel array recordings indicated that cathodal DCS significantly decreased the amplitude of the stimulation-evoked responses and duration of 4-aminopyridine and bicuculline-induced seizure-like activity. This study also found that cathodal DCS applications at 15 min caused long-term depression in the thalamocingulate pathway. The present study investigates the effects of DCS on thalamocingulate synaptic plasticity and acute seizure-like activities. The current procedure can test the optimal stimulation parameters including orientation, field strength, and stimulation duration in an in vitro mouse model. Also, the method can evaluate the effects of DCS on cortical seizure-like activities at both the cellular and network levels.

Studies have shown that cathodal transcranial direct-current stimulation can produce suppressive effects on drug-resistant seizures. In this study, an in vitro experimental setup was devised in which the direct-current stimulation and multielectrode array recording of seizure-like activity were evaluated in mice brain slice preparation. The direct-current stimulation parameters were evaluated.

A estimulação de corrente contínua e Multi-eletrodo de gravação matriz de perda de consciência em Ratos Cérebro Slice Preparação

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using 'SpikeSorter'

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be user friendly with a graphical user interface, able to read data files in a variety of formats, and provide users with a flexible set of tools giving them the ability to detect and sort extracellular voltage waveforms from different units with some degree of reliability. Previously published spike sorting methods are now available in a software program, SpikeSorter, intended to provide electrophysiologists with a complete set of tools for sorting, starting from raw recorded data file and ending with the export of sorted spikes times. Procedures are automated to the extent this is currently possible. The article explains and illustrates the use of the program. A representative data file is opened, extracellular traces are filtered, events are detected and then clustered. A number of problems that commonly occur during sorting are illustrated, including the artefactual over-splitting of units due to the tendency of some units to fire spikes in pairs where the second spike is significantly smaller than the first, and over-splitting caused by slow variation in spike height over time encountered in some units. The accuracy of SpikeSorter's performance has been tested with surrogate ground truth data and found to be comparable to that of other algorithms in current development.

The article shows how to use the program SpikeSorter to detect and sort spikes in extracellular recordings made with multi-electrode arrays.

A Visual Guide to Classificando gravações eletrofisiológicas Usando &#39;SpikeSorter&#39;

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.

Full-cell Patch-clamp Gravações para determinação eletrofisiológica de Ion Selectivity em Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

zebrafish<em&gt; In Situ</em&gt; Spinal Cord Preparação para gravações eletrofisiológicas da Spinal Sensorial e Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, enabling the use of D. melanogaster molecular genetics to study inositol-lipid signaling and Transient Receptor Potential (TRP) channels at the single-molecule level. A handful of labs have mastered this powerful technique, which enables the analysis of the physiological responses to light under highly controlled conditions. This technique allows control over the intracellular and extracellular media; the membrane voltage; and the fast application of pharmacological compounds, such as a variety of ionic or pH indicators, to the intra- and extracellular media. With an exceptionally high signal-to-noise ratio, this method enables the measurement of dark spontaneous and light-induced unitary currents (i.e.&#160;spontaneous and quantum bumps) and macroscopic Light-induced Currents (LIC) from single D. melanogaster photoreceptors. This protocol outlines, in great detail, all the key steps necessary to perform this technique, which includes both electrophysiological and optical recordings. The fly retina dissection procedure for the attainment of intact and viable ex vivo isolated ommatidia in the bath chamber is described. The equipment needed to perform whole-cell and fluorescence imaging measurements are also detailed. Finally, the pitfalls in using this delicate preparation during extended experiments are explained.

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors enable the measurement of spontaneous dark bumps, quantum bumps, macroscopic responses to light, and current-voltage relationships under various conditions. In combination with D. melanogaster genetic manipulation tools, this method enables the study of the ubiquitous inositol-lipid signaling pathway and its target, the TRP channel.