We thank Donna Epps, histologist at Institute for Genomic Biology, University of Illinois Urbana-Champaign (UIUC), for her capable technical assistance in sample preparation and sectioning. This work was supported by a research grant to B.W. Fouke from the Office of Naval Research (N00014-00-1-0609). In addition, C.A.H. Miller received grants from the UIUC Department of Geology Wanless Fellowship, UIUC Department of Geology Leighton fund and UIUC Department of Geology Roscoe Jackson fieldwork fund. Interpretations presented in this manuscript are those of the authors and may not necessarily represent those of the granting institutions. We also thank the Caribbean Research and Management of Biodiversity (Carmabi) laboratory on Cura&#231;ao for their support and collaboration in collecting the coral tissue biopsy samples. We thank Claudia Lutz, IGB Media Communication Specialist for her able language correction.

HINWEIS: Reagenzien für Serienblockfläche Imaging von Coral Proben vorbereitet werden 1. Preinfiltration Wax <ol><li> Schmelzen 3,6 g STEARIN Flocken in einem Becherglas. Gut mischen auf einer heißen Platte (60-70 ° C). </li><li> Geben Sie 400 mg des Sudan IV (Wachs Hintergrundfluoreszenz zu minimieren). Gut mischen und warten, bis ein rot transparent Lösung erreicht wird. </li><li> 96 ml heißem hinzufügen geschmolzenem Paraffin (100%) und gut mischen. </li></ol> 1.2) Embedding Wax <ol><li> Schmelzen 7,2 g STEARIN Flocken in ein Becherglas geben und gut mischen auf einer heißen Platte (60-70 ° C). </li><li> Fügen Sie 0,8 g Sudan IV. Gut mischen und warten, bis ein rot transparent Lösung erreicht wird. </li><li> Fügen Paraffin-Granulat (162 g) und mischen, bis Paraffin vollständig schmilzt. </li><li> Fügen Sie 30 g weißes, körniges Vybar und Schmelze vollständig im selben Becher; einmal geschmolzen, zu mischen. </li><li> Lose schließen Sie die Glasflasche mit einem Deckel. Legen Sie die Glasflasche in einem 60 ° C Umluft oven, um die Zutaten in einem flüssigen Zustand zu halten. Führen Sie alle Infiltrationen in diesem Ofen. </li><li> Teilen Sie die Gesamtmenge der 200 ml rotem Wachs in zwei Glasflaschen von je 100 ml. Verwenden Sie eine aliquote Menge für die Infiltration und die andere für die endgültige Einbettung. </li></ol> 1.3) Embedding Coral Gewebe für Serial Blockfläche Imaging <ol><li> Waschen Sie die Korallenpolypen im Feld (SI Video 1) gesammelt und gespeichert (3-6 Monate bei 4-5 ° C in Para) in Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (3x 5 min) und zu entkalken, wenn bereit, abgebildet werden. Entkalken die Polypen in Excal Lösung für 24 Stunden oder bis, wie die Polypen sind völlig frei von CaCO 3. Inkubieren mehrere entkalkt Korallenpolypen als ein einzelner Block in einer 25, 50, 75 und 100% Ethanol-Serie, gefolgt von 1x Xylolersatz, um die Proben zu entwässern. </li><li> Platzieren der verarbeiteten Polypen in einem vorgeheizten Ofen 65 ° C, die 100% Xylol-Ersatz. Inkubation für 30 min zweimal von Changing bis frische Lösung. Richten Sie die Polypen in der Weise, dass die Spitze der Polypen nach unten zeigt und die Oberseite so flach wie möglich ist. </li><li> Machen Lösungen von 2: 1, 1: 1 und 1: 2 Xylolersatz und preinfiltration Wachs (Schritt 1.1) in 50 ml Falcon-Röhrchen. </li><li> Inkubieren Korallenpolypen mit diesen drei steigenden Konzentrationen von preinfiltration Wachs, gefolgt von 3x Inkubation in 100% preinfiltration Wachs für 30-60 min jeder Zeit. </li><li> Hinweis: Je nach der Dicke der Proben, Schritte 1.3.1-1.3.5 könnte mit längeren Zeitraum erhöht werden. </li><li> Bewegen Sie die Proben auf die Einbettung Wachs (siehe Schritt 1.2.6) nach 3x Inkubation in 100% preinfiltration Wachs. </li><li> Entfernen Sie die Einbettung Wachs nach 30 min. Ersetzen Sie mit frischen Einbettung Wachs und weiterhin Inkubation für mindestens 4 h bei 65 ° C. </li></ol> 1.4) Einbettung in rotem Wachs <ol><li> Fotografieren Sie den Block (das Edelstahlblech wo das weiße Wachs gelegt und oben auf dem die samweise platziert ist). Dies ist notwendig, denn wenn in dem Wachs eingebettet, wird die Lage der Probe unsichtbar wie die Einbettungs rotem Wachs undurchsichtig ist. </li><li> Legen Sie kleine Tropfen hohen Schmelzpunkt Wachs um den neuen vorgeheizten Edelstahl Einbettung Form und lassen Sie ihn abkühlen. Gießen Sie eine kleine Menge von frisch geschmolzenem Wachs Einbettung von zweiten Behälter, wie in Schritt 1.2.6 angegeben. </li><li> Positionieren Sie den Korallenpolypen schnell nach unten über dem weißen Wachs Punkt, dann ein Kunststoffprobenhalter auf das Edelstahlblech gießen und mehr Einbettung Wachs, so dass das Wachs kommt bis an die Oberfläche der Kunststoffform. </li><li> Nehmen Sie die gesamte Einrichtung von 65 ° C im Ofen und lassen Sie es auf einer Bank oder einem kühlen Oberfläche abkühlen, bis das Wachs komplett aushärtet. </li><li> Das kann dauern 6 Stunden bis zu zwei Tage. Legen Sie den Block in einem Kühlschrank bei 4 ° C getrocknet, vor Licht geschützt, zur Langzeitlagerung. </li></ol> 1.5) Schnitte an der seriellen Blockfläche einrichten <ol><li> Trim der Block und geschnitten 1 um Abschnitte mit Hilfe eines Mikrotoms. Sammeln Sie nicht die Abschnitte, wie sie wie Pulver zu werden. Denken Sie daran, wir sind bildgebende nur die Blockfläche. Die Probe wird angezeigt, wenn das weiße Wachs beginnt zu verschwinden. </li><li> Machen Sie Bilder von der glatten Blockfläche, die die Probe jedes Mal ein Abschnitt entfernt enthält. Fortfahren, bis die Korallen Polypen verschwindet wie in SI Video 2. </li><li> Record / Erfassen Sie die Bilder mit einem Monochrom-Kamera mit einem fluoreszierenden FITC-Filter zu holen die Autofluoreszenz der Chromatophoren / Korallenpolypen. Bild 3-4 entkalkt Kerne aus einzelnen Arten. </li></ol> 2. Imaging Korallen unter zwei-Photonen-Fluoreszenzmikroskopie <ol><li> Fix Korallenpolyp Kerne, die jeweils etwa 10-12 Polypen etwa einen Zentimeter im Durchmesser, in 4% Para am Ort der Sammlung (Küste), sobald sie unter Wasser geerntet. </li><li> Halten Proben bei 4 ° C bis zur Bildgebung. Gewaschen Kerne werden in th platzierte gleiche Lösung auf den Kopf in einem Deckglas Bodenschale (0,17 mm dick). </li><li> Mit Hilfe eines Zwei-Photonen-Laser bei 780 nm Anregung, Bild 3-4 Polypen bei zwei unterschiedlichen Vergrößerungen (Digitalzoom) mit einem 10-fach (0,3 NA) Ziel. Die Korallenpolyp Form und Höhe variiert zwischen den Proben (in der Regel 1-2 mm) und der Abbildungstiefe auch von den Arbeitsabstand des Abbildungsobjektivs beschränkt. </li><li> Verwenden Sie die Kachel-Scan-Modus auf etwa 25-100 (5 x 5 oder 10 x 10 Fliesen) mit 10 oder 20 um Intervall sammeln Bilder pro Brennebene in xy und 50-100 Bilder durch die z-Achse, in Höhe von rund 5.000-10.000 images / Korallenpolypen. </li><li> Bild drei vor vier Polypen Bereichen einen Kern und Korallenarten darstellen. HINWEIS: Die Bildaufnahmezeit variiert zwischen 2-5 h / Polypen-Bereich. </li><li> Speichern Sie alle Bilder im RAW-Datenformat auf der Festplatte des Systems als LSM 5. Render 3D in einem 3D-Bildanalyse und Rendering-Software. </li></ol> 3. 3D Volume Rendering und Visualization der SBFI und Zwei-Photonen-Fluoreszenzdaten Spectral <ol><li> Schneiden Sie das 2D-Daten, um die Dateigröße durch die Konzentration auf einen einzigen Polypen mit dem Quadrat Zuschneidetool im Programm reduzieren und kompilieren als einzelne TIFF-Datei (auch eine Verringerung der Dateigröße durch Speichern der Datei in 8-Bit-Format) in der Erfassungssoftware. </li><li> Öffnen Sie die Dateien zusammengefügt der SBFI Daten (in Schritt 1.5.1 gesammelt) oder die Fliesen mehrere z-Stapel von Zwei-Photonen-optische Schnitte (in Schritt 2.1.4 gesammelt) im Programm Imaris Surpass Modul unter Volumen-Algorithmus. </li><li> Projekt Das SBFI Daten in 3D mit einem Schattenprojektion gemacht. Neues isosurface Modus, in dem die Voxel Schwellenwert, um eine feste Oberflächenmuster (SI Video 3) erstellen. </li><li> Visualisierung der 3D-Projektionen mit einem Clipping-Ebene Algorithmus bei XY, XZ und YZ orthogonalen Modi, um 3D-Struktur und Form der Korallen zu offenbaren. </li><li> Animieren Sie die Projektionen mit einem Keyframe-Animation-Modul in der gleichen Imaris Programm (SI ViDEOS 3-7). </li><li> Video-Dateien zu erzeugen, bei 5% Kompression und erzeugen eine Film-Clips im AVI-Format mit Volumen (SI Videos 4 und 6), 3D und Isosurface Modalitäten (SI Videos 5 und 7). </li></ol>

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The authors declare no conflict of interests.

Korallenriff Forschung ist ein interdisziplinäres Forschungsanstrengungen, mit der gleichzeitigen Analyse physikalischen, chemischen und biologischen Phänomene, die in der Meeresumwelt betrieben werden. Die Studie von komplexen Korallenriff-Ökosysteme ist daher am besten innerhalb von ein &quot;Powers of Ten&quot; kontextuellen Rahmen (Abbildung 10) abgeschlossen. Diese Grafik zeigt, dass die Zusammenstellung Korallen Ökosystem umfasst eine breite Palette von Raumdimensionen (10 -9 bis 10...

Die globale Erwärmung und begleitenden Umweltveränderungen werden direkt, die die Gesundheit und die Verteilung der tropischen Meereskorallen 1-4. Mehreren Stößen eingehalten werden, einschließlich der Korallenbleiche und die Entstehung von Infektionskrankheiten 5-6. Allerdings werden genauere Vorhersage der Zukunft Korallen Reaktion auf diese Umweltbedrohungen erfordern, dass eine histologische &quot;Baseline&quot; eingerichtet werden, die Gewebemorphologie und Zellzusammensetzung und Verteilung für &quot;scheinbar gesunden&quot; Korallen definiert. Im Gegenzug &quot;belastet&quot; Korallen können dann quantitativ verglichen werden. Außerdem sollte diese Basislinie für die scheinbar gesunden Korallen unter einer Vielzahl von Umweltbedingungen festgelegt werden, so dass &quot;gesunde Reaktion&quot; kann auch über Umwelt Gradienten gemessen werden. Als ersten Schritt in Richtung Etablierung dieser Grundlinie, hat eine hochauflösende 3D-Studie, wie scheinbar gesunden Korallenpolyp Gewebe durchgeführt wordenMorphologie und zelluläre Zusammensetzung reagiert auf Anstieg der Wassertiefe (WD) und begleitende Abnahme der Sonneneinstrahlung Bestrahlungsstärke. Ergebnisse können dann verwendet werden, um ein umfassenderes Verständnis der Mechanismen Korallen Anpassung zu schaffen, sowie einen Einblick in die Korallen-Symbionten Entwicklung und die Verbesserung der Lichtsammel zu gewinnen. Steinkorallen (Scleractinia) sind Kolonialmarinewirbellose Tiere, die Gastgeber für eine komplexe Ansammlung von anderen Mikroorganismen, die gemeinsam als die Korallen holobiont 7-10 bezeichnet spielen. Die Forschung in der vorliegenden Studie durchgeführt, soll eine Reihe von innovativen Imaging-Technologien nutzen, um gleichzeitig zu verfolgen Änderungen mit zunehmender Wassertiefe in den Gewebe Pigmente und symbiotischen Zooxanthellen von scheinbar gesunden Wirtskorallen. Dadurch werden die erforderlichen vergleichenden Gewebezelle &quot;Baseline&quot; über eine bathymetrischen Gradienten für scheinbar gesunde Korallen und als Indikatoren von Korallen hea etablierenlth 10. Coral Pigmente, genannt Chromatophoren, zu handeln, um absorbieren, reflektieren, streuen, brechen, beugen, oder auf andere Weise mit einfallenden Sonnenstrahlung 11 stören. Die Zooxanthellen-Chromatophoren endosymbiontischen Beziehung hat die Koevolution von strategisch vorteilhafte Lichtsammel Optimierung und Skelettwachstumsstrategien sowie trophische Plastizität (Verschiebung Fütterungsstrategien hin-und her, um aus Autotrophie Heterotrophie) für die Korallen Tier 12 freigegeben. Die südliche Karibik-Insel Nation von Curaçao (früher Teil der Niederländischen Antillen) liegt etwa 65 km nördlich von Venezuela in der Ost-West verlaufenden Aruba-La Blanquilla Archipel (Abbildung 1A). Die 70 km lange Südküste von Curaçao beinhaltet eine kontinuierliche moderne und Miozän-Pliozän-Pleistozän-Holozän alten Korallenriff-Darm-Trakt 13,14. Die durchschnittliche Jahres SST auf Curaçao variiert etwa 3 ° C einnually, von einem Minimum von 26 ° C im Ende Januar zu einem Maximum von 29 ° C im Anfang September mit einer Jahresdurchschnittstemperatur von 27,5 ± 0,5 ° C (NOAA SST Data Sets, 2000-2010). Das Korallenriff an der Playa Kalki (12 ° 22&#39;31.63 &quot;N, 69 ° 09&#39;29.62&quot; W), in der Nähe der nordwestlichen Spitze der Curaçao (Abbildung 1A) liegen, wurde für die Probenahme gewählt, weil es vorher gut untersuchte und das war marine Ökosystem an diesem Standort wird in frischem Meerwasser nonpolluted 7,15-19 gebadet. . Zwei eng verwandte Arten Steinkoralle, M. annularis und M faveolata wurden für Experimente und Analysen in dieser Studie ausgewählt, da jede Spezies: (1) zeigt deutlich unterschiedliche und nicht überlappende bathymetrische Distributionen auf dem Riff-Darm-Trakt in Bezug auf die Schelfkante und die verbunden Carbonat Sedimentablagerungsräume (M. annularis Bereich = 0-10 m WD; M. faveolatarange = 10-20 m WD 20; 1B, 2A, 2B und); (2) ist ein gemeinsames Korallenriff Rahmen Bauer in der ganzen Karibik 21; und (3) gut untersuchten ökologischen, physiologischen und evolutionären Beziehungen 22. Feld Probenahme für die vorliegende Studie wurde unter Verwendung von Standardtechniken Tauchen Playa Kalki Offshore auf Curaçao durchgeführt. Ein flacher zu tiefen Wasser bathymetrische Transekt wurde gegründet, die sich über dem Regal lief, über die Schelfkante, und in die tiefen Wasser Vordergrund Riff-Umgebungen. (1) drei Einzel ~ 1 m Durchmesser Korallen von M.: scheinbar gesunden Korallen wurden dann für die Probenahme entlang dieser bathymetrische Transekt einschließlich identifiziert, annularis, von denen alle in 5 m Wassertiefe (WD); und (2) drei Einzel ~ 1 m Durchmesser Korallen von M. faveolata, von denen alle bei 12 m WD. Photosynthetisch aktive Strahlung (PAR) wurde als 33-36% P gemessenAR bei 5 m WD und 18-22% PAR 10 m WD. Probenahme wurde im Januar durchgeführt, wenn der SST betrug 26 ° C bei den Wassertiefen sowohl der 5 m und 12 m. Jede dieser sechs Korallen wurde in dreifacher Ausfertigung bei äquivalenten Raumpositionen abgetastet (dh., Etwa 45 ° nördlicher Breite auf jeder der sechs halbkugelförmigen Korallenköpfen). Jede einzelne Probe bestand aus einer 2,5 cm Durchmesser Korallengewebe-Skelett Stanzbiopsie, die mit einem Schlag gereinigt Bogen gesammelt wurde. Drei Korallengewebe-Skelett-Biopsien wurden auf Standard-SCUBA mit Handschuhen aus jeder der Korallen abgetastet (9 von M. annularis Kolonien in 5 m WD und 9 von M. faveolata bei 12 m WD). Unmittelbar nach Sammlung der Tiefe wurde jede Biopsie Kernprobe in ein steriles 50 ml-Polypropylen-Zentrifugenröhrchen gegeben, mit Schraubverschluss verschlossen und wieder an die Oberfläche. Das Meerwasser wurde aus jedem Zentrifugenröhrchen dekantiert und jeder Kern-Biopsie wurde dann eingetaucht, gespeichert und in 4% Paraformaldehyd transportiert. <p class=&quot;Jove_content&quot;&gt; SBFI Abbildungs ​​zuvor auf eine Vielzahl von biologischen Proben, einschließlich Ganzhirn-und Vollherz menschlichen Geweben, intakten Mausembryonen, Zebrafischembryos, und mehrere Arten von tierischen Proben mit intakten Knochen 23-30 durchgeführt. Die meisten dieser Studien genutzt optisch / Lichtmikroskopie mit entweder Fluoreszenz oder Hellfeld-Techniken. Studien haben jedoch bei ultra-hohen Vergrößerungen mit Rasterelektronen-Serienblock Gesicht Bildgebung in der Vergangenheit 31 durchgeführt worden. In der vorliegenden Studie wurde eine modifizierte SBFI Protokoll entwickelt worden und Korallen zum ersten Mal angewendet. Da M. annularis und M. faveolata Korallenpolypen sind 1-2 mm in der Dicke, würde keine der Routine Lichtmikroskopie-Techniken der Lage sein, zu durchdringen die gesamte Dicke der Korallenpolypen Gewebe. Deshalb haben wir SBFI Probenvorbereitung Protokoll speziell für Korallenproben konzipiert. Darüber hinaus haben wir kunden ein Stereomikroskop Halter entwickelt, Die motorisiert ist, in beiden Richtungen x und y zu bewegen. Diese Vorrichtung nimmt Bilder der Blockseitenfläche der Probe zu sammeln, anstatt die Abschnitte unter Verwendung eines Mikrotoms in regelmäßigen vor dem Mikroskop. Wir führten auch eine andere nichtlineare optische Zwei-Photonen-mikroskopische Technik, um Bild die gleichen Korallenpolypen über die gesamte Dicke der Korallengewebe. Dies überwindet die Beschränkungen von SBFI in Bezug Entkalkung und der Möglichkeit von Veränderungen der Gewebemorphologie und des Volumens (Schrumpfung), die durch die Probenvorbereitung (Dehydratation) und Verarbeitungsprotokolle induziert werden können auferlegt. Außerdem wurden die Emissionsprofile von den Korallen spektral aufgelöst, ihre Spitzenemissionen und Variationen zwischen den Chromatophoren und der photosynthetischen Zooxanthellen identifizieren. Diese Ergebnisse wurden im Rahmen der verwendeten Methode und ihre individuellen Vorteile in Bezug auf Akquisitionszeit, Analysezeit, und die Fähigkeit, feine Strukturdetails, ohne Kompromisse zu lösen str bewertetuctural Integrität des Korallengewebe.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Coral Tissue Skeleton</td>
			<td>None</td>
			<td>None</td>
			<td>2.5 cm Biopsy from natural habitat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arch Punch Coring Device</td>
			<td>C.S. Osborne and Company</td>
			<td>No. 149</td>
			<td>For Coral biopsy collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>RT 15700</td>
			<td>16% Pre-diluted</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Histoclear/Safeclear II</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>RT 64111-04</td>
			<td>Non-Toxic alternate to Xylene, Dehydration and Deparafinization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene and Ethanol</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>Dehydration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin Wax</td>
			<td>Richard Allen Scientific</td>
			<td>Type H REF 8338</td>
			<td>Infiltration solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vybar</td>
			<td>The Candle Maker</td>
			<td>None</td>
			<td>Component of Red Wax</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stearin</td>
			<td>The Candle Maker</td>
			<td>None</td>
			<td>Component of Red Wax</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sudan IV</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>S667-25</td>
			<td>Red Wax-Opaque background</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wheat Germ Agglutinin (WGA)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>W32466</td>
			<td>For labeling&#160; Coral Mucus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolong Gold</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>P36095</td>
			<td>Anti-fade mounting media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoro Dish</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>FD-35-100</td>
			<td>For two-photon imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XY Motor, Driver and Controller</td>
			<td>Lin Engineering</td>
			<td>211-13-01R0, R325, R256-RO</td>
			<td>XY Translational Movement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot Plate</td>
			<td>Corning</td>
			<td>DC-220</td>
			<td>Melting all wax</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Convection Oven</td>
			<td>Yamato</td>
			<td>DX-600</td>
			<td>Infiltration and Embedding</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Processor</td>
			<td>Leica</td>
			<td>ASP 300</td>
			<td>Dehydration, Infiltration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>RM2055</td>
			<td>Disposable knifes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>Stereolumar V 12</td>
			<td>1.5x (30 mm WD) Objective</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescence Microscope with ApoTome</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>Axiovert M 200, ApoTome I System</td>
			<td>Imaging thin section of a polyp: Zooxanthellae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Axiocam camera</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>MRm</td>
			<td>Monochrome camera 1388x1040 pixels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Axiovision Software</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>Version 4.8</td>
			<td>Image acquisition program</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Two-Photon Laser</td>
			<td>Spectraphysics</td>
			<td>Maitai eHP, pulsed laser (70 fs)</td>
			<td>With DeepSee module</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser Scanning Microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>LSM 710 with Spectral Detector</td>
			<td>34 channel PMT detection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zen Software</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>2010 or above</td>
			<td>for two-photon and spectral image acquisition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaris Suite Software</td>
			<td>Bitplane, Inc.,</td>
			<td>Version 7.0 or above</td>
			<td>3D Volume, Iso-surface Rendering, Visualization</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

multimodal optical microscopy methods reveal polyp tissue morphology and structure in caribbean reef building corals

Eine integrierte Suite von bildgebenden Verfahren wurde angewendet, um die dreidimensionale (3D) Morphologie und Zellstruktur der Polyp Gewebe, die die Karibik Riff Gebäude Korallen Montastraea annularis und M. bestimmen faveolata. Diese Ansätze sind Fluoreszenzmikroskopie (FM), serielle Blockfläche Bildgebung (SBFI) und Zwei-Photonen-Laser-Scanning-Mikroskopie konfokalen (TPLSM). SBFI bietet tiefe Gewebe-Bildgebung nach körperlicher Schnitte; es beschreibt die Gewebeoberfläche Textur und 3D-Visualisierung, um Gewebetiefen von mehr als 2 mm. Ergänzende FM und TPLSM Ausbeute ultra-hochauflösende Bilder von Gewebezellstruktur. Ergebnisse: (1) bisher nicht gemeldet gelappten Gewebe identifiziert Morphologien an der Außenwand der einzelnen Korallenpolypen und (2) hat die ersten Oberflächenkarten der 3D-Verteilung und Gewebedichte von Chromatophoren und Algen-wie Dinoflagellaten Zooxanthellen Endosymbionten. Spektrale Absorptions Erbseks von 500 nm und 675 nm, legen nahe, dass M. annularis und M. faveolata enthalten ähnliche Arten von Chlorophyll und Chromatophoren. Allerdings, M. annularis und M. faveolata signifikante Unterschiede in der Gewebedichte und 3D-Verteilung dieser Schlüssel zellulären Komponenten. Diese Studie mit Schwerpunkt auf bildgebenden Verfahren zeigt, dass SBFI ist äußerst nützlich für die Analyse großer mm-Skala Proben entkalkt Korallengewebe. Kostenlose FM und TPLSM zeigen subtile Submillimeter Skala Veränderungen der zellulären Verteilung und Dichte in nondecalcified Korallen Gewebeproben. Die Technik erlaubt TPLSM: (1) minimal-invasive Probenvorbereitung, (2) überlegene optische Schnitte Fähigkeit, und (3) minimale Lichtabsorption und Streuung, während immer noch erlaubt tiefe Gewebe-Bildgebung.

Ein kundenspezifisches SBFI Gerät (speziell für die vorliegende Studie hergestellt; Abbildung 3) produzierte die ersten detaillierten 3D-Karten mit plastischer Höhen (DHM) der äußeren Oberflächenstruktur und die Morphologie des M. annularis und M. faveolature Korallenpolypen (Abbildung 4 und SI Videos 1-2). Dies ergab Bilder von bisher nicht beschriebene gestapelt Lappen Korallengewebe konzentrisch nach außen strahlenförmig von der Mitte jeder ...

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Multimodal Optical Microscopy Methods Reveal Polyp Tissue Morphology and Structure in Caribbean Reef Building Corals

Eine integrierte Suite von bildgebenden Verfahren wurde angewandt, um Polypen Morphologie und Gewebestruktur in der Karibik Korallen Montastraea annularis und M. bestimmen faveolata. Fluoreszenz, Serienblock Gesicht und Zwei-Photonen-Laser-Scanning-Mikroskopie konfokalen haben gelappten Struktur, Polypen Wände, und die geschätzte Chromatophoren und Zooxanthellen Dichten und Verteilungen identifiziert.

Multimodale Optische Mikroskopie Methoden Reveal Polyp Gewebemorphologie und Struktur in der Karibik Korallen-Riff-Gebäude

An integrated suite of imaging techniques has been applied to determine the three-dimensional (3D) morphology and cellular structure of polyp tissues ...

multimodal-optical-microscopy-methods-reveal-polyp-tissue-morphology

Research

JoVE Journal

Environment

12.2K Aufrufe.  University of Illinois at Urbana-Champaign.  Eine integrierte Suite von bildgebenden Verfahren wurde angewandt, um Polypen Morphologie und Gewebestruktur in der Karibik Korallen Montastraea annularis und M. bestimmen faveolata. Fluoreszenz, Serienblock Gesicht und Zwei-Photonen-Laser-Scanning-Mikroskopie konfokalen haben gelappten Struktur, Polypen Wände, und die geschätzte Chromatophoren und Zooxanthellen Dichten und Verteilungen identifiziert. 

Serie: Multimodal Optical Microscopy Methods Reveal Polyp Tissue Morphology and Structure in Caribbean Reef Building Corals

Optimized Negative Staining: a High-throughput Protocol for Examining Small and Asymmetric Protein Structure by Electron Microscopy

Structural determination of proteins is rather challenging for proteins with molecular masses between 40 - 200 kDa. Considering that more than half of natural proteins have a molecular mass between 40 - 200 kDa1,2, a robust and high-throughput method with a nanometer resolution capability is needed. Negative staining (NS) electron microscopy (EM) is an easy, rapid, and qualitative approach which has frequently been used in research laboratories to examine protein structure and protein-protein interactions. Unfortunately, conventional NS protocols often generate structural artifacts on proteins, especially with lipoproteins that usually form presenting rouleaux artifacts. By using images of lipoproteins from cryo-electron microscopy (cryo-EM) as a standard, the key parameters in NS specimen preparation conditions were recently screened and reported as the optimized NS protocol (OpNS), a modified conventional NS protocol 3 . Artifacts like rouleaux can be greatly limited by OpNS, additionally providing high contrast along with reasonably high&#8208;resolution (near 1 nm) images of small and asymmetric proteins. These high-resolution and high contrast images are even favorable for an individual protein (a single object, no average) 3D reconstruction, such as a 160 kDa antibody, through the method of electron tomography4,5. Moreover, OpNS can be a high&#8208;throughput tool to examine hundreds of samples of small proteins. For example, the previously published mechanism of 53 kDa cholesteryl ester transfer protein (CETP) involved the screening and imaging of hundreds of samples 6. Considering cryo-EM rarely successfully images proteins less than 200 kDa has yet to publish any study involving screening over one hundred sample conditions, it is fair to call OpNS a high-throughput method for studying small proteins. Hopefully the OpNS protocol presented here can be a useful tool to push the boundaries of EM and accelerate EM studies into small protein structure, dynamics and mechanisms.

More than half of proteins are small proteins (molecular mass &#60;200 kDa) that are challenging for both electron microscope imaging and three-dimensional reconstructions. Optimized negative staining is a robust and high-throughput protocol to obtain high contrast and relatively high resolution (~1 nm) images of small asymmetric proteins or complexes under different physiological conditions.

Optimierte negative Färbung: ein Hochdurchsatz-Protokoll für die Prüfung kleiner und asymmetrische Proteinstruktur durch Elektronenmikroskopie

Structural determination of proteins is rather challenging for proteins with molecular masses between 40 - 200 kDa. Considering that more than half of ...

Forschung

Umwelt

Methods of Soil Resampling to Monitor Changes in the Chemical Concentrations of Forest Soils

Recent soils research has shown that important chemical soil characteristics can change in less than a decade, often the result of broad environmental changes. Repeated sampling to monitor these changes in forest soils is a relatively new practice that is not well documented in the literature and has only recently been broadly embraced by the scientific community. The objective of this protocol is therefore to synthesize the latest information on methods of soil resampling in a format that can be used to design and implement a soil monitoring program. Successful monitoring of forest soils requires that a study unit be defined within an area of forested land that can be characterized with replicate sampling locations. A resampling interval of 5 years is recommended, but if monitoring is done to evaluate a specific environmental driver, the rate of change expected in that driver should be taken into consideration. Here, we show that the sampling of the profile can be done by horizon where boundaries can be clearly identified and horizons are sufficiently thick to remove soil without contamination from horizons above or below. Otherwise, sampling can be done by depth interval. Archiving of sample for future reanalysis is a key step in avoiding analytical bias and providing the opportunity for additional analyses as new questions arise.

Repeated soil sampling has recently been shown to be an effective way to monitor forest soil change over years and decades. To support its use, a protocol is presented that synthesizes the latest information on soil resampling methods to aid in the design and implementation of successful soil monitoring programs.

Methoden der Boden Resampling zur Überwachung von Veränderungen in der chemischen Konzentrationen von Waldböden

Recent soils research has shown that important chemical soil characteristics can change in less than a decade, often the result of broad environmental ...

Building Double-decker Traps for Early Detection of Emerald Ash Borer

Emerald ash borer (EAB) (Agrilus planipennis Fairmaire), the most destructive forest insect to have invaded North America, has killed hundreds of millions of forest and landscape ash (Fraxinus spp.) trees. Several artificial trap designs to attract and capture EAB beetles have been developed to detect, delineate, and monitor infestations. Double-decker (DD) traps consist of two corrugated plastic prisms, one green and one purple, attached to a 3 m tall polyvinyl chloride (PVC) pipe supported by a t-post. The green prism at the top of the PVC pipe is baited with cis-3-hexenol, a compound produced by ash foliage. Surfaces of both prisms are coated with sticky insect glue to capture adult EAB beetles. Double-decker traps should be placed near ash trees but in open areas, exposed to sun. Double-decker trap construction and placement are presented here, along with a summary of field experiments demonstrating the efficacy of DD traps in capturing EAB beetles. In a recent study in sites with relatively low EAB densities, double-decker traps captured significantly more EAB than green or purple prism traps or green funnel traps, all of which are designed to be suspended from a branch in the canopy of ash trees. A greater percentage of double decker traps were positive, i.e., captured at least one EAB, than the prism traps or funnel traps that were hung in ash tree canopies.

Effective traps to attract and capture the emerald ash borer (EAB) are a key element of detecting and managing this invasive pest. Double-decker traps, placed in full sun near ash trees, incorporate visual and olfactory cues and were more likely to capture EAB than other trap designs in field trials.

Aufbau Doppeldecker fallen zur frühzeitigen Erkennung von Emerald Ash Borer

Emerald ash borer (EAB) (Agrilus planipennis Fairmaire), the most destructive forest insect to have invaded North America, has killed hundreds of millions ...

Bioindication Testing of Stream Environment Suitability for Young Freshwater Pearl Mussels Using In Situ Exposure Methods

Knowledge of habitat suitability for freshwater mussels is an important step in the conservation of this endangered species group. We describe a protocol for performing in situ juvenile exposure tests within oligotrophic river catchments over one-month and three-month periods. Two methods (in both modifications) are presented to evaluate the juvenile growth and survival rate. The methods and modifications differ in value for the locality bioindication and each has its benefits as well as limitations. The sandy cage method works with a large set of individuals, but only some of the individuals are measured and the results are evaluated in bulk. In the mesh cage method, the individuals are kept and measured separately, but a low individual number is evaluated. The open water exposure modification is relatively easy to apply; it shows the juvenile growth potential of sites and can also be effective for water toxicity testing. The within-bed exposure modification needs a high workload but is closer to the conditions of a natural juvenile environment and it is better for reporting the real suitability of localities. On the other hand, more replications are needed in this modification due to its high-hyporheic environment variability.

Bioindication Testing of Stream Environment Suitability for Young Freshwater Pearl Mussels Using In Situ Exposure Methods

In situ bioindications enable determination of the suitability of an environment for endangered mussel species. We describe two methods based on the juvenile exposure of freshwater pearl mussels in cages to oligotrophic river habitats. Both methods are implemented in variants for open water and hyporheic water environments.

Bioindikation Prüfung von Stream Umwelt Eignung für junge Süßwasser Perle Miesmuscheln mit In Situ Belichtungsmethoden

Knowledge of habitat suitability for freshwater mussels is an important step in the conservation of this endangered species group. We describe a protocol ...

Fabrication of Anisotropic Polymeric Artificial Antigen Presenting Cells for CD8+ T Cell Activation

Artificial antigen presenting cells (aAPC) are a promising platform for immune modulation due to their potent ability to stimulate T cells. Acellular substrates offer key advantages over cell-based aAPC, including precise control of signal presentation parameters and physical properties of the aAPC surface to modulate its interactions with T cells. aAPC constructed from anisotropic particles, particularly ellipsoidal particles, have been shown to be more effective than their spherical counterparts at stimulating T cells due to increased binding and larger surface area available for T cell contact, as well as reduced nonspecific uptake and enhanced pharmacokinetic properties. Despite increased interest in anisotropic particles, even widely accepted methods of generating anisotropic particles such as thin-film stretching can be challenging to implement and use reproducibly.
To this end, we describe a protocol for the rapid, standardized fabrication of biodegradable anisotropic particle-based aAPC with tunable size, shape, and signal presentation for T cell expansion ex vivo or in vivo, along with methods to characterize their size, morphology, and surface protein content, and to assess their functionality. This approach to fabricating anisotropic aAPC is scalable and reproducible, making it ideal for generating aAPC for &#34;off-the-shelf&#34; immunotherapies.

Here, we present a protocol to quickly and reproducibly generate biologically inspired, biodegradable articifical antigen presenting cells (aAPC) with tunable size, shape, and surface protein presentation for T cell expansion ex vivo or in vivo.

Herstellung von anisotropen Polymeren künstliche antigenpräsentierende Zellen für CD8 + T-Zell-Aktivierung

Artificial antigen presenting cells (aAPC) are a promising platform for immune modulation due to their potent ability to stimulate T cells. Acellular ...

Automated 3D Optical Coherence Tomography to Elucidate Biofilm Morphogenesis Over Large Spatial Scales

Biofilms are a most successful microbial lifestyle and prevail in a multitude of environmental and engineered settings. Understanding biofilm morphogenesis, that is the structural diversification of biofilms during community assembly, represents a remarkable challenge across spatial and temporal scales. Here, we present an automated biofilm imaging system based on optical coherence tomography (OCT). OCT is an emerging imaging technique in biofilm research. However, the amount of data that currently can be acquired and processed hampers the statistical inference of large scale patterns in biofilm morphology. The automated OCT imaging system allows covering large spatial and extended temporal scales of biofilm growth. It combines a commercially available OCT system with a robotic positioning platform and a suite of software solutions to control the positioning of the OCT scanning probe, as well as the acquisition and processing of 3D biofilm imaging datasets. This setup allows the in situ and non-invasive automated&#160;monitoring of biofilm development and may be further developed to couple OCT imaging with macrophotography and microsensor profiling.

Microbial biofilms form complex architectures at interphases and develop into highly scale-dependent spatial patterns. Here, we introduce an experimental system (hard- and software) for the automated acquisition of 3D optical coherence tomography (OCT) datasets. This toolset allows the non-invasive and multi-scale characterization of biofilm morphogenesis in space and time.

Automatisierte 3D-Optische Kohärenztomographie zur Aufklärung der Biofilmmorphogenese über große räumliche Skalen

Biofilms are a most successful microbial lifestyle and prevail in a multitude of environmental and engineered settings. Understanding biofilm ...

Split Point Analysis and Uncertainty Quantification of Thermal-Optical Organic/Elemental Carbon Measurements

Researchers from myriad fields frequently seek to quantify and classify concentrations of carbonaceous aerosols as organic carbon (OC) or elemental carbon (EC). This is commonly accomplished using thermal-optical OC/EC analyzers (TOAs), which enable measurement via controlled thermal pyrolysis and oxidation under specific temperature protocols and within constrained atmospheres. Several commercial TOAs exist, including a semi-continuous instrument that enables on-line analyses in the field. This instrument employs an in-test calibration procedure that requires relatively frequent calibration. This article details a calibration protocol for this semi-continuous TOA and presents an open-source software tool for data analysis and rigorous Monte Carlo quantification of uncertainties. Notably, the software tool includes novel means to correct for instrument drift and identify and quantify the uncertainty in the OC/EC split point. This is a significant improvement on the uncertainty estimation in the manufacturer&#8217;s software, which ignores split point uncertainty and otherwise uses fixed equations for relative and absolute errors (generally leading to under-estimated uncertainties and often yielding non-physical results as demonstrated in several example data sets). The demonstrated calibration protocol and new software tool enabling accurate quantification of combined uncertainties from calibration, repeatability, and OC/EC split point are shared with the intent of assisting other researchers in achieving better measurements of OC, EC, and total carbon mass in aerosol samples.

This article presents a protocol and software tool for the quantification of uncertainties in the calibration and data analysis of a semi-continuous thermal-optical organic/elemental carbon analyzer.

Split Point Analyse und Unsicherheit Quantifizierung von thermisch-optischen organischen/elementaren Kohlenstoffmessungen

Researchers from myriad fields frequently seek to quantify and classify concentrations of carbonaceous aerosols as organic carbon (OC) or elemental carbon ...

Leaf Area Index Estimation Using Three Distinct Methods in Pure Deciduous Stands

Accurate estimations of leaf area index (LAI), defined as half of the total leaf surface area per unit of horizontal ground surface area, are crucial for describing the vegetation structure in the fields of ecology, forestry, and agriculture. Therefore, procedures of three commercially used methods (litter traps, needle technique, and a plant canopy analyzer) for performing LAI estimation were presented step-by-step. Specific methodological approaches were compared, and their current advantages, controversies, challenges, and future perspectives were discussed in this protocol. Litter traps are usually deemed as the reference level. Both the needle technique and the plant canopy analyzer (e.g., LAI-2000) frequently underestimate LAI values in comparison with the reference. The needle technique is easy to use in deciduous stands where the litter completely decomposes each year (e.g., oak and beech stands). However, calibration based on litter traps or direct destructive methods is necessary. The plant canopy analyzer is a commonly used device for performing LAI estimation in ecology, forestry, and agriculture, but is subject to potential error due to foliage clumping and the contribution of woody elements in the field of view (FOV) of the sensor. Eliminating these potential error sources was discussed. The plant canopy analyzer is a very suitable device for performing LAI estimations at the high spatial level, observing a seasonal LAI dynamic, and for long-term monitoring of LAI.

An accurate estimation of leaf area index (LAI) is crucial for many models of material and energy fluxes within plant ecosystems and between an ecosystem and the atmospheric boundary layer. Therefore, three methods (litter traps, needle technique, and PCA) for taking precise LAI measurements were in the presented protocol.

Leaf Area Index Estimation mit drei unterschiedlichen Methoden in reinen Laubständen

Accurate estimations of leaf area index (LAI), defined as half of the total leaf surface area per unit of horizontal ground surface area, are crucial for ...

Fluorescently Labeled Bacteria as a Tracer to Reveal Novel Pathways of Organic Carbon Flow in Aquatic Ecosystems

Elucidating trophic interactions, such as predation and its effects, is a frequent task for many researchers in ecology. The study of microbial communities has many limitations, and determining a predator, prey, and predatory rates is often difficult. Presented here is an optimized method based on the addition of fluorescently labelled prey as a tracer, which allows for reliable quantitation of the grazing rates in aquatic predatory eukaryotes and estimation of nutrient transfer to higher trophic levels.

Presented here is a protocol for a single-cell, epifluorescence microscopy-based technique to quantify grazing rates in aquatic predatory eukaryotes with high precision and taxonomic resolution.

Fluoreszierend markierte Bakterien als Tracer, um neuartige Wege des organischen Kohlenstoffflusses in aquatischen Ökosystemen zu enthüllen

Elucidating trophic interactions, such as predation and its effects, is a frequent task for many researchers in ecology. The study of microbial ...

Standardized Methods for Measuring Induction of the Heat Shock Response in Caenorhabditis elegans

The heat shock response (HSR) is a cellular stress response induced by cytosolic protein misfolding that functions to restore protein folding homeostasis, or proteostasis. Caenorhabditis elegans occupies a unique and powerful niche for HSR research because the HSR can be assessed at the molecular, cellular, and organismal levels. Therefore, changes at the molecular level can be visualized at the cellular level and their impacts on physiology can be quantitated at the organismal level. While assays for measuring the HSR are straightforward, variations in the timing, temperature, and methodology described in the literature make it challenging to compare results across studies. Furthermore, these issues act as a barrier for anyone seeking to incorporate HSR analysis into their research. Here, a series of protocols is&#160;presented for measuring induction of the HSR in a robust and reproducible manner with RT-qPCR, fluorescent reporters, and an organismal thermorecovery assay. Additionally, we show that a widely used thermotolerance assay is not dependent on the well-established master regulator of the HSR, HSF-1, and therefore should not be used for HSR research. Finally, variations in these assays found in the literature are discussed and best practices are proposed to help standardize results across the field, ultimately facilitating neurodegenerative disease, aging, and HSR research.

Standardized Methods for Measuring Induction of the Heat Shock Response in Caenorhabditis elegans

Here, standardized protocols are presented to assess induction of the heat shock response (HSR) in Caenorhabditis elegans using RT-qPCR at the molecular level, fluorescent reporters at the cellular level, and thermorecovery at the organismal level.

Standardisierte Methoden zur Messung der Induktion der Hitzeschockreaktion bei Caenorhabditis elegans

The heat shock response (HSR) is a cellular stress response induced by cytosolic protein misfolding that functions to restore protein folding homeostasis, ...