Wir möchten die FCCC Versuchstierhaltung für ihre Unterstützung bei diesem Projekt zu bestätigen. Wir danken Wolfe Laboratories, Inc. für ihre Unterstützung bei der Analyse von Paclitaxel in Plasma und Gewebe. Diese Arbeit wurde vom National Institutes of Health gewährt K01CA120091 zu EHB und CA06927 Fox Chase Cancer Center unterstützt.

Dieses Protokoll wurde von der Fox Chase Cancer Center Institutional Animal Care und Use Committee und von der Versuchstierhaltung genehmigt worden, und die in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Instituts für humane Behandlung von Tieren sein. 1. Vorab Vorbereitung <ol><li> Herstellung von Katheter: Vorbereiten eines Katheters aus einer kurzen Länge von Polyethylenschlauch, modifiziert, um eine verdünnte, abgestumpfte Ende (3A) zu bilden. Machen Sie mehrere Katheter im Voraus und sparen auf unbestimmte Zeit. <ol><li> Zünden Sie eine Bunsenbrenner, und stellen Sie eine niedrige stetige Flamme zu etablieren. Halten Schlauch der Nähe von Flammen zu Polyethylen erweichen. Wenn Schläuche zu schmelzen beginnt, langsam auseinander ziehen die beiden Enden um einen verdünnten Schlauchabschnitt, etwa 0,25 mm OD erstellen. </li><li> Schneiden Sie ein abgeschrägtes Ende etwa 0,75 cm entlang Dünnschliff. Dies stellt sicher, genug Schläuche in Arterie befestigt werden, ohne dass eine überlange Katheters. HINWEIS: Eine lange dünne Ende auf the Katheter hat eine Neigung zu verstopfen. Eine übermäßig lange Ende kann auch genügend Flüssigkeit zu halten, um Flüssigkeitsvolumenkapazität des Katheters wesentlich ändern. </li><li> Blunt die abgeschrägte Ende durch schnelles Durchlaufen der Flamme - wenn sie richtig erhitzt, wird das Ende leicht abgerundet und erweitert. Die Spitze Haken leicht zurück, das hilft zu verankern Sie den Schlauch beim Einführen in die Arterie. </li><li> Schneiden Sie den Schlauch 6,0 cm von dem Punkt, wo es um dünne beginnt. Das macht einen sehr überschaubar Katheter, also lange genug, um bis zum Austritt aus dem Hals fädeln und zu halten und arbeiten mit komfortabel, aber kurz genug, um die Maus vom nagt an Schlauchüber oder erfordern zu viel zusätzliche Infusionsvolumen um anfängliche Salz löschen verhindern . </li><li> Bereiten Sie eine Spritze von etwa 0,2 ml Heparin-Lösung, gekrönt mit einem stumpfen Nadel. Die Nadel in das breite Ende des Katheters (3B). Füllen Katheter mit Heparin, wobei Sie darauf achten, um sicherzustellen, dass es keine Luftblasen inder Schlauch. Stellen Sie die Heparinspritze und Katheter beiseite auf einem sterilen Bereich. Katheter sterilisiert durch Gamma-Bestrahlung, indem Katheter (s) in einer Petrischale, und Aussetzen an 20 Gy Gammastrahlung. Wenn Sie keinen Zugang zu einer Gammastrahlungsquelle, mit Ihrem Tieranlage, andere Mittel der Sterilisation, wie Gas- oder chemischen Sterilisation zu untersuchen. Nicht autoklavieren, wie Polyethylen kann nicht hitzesterilisiert werden. </li></ol></li><li> Schaffung einer Salz Leitung (3B). <ol><li> Bereiten Sie eine zweite Spritze von etwa 0,5 ml steriler Kochsalzlösung, wobei Sie darauf achten, eine blasenfreie Linie zu gewährleisten. </li><li> Schneiden Sie ein zweites Rohrstück, ca. 15 cm, und rutschen auf den abgestumpften Spritzennadel. Bringen Sie einen Steckeranschluss an das freie Ende des Schlauchs. </li><li> Testen Sie, dass Strom von Kochsalzlösung ist unbehindert durch reibungslos voran ein kleines Volumen Kochsalzlösung durch die Leitung. Verwenden Sie diese Salz Führung nach Einführen des Katheters, um die Strömung durch überprüfender Katheter und die Leitung von Blut zu spülen. Stellen Sie die Kochsalzspritze beiseite auf einem sterilen Bereich. </li></ol></li><li> Vor der Operation, Sterilisieren durch Autoklavieren Maschinen, oder auch durch Gassterilisation oder Sterilisation Glasperle. </li><li> Bereiten sterilen OP-Bereich. <ol><li> Wischbank und Mikroskop Oberflächen mit Desinfektionsmittel, wie 70% Ethanol oder Chlordioxid. Bedecken Bank und Mikroskopbasis mit einem sauberen Einweg, saugfähige Unterlage. </li><li> Vorbereitung einer chirurgischen Platte durch Abdecken mit zwei Schichten sauberes, saugfähiges Papier, fest mit einem Klebeband befestigt. </li></ol></li><li> Legen Sie alle chirurgische Versorgung (wie in Materialliste zugeordnet), so dass sie leicht zugänglich sind. <ol><li> Cut drei Längen steriles Naht, je 8 cm, und beiseite mit anderen Lieferungen eingestellt. Platzieren Sie einen Hafen, in dem es leicht verfügbar sein (3B). </li></ol></li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Vorbereitung der Tiere <ol><li> Anesthetize Maus durch Exposition gegenüber 2-3% Isofluran in der Anästhesie Kammer Präzision Verdampfer verbunden. Zurückzutreten Maus aus der Kammer, und rasieren Haare von der Maus Hals / Oberkörper, und unter dem rechten Ohr (Ort der Katheter Ausfahrt). Verwalten Veterinär Petrolatum Augensalbe die Augen bis zur Trockenheit während der Narkose zu verhindern. Stellen Sie sicher, das Tier nicht bei chirurgischen Präparate erwecken, indem Maus genügend Zeit in der Inhalationskammer vor prep (mindestens zwei Minuten), oder durch die Gabe von Isofluran zu Maus mittels einer Nasenkegel während prep. Rück Maus Anästhesie Kammer. </li><li> Wenn die Maus ausreichend inert, bewegen, um sterile OP-Bereich, legen Anästhesie Nasenkegel über die Maus die Nase und Mund, und lenken den Fluss von Isofluran zu Nasenkegel. Überprüfen Sie die Betäubung durch Kneifen Pfote mit einer Pinzette; wenn die Maus zeigt keine Reaktion, mit dem nächsten Schritt fortfahren. </li><li> Bewegen Sie die Maus auf dem Rücken, mit dem Kopf zugewandtenErmittler. Sichern Sie sich die Ohren, Vorderpfoten und Hinterpfoten, um chirurgische Bord mit Klebeband oder andere Rückhaltevorrichtung, die Maus ruhig zu halten. Reinigen der Schnittbereich mit Povidon-Jod und 70% Ethanol. </li></ol></li><li> Isolierung von der Halsschlagader <ol><li> Stellen eine 1 cm in Längsrichtung des rechts der Mittellinie des Halses geringfügig abgeschnitten. Verwenden einer Pinzette, um Fett und Muskeln, um die Luftröhre (4A) aussetzen zu trennen. Lokalisieren der Halsschlagader, die parallel zu der Luftröhre (4B). </li><li> Vorsichtig verwenden Pinzette separaten Faszie über der Arterie (4C). Leicht ziehen Sie den Vagusnerv abgesehen von der Carotis, und legen Pinzette in den Raum zwischen. Sanft offenen Zange, um eine Lücke in der Faszie so weit wie möglich (mindestens 3 mm) zu erstellen, und ziehen weg den Nerv von der Arterie, von der Gabel in der Arterie in der Nähe des Kehlkopfes (Vorderende), bis (posterior) ( Figur 4D). </li><li> Deaktivieren Sie jegliche Wieder entferntRest Faszie bis die Arterie ist gut isoliert (4E). Fügen Sie einen Tropfen Kochsalzlösung in die OP-Bereich gelegentlich Gewebe feucht, und somit weniger spröde und weniger anfällig für Reißen zufällig halten. </li></ol></li><li> Nahtplatzierung und Arterie Vorbereitung für Kathetereinführung (4, 5). <ol><li> Verwenden einer Pinzette, um einen Seidenfaden Faden unter der Arterie zu ziehen. Binden Sie einen sicheren Knoten so weit schließen Sie die Arterie in Richtung der vorderen wie möglich (4F). </li><li> Zeichnen Sie einen zweiten Faden unter der Arterie. Binden Sie eine versenkbare Knoten vorübergehend schließen Sie die Arterie so weit in Richtung des hinteren wie möglich (4F). </li><li> Zeichnen Sie eine dritte Faden unter der Arterie. Binden Sie einen sehr lockeren Knoten zwischen den ersten beiden Nähte, um verwendet werden, um schnell zu sichern, den Katheter nach der Platzierung (4G) werden. </li><li> Halten Enden aller Nähte aus dem Weg durch Benetzen sie mit etwas 70% igem Ethanol. </li></ol></li><li&gt; Kathetereinführung <ol><li> Mit der Naht, greifen die unteren Knoten die Arterie leicht gespannt zu ziehen. Nick die Arterie oberhalb, aber sehr nahe an der vorderen Naht (4H). Seien Sie vorsichtig, nicht zu tief zu schneiden, sondern prüfen Sie den Schlitz, um sicherzustellen, dass die Öffnung frei ist. </li><li> Entfernen Heparin gefüllte Katheter aus Spritzennadel, um zu vermeiden, versuchen große Lufttaschen an jedem Ende. Manipulieren des Katheters an Kegel in einem bequemen Winkel positionieren, in der Regel nach unten und leicht nach rechts (für Rechtshänder). </li><li> Während das Festhalten an der Naht, um die Arterie zu halten verbleibenden leicht gespannt, schieben Sie Katheter in Schlitz (4I). Verwenden Sie die Pinzette, um die vordere Naht zu halten und ziehen Sie die Arterie nach unten über Katheter (Hochschieben mäßig mit dem Katheter kann die abgeschrägte Ende führen, um die Arterie zu punktieren). Vorsichtig lösen, den Katheter und vorderen Naht. </li></ol></li><li> Sicherung des Katheters und die Einleitung des Blutflusses (Figuren 4J, 5B). <ol><li> Sichern Sie den Katheter durch Anziehen der Knoten der Mittelnaht, in der Nähe zum Eingang des Katheters in die Arterie. Einen engen Dreifach Knoten, aber sicher sein, so eng, nicht zu ziehen, um die Strömung durch den Katheter zu behindern. Weiter zu sichern, den Katheter durch das Binden ihn mit der vorderen Naht, unterhalb des Eingangs der Arterie. </li><li> Befestigen Sie die Kochsalzlösung führen zu den Katheter mittels der Anschlussstecker, wieder versuchen zu vermeiden, die Einführung von Luftblasen in der Leitung. </li><li> Fassen Sie die Enden der hinteren Naht und ziehen, um den Knoten zu lösen. Manövrieren des Fadens auf der Arterie, über das Ende des Katheters (nicht den Faden zu entfernen). Blut sollte in den Katheter zu fließen; wenn es keinen Blutfluss sanft wackeln Katheters zu versuchen, die Verengung zu beseitigen. </li><li> Wenn die Strömung scheint offen, verwenden Sie den letzten Faden (von der hinteren Naht), eine zusätzliche Knoten zu binden, etwas oberhalb der Mitte Naht. </li></ol></li><li> Temporary Abdichtung Katheters. Spülen Sie den Katheter von Blut, dann verwenden Sie eine Gefäßklemme, um das Ende des Katheters in der Nähe der Anschlussstecker klemmen. Ziehen Sie den Stecker und ersetzen Sie es mit dem Anschluss-Stecker zur Abdichtung des Endes des Katheters, und entfernen Sie die Gefäßklemme. </li><li> Neupositionierung Katheter von Nacken zu verlassen. <ol><li> Mit einer Pinzette in jeder Hand, verwenden Sie eine Pinzette, um mit dem Katheter gerade unterhalb der vorderen Naht zu halten, und mit der anderen, und drücken Sie einen Knick in den Katheter, so dass es leicht zur Seite biegen. Wiederholen, um einen zweiten Knick erstellen. Dies ermöglicht das freie Ende des Katheters in Richtung der Rückseite des Kopfes des Maus gezogen werden, ohne dass die Spitze des Katheters, um seitlich gegen die Wand der Arterie zu machen. </li><li> Drehen Sie die Maus auf seiner Seite (links), halten die Nasenkegel über den Mund und die Nase positioniert, und reinigen Sie den Schnittbereich mit 70% Ethanol und PVP-Jod. Machen Sie einen kleinen Schnitt (ca. 4 mm) unter und hinter dem rechten Ohr. </li&gt; <li> Verwenden einer Pinzette, um die offene Klappe der Haut zu halten, während der Arbeit das stumpfe Hohlsonde unter die Haut, um einen Kanal durch die Wange zu erstellen, um den Hohlraum am Hals. Es ist ratsam, die Sonde um die Speicheldrüsen, anstatt zu versuchen, zwischen der Verschraubung und der Haut gehen bringen. Verwenden einer Pinzette, einen Raum für die Sonde zu verlassen sorgfältig zu befreien. </li><li> Fädeln Port Stecker / Katheter durch Sonde in den Hals zu verlassen. Zu hart Ziehen Sie nicht; sicher sein, wird der Katheter nicht Zerkleinern oder Verengung der Blutgefäße oder Organe. </li></ol></li><li> Schließung und Wiederherstellung. Verwalten topische Schmerzmittel (zB Bupivacain) an der Schulter Einschnitt, und bedecken Sie die Wunde mit wasserdicht, chirurgischen Klebeband. Tragen Sie eine zweite Stück Klebeband, um den Katheter weiter zu sichern. <ol><li> Verwalten aktuelles Analgetikum zur Brust Einschnitt und nahen Wunde mit Seide oder Heftklammern. </li><li> Entfernen der Maus aus der Narkose und ermöglichen Tier in einem sauberen erholen, erwärmt Raum (Ort Käfig auf einem Heizkissenoder unter einer Wärmelampe), für mindestens 30 min. </li></ol></li></ol> 3. Infusion <ol><li> Vorbereitung Aliquots von 5 mg / ml Lösung von Paclitaxel / Methanol. <ol><li> Messung 50 mg Paclitaxel in ein 15 ml Zentrifugenröhrchen. 10 ml sterile Methanol. Röhrchen verschließen. Drehen von Hand oder auf einem Rotationsschüttler bei Raumtemperatur, bis das Pulver aufgelöst ist. </li><li> Aliquoten 500 ul Lösung in 20 kleinen, gefrierfest Rohre, und bei -20 ° C. </li><li> Thaw einzelnen Aliquot bei Raumtemperatur oder in 37 ° C Wasserbad, unmittelbar vor der Infusion. </li></ol></li><li> Bereiten Sie die Infusionspumpe (Abbildung 6). <ol><li> Schneiden Sie eine große Länge des Polyethylenschlauch von ca. 40 cm. Bringen Sie einen abgestumpften Nadel an einem Ende und einem Steckeranschluss auf der anderen Seite. </li><li> Auszuarbeiten Medikament in eine Spritze mit einem bekannten Innendurchmesser (die meisten programmierbare Pumpen wird der Durchmesser des Spritzenzylinders erforderlich, um die Geschwindigkeit zu berechnen the Pumpen Arm). Bringen Sie die Nadel auf die Spritze und laden Sie das Medikament durch die Nadel und Schläuche. </li><li> Ordnen die Spritze in die Pumpe nach den Anweisungen des Herstellers. Prime die Pumpe, so dass das Medikament glatt aus dem Anschlussstecker fließt, und es ist bereit für die Infusion ist. </li></ol></li><li> Befestigen Sie Maus, um zu pumpen. <ol><li> Halten Sie die Maus stetige und nutzen die Gefäßklemme an Katheter, nahe dem Hafen Steckklemme. Ziehen Sie den Stecker und ersetzen mit dem Anschluss an die Spritze und Schlauch angebracht. HINWEIS: Blut kann beginnen, wieder durch das Rohr fließen. </li><li> Schnell zu verwalten eine schnelle Pumpe, um das Volumen des Katheters zu löschen (empirisch durch Beobachtung der Volumen von 6 cm Schlauch berechnet) und unmittelbar danach auf die gewünschte Infusionsgeschwindigkeit zu schalten. </li></ol></li><li> Weiter Paclitaxel-Infusion für 3 Stunden Zeitverlauf. <ol><li> Überwachen Schlauch gelegentlich Undichtigkeiten an Verbindungsstellen zu überprüfen, wie dies oft ein Zeichen einer Verstopfung in Strömungs an der Maus.Beobachten Sie die Maus für die erwartete oder unerwartete Reaktionen auf Infusion (Lethargie oder Hyperaktivität, Anzeichen von Unwohlsein). </li><li> Je nach Länge und Art der Infusion, könnte die Maus nicht essen und trinken, aber sicher sein, um den Zugang zu Nahrung und Wasser nach etablierten Politik der Institution zu schaffen. Seien Sie sich der potentiellen zur Dehydratisierung der Maus durch die Sammlung großer Mengen von Blut. </li><li> Fahren Sie mit dem Käfig warm mit einem Heizkissen oder Lampen halten, es sei denn, die Maus scheint wünschen, weg von der Hitze bleiben. Wenn Tier nicht innerhalb weniger Stunden nach der Operation getötet, umsetzen Plan zur postoperativen Behandlung von tierischen, einschließlich sterile Wohnbedingungen und Behandlung für postoperative Schmerzen. </li><li> Halten Sie ein wachsames Auge auf die Maus, vor allem in den ersten paar Minuten, um es zu gewährleisten, nicht herausziehen, den Schlauch durch Hyperaktivität, oder Reizung von Schlauch (was ein Zeichen für eine schlechte Insertion sein kann). Wenn die Maus nicht über-aktiv, konstante monitoRing nicht notwendig sein, aber überprüfen Sie die Maus routine sicher sein, das Tier nicht in den Schläuchen verheddern. Gurt und Haltegurt-System sind im Handel erhältlich, aber ihre Verwendung ist nicht Gegenstand dieses Protokolls. </li></ol></li><li> Entnahme von Proben. <ol><li> Sammeln Sie Blutproben in regelmäßigen Abständen durch submandibular oder retro-orbitale Blutungen (Wenn Ihr Protokoll nicht nutzen Mammatumormodelle, betrachten Gewinnung von Blut über eine Jugularkatheter zugleich als der Halsschlag Katheter eingeführt). Achten Sie darauf, auf der Infusionsleitung zu ziehen. Wenn das Sammeln durch retroorbitale Blutungen, leicht betäuben die Maus mit einem Inhalationsnarkosemittel (zB Methoxyfluran) so braucht man sich nicht durch das Genick zu packen, um die Maus zu sichern. </li><li> Spin Blut in hemocrit Zentrifuge Blutkörperchen aus dem Plasma zu trennen. Verwenden Sie eine Datei oder einen diamant Filzstift auf Rohr an Gesicht der Phasentrennung zu erzielen. Brechen Rohr und sammeln Plasma nur in kleine, Gefrierschrank Tresorrohr. Lagern bei -80 ° C bis zur Analyse. HINWEIS: Wenn ein hemocrit Zentrifuge nicht verfügbar ist, übertragen Blutprobe in Mikrozentrifugenröhrchen und Spin in einer Mikrozentrifuge bei hoher Geschwindigkeit, um Blutzellen von Plasma zu trennen. Sammeln Plasma in einem zweiten Rohr, und bei -80 ° C. </li><li> Euthanize Maus durch CO 2 Ersticken. Sammeln Gewebe (etwa 20 bis 50 mg) aus Organen von Interesse und Blitzeis in flüssigem Stickstoff. Bei -80 ° C bis zur Analyse. </li></ol></li></ol> 4. Probenanalyse Anmerkung: Alle Proben wurden für dieses Protokoll durch eine Außen Labor durch Flüssigchromatographie-Tandem-Massenspektrometrie (LC - MS / MS), der berechnet die Paclitaxel-Konzentrationen wie folgt: <ol><li> Extrahieren von Paclitaxel aus Proben. Homogenisierung Gewebeprobe in 0,1% Essigsäure, 50% Methanol vor der Extraktion. Extrahieren von Paclitaxel durch Flüssig / Flüssig-Extraktion mit Methyl-tert-butylether (MTBE) mit einem internen analogen (Docetaxel) Standard angereichert. Entfernen MTBE und trockenen Proben. Resuspendieren in 50% Acetonitril, 0,1% Essigsäure-Lösung. </li><li> Bereiten Kalibrierungsstandards. Hinzufügen einer bekannten Konzentration von Paclitaxel an C57BL / 6-Matrix angebracht, eine abschließende Reihe von Standards (von 1 bis 20.000 ng / ml für die Plasmaproben für Gewebeproben, von 0,1 bis 5000 ng / ml) zu erhalten. Auszug Standards in zweifacher Ausfertigung, mit der gleichen Methode wie für die Studie Proben oben. Messen Paclitaxel Peak in Proben durch HPLC / MS / MS unter Verwendung von Elektrospray-Ionisierung. </li><li> Berechnen Konzentration unter Verwendung des Flächenverhältnisses von Paclitaxel an interner Standard. Verwenden Kalibrierungsstandards, um eine Standardkurve interpoliert und Lernmuster durch Passung auf der Kurve zu erstellen. Normalisieren Konzentration Studie Proben durch das Ausgangsgewicht der Probe vor der Homogenisierung. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Arteria carotis Infusion ist eine bedeutende Technik in dieser Studie von Paclitaxel Pharmakokinetik. Arteria carotis Infusion ist eine Methode, um schnell Droge verteilen im ganzen Kreislaufsystem 14. Die 3 h Infusion ist eine engere Mimetikum der klinischen Verabreichung von Arzneimitteln, wie Taxane als Bolusinjektionen. Die Operation kann zuverlässig von einer einzelnen Person durchgeführt werden, ist eine Operation Zeit relativ kurz und Erfolgsraten&gt; 75%. Nachdem die Proben gesammelt werden, müssen...

Arzneimittelinfusions durch die Carotis durch Optimieren Ausrüstung und Technik zuverlässig und reproduzierbar durchgeführt werden. Das Verfahren ist nicht kompliziert, obwohl es erfordert Feinsteuerung und Liebe zum Detail. Superior-Pflege und Geschicklichkeit erforderlich, um die Halsschlagader zu isolieren und legen Sie die Katheter, die in der Regel durch die Praxis erworben werden kann. Chirurgie von einem erfahrenen Techniker sollte eine Stunde nicht überschreiten. Nach erfolgreicher Operation sollte die Maus normal und gesund erscheinen (wenn die Maus kann die tatsächliche Arzneimittelinfusion zu reagieren) und Arzneimittel (s) in einer kontrollierten, gleichmäßigen kontinuierlichen Dosierung verabreicht werden. Blutproben müssen aus einem anderen Land als der Halsschlagader-Website entnommen werden; retroorbitale Blutentnahmen erwies sich als einfach zu sammeln und zufriedenstellende zur Analyse des Arzneimittelkonzentrationen. Katheter der optimalen Größe und Form sind von unschätzbarem Wert bei der Durchführung einer erfolgreichen Infusion 11. Wir fanden den Katheter zur Verfügung commercially häufig zu groß und / oder zu flexibel, um für einen bequemen Zugriff auf die Maus Karotis ermöglichen. Es erwies sich als vorteilhaft, Mode Katheter aus der Polyethylen-Schlauch verwendet werden, um die Maus zu der Infusionsspritze verbinden. Somit waren alle Schläuche, Verbinder und Nadeln der konsistenten Dimensionen, die Infusionsanordnung vereinfacht. Mit dieser Technik ist es nicht notwendig, die Spitze des Katheters in die Arterie an der Stelle, wo es immer noch sichtbar ist, und der Blutfluss in der Arteria carotis erfolgt erst, nachdem der Katheter zunächst wieder befestigt zu drücken. Dies verringert die Gefahren der Punktion der Arterie oder des mit dem Katheter herausgeschoben durch den hohen Druck des Blutflusses. Der Katheter Design hierin nicht enthalten eine &quot;bump&quot;, um es in Position zu halten, so dass die Sicherung der Katheter auch mit Nähten und chirurgischen Band ist eine Priorität. Infusionen können vorzuziehen, den gemeinsamen iv Bolus-Injektionen, wie eine bessere Mimik der klinischen Verabreichung vonArzneimittel wie Taxane 3, 12, 13 dar. Die hier beschriebene Technik wurde ursprünglich entwickelt, um die Infusion in Mausmodellen ermöglichen, wobei Zugriff auf die Vena femoralis oder durch Mammatumorwachstum und / oder übermäßige Gefäßbildung des Einführungsbereichs ausgeschlossen. Dieses Verfahren kann oft zweckmäßig sein, auch in tumorfreien Mäusen: Obwohl die Isolierung und Katheterisierung der Halsschlag etwas mehr invasive, fanden wir es bevorzugt, die Drosselvene, weil die Neigung der Vena Wand in mehreren ausgefallenen Insertionen und Ausfälle zu vervollständigen Folge rip die 3 Stunden Zeitverlauf. Während die hier gezeigten Ergebnisse sind von C57BL / 6J (Inhouse-bred) Mäusen, haben wir diese Technik verwendet, um erfolgreich einzuflößen Paclitaxel in mehrere Stämme von Mäusen, einschließlich FVB und Mixed-Stämme, um die Pharmakokinetik in Mausmodellen transgen manipuliert folgen um nach unten zu regulieren zelluläre Transporter Funktionen. Die Blut- und Gewebeproben gesammelt zeigten erwartete Niveau von paclitaxel, im Bereich der Werte nach jugulare Infusionen 1 ersichtlich. Diese Technik kann voraussichtlich in anderen Mausmodellen und mit anderen Infusionslösungen gleich gut funktionieren.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="846">
	<tbody>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:293px;">Table of specific reagents and equipment:</td>
			<td style="width:185px;">Source:</td>
			<td style="width:111px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:259px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Polyethylene tubing 0.024&#8221;OD X 0.011&#8221;ID&#160;</td>
			<td style="width:185px;">Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">PE10</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Stainless steel port plug (30 gauge)</td>
			<td style="width:185px;">Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">NB-30</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">2 Stainless steel connector plugs (28 gauge)</td>
			<td style="width:185px;">Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">PP-28</td>
			<td style="width:259px;">Slightly larger than PE tubing ID, to fit snugly and keep a tight seal.</td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">3 Blunted needles (30 gauge)</td>
			<td style="width:185px;">Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">C-30</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">3 1cc syringes</td>
			<td style="width:185px;">Becton, Dickinson and Co.</td>
			<td style="width:111px;">309659</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Sterile 0.9% Saline solution</td>
			<td style="width:185px;">Hospira</td>
			<td style="width:111px;">0409-7984-37</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Cath-Loc HGS Heparin/Glycerol Solution&#160;</td>
			<td style="width:185px;">Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">HGS</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Silk suture</td>
			<td style="width:185px;">Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">SUT-S&#160;113</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Vanna Scissors (micro-scissors)</td>
			<td style="width:185px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:111px;">14122</td>
			<td style="width:259px;">This model has a curved tip, but straight-tip scissors work as well.</td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Hartman Mesquito Hemostatic Forceps</td>
			<td style="width:185px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:111px;">501705</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Betadine Swabsticks</td>
			<td style="width:185px;">Perdue Products L.P.</td>
			<td style="width:111px;">BSWS1S</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Bupivacaine</td>
			<td style="width:185px;">Hospira</td>
			<td style="width:111px;">0409-1160-01</td>
			<td style="width:259px;">May be replaced with Lidocaine, or similar local anesthesia.</td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Paclitaxel</td>
			<td style="width:185px;">LC Laboratories</td>
			<td style="width:111px;">P-9600</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Methanol</td>
			<td style="width:185px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">32213</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Micro-Hematocrit Capillary Tubes, Heparinized</td>
			<td style="width:185px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:111px;">22-362-566</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">&#160;Capillary Tube Sealant&#160;</td>
			<td style="width:185px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:111px;">02-678</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="70">
			<td height="70" style="height:70px;width:293px;">C57BL/6J mice</td>
			<td style="width:185px;">Fox Chase Cancer Center, Laboratory Animal Facility in-house-bred</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">API 4000 Q-Trap mass spetrometer</td>
			<td style="width:185px;">Applied Biosystems</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

carotid artery infusions for pharmacokinetic and pharmacodynamic analysis of taxanes in mice

Wenn schlägt die Verwendung eines Arzneimittels, der Arzneimittelkombination oder Arzneimittelabgabe in ein neues System, muss man die Pharmakokinetik des Arzneimittels in der Studienmodell zu bewerten. Die Verwendung von Mausmodellen sind häufig ein entscheidender Schritt in der präklinischen Arzneimittelentdeckung und Arzneimittelentwicklung 1-8, ist es notwendig, ein System zu Drogen in Mäuse in einer einheitlichen, reproduzierbaren Art und Weise präsentieren, zu entwerfen. Idealerweise sollte das System die Entnahme von Blutproben in regelmäßigen Abständen über einen Satz Zeitverlauf ermöglichen. Die Fähigkeit, Wirkstoffkonzentrationen von Massenspektrometrie zu messen, hat Forscher gestattet, die Änderung der Plasmawirkstoffspiegel über die Zeit in den einzelnen Mäusen 1, 9, 10 zu folgen. In dieser Studie wurde Paclitaxel in transgenen Mäusen als eine kontinuierliche arterielle Infusion über drei eingeführten Stunden, während Blutproben wurden gleichzeitig durch retro-orbitale Blutentnahmen zu festgelegten Zeitpunkten entnommen. Arteria carotis Infusionen sind eine potenzielle Alternative zu Halsvene Infusionen, wenn Faktoren wieMammatumoren oder andere Hindernisse machen jugular Infusionen unpraktisch. Mit dieser Technik, Paclitaxel-Konzentrationen im Plasma und Gewebe erreicht ähnliche Niveaus im Vergleich zu jugulare Infusion. In diesem Tutorial zeigen wir Ihnen, wie Sie die Halsschlagader erfolgreich catheterize durch Herstellung eines optimierten Katheter für den einzelnen Mausmodell, dann zeigen, wie einzusetzen und zu sichern, den Katheter in die Maus Halsschlagader, fädeln Sie die Ende des Katheters durch die Hinter der Maus um den Hals und haken Sie die Maus auf eine Pumpe, um eine kontrollierte Geschwindigkeit der Arzneimittel Zustrom zu liefern. Mehrere geringer Lautstärke retro-orbitale Blutungen erlauben Analyse von Plasmawirkstoffkonzentrationen im Laufe der Zeit.

<html> Paclitaxel Verteilung folgt vorhersagbaren Muster während 3 h Dosierung einer 15 min Hochgeschwindigkeits-Infusion, gefolgt von einer 165 min niedriger Geschwindigkeit Infusion. Abbildung 1 zeigt einen Vergleich der Jugularvene Infusion Plasmakonzentrationen von Paclitaxel und Karotis-Infusionen. Die Paclitaxel-Konzentrationen fallen schnell in den ersten 15 min nach einer anfänglichen hohen Volumen Infusion, und dann einpendeln in den nächsten 150 min. Zum Vergleic...

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Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

Dieses Verfahren wurde mit dem Ziel der Bereitstellung einer stabilen Arzneimittellösung über die Halsschlagader, die Pharmakokinetik von neuen Arzneimitteln in Mausmodellen zu bewerten entwickelt.

Halsschlagader Infusionen für pharmakokinetischen und pharmakodynamischen Analyse von Taxanen in Mäusen

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

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22.7K Aufrufe.  Fox Chase Cancer Center.  Dieses Verfahren wurde mit dem Ziel der Bereitstellung einer stabilen Arzneimittellösung über die Halsschlagader, die Pharmakokinetik von neuen Arzneimitteln in Mausmodellen zu bewerten entwickelt. 

Serie: Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

A Model of Disturbed Flow-Induced Atherosclerosis in Mouse Carotid Artery by Partial Ligation and a Simple Method of RNA Isolation from Carotid Endothelium

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified version of carotid partial ligation methods [1,2] to show that it acutely induces low and oscillatory flow conditions, two key characteristics of disturbed flow, in the mouse common carotid artery. Using this model, we have provided direct evidence that disturbed flow indeed leads to rapid and robust atherosclerosis development in Apolipoprotein E knockout mouse [3]. We also developed a method of endothelial RNA preparation with high purity from the mouse carotid intima [3]. Using this mouse model and method, we found that partial ligation causes endothelial dysfunction in a week, followed by robust and rapid atheroma formation in two weeks in a hyperlipidemic mouse model along with features of complex lesion formation such as intraplaque neovascularization by four weeks. This rapid in vivo model and the endothelial RNA preparation method could be used to determine molecular mechanisms underlying flow-dependent regulation of vascular biology and diseases. Also, it could be used to test various therapeutic interventions targeting endothelial dysfunction and atherosclerosis in considerably reduced study duration.

This describes a partial carotid ligation surgery, which causes disturbed flow conditions and subsequent atherosclerosis development (in two weeks) with intraplaque neo-vascularization (in four weeks) in the mouse common carotid artery. We also describe a novel method of RNA isolation from the carotid intima, providing high purity endothelial RNA.

Ein Modell des Disturbed Flow-Atherosklerose in Maus Halsschlagader durch partielle Ligation und eine einfache Methode zur RNA-Isolierung aus Carotid Endothelium

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified ...

Forschung

Medizin

Modeling Stroke in Mice - Middle Cerebral Artery Occlusion with the Filament Model

Stroke is among the most frequent causes of death and adult disability, especially in highly developed countries. However, treatment options to date are very limited. To meet the need for novel therapeutic approaches, experimental stroke research frequently employs rodent models of focal cerebral ischaemia. Most researchers use permanent or transient occlusion of the middle cerebral artery (MCA) in mice or rats.
Proximal occlusion of the middle cerebral artery (MCA) via the intraluminal suture technique (so called filament or suture model) is probably the most frequently used model in experimental stroke research. The intraluminal MCAO model offers the advantage of inducing reproducible transient or permanent ischaemia of the MCA territory in a relatively non-invasive manner. Intraluminal approaches interrupt the blood flow of the entire territory of this artery. Filament occlusion thus arrests flow proximal to the lenticulo-striate arteries, which supply the basal ganglia. Filament occlusion of the MCA results in reproducible lesions in the cortex and striatum and can be either permanent or transient. In contrast, models inducing distal (to the branching of the lenticulo-striate arteries) MCA occlusion typically spare the striatum and primarily involve the neocortex. In addition these models do require craniectomy. In the model demonstrated in this article, a silicon coated filament is introduced into the common carotid artery and advanced along the internal carotid artery into the Circle of Willis, where it blocks the origin of the middle cerebral artery. In patients, occlusions of the middle cerebral artery are among the most common causes of ischaemic stroke. Since varying ischemic intervals can be chosen freely in this model depending on the time point of reperfusion, ischaemic lesions with varying degrees of severity can be produced. Reperfusion by removal of the occluding filament at least partially models the restoration of blood flow after spontaneous or therapeutic (tPA) lysis of a thromboembolic clot in humans.
In this video we will present the basic technique as well as the major pitfalls and confounders which may limit the predictive value of this model.

Filamentous occlusion of the Middle cerebral artery is a common model for studying ischemic stroke in mice.

Modeling Stroke in Mice - Middle Zerebralarterie mit dem Filament-Modell

Stroke is among the most frequent causes of death and adult disability, especially in highly developed countries. However, treatment options to date are ...

Modified Technique for Coronary Artery Ligation in Mice

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI we need better knowledge about pathophysiology of myocardial ischemia. This knowledge may be valuable to define new therapeutic targets for innovative cardiovascular therapies4. Experimental MI model in mice is an increasingly popular small-animal model in preclinical research in which MI is induced by means of permanent or temporary ligation of left coronary artery (LCA)5. In this video, we describe the step-by-step method of how to induce experimental MI in mice.
The animal is first anesthetized with 2% isoflurane. The unconscious mouse is then intubated and connected to a ventilator for artificial ventilation. The left chest is shaved and 1.5 cm incision along mid-axillary line is made in the skin. The left pectoralis major muscle is bluntly dissociated until the ribs are exposed. The muscle layers are pulled aside and fixed with an eyelid-retractor. After these preparations, left thoracotomy is performed between the third and fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The proximal segment of LCA artery is then ligated with a 7-0 ethilon suture which typically induces an infarct size ~40% of left ventricle. At the end, the chest is closed and the animals receive postoperative analgesia (Temgesic, 0.3 mg/50 ml, ip). The animals are kept in a warm cage until spontaneous recovery.

The surgical procedure used to induce experimental myocardial infarction in mice begins with left thoracotomy between the third and the fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The left coronary artery is ligated, the chest is closed and the mouse is allowed to recover spontaneously.

Geändert Technik für Coronary Artery Ligation in Mäuse

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI ...

Implantation of a Carotid Cuff for Triggering Shear-stress Induced Atherosclerosis in Mice

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce atherosclerosis (reviewed in 1 and 2). The role of shear stress has been extensively studied in vitro investigating the influence of flow dynamics on cultured endothelial cells 1,3,4 and in vivo in larger animals and humans 1,5,6,7,8. However, highly reproducible small animal models allowing systematic investigation of the influence of shear stress on plaque development are rare. Recently, Nam et al. 9 introduced a mouse model in which the ligation of branches of the carotid artery creates a region of low and oscillatory flow. Although this model causes endothelial dysfunction and rapid formation of atherosclerotic lesions in hyperlipidemic mice, it cannot be excluded that the observed inflammatory response is, at least in part, a consequence of endothelial and/or vessel damage due to ligation.
In order to avoid such limitations, a shear stress modifying cuff has been developed based upon calculated fluid dynamics, whose cone shaped inner lumen was selected to create defined regions of low, high and oscillatory shear stress within the common carotid artery 10. By applying this model in Apolipoprotein E (ApoE) knockout mice fed a high cholesterol western type diet, vascular lesions develop upstream and downstream from the cuff. Their phenotype is correlated with the regional flow dynamics 11 as confirmed by in vivo Magnetic Resonance Imaging (MRI) 12: Low and laminar shear stress upstream of the cuff causes the formation of extensive plaques of a more vulnerable phenotype, whereas oscillatory shear stress downstream of the cuff induces stable atherosclerotic lesions 11. In those regions of high shear stress and high laminar flow within the cuff, typically no atherosclerotic plaques are observed.
 
In conclusion, the shear stress-modifying cuff procedure is a reliable surgical approach to produce phenotypically different atherosclerotic lesions in ApoE-deficient mice.

The constricting cuff presented in this article is designed to induce atherosclerosis in the murine common carotid artery. Due to the conical shape of its inner lumen the implanted cuff generates well-defined regions of low, high and oscillatory shear stress triggering the development of atherosclerotic lesions of different inflammatory phenotypes.

Implantation einer Karotis Cuff für Triggering Shear-Stress-Induced Arteriosklerose bei Mäusen

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce ...

A Murine Model of Stent Implantation in the Carotid Artery for the Study of Restenosis

Despite the considerable progress made in the stent development in the last decades, cardiovascular diseases remain the main cause of death in western countries. Beside the benefits offered by the development of different drug-eluting stents, the coronary revascularization bears also the life-threatening risks of in-stent thrombosis and restenosis. Research on new therapeutic strategies is impaired by the lack of appropriate methods to study stent implantation and restenosis processes. Here, we describe a rapid and accessible procedure of stent implantation in mouse carotid artery, which offers the possibility to study in a convenient way the molecular mechanisms of vessel remodeling and the effects of different drug coatings.

A model of stent implantation in mouse carotid artery is described. Compared to other similar methods, this procedure is very rapid, simple and accessible, offering the possibility to study in a convenient way the vascular wall reaction to different drug-eluting stents and the molecular mechanisms of restenosis.

Ein Mausmodell der Stentimplantation in der Arteria carotis für das Studium der Restenose

Despite  the considerable progress made in the stent development in the last decades,  cardiovascular diseases remain the main cause of death in western ...

Adult Mouse Venous Hypertension Model: Common Carotid Artery to External Jugular Vein Anastomosis.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model creating an artificial fistula between the common carotid artery (CCA) and the external jugular vein (EJV) has been widely described and proved technically feasible. This construct provokes a consistent cerebral venous hypertension (CVH), and therefore has helped studying the contribution of venous hypertension to formation, clinical symptoms, and prognosis of brain AVMs and dural AVFs. Equivalent mice models have been only scarcely described and have shown trouble with stenosis of the fistula. An established murine model would allow the study of not only pathophysiology but also potential genetic therapies for these cerebrovascular diseases.
We present a model of arteriovenous fistula that produces a durable intracranial venous hypertension in the mouse. Microsurgical anastomosis of the murine CCA and EJV can be difficult due to diminutive anatomy and frequently result in a non-patent fistula. In this step-by-step protocol we address all the important challenges encountered during this procedure. Avoiding excessive retraction of the vein during the exposure, using 11-0 sutures instead of 10-0, and making a carefully planned end-to-side anastomosis are some of the critical steps. Although this method requires advanced microsurgical skills and a longer learning curve that the equivalent in the rat, it can be consistently developed.
This novel model has been designed to integrate transgenic mouse techniques with a previously well-established experimental system that has proved useful to study brain AVMs and dural AVFs. By opening the possibility of using transgenic mice, a broader spectrum of valid models can be achieved and genetic treatments can also be tested. The experimental construct could also be further adapted to the study of other cerebrovascular diseases related with venous hypertension such as migraine, transient global amnesia, transient monocular blindness, etc.

We describe a method for creating a reliable model of cerebral venous hypertension in the adult mouse. This model has been widely described and tested in the rat. This new counterpart in the mice opens the possibility of using genetic modified animals and thereby broadens the applications of the model.

Erwachsene Maus venöse Bluthochdruckmodell: A. carotis communis, um äußere Jugularvene Anastomose.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model ...

Modeling Stroke in Mice: Permanent Coagulation of the Distal Middle Cerebral Artery

Stroke is the third most common cause of death and a main cause of acquired adult disability in developed countries. Only very limited therapeutical options are available for a small proportion of stroke patients in the acute phase. Current research is intensively searching for novel therapeutic strategies and is increasingly focusing on the sub-acute and chronic phase after stroke because more patients might be eligible for therapeutic interventions in a prolonged time window. These delayed mechanisms include important pathophysiological pathways such as post-stroke inflammation, angiogenesis, neuronal plasticity and regeneration. In order to analyze these mechanisms and to subsequently evaluate novel drug targets, experimental stroke models with clinical relevance, low mortality and high reproducibility are sought after. Moreover, mice are the smallest mammals in which a focal stroke lesion can be induced and for which a broad spectrum of transgenic models are available. Therefore, we describe here the mouse model of transcranial, permanent coagulation of the middle cerebral artery via electrocoagulation distal of the lenticulostriatal arteries, the so-called &#8220;coagulation model&#8221;. The resulting infarct in this model is located mainly in the cortex; the relative infarct volume in relation to brain size corresponds to the majority of human strokes. Moreover, the model fulfills the above-mentioned criteria of reproducibility and low mortality. In this video we demonstrate the surgical methods of stroke induction in the &#8220;coagulation model&#8221; and report histological and functional analysis tools.

Various murine models of middle cerebral artery occlusion (MCAO) are widely used in experimental brain research. Here, we demonstrate the model of transcranial permanent distal MCAO which produces consistent cortical infarction of a size corresponding to damage imposed by the majority of human ischemic strokes.

Modellierung Schlaganfall bei Mäusen: Permanent Koagulation der distalen A. cerebri media

Stroke is the third most common cause of death and a main cause of acquired adult disability in developed countries. Only very limited therapeutical ...

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and cellular mechanisms involved in vascular smooth muscle dedifferentiation, neointima formation and vascular remodeling. Male Sprague-Dawley rats are the most frequently employed animals for this model. Female rats are not preferred as female hormones are protective against vascular diseases and thus introduce a variation into this procedure. The left carotid is typically injured with the right carotid serving as a negative control. Left carotid injury is caused by the inflated balloon that denudes the endothelium and distends the vessel wall. Following injury, potential therapeutic strategies such as the use of pharmacological compounds and either gene or shRNA transfer can be evaluated. Typically for gene or shRNA transfer, the injured section of the vessel lumen is locally transduced for 30 min with viral particles encoding either a protein or shRNA for delivery and expression in the injured vessel wall. Neointimal thickening representing proliferative vascular smooth muscle cells usually peaks at 2 weeks after injury. Vessels are mostly harvested at this time point for cellular and molecular analysis of cell signaling pathways as well as gene and protein expression. Vessels can also be harvested at earlier time points to determine the onset of expression and/or activation of a specific protein or pathway, depending on the experimental aims intended. Vessels can be characterized and evaluated using histological staining, immunohistochemistry, protein/mRNA assays, and activity assays. The intact right carotid artery from the same animal is an ideal internal control. Injury-induced changes in molecular and cellular parameters can be evaluated by comparing the injured artery to the internal right control artery. Likewise, therapeutic modalities can be evaluated by comparing the injured and treated artery to the control injured only artery.

This protocol uses a balloon catheter to cause an intraluminal injury on the rat carotid artery and henceforth elicit neointimal hyperplasia. This is a well-established model for studying the mechanisms of vascular remodeling in response to injury. It is also widely used to determine the validity of potential therapeutic approaches.

Gefäßballon Verletzung und intraluminale Verwaltung in Rattenhalsschlagader

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

Ferric Chloride-induced Thrombosis Mouse Model on Carotid Artery and Mesentery Vessel

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric chloride injury is now a well-established technique to rapidly and accurately induce the formation of thrombi in exposed veins or artery of small and large diameter. This model has played a key role in the study of the pathophysiology of thrombosis, in the discovery and validation of novel antithrombotic drugs and in the understanding of the mechanism of action of these new agents. Here, the implementation of this technique on a mesenteric vessel and carotid artery in mice is presented. The method describes how to label circulating leukocytes and platelets with a fluorescent dye and to observe, by intravital microscopy on the exposed mesentery, their accumulation at the injured vessel wall which leads to the formation of a thrombus. On the carotid artery, the occlusion caused by the clot formation is measured by monitoring the blood flow with a Doppler probe.

The FeCl3 induced thrombosis model in mice is described herein. A method to monitor thrombus growth by intravital microscopy observation on a mesenteric vessel and by blood flow measurement in the carotid artery is presented.

Eisenchlorid-induzierte Thrombose Mausmodell für Halsschlagader und Mesentery Vessel

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric ...