Wir möchten die FCCC Versuchstierhaltung für ihre Unterstützung bei diesem Projekt zu bestätigen. Wir danken Wolfe Laboratories, Inc. für ihre Unterstützung bei der Analyse von Paclitaxel in Plasma und Gewebe. Diese Arbeit wurde vom National Institutes of Health gewährt K01CA120091 zu EHB und CA06927 Fox Chase Cancer Center unterstützt.

Dieses Protokoll wurde von der Fox Chase Cancer Center Institutional Animal Care und Use Committee und von der Versuchstierhaltung genehmigt worden, und die in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Instituts für humane Behandlung von Tieren sein. 1. Vorab Vorbereitung <ol><li> Herstellung von Katheter: Vorbereiten eines Katheters aus einer kurzen Länge von Polyethylenschlauch, modifiziert, um eine verdünnte, abgestumpfte Ende (3A) zu bilden. Machen Sie mehrere Katheter im Voraus und sparen auf unbestimmte Zeit. <ol><li> Zünden Sie eine Bunsenbrenner, und stellen Sie eine niedrige stetige Flamme zu etablieren. Halten Schlauch der Nähe von Flammen zu Polyethylen erweichen. Wenn Schläuche zu schmelzen beginnt, langsam auseinander ziehen die beiden Enden um einen verdünnten Schlauchabschnitt, etwa 0,25 mm OD erstellen. </li><li> Schneiden Sie ein abgeschrägtes Ende etwa 0,75 cm entlang Dünnschliff. Dies stellt sicher, genug Schläuche in Arterie befestigt werden, ohne dass eine überlange Katheters. HINWEIS: Eine lange dünne Ende auf the Katheter hat eine Neigung zu verstopfen. Eine übermäßig lange Ende kann auch genügend Flüssigkeit zu halten, um Flüssigkeitsvolumenkapazität des Katheters wesentlich ändern. </li><li> Blunt die abgeschrägte Ende durch schnelles Durchlaufen der Flamme - wenn sie richtig erhitzt, wird das Ende leicht abgerundet und erweitert. Die Spitze Haken leicht zurück, das hilft zu verankern Sie den Schlauch beim Einführen in die Arterie. </li><li> Schneiden Sie den Schlauch 6,0 cm von dem Punkt, wo es um dünne beginnt. Das macht einen sehr überschaubar Katheter, also lange genug, um bis zum Austritt aus dem Hals fädeln und zu halten und arbeiten mit komfortabel, aber kurz genug, um die Maus vom nagt an Schlauchüber oder erfordern zu viel zusätzliche Infusionsvolumen um anfängliche Salz löschen verhindern . </li><li> Bereiten Sie eine Spritze von etwa 0,2 ml Heparin-Lösung, gekrönt mit einem stumpfen Nadel. Die Nadel in das breite Ende des Katheters (3B). Füllen Katheter mit Heparin, wobei Sie darauf achten, um sicherzustellen, dass es keine Luftblasen inder Schlauch. Stellen Sie die Heparinspritze und Katheter beiseite auf einem sterilen Bereich. Katheter sterilisiert durch Gamma-Bestrahlung, indem Katheter (s) in einer Petrischale, und Aussetzen an 20 Gy Gammastrahlung. Wenn Sie keinen Zugang zu einer Gammastrahlungsquelle, mit Ihrem Tieranlage, andere Mittel der Sterilisation, wie Gas- oder chemischen Sterilisation zu untersuchen. Nicht autoklavieren, wie Polyethylen kann nicht hitzesterilisiert werden. </li></ol></li><li> Schaffung einer Salz Leitung (3B). <ol><li> Bereiten Sie eine zweite Spritze von etwa 0,5 ml steriler Kochsalzlösung, wobei Sie darauf achten, eine blasenfreie Linie zu gewährleisten. </li><li> Schneiden Sie ein zweites Rohrstück, ca. 15 cm, und rutschen auf den abgestumpften Spritzennadel. Bringen Sie einen Steckeranschluss an das freie Ende des Schlauchs. </li><li> Testen Sie, dass Strom von Kochsalzlösung ist unbehindert durch reibungslos voran ein kleines Volumen Kochsalzlösung durch die Leitung. Verwenden Sie diese Salz Führung nach Einführen des Katheters, um die Strömung durch überprüfender Katheter und die Leitung von Blut zu spülen. Stellen Sie die Kochsalzspritze beiseite auf einem sterilen Bereich. </li></ol></li><li> Vor der Operation, Sterilisieren durch Autoklavieren Maschinen, oder auch durch Gassterilisation oder Sterilisation Glasperle. </li><li> Bereiten sterilen OP-Bereich. <ol><li> Wischbank und Mikroskop Oberflächen mit Desinfektionsmittel, wie 70% Ethanol oder Chlordioxid. Bedecken Bank und Mikroskopbasis mit einem sauberen Einweg, saugfähige Unterlage. </li><li> Vorbereitung einer chirurgischen Platte durch Abdecken mit zwei Schichten sauberes, saugfähiges Papier, fest mit einem Klebeband befestigt. </li></ol></li><li> Legen Sie alle chirurgische Versorgung (wie in Materialliste zugeordnet), so dass sie leicht zugänglich sind. <ol><li> Cut drei Längen steriles Naht, je 8 cm, und beiseite mit anderen Lieferungen eingestellt. Platzieren Sie einen Hafen, in dem es leicht verfügbar sein (3B). </li></ol></li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Vorbereitung der Tiere <ol><li> Anesthetize Maus durch Exposition gegenüber 2-3% Isofluran in der Anästhesie Kammer Präzision Verdampfer verbunden. Zurückzutreten Maus aus der Kammer, und rasieren Haare von der Maus Hals / Oberkörper, und unter dem rechten Ohr (Ort der Katheter Ausfahrt). Verwalten Veterinär Petrolatum Augensalbe die Augen bis zur Trockenheit während der Narkose zu verhindern. Stellen Sie sicher, das Tier nicht bei chirurgischen Präparate erwecken, indem Maus genügend Zeit in der Inhalationskammer vor prep (mindestens zwei Minuten), oder durch die Gabe von Isofluran zu Maus mittels einer Nasenkegel während prep. Rück Maus Anästhesie Kammer. </li><li> Wenn die Maus ausreichend inert, bewegen, um sterile OP-Bereich, legen Anästhesie Nasenkegel über die Maus die Nase und Mund, und lenken den Fluss von Isofluran zu Nasenkegel. Überprüfen Sie die Betäubung durch Kneifen Pfote mit einer Pinzette; wenn die Maus zeigt keine Reaktion, mit dem nächsten Schritt fortfahren. </li><li> Bewegen Sie die Maus auf dem Rücken, mit dem Kopf zugewandtenErmittler. Sichern Sie sich die Ohren, Vorderpfoten und Hinterpfoten, um chirurgische Bord mit Klebeband oder andere Rückhaltevorrichtung, die Maus ruhig zu halten. Reinigen der Schnittbereich mit Povidon-Jod und 70% Ethanol. </li></ol></li><li> Isolierung von der Halsschlagader <ol><li> Stellen eine 1 cm in Längsrichtung des rechts der Mittellinie des Halses geringfügig abgeschnitten. Verwenden einer Pinzette, um Fett und Muskeln, um die Luftröhre (4A) aussetzen zu trennen. Lokalisieren der Halsschlagader, die parallel zu der Luftröhre (4B). </li><li> Vorsichtig verwenden Pinzette separaten Faszie über der Arterie (4C). Leicht ziehen Sie den Vagusnerv abgesehen von der Carotis, und legen Pinzette in den Raum zwischen. Sanft offenen Zange, um eine Lücke in der Faszie so weit wie möglich (mindestens 3 mm) zu erstellen, und ziehen weg den Nerv von der Arterie, von der Gabel in der Arterie in der Nähe des Kehlkopfes (Vorderende), bis (posterior) ( Figur 4D). </li><li> Deaktivieren Sie jegliche Wieder entferntRest Faszie bis die Arterie ist gut isoliert (4E). Fügen Sie einen Tropfen Kochsalzlösung in die OP-Bereich gelegentlich Gewebe feucht, und somit weniger spröde und weniger anfällig für Reißen zufällig halten. </li></ol></li><li> Nahtplatzierung und Arterie Vorbereitung für Kathetereinführung (4, 5). <ol><li> Verwenden einer Pinzette, um einen Seidenfaden Faden unter der Arterie zu ziehen. Binden Sie einen sicheren Knoten so weit schließen Sie die Arterie in Richtung der vorderen wie möglich (4F). </li><li> Zeichnen Sie einen zweiten Faden unter der Arterie. Binden Sie eine versenkbare Knoten vorübergehend schließen Sie die Arterie so weit in Richtung des hinteren wie möglich (4F). </li><li> Zeichnen Sie eine dritte Faden unter der Arterie. Binden Sie einen sehr lockeren Knoten zwischen den ersten beiden Nähte, um verwendet werden, um schnell zu sichern, den Katheter nach der Platzierung (4G) werden. </li><li> Halten Enden aller Nähte aus dem Weg durch Benetzen sie mit etwas 70% igem Ethanol. </li></ol></li><li&gt; Kathetereinführung <ol><li> Mit der Naht, greifen die unteren Knoten die Arterie leicht gespannt zu ziehen. Nick die Arterie oberhalb, aber sehr nahe an der vorderen Naht (4H). Seien Sie vorsichtig, nicht zu tief zu schneiden, sondern prüfen Sie den Schlitz, um sicherzustellen, dass die Öffnung frei ist. </li><li> Entfernen Heparin gefüllte Katheter aus Spritzennadel, um zu vermeiden, versuchen große Lufttaschen an jedem Ende. Manipulieren des Katheters an Kegel in einem bequemen Winkel positionieren, in der Regel nach unten und leicht nach rechts (für Rechtshänder). </li><li> Während das Festhalten an der Naht, um die Arterie zu halten verbleibenden leicht gespannt, schieben Sie Katheter in Schlitz (4I). Verwenden Sie die Pinzette, um die vordere Naht zu halten und ziehen Sie die Arterie nach unten über Katheter (Hochschieben mäßig mit dem Katheter kann die abgeschrägte Ende führen, um die Arterie zu punktieren). Vorsichtig lösen, den Katheter und vorderen Naht. </li></ol></li><li> Sicherung des Katheters und die Einleitung des Blutflusses (Figuren 4J, 5B). <ol><li> Sichern Sie den Katheter durch Anziehen der Knoten der Mittelnaht, in der Nähe zum Eingang des Katheters in die Arterie. Einen engen Dreifach Knoten, aber sicher sein, so eng, nicht zu ziehen, um die Strömung durch den Katheter zu behindern. Weiter zu sichern, den Katheter durch das Binden ihn mit der vorderen Naht, unterhalb des Eingangs der Arterie. </li><li> Befestigen Sie die Kochsalzlösung führen zu den Katheter mittels der Anschlussstecker, wieder versuchen zu vermeiden, die Einführung von Luftblasen in der Leitung. </li><li> Fassen Sie die Enden der hinteren Naht und ziehen, um den Knoten zu lösen. Manövrieren des Fadens auf der Arterie, über das Ende des Katheters (nicht den Faden zu entfernen). Blut sollte in den Katheter zu fließen; wenn es keinen Blutfluss sanft wackeln Katheters zu versuchen, die Verengung zu beseitigen. </li><li> Wenn die Strömung scheint offen, verwenden Sie den letzten Faden (von der hinteren Naht), eine zusätzliche Knoten zu binden, etwas oberhalb der Mitte Naht. </li></ol></li><li> Temporary Abdichtung Katheters. Spülen Sie den Katheter von Blut, dann verwenden Sie eine Gefäßklemme, um das Ende des Katheters in der Nähe der Anschlussstecker klemmen. Ziehen Sie den Stecker und ersetzen Sie es mit dem Anschluss-Stecker zur Abdichtung des Endes des Katheters, und entfernen Sie die Gefäßklemme. </li><li> Neupositionierung Katheter von Nacken zu verlassen. <ol><li> Mit einer Pinzette in jeder Hand, verwenden Sie eine Pinzette, um mit dem Katheter gerade unterhalb der vorderen Naht zu halten, und mit der anderen, und drücken Sie einen Knick in den Katheter, so dass es leicht zur Seite biegen. Wiederholen, um einen zweiten Knick erstellen. Dies ermöglicht das freie Ende des Katheters in Richtung der Rückseite des Kopfes des Maus gezogen werden, ohne dass die Spitze des Katheters, um seitlich gegen die Wand der Arterie zu machen. </li><li> Drehen Sie die Maus auf seiner Seite (links), halten die Nasenkegel über den Mund und die Nase positioniert, und reinigen Sie den Schnittbereich mit 70% Ethanol und PVP-Jod. Machen Sie einen kleinen Schnitt (ca. 4 mm) unter und hinter dem rechten Ohr. </li&gt; <li> Verwenden einer Pinzette, um die offene Klappe der Haut zu halten, während der Arbeit das stumpfe Hohlsonde unter die Haut, um einen Kanal durch die Wange zu erstellen, um den Hohlraum am Hals. Es ist ratsam, die Sonde um die Speicheldrüsen, anstatt zu versuchen, zwischen der Verschraubung und der Haut gehen bringen. Verwenden einer Pinzette, einen Raum für die Sonde zu verlassen sorgfältig zu befreien. </li><li> Fädeln Port Stecker / Katheter durch Sonde in den Hals zu verlassen. Zu hart Ziehen Sie nicht; sicher sein, wird der Katheter nicht Zerkleinern oder Verengung der Blutgefäße oder Organe. </li></ol></li><li> Schließung und Wiederherstellung. Verwalten topische Schmerzmittel (zB Bupivacain) an der Schulter Einschnitt, und bedecken Sie die Wunde mit wasserdicht, chirurgischen Klebeband. Tragen Sie eine zweite Stück Klebeband, um den Katheter weiter zu sichern. <ol><li> Verwalten aktuelles Analgetikum zur Brust Einschnitt und nahen Wunde mit Seide oder Heftklammern. </li><li> Entfernen der Maus aus der Narkose und ermöglichen Tier in einem sauberen erholen, erwärmt Raum (Ort Käfig auf einem Heizkissenoder unter einer Wärmelampe), für mindestens 30 min. </li></ol></li></ol> 3. Infusion <ol><li> Vorbereitung Aliquots von 5 mg / ml Lösung von Paclitaxel / Methanol. <ol><li> Messung 50 mg Paclitaxel in ein 15 ml Zentrifugenröhrchen. 10 ml sterile Methanol. Röhrchen verschließen. Drehen von Hand oder auf einem Rotationsschüttler bei Raumtemperatur, bis das Pulver aufgelöst ist. </li><li> Aliquoten 500 ul Lösung in 20 kleinen, gefrierfest Rohre, und bei -20 ° C. </li><li> Thaw einzelnen Aliquot bei Raumtemperatur oder in 37 ° C Wasserbad, unmittelbar vor der Infusion. </li></ol></li><li> Bereiten Sie die Infusionspumpe (Abbildung 6). <ol><li> Schneiden Sie eine große Länge des Polyethylenschlauch von ca. 40 cm. Bringen Sie einen abgestumpften Nadel an einem Ende und einem Steckeranschluss auf der anderen Seite. </li><li> Auszuarbeiten Medikament in eine Spritze mit einem bekannten Innendurchmesser (die meisten programmierbare Pumpen wird der Durchmesser des Spritzenzylinders erforderlich, um die Geschwindigkeit zu berechnen the Pumpen Arm). Bringen Sie die Nadel auf die Spritze und laden Sie das Medikament durch die Nadel und Schläuche. </li><li> Ordnen die Spritze in die Pumpe nach den Anweisungen des Herstellers. Prime die Pumpe, so dass das Medikament glatt aus dem Anschlussstecker fließt, und es ist bereit für die Infusion ist. </li></ol></li><li> Befestigen Sie Maus, um zu pumpen. <ol><li> Halten Sie die Maus stetige und nutzen die Gefäßklemme an Katheter, nahe dem Hafen Steckklemme. Ziehen Sie den Stecker und ersetzen mit dem Anschluss an die Spritze und Schlauch angebracht. HINWEIS: Blut kann beginnen, wieder durch das Rohr fließen. </li><li> Schnell zu verwalten eine schnelle Pumpe, um das Volumen des Katheters zu löschen (empirisch durch Beobachtung der Volumen von 6 cm Schlauch berechnet) und unmittelbar danach auf die gewünschte Infusionsgeschwindigkeit zu schalten. </li></ol></li><li> Weiter Paclitaxel-Infusion für 3 Stunden Zeitverlauf. <ol><li> Überwachen Schlauch gelegentlich Undichtigkeiten an Verbindungsstellen zu überprüfen, wie dies oft ein Zeichen einer Verstopfung in Strömungs an der Maus.Beobachten Sie die Maus für die erwartete oder unerwartete Reaktionen auf Infusion (Lethargie oder Hyperaktivität, Anzeichen von Unwohlsein). </li><li> Je nach Länge und Art der Infusion, könnte die Maus nicht essen und trinken, aber sicher sein, um den Zugang zu Nahrung und Wasser nach etablierten Politik der Institution zu schaffen. Seien Sie sich der potentiellen zur Dehydratisierung der Maus durch die Sammlung großer Mengen von Blut. </li><li> Fahren Sie mit dem Käfig warm mit einem Heizkissen oder Lampen halten, es sei denn, die Maus scheint wünschen, weg von der Hitze bleiben. Wenn Tier nicht innerhalb weniger Stunden nach der Operation getötet, umsetzen Plan zur postoperativen Behandlung von tierischen, einschließlich sterile Wohnbedingungen und Behandlung für postoperative Schmerzen. </li><li> Halten Sie ein wachsames Auge auf die Maus, vor allem in den ersten paar Minuten, um es zu gewährleisten, nicht herausziehen, den Schlauch durch Hyperaktivität, oder Reizung von Schlauch (was ein Zeichen für eine schlechte Insertion sein kann). Wenn die Maus nicht über-aktiv, konstante monitoRing nicht notwendig sein, aber überprüfen Sie die Maus routine sicher sein, das Tier nicht in den Schläuchen verheddern. Gurt und Haltegurt-System sind im Handel erhältlich, aber ihre Verwendung ist nicht Gegenstand dieses Protokolls. </li></ol></li><li> Entnahme von Proben. <ol><li> Sammeln Sie Blutproben in regelmäßigen Abständen durch submandibular oder retro-orbitale Blutungen (Wenn Ihr Protokoll nicht nutzen Mammatumormodelle, betrachten Gewinnung von Blut über eine Jugularkatheter zugleich als der Halsschlag Katheter eingeführt). Achten Sie darauf, auf der Infusionsleitung zu ziehen. Wenn das Sammeln durch retroorbitale Blutungen, leicht betäuben die Maus mit einem Inhalationsnarkosemittel (zB Methoxyfluran) so braucht man sich nicht durch das Genick zu packen, um die Maus zu sichern. </li><li> Spin Blut in hemocrit Zentrifuge Blutkörperchen aus dem Plasma zu trennen. Verwenden Sie eine Datei oder einen diamant Filzstift auf Rohr an Gesicht der Phasentrennung zu erzielen. Brechen Rohr und sammeln Plasma nur in kleine, Gefrierschrank Tresorrohr. Lagern bei -80 ° C bis zur Analyse. HINWEIS: Wenn ein hemocrit Zentrifuge nicht verfügbar ist, übertragen Blutprobe in Mikrozentrifugenröhrchen und Spin in einer Mikrozentrifuge bei hoher Geschwindigkeit, um Blutzellen von Plasma zu trennen. Sammeln Plasma in einem zweiten Rohr, und bei -80 ° C. </li><li> Euthanize Maus durch CO 2 Ersticken. Sammeln Gewebe (etwa 20 bis 50 mg) aus Organen von Interesse und Blitzeis in flüssigem Stickstoff. Bei -80 ° C bis zur Analyse. </li></ol></li></ol> 4. Probenanalyse Anmerkung: Alle Proben wurden für dieses Protokoll durch eine Außen Labor durch Flüssigchromatographie-Tandem-Massenspektrometrie (LC - MS / MS), der berechnet die Paclitaxel-Konzentrationen wie folgt: <ol><li> Extrahieren von Paclitaxel aus Proben. Homogenisierung Gewebeprobe in 0,1% Essigsäure, 50% Methanol vor der Extraktion. Extrahieren von Paclitaxel durch Flüssig / Flüssig-Extraktion mit Methyl-tert-butylether (MTBE) mit einem internen analogen (Docetaxel) Standard angereichert. Entfernen MTBE und trockenen Proben. Resuspendieren in 50% Acetonitril, 0,1% Essigsäure-Lösung. </li><li> Bereiten Kalibrierungsstandards. Hinzufügen einer bekannten Konzentration von Paclitaxel an C57BL / 6-Matrix angebracht, eine abschließende Reihe von Standards (von 1 bis 20.000 ng / ml für die Plasmaproben für Gewebeproben, von 0,1 bis 5000 ng / ml) zu erhalten. Auszug Standards in zweifacher Ausfertigung, mit der gleichen Methode wie für die Studie Proben oben. Messen Paclitaxel Peak in Proben durch HPLC / MS / MS unter Verwendung von Elektrospray-Ionisierung. </li><li> Berechnen Konzentration unter Verwendung des Flächenverhältnisses von Paclitaxel an interner Standard. Verwenden Kalibrierungsstandards, um eine Standardkurve interpoliert und Lernmuster durch Passung auf der Kurve zu erstellen. Normalisieren Konzentration Studie Proben durch das Ausgangsgewicht der Probe vor der Homogenisierung. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Arteria carotis Infusion ist eine bedeutende Technik in dieser Studie von Paclitaxel Pharmakokinetik. Arteria carotis Infusion ist eine Methode, um schnell Droge verteilen im ganzen Kreislaufsystem 14. Die 3 h Infusion ist eine engere Mimetikum der klinischen Verabreichung von Arzneimitteln, wie Taxane als Bolusinjektionen. Die Operation kann zuverlässig von einer einzelnen Person durchgeführt werden, ist eine Operation Zeit relativ kurz und Erfolgsraten&gt; 75%. Nachdem die Proben gesammelt werden, müssen...

Arzneimittelinfusions durch die Carotis durch Optimieren Ausrüstung und Technik zuverlässig und reproduzierbar durchgeführt werden. Das Verfahren ist nicht kompliziert, obwohl es erfordert Feinsteuerung und Liebe zum Detail. Superior-Pflege und Geschicklichkeit erforderlich, um die Halsschlagader zu isolieren und legen Sie die Katheter, die in der Regel durch die Praxis erworben werden kann. Chirurgie von einem erfahrenen Techniker sollte eine Stunde nicht überschreiten. Nach erfolgreicher Operation sollte die Maus normal und gesund erscheinen (wenn die Maus kann die tatsächliche Arzneimittelinfusion zu reagieren) und Arzneimittel (s) in einer kontrollierten, gleichmäßigen kontinuierlichen Dosierung verabreicht werden. Blutproben müssen aus einem anderen Land als der Halsschlagader-Website entnommen werden; retroorbitale Blutentnahmen erwies sich als einfach zu sammeln und zufriedenstellende zur Analyse des Arzneimittelkonzentrationen. Katheter der optimalen Größe und Form sind von unschätzbarem Wert bei der Durchführung einer erfolgreichen Infusion 11. Wir fanden den Katheter zur Verfügung commercially häufig zu groß und / oder zu flexibel, um für einen bequemen Zugriff auf die Maus Karotis ermöglichen. Es erwies sich als vorteilhaft, Mode Katheter aus der Polyethylen-Schlauch verwendet werden, um die Maus zu der Infusionsspritze verbinden. Somit waren alle Schläuche, Verbinder und Nadeln der konsistenten Dimensionen, die Infusionsanordnung vereinfacht. Mit dieser Technik ist es nicht notwendig, die Spitze des Katheters in die Arterie an der Stelle, wo es immer noch sichtbar ist, und der Blutfluss in der Arteria carotis erfolgt erst, nachdem der Katheter zunächst wieder befestigt zu drücken. Dies verringert die Gefahren der Punktion der Arterie oder des mit dem Katheter herausgeschoben durch den hohen Druck des Blutflusses. Der Katheter Design hierin nicht enthalten eine &quot;bump&quot;, um es in Position zu halten, so dass die Sicherung der Katheter auch mit Nähten und chirurgischen Band ist eine Priorität. Infusionen können vorzuziehen, den gemeinsamen iv Bolus-Injektionen, wie eine bessere Mimik der klinischen Verabreichung vonArzneimittel wie Taxane 3, 12, 13 dar. Die hier beschriebene Technik wurde ursprünglich entwickelt, um die Infusion in Mausmodellen ermöglichen, wobei Zugriff auf die Vena femoralis oder durch Mammatumorwachstum und / oder übermäßige Gefäßbildung des Einführungsbereichs ausgeschlossen. Dieses Verfahren kann oft zweckmäßig sein, auch in tumorfreien Mäusen: Obwohl die Isolierung und Katheterisierung der Halsschlag etwas mehr invasive, fanden wir es bevorzugt, die Drosselvene, weil die Neigung der Vena Wand in mehreren ausgefallenen Insertionen und Ausfälle zu vervollständigen Folge rip die 3 Stunden Zeitverlauf. Während die hier gezeigten Ergebnisse sind von C57BL / 6J (Inhouse-bred) Mäusen, haben wir diese Technik verwendet, um erfolgreich einzuflößen Paclitaxel in mehrere Stämme von Mäusen, einschließlich FVB und Mixed-Stämme, um die Pharmakokinetik in Mausmodellen transgen manipuliert folgen um nach unten zu regulieren zelluläre Transporter Funktionen. Die Blut- und Gewebeproben gesammelt zeigten erwartete Niveau von paclitaxel, im Bereich der Werte nach jugulare Infusionen 1 ersichtlich. Diese Technik kann voraussichtlich in anderen Mausmodellen und mit anderen Infusionslösungen gleich gut funktionieren.

<table><tbody><tr><td>Polyethylene tubing 0.024&amp;rdquo; OD X 0.011&amp;rdquo; ID&amp;nbsp;</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>PE10</td><td></td></tr><tr><td>3 Blunted needles (30 gauge)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>NB-30</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel port plug (28 gauge)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>PP-28</td><td>Slightly larger than PE tubing ID, to fit snugly and keep a tight seal.</td></tr><tr><td>2 Stainless steel connector plugs (30 gauge)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>C-30</td><td></td></tr><tr><td>Three 1 cc syringes</td><td>Becton, Dickinson and Co.</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Sterile 0.9% Saline solution</td><td>Hospira</td><td>0409-7984-37</td><td></td></tr><tr><td>Cath-Loc HGS Heparin/Glycerol Solution&amp;nbsp;</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>HGS</td><td></td></tr><tr><td>Silk suture</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>SUT-S&amp;nbsp;113</td><td></td></tr><tr><td>Vanna Scissors (micro-scissors)</td><td>World Precision Instruments</td><td>14122</td><td>This model has a curved tip, but straight-tip scissors work as well.</td></tr><tr><td>Hartman Mesquito Hemostatic Forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>501705</td><td></td></tr><tr><td>Betadine Swabsticks</td><td>Perdue Products L.P.</td><td>BSWS1S</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaine</td><td>Hospira</td><td>0409-1160-01</td><td>May be replaced with Lidocaine, or similar local anesthesia.</td></tr><tr><td>Paclitaxel</td><td>LC Laboratories</td><td>P-9600</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>32213</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Hematocrit Capillary Tubes, Heparinized</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-362-566</td><td></td></tr><tr><td>Micro Capillary Tube Sealant&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-678</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J mice</td><td>Fox Chase Cancer Center, Laboratory Animal Facility in-house-bred</td><td></td><td></td></tr><tr><td>API 4000 Q-Trap mass spetrometer</td><td>Applied Biosystems</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

carotid artery infusions for pharmacokinetic and pharmacodynamic analysis of taxanes in mice

Wenn schlägt die Verwendung eines Arzneimittels, der Arzneimittelkombination oder Arzneimittelabgabe in ein neues System, muss man die Pharmakokinetik des Arzneimittels in der Studienmodell zu bewerten. Die Verwendung von Mausmodellen sind häufig ein entscheidender Schritt in der präklinischen Arzneimittelentdeckung und Arzneimittelentwicklung 1-8, ist es notwendig, ein System zu Drogen in Mäuse in einer einheitlichen, reproduzierbaren Art und Weise präsentieren, zu entwerfen. Idealerweise sollte das System die Entnahme von Blutproben in regelmäßigen Abständen über einen Satz Zeitverlauf ermöglichen. Die Fähigkeit, Wirkstoffkonzentrationen von Massenspektrometrie zu messen, hat Forscher gestattet, die Änderung der Plasmawirkstoffspiegel über die Zeit in den einzelnen Mäusen 1, 9, 10 zu folgen. In dieser Studie wurde Paclitaxel in transgenen Mäusen als eine kontinuierliche arterielle Infusion über drei eingeführten Stunden, während Blutproben wurden gleichzeitig durch retro-orbitale Blutentnahmen zu festgelegten Zeitpunkten entnommen. Arteria carotis Infusionen sind eine potenzielle Alternative zu Halsvene Infusionen, wenn Faktoren wieMammatumoren oder andere Hindernisse machen jugular Infusionen unpraktisch. Mit dieser Technik, Paclitaxel-Konzentrationen im Plasma und Gewebe erreicht ähnliche Niveaus im Vergleich zu jugulare Infusion. In diesem Tutorial zeigen wir Ihnen, wie Sie die Halsschlagader erfolgreich catheterize durch Herstellung eines optimierten Katheter für den einzelnen Mausmodell, dann zeigen, wie einzusetzen und zu sichern, den Katheter in die Maus Halsschlagader, fädeln Sie die Ende des Katheters durch die Hinter der Maus um den Hals und haken Sie die Maus auf eine Pumpe, um eine kontrollierte Geschwindigkeit der Arzneimittel Zustrom zu liefern. Mehrere geringer Lautstärke retro-orbitale Blutungen erlauben Analyse von Plasmawirkstoffkonzentrationen im Laufe der Zeit.

<html> Paclitaxel Verteilung folgt vorhersagbaren Muster während 3 h Dosierung einer 15 min Hochgeschwindigkeits-Infusion, gefolgt von einer 165 min niedriger Geschwindigkeit Infusion. Abbildung 1 zeigt einen Vergleich der Jugularvene Infusion Plasmakonzentrationen von Paclitaxel und Karotis-Infusionen. Die Paclitaxel-Konzentrationen fallen schnell in den ersten 15 min nach einer anfänglichen hohen Volumen Infusion, und dann einpendeln in den nächsten 150 min. Zum Vergleic...

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Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

Dieses Verfahren wurde mit dem Ziel der Bereitstellung einer stabilen Arzneimittellösung über die Halsschlagader, die Pharmakokinetik von neuen Arzneimitteln in Mausmodellen zu bewerten entwickelt.

Halsschlagader Infusionen für pharmakokinetischen und pharmakodynamischen Analyse von Taxanen in Mäusen

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

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22.9K Aufrufe.  Fox Chase Cancer Center.  Dieses Verfahren wurde mit dem Ziel der Bereitstellung einer stabilen Arzneimittellösung über die Halsschlagader, die Pharmakokinetik von neuen Arzneimitteln in Mausmodellen zu bewerten entwickelt. 

Serie: Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

A Model of Disturbed Flow-Induced Atherosclerosis in Mouse Carotid Artery by Partial Ligation and a Simple Method of RNA Isolation from Carotid Endothelium

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified version of carotid partial ligation methods [1,2] to show that it acutely induces low and oscillatory flow conditions, two key characteristics of disturbed flow, in the mouse common carotid artery. Using this model, we have provided direct evidence that disturbed flow indeed leads to rapid and robust atherosclerosis development in Apolipoprotein E knockout mouse [3]. We also developed a method of endothelial RNA preparation with high purity from the mouse carotid intima [3]. Using this mouse model and method, we found that partial ligation causes endothelial dysfunction in a week, followed by robust and rapid atheroma formation in two weeks in a hyperlipidemic mouse model along with features of complex lesion formation such as intraplaque neovascularization by four weeks. This rapid in vivo model and the endothelial RNA preparation method could be used to determine molecular mechanisms underlying flow-dependent regulation of vascular biology and diseases. Also, it could be used to test various therapeutic interventions targeting endothelial dysfunction and atherosclerosis in considerably reduced study duration.

This describes a partial carotid ligation surgery, which causes disturbed flow conditions and subsequent atherosclerosis development (in two weeks) with intraplaque neo-vascularization (in four weeks) in the mouse common carotid artery. We also describe a novel method of RNA isolation from the carotid intima, providing high purity endothelial RNA.

Ein Modell des Disturbed Flow-Atherosklerose in Maus Halsschlagader durch partielle Ligation und eine einfache Methode zur RNA-Isolierung aus Carotid Endothelium

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified ...

Forschung

Medizin

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. Recently, impressive advances in novel therapies have dramatically prolonged survival and improved quality of life for many cancer patients. Sadly, incidence of brain metastatic recurrences is fast rising, and all current therapies are merely palliative. Hence, good experimental animal models are urgently needed to facilitate in-depth studies of the disease biology and to assess novel therapeutic regimens for preclinical evaluation. However, the standard in vivo metastasis assay via tail vein injection of cancer cells produces predominantly lung metastatic lesions; animals usually succumb to the lung tumor burden before any meaningful outgrowth of brain metastasis. Intracardiac injection of tumor cells produces metastatic lesions to multiple organ sites including the brain; however, the variability of tumor growth produced with this model is large, dampening its utility in evaluating therapeutic efficacy. To generate reliable and consistent animal models for brain metastasis study, here we describe a procedure for producing experimental brain metastasis in the house mouse (Mus musculus) via intracarotid injection of tumor cells. This approach allows one to produce large number of brain metastasis-bearing mice with similar growth and mortality characteristics, thus facilitating research efforts to study basic biological mechanisms and to assess novel therapeutic agents.

Brain metastasis has become an urgent unmet medical need as its incidence has increased while therapeutic options have remained palliative. Creating experimental animal models of brain metastasis via intracarotid arterial injection of cancer cells facilitates mechanistic studies of the disease biology and evaluation of novel intervention regimens.

Intracarotid Cancer Cell Injection zu produzieren Mausmodelle von Hirnmetastase

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Krebsforschung

Implantation of a Carotid Cuff for Triggering Shear-stress Induced Atherosclerosis in Mice

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce atherosclerosis (reviewed in 1 and 2). The role of shear stress has been extensively studied in vitro investigating the influence of flow dynamics on cultured endothelial cells 1,3,4 and in vivo in larger animals and humans 1,5,6,7,8. However, highly reproducible small animal models allowing systematic investigation of the influence of shear stress on plaque development are rare. Recently, Nam et al. 9 introduced a mouse model in which the ligation of branches of the carotid artery creates a region of low and oscillatory flow. Although this model causes endothelial dysfunction and rapid formation of atherosclerotic lesions in hyperlipidemic mice, it cannot be excluded that the observed inflammatory response is, at least in part, a consequence of endothelial and/or vessel damage due to ligation.
In order to avoid such limitations, a shear stress modifying cuff has been developed based upon calculated fluid dynamics, whose cone shaped inner lumen was selected to create defined regions of low, high and oscillatory shear stress within the common carotid artery 10. By applying this model in Apolipoprotein E (ApoE) knockout mice fed a high cholesterol western type diet, vascular lesions develop upstream and downstream from the cuff. Their phenotype is correlated with the regional flow dynamics 11 as confirmed by in vivo Magnetic Resonance Imaging (MRI) 12: Low and laminar shear stress upstream of the cuff causes the formation of extensive plaques of a more vulnerable phenotype, whereas oscillatory shear stress downstream of the cuff induces stable atherosclerotic lesions 11. In those regions of high shear stress and high laminar flow within the cuff, typically no atherosclerotic plaques are observed.
 
In conclusion, the shear stress-modifying cuff procedure is a reliable surgical approach to produce phenotypically different atherosclerotic lesions in ApoE-deficient mice.

The constricting cuff presented in this article is designed to induce atherosclerosis in the murine common carotid artery. Due to the conical shape of its inner lumen the implanted cuff generates well-defined regions of low, high and oscillatory shear stress triggering the development of atherosclerotic lesions of different inflammatory phenotypes.

Implantation einer Karotis Cuff für Triggering Shear-Stress-Induced Arteriosklerose bei Mäusen

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce ...

Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural microenvironment and stromal cell interaction, cannot be entirely replicated with in vitro assays; thus, animal models are critical for investigating and understanding the effects of therapeutic intervention. However, most brain tumor xenografting methods do not produce brain metastases consistently in terms of the time frame and tumor burden. Brain metastasis models generated by intracardiac injection of cancer cells can result in unintended extracranial tumor burden and lead to non-brain metastatic morbidity and mortality. Although intracranial injection of cancer cells can limit extracranial tumor formation, it has several caveats, such as the injected cells frequently form a singular tumor mass at the injection site, high leptomeningeal involvement, and damage to brain vasculature during needle penetration. This protocol describes a mouse model of brain metastasis generated by internal carotid artery injection. This method produces intracranial tumors consistently without the involvement of other organs, enabling the evaluation of therapeutic agents for brain metastasis.

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Most brain metastasis mouse models are complicated by systemic metastases confounding analysis of mortality and therapeutic intervention outcomes. Presented here is a protocol for internal carotid injection of cancer cells that produces consistent intracranial tumors with minimal systemic tumors.

Modellierung der Hirnmetastasierung durch Injektion von Krebszellen in die innere Halsschlagader

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural ...

Intracranial Cannula Implantation for Serial Locoregional Chimeric Antigen Receptor (CAR) T Cell Infusions in Mice

Pediatric CNS tumors are responsible for the majority of cancer-related deaths in children and have poor prognoses, despite advancements in chemotherapy and radiotherapy. As many tumors lack efficacious treatments, there is a crucial need to develop more promising therapeutic options, such as immunotherapies; the use of chimeric antigen receptor (CAR) T cell therapy&#160;directed against CNS tumors is of particular interest. Cell surface targets such as B7-H3, IL13RA2, and the disialoganglioside GD2 are highly expressed on the surface of several pediatric and adult CNS tumors,&#160;raising the opportunity to use CAR T cell therapy against these and other surface targets. To evaluate the repeated locoregional delivery of CAR T cells in preclinical murine models, an indwelling catheter system that recapitulates indwelling catheters currently being used in human clinical trials was established. Unlike stereotactic delivery, the indwelling catheter system allows for repeated dosing without the use of multiple surgeries. This protocol describes the intratumoral placement of a fixed guide cannula that has been used to successfully test serial CAR T cell infusions in orthotopic murine models of pediatric brain tumors. Following orthotopic injection and engraftment of the tumor cells in mice, intratumoral placement of a fixed guide cannula is completed on a stereotactic apparatus and secured with screws and acrylic resin. Treatment cannulas are then inserted through the fixed guide cannula for repeated CAR T cell delivery. Stereotactic placement of the guide cannula can be adjusted to deliver CAR T cells directly into the lateral ventricle or other locations in the brain. This platform offers a reliable mechanism for the preclinical testing of repeated intracranial infusions of CAR T cells and other novel therapeutics for these devastating pediatric tumors.

Intracranial Cannula Implantation for Serial Locoregional Chimeric Antigen Receptor CAR T Cell Infusions in Mice

Central nervous system (CNS) tumors are the leading cause of cancer-related death in children, and locoregional immune-based therapies are increasingly being tested for patients in clinical trials. This protocol describes methods for locoregional cannula implantation in mice for the preclinical evaluation of immunotherapeutic infusions targeting CNS tumors.

Intrakranielle Kanülenimplantation für serielle lokoregionäre chimäre Antigenrezeptor (CAR) T-Zell-Infusionen in Mäusen

Pediatric CNS tumors are responsible for the majority of cancer-related deaths in children and have poor prognoses, despite advancements in chemotherapy ...

Chemotherapy-induced Vascular Toxicity - Real-time In vivo Imaging of Vessel Impairment

Certain classes of chemotherapies may exert acute vascular changes that may progress into long-term conditions that may predispose the patient to an increased risk of vascular morbidity.&#160;Yet, albeit&#160;the mounting clinical evidence, there is a paucity of clear studies of vascular toxicity and therefore the etiology of a heterogeneous group of vascular/cardiovascular disorders remains to be elucidated. Moreover, the mechanism that may underlie vascular toxicity can completely differ from the principles of chemotherapy-induced cardiotoxicity, which is related to direct myocyte injury. We have established a real-time, in vivo molecular imaging platform&#160;to evaluate&#160;the potential&#160;acute&#160;vascular toxicity of anti-cancer therapies.
We have set up a platform of in vivo, high-resolution molecular imaging&#160;in mice,&#160;suitable for visualizing vasculature within confined organs and reference blood vessels within the same individuals whereas each individual serve as its own control. Blood vessel walls were impaired after doxorubicin administration, representing a unique mechanism of vascular toxicity that may be the early event in end-organ injury. Herein, the method of fibered confocal fluorescent microscopy (FCFM) based imaging is described, which provides an innovative mode to understand physiological phenomena at the cellular and sub-cellular levels in animal subjects.

Chemotherapy-induced Vascular Toxicity - Real-time In vivo Imaging of Vessel Impairment

We herein describe the method of fibered confocal fluorescent microscopy (FCFM) based imaging, which provides an innovative mode to understand physiological phenomena at the cellular and sub-cellular levels in animal subjects.

Chemotherapie-induzierte vaskuläre Toxizität - Echtzeit-<em&gt; In-vivo-</em&gt; Imaging von Vessel Impairment

Certain classes of chemotherapies may exert acute vascular changes that may progress into long-term conditions that may predispose the patient to an ...

<meta charset="utf8"></head><body>Reparatur der Arteria carotis communis nach Injektion in einem Mausmodell

Facilitating Repeat Intracarotid Injections in Mouse Models by a Novel Injection Site Repair Technique

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there is an urgent need to develop methods for intracarotid injections in mouse models, including methods to repair the carotid artery in mice after injection to allow for subsequent injections. We developed a method of intracarotid injection in a mouse model to deliver therapeutics into the internal carotid artery (ICA) with two alternative procedures. 
During injection, the needle is inserted into the common carotid artery (CCA) after tying a suture around the external carotid artery (ECA) and injected therapeutics are delivered into the ICA. Following injection, the common carotid artery (CCA) can be ligated, which limits the number of intracarotid injections to one. The alternative procedure described in this article includes a modification where intracarotid artery injection is followed by injection site repair of the CCA, which restores blood flow within the CCA and avoids the complication of cerebral ischemia seen in some mouse models. 
We also compared the delivery of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells (BM-hMSCs) to intracranial tumors when delivered through intracarotid injection with and without injection site repair following the injection. Delivery of BM-hMSCs does not differ significantly between the methods. Our results demonstrate that injection site repair of the CCA allows for repeat injections through the same artery and does not impair the delivery and distribution of injected material, thus providing a model with greater flexibility that more closely emulates intracarotid injection in humans.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Weiterentwicklung der Glioblastombehandlung durch intraarterielle Verabreichungsstrategien für onkolytische Viren und microRNAs

Repair of the intracarotid artery in a mouse model after injection returns blood flow to the artery without negatively impacting the distribution of the injected material. Injection site repair facilitates subsequent injections through the same artery and prevents cerebral ischemia in mouse strains that lack a complete Circle of Willis.

Erleichterung wiederholter Intrakarotis-Injektionen in Mausmodellen durch eine neuartige Reparaturtechnik an der Injektionsstelle

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there ...

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous substances into the brain. These exogenous substances may induce injurious impact or constitute therapeutic strategy. The most common delivery methods of exogenous substances into the brain are based on systemic deliveries, such as subcutaneous or intravenous routes. Although commonly used, these approaches have several limitations, including low delivery efficacy into the brain. In contrast, surgical methods that locally deliver substances into the CNS are more specific and prevent the uptake of the exogenous substances by other organs. Several surgical methods for CNS delivery are available; however, they tend to be very traumatic. Here, we describe a mouse infusion microsurgery technique, which effectively delivers substances into the brain via the internal carotid artery, with minimal trauma and no interference with normal CNS functionality.

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

The present protocol describes a mouse microsurgery infusion technique, which effectively delivers substances directly into the brain via the internal carotid artery.

Maus Mikroinfusionstechnik für Zielsubstanz Lieferung in das ZNS<i&gt; über</i&gt; Die Arteria carotis interna

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Halsschlagader Infusionen für pharmakokinetischen und pharmakodynamischen Analyse von Taxanen in Mäusen

Zusammenfassung

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Ein Modell des Disturbed Flow-Atherosklerose in Maus Halsschlagader durch partielle Ligation und eine einfache Methode zur RNA-Isolierung aus Carotid Endothelium

Intracarotid Cancer Cell Injection zu produzieren Mausmodelle von Hirnmetastase

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Intrakranielle Kanülenimplantation für serielle lokoregionäre chimäre Antigenrezeptor (CAR) T-Zell-Infusionen in Mäusen

Chemotherapie-induzierte vaskuläre Toxizität - Echtzeit-

Erleichterung wiederholter Intrakarotis-Injektionen in Mausmodellen durch eine neuartige Reparaturtechnik an der Injektionsstelle

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Erleichterung wiederholter Intrakarotis-Injektionen in Mausmodellen durch eine neuartige Reparaturtechnik an der Injektionsstelle

Maus Mikroinfusionstechnik für Zielsubstanz Lieferung in das ZNS