Die Autoren danken Laurie von Melchner, Inselspital Bern, Klinik für Neurochirurgie, Bern, Schweiz, für das Korrekturlesen und Editieren des Manuskripts und Paskus Jeremia, Boston Kinderkrankenhaus, Boston, MA für das Korrekturlesen des ersten Entwurfs. Wir schätzen die geschickte Verwaltung der Tierpflege, Anästhesie und operative Unterstützung von Daniel Mettler, DVM, Max Müller, DVM, Daniel Zalokar und Olgica Beslać, Experimentelle Chirurgische Institut, Abteilung für Klinische Forschung der Universität Bern, Bern, Schweiz. Wir danken Michael Lensch, Leiter Forschung Nurse, Klinik für Intensivmedizin, Inselspital Bern und der Universität Bern, Bern, Schweiz, für Echtzeit-Datenüberwachung und Nachbearbeitung der physiologischen Parameter. Wir danken Edin Nevzati, Carl Muroi, und Salome Erhardt, für ihre hervorragende Labor technische und operative Unterstützung. Diese Arbeit wurde von der Abteilung für Intensiv unterstütztE Medizin, Inselspital Bern und der Universität Bern, Bern, Schweiz, der Abteilung für Klinische Forschung der Universität Bern, Bern, Schweiz, und der Forschungsfonds aus dem Kantonsspital Aarau, Aarau, Schweiz. Wir danken Elsevier, für Abdruckgenehmigung für Abbildungen 1 und 2.

Drei Monate alten weiblichen Neuseeland-Kaninchen mit einem Gewicht von 2,5 bis 3,5 kg wurden für dieses Verfahren verwendet. Die Studie wurde in Übereinstimmung mit den National Institutes of Health Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren und mit der Genehmigung des Animal Care Committee des Kantons Bern, Schweiz (# 105 der Zulassung / 13) durchgeführt. Alle chirurgischen Verfahren wurden unter sterilen Bedingungen an der Experimental Surgical Institute der Fakultät für Klinische Forschung an der Universität Bern Krankenhaus in Bern, Schweiz durchgeführt. Ein Anästhesist überwacht Tier die Tiere während der Operation und während Genesung. 1. Vorbereitung der Tiere, Positionierung und Schlüsselbein-Arterie Kanülierung <ol><li> Induzieren Narkose bei Kaninchen mit intramuskulären Injektion von Ketamin (30 mg / kg; Ketalar, 50 mg / ml) und Xylazin (6 mg / kg; Xylapan 20 mg / ml) und die Steuerung der Narkosetiefe, indem die Reaktion des Kaninchens auf schädliche stimulatIonen (zB Zeh Prise). Siehe 1.7 im Falle einer positiven Antwort. </li><li> Ziehen Sie die Unterlider beider Augen und eine kleine Menge Salbe auf die Augenlider zu Trockenheit und weitere Reizung zu vermeiden. </li><li> Catheterize die laterale Ohrvene mit einer 20 Gbutterfly Venflon (20 G Gefäßkatheter), mit Klebeband fixieren, und eine Verbindung zu einer Schwerkraft-Beutel mit 0,9% Natriumchlorid (500 ml / 24 h) und Ketamin (40 mg / kg / h) / Xylazin (4 mg / kg / h) für die kontinuierliche intravenöse (iv) Anästhesie. Verwalten Sie zusätzliche Analgetika alle 15 min iv (Fentanyl, 1 mcg / kg). Hinweis: Vermeiden Sie flüchtige Gas Anästhetika, die mit einer verminderten CPP verbunden ist, die Erhöhung CBF, und abnehmender Hirnstoffwechselrate für Sauerstoff 11 intravenöse Anästhetika bieten mehr idealen Eigenschaften für NEUROANESTHESIA durch die Erhaltung CBF und zerebrale Vasokonstriktion, 12, die von obersten Bedeutung ist, wenn das Studium Hirn. Vasospasmus. Zusätzlich ist, obwohl die Mortalität in SPONT erhöhtaneously Atem Tieren kann es besser imitieren die menschliche Situation der akuten SAH. </li><li> Liefern Sauerstoff (1 - 2 L / min) über eine Atemmaske, die endexspiratorischen Kohlendioxid erlaubt (EtCO 2) Überwachung. </li><li> Installieren Sie ein 3-Kanal-Elektrokardiogramm (EKG) .Den drei subkutane Elektroden in einer dreieckigen Anordnung auf der Bauchseite des Kaninchens; Insbesondere legen eine Elektrode über dem rechten midthoracic Region (mit Abstand zu den sterilen rasiert Feld für die Schlüsselbeinarterie Kanülierung) und zwei Elektroden in den Unterleib über beide Glieder verteilt. </li><li> Überwachung der Narkosetiefe alle 15 Minuten während der Operation durch folgende Atemfrequenz, Herzfrequenz (HR) aus dem EKG-Signal überwacht, und die Reaktion auf schädliche Stimulation. </li><li> Im Falle einer positiven Reaktion auf schädliche Stimulation (toe Prise), Anpassung der Narkosetiefe durch Ketamin Bolus (6 mg / kg) und Xylazin iv Bolus (0,05 mg / kg) iv und / oder eine zusätzliche Analgesie mit Fentanyl-Bolus (1 mcg / kg) iv </li><li> Befestigen Sie die Kaninchen in Rückenlage auf einem Körper Wärmeplatte, Kippen den Kopf 20 ° nach unten und leichtes Drehen kontralateral zu der Seite, auf der die Schlüsselbeinarterie freigelegt werden. </li><li> Augensalbe anwenden und bereiten die Fläche für die Chirurgie durch Rasieren der Haare über der rechten Brustmuskel um das mittlere Drittel des Schlüsselbeins, und über die Frontal-, parietal- und Hinterhaupt Schädel, Hals, und über der rechten A. femoralis communis. </li><li> Desinfizieren Sie die Haut für 3 Minuten mit einem breiten Spektrum antiseptischen, zB., PVP-Jod. </li><li> Decken Sie die Kaninchen mit sterilen Tüchern. Führen Sie alle weiteren Verfahren unter sterilen Bedingungen und häufig gelten 4% Papaverin HCl und Antibiotika-Lösung (Neomycinsulfat 5 mg / ml) topisch auf arteriellen Vasospasmus nach Schiffs Manipulation und lokale Infektionen zu verhindern. </li><li> Infiltrieren die Brustmuskel mit Lokalanästhetika (Lidocain 1% maximal 6 mg / kg). Machen Sie eine parasternalen Hautschnitt und bereiten dieBrustmuskel. Mit dem Mikroskop, sezieren die Schlüsselbeinarterie und mit einem proximalen und distalen Ligatur (4-0 polyfilen Nähte) um das freiliegende Ende. Halten Sie eine Ligatur nahe dem proximalen Kontrolle an Ort und Stelle, um den Katheter zu sichern und zu ligieren das Gefäß distal. </li><li> Führen Sie eine Arteriotomie in der Wand der A. subclavia durch Einschneiden der Arterie mit einem gekrümmten microscissor und kanülieren die Schlüsselbeinarterie retrograd mit einem kleinen intravasale 3-Wege-Hahn. Sichern Sie den Katheter durch Doppelknoten Ligatur zum distalen Ligatur, um arterielle Verdrehen oder Biegen des proximalen Teils der Arterie zu verhindern und um ein Verrutschen oder massive Blutungen zu vermeiden. </li></ol> 2. Blutdruck und arterielle Blutgasüberwachung <ol><li> Schließen Sie das 3-Wege-Hahn, um i) die intravasale Kanüle für die arterielle Blutgas (ABG) analysiert, pH, PaCO2, PaO2, Bicarbonat, Basenüberschuss, und SO 2, ii) die invasive arterielle BlutDruckmessvorrichtung, und iii) die Shunt-Vorrichtung. </li><li> Sammeln Blutproben für die ABG-Status (PaCO2, PaO2) und Standard-Herz-Kreislauf und Atmungsparameter (Blutdruck, HR, EKG, Atemfrequenz und endexspiratorischen CO 2) und Übertragung von Daten über das analoge Ausgangsschnittstelle zu einem Analog- kontinuierlich zu überwachen Digital-Wandler / Datenlogger und Speicher. HINWEIS: Der Druck wird im Grunde Pegel vor und nach jeder Sitzung auf Null gesetzt werden, und der Druck Kalibrierung der Analog / Digital-Wandler und die Datenprotokollierungssystem wird einmal durchgeführt werden, bevor die Reihe beginnt. </li></ol> 3. Baseline digitale Subtraktionsangiographie <ol><li> Ein externer Meßsteuereinrichtung (kleine Kugel) über beide Unterkiefer Winkel, um die Angiographie zu kalibrieren. HINWEIS: Diese ermöglicht die exakte Vergleich der Post-hoc-Messungen der Baseline und Follow-up-Gefäßdurchmesser. </li><li> Digitale Subtraktionsangiographie (DSA) durch retrograde inner einrterial Bolusinjektion von nichtionischen Iopamidol (0,6 ml / kg, 5 ml / s für 2 s) durch die Kanüle eingeführt Arterie und bündig die Kanüle unmittelbar nach Bolus-Injektion von Salzlösung, um die Okklusion des letzteren zu verhindern. </li><li> Erhalten Bilder (7 Bilder in 14 sec) der vertebrobasilären System mit einem schnellen sequentiellen Angiographie Aufnahme in einem 5 ° linken vorderen Schräglage. </li><li> Infiltrieren den Bereich um den rechten A. femoralis communis mit Lokalanästhetika (Lidocain 1%, maximal 6 mg / kg). Machen Sie eine kleine Leistenhautschnitt. Mit dem Mikroskop zur Visualisierung, sezieren die A. femoralis communis und mit einem proximalen und distalen Ligatur (4-0 polyfilen Nähte) um das freiliegende Ende. </li><li> Nach Arteriotomie, kanülieren die Oberschenkelarterie mit einem 5-F Hülle. Spülen Sie die Seitenöffnung des Mantels mit Kochsalzlösung. </li><li> Advance A 5-F-Katheter in die Brachiozephalarterie durch die Hülle unter Durchleuchtung. Erstellen Sie eine Straßenkarte, dann voran einen Führungsdraht zu thE vertebrobasiläre System. Injizieren eines Bolus von nicht-ionischen Iopamidol (0,6 ml / kg, 5 ml / s in 2 sec) für DSA, wie in Schritt 3.2 beschrieben. </li></ol> 4. Rotation um Bauchlage <ol><li> Nach Baseline DSA, die Position des Kaninchen von der Rückenlage in die Bauchlage. Seien Sie vorsichtig, nicht zu manipulieren oder den Standort der Position der intra-arteriellen Katheter. </li><li> Positionieren Sie den Kopf in einem Kopfhalter in einem 30 ° Winkel, Kopf nach unten orientiert. </li></ol> 5. Cisterna Magna Pannen <ol><li> Desinfizieren Sie die Haut über den Kopf und Hals mit PVP-Jod-3-mal für jeweils 1 min, und decken das Operationsgebiet mit sterilen Tüchern. </li><li> Legen Sie eine 22 G x 40 mm Kinderrücken Zugang Nadel transkutan in die Cisterna magna ohne vorherige Hautschnitt oder Muskel Verschiebung. </li><li> Bestätigen, dass das Tier vollständig durch die Gewährleistung eines fehlenden Zehen Prise Antwort, bevor entlang der knöchernen externen Hinterhaupthöcker Schiebe die Nadel betäubtbis eine Lücke festgestellt wird; drücken Sie nicht die Nadel weiter. </li><li> Überprüfen Sie die korrekte Positionierung der Nadel durch Beobachtung spontanen tropft von Liquor mit dem Kopf des Kaninchens sich an einen 20 ° Winkel für ein paar Minuten gekippt. </li></ol> 6. Installation des intrakraniellen Drucks und des zerebralen Blutflussüberwachung <ol><li> Nach der Mittellinie und der Haut Galea Einschnitt, legen Sie eine kleine Wund-Spreizer. </li><li> Stellen drei runden Osteotomien (2 mm Durchmesser) mit einem Hochgeschwindigkeits-Mikrobohrers im frontalen Teil des Schädels nach den äußeren Schädellandmarken (1) 9, das heißt, über den Riechkolben und bilaterale frontale zur Platzierung eines Neuro Gerät, wenn notwendig. Verwenden Sie ein Lineal Millimeter-Skala, um die Koordinaten für Bohrloch Platzierung wie folgt zu bestimmen: Hirndrucksteigerung (ICP) Überwachung in der midpupillary Linie 1-2 mm von der Medialeitung; intraparenchymalen Laser-Doppler-Sondenvier vor fünf mm vor und seitlich der Bregma (Abbildung 1). </li><li> Visualisieren Sie die Dura, und führen Sie sorgfältige Blutstillung: Verwenden Knochenwachs für die Knochenblutstillung durch seine Tamponade Aktion und führen Sie lokale Blutstillung mit bipolarer Koagulation der Dura. </li><li> Legen Sie die intraparenchymalen Hirndruck (ICP)-Monitor Spitze in der rechten Riechkolben bis zu einer Tiefe von 2 mm und dann kalibrieren. </li><li> Legen Sie die beiden Laser-Doppler-Flussmessung feinen Nadelsonden mit einem externen Klemmsystem und fügen Sie sie in die entsprechenden Bohrlöcher in der rechten und linken Stirn Hemisphären lateral der ventrikulären System, dh in der Mittellinie, um Interferenzen mit Rückenmarksflüssigkeit zu vermeiden. Platzieren Nadelsonden zu einer Tiefe von 2,5 mm. </li><li> Nach Platzierung der Sonden Neuromonitoring, Dichtung alle Bohrlöcher mit einem dicken Stecker des Knochenwachs, um den Schädel flüssigkeitsdicht zu halten. </li><li> Messen Basislinienparameter des mittleren arteriellen Blutdrucks (MAP), ICP und des zerebralen Blutflusses (CBF) mit einem Multimonitor und Vierkanal-Laser-Doppler-Gewebedurchblutung Monitor. </li></ol> 7. Shunt Induktions <ol><li> Schließen Sie die Rücken Zugang Nadel in der Cisterna magna zu dem zuvor katheterisiert subclavia über mit Blut gefüllte Drucküberwachung Schläuche. Verwenden Sie die 3-Wege-Hahn für die Blutdruckmessung und Blutabnahme als Hafen. HINWEIS: Die Schwere der SAH hängt von der Menge an Blut und kann grob durch die Reichhaltigkeit des subarachnoidalen Gerinnsel bei der Ernte Gehirn 5,11 geschätzt werden. </li><li> MAP, HR, EKG, Atemfrequenz und endexspiratorischen CO 2 bei einer Abtastrate von 1 Hz von 6 min vor kontinuierlich zu überwachen, bis mindestens 20 min nach SAB. </li><li> Bestätigen, dass das Tier vollständig durch die Gewährleistung eines fehlenden Zehe Prise Antwort vor dem Öffnen des Shunt-Verbindung zwischen der A. subclavia und der Cisterna magna zu SAH durch den Druck Gradie induzieren betäubtnt. Hinweis: (. ZB auf einem gewünschten Niveau von ICP) Eine kontrollierte SAH durch Schließen des Shunt zu jedem Zeitpunkt erfolgen. </li><li> Aufzeichnen Beharrungswerte während eines Zeitraums von etwa 15 min. </li><li> Nach ICP erreicht ihren Höhepunkt, halten Sie die Rücken Zugang Nadel an Ort und Stelle, bis ICP wieder auf einem stabilen Zustand in der Nähe zu den Ausgangswerten. Wenn der ICP Plateau ist für mehr als 10 Sekunden lang aufrechterhalten oder wenn ICP nimmt spontan, schließen Sie den Shunt. </li><li> Entfernen CBF feinen Nadel-Sonden und ICP-Sonde, stecken Bohrlöcher mit Knochenwachs, entfernen Sie alle Katheter (einschließlich subclavia Katheter, da Katheter Manipulation mit konsekutiver Blutung mit hoher Morbidität und Mortalität verbunden, und erhöht die Infektionsrate), führen strenge Wundspülung mit Neomycin-Sulfat und Naht der Haut. </li></ol> 8. Postoperative Behandlung <ol><li> Der Eingriff dauert etwa 2 Stunden. Aufgrund der Halbwertszeiten von Ketamin und Xylazin, die Erholungszeit der animal ist recht kurz - etwa 1 Stunde. Die Tiere werden unter einer Wärmelampe während der Wiederherstellung gehalten. Zusätzliche Flüssigkeiten sind nicht vorgesehen. Während dieser ersten postoperativen Erholungsphase gelten Buprenorphin 0,02 mg / kg sc alle 8 Stunden für 24 Stunden. </li><li> Gelten transdermales Fentanyl Matrixpflaster frei 12,5 ug / h in die rasierte Nackenbereich der Tiere für eine effektive Analgesie in den nächsten 72 Stunden. </li><li> Sie ein Tier nicht unbeaufsichtigt lassen, bis er das Bewusstsein wiedererlangt, um ausreichend Brustlage zu halten. </li><li> Sie ein Tier, dass eine Operation in der Gesellschaft von anderen Tieren unterzogen wurde, bis vollständig erholt nicht zurück. </li></ol> 9. Folgen Sie digitale Subtraktionsangiographie zu DCVS an Tag 3 bewerten <ol><li> Führen Sie die Schritte 1,1-3,6, wie oben beschrieben. </li><li> Euthanize die Tiere durch intraarterielle Bolusinjektion von Natrium thiopenthal (40 mg / kg) (Pentothal, Ospedalia AG, Hünenberg, Schweiz). In Fällen, bei denen die Histologie und immunohistochemistry benötigt wird, führen Sie eine intra Perfusionsfixierung bei RT in einem Perfusionsdruck von 100 cm H 2 O. </li></ol>

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	<li>Taylor, T. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifetime+cost+of+stroke+in+the+United+States.">Lifetime cost of stroke in the United States.</a> Stroke; a journal of cerebral circulation. 27, 1459-1466 (1996).</li><li>Kikkawa, Y., Kameda, K., Hirano, M., Sasaki, T., Hirano, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+feedback+regulation+of+the+receptor+activity+and+the+myofilament+Ca2++sensitivity+contributes+to+increased+vascular+reactiveness+after+subarachnoid+hemorrhage.">Impaired feedback regulation of the receptor activity and the myofilament Ca2+ sensitivity contributes to increased vascular reactiveness after subarachnoid hemorrhage.</a> Journal of cerebral blood flow and metabolism : official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 30, 1637-1650 (2010).</li><li>Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Standard+intracranial+in+vivo+animal+models+of+delayed+cerebral+vasospasm.">Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm.</a> British journal of neurosurgery. 24, 415-434 (2010).</li><li>Marbacher, S., Neuschmelting, V., Graupner, T., Jakob, S. M., Fandino, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+delayed+cerebral+vasospasm+by+continuous+intrathecal+infusion+of+glyceroltrinitrate+and+nimodipine+in+the+rabbit+model+in+vivo.">Prevention of delayed cerebral vasospasm by continuous intrathecal infusion of glyceroltrinitrate and nimodipine in the rabbit model in vivo.</a> Intensive care medicine. 34, 932-938 (2008).</li><li>Zhou, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+between+one-+and+two-hemorrhage+models+of+cerebral+vasospasm+in+rabbits.">Comparison between one- and two-hemorrhage models of cerebral vasospasm in rabbits.</a> Journal of neuroscience. 159, 318-324 (2007).</li><li>Vatter, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time+course+in+the+development+of+cerebral+vasospasm+after+experimental+subarachnoid+hemorrhage:+clinical+and+neuroradiological+assessment+of+the+rat+double+hemorrhage+model.">Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model.</a> Neurosurgery. 58, 1190-1197 (2006).</li><li>Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+experimental+rat+models+of+early+brain+injury+after+subarachnoid+hemorrhage.">Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage.</a> Neurosurgery. 65, 331-343 (2009).</li><li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+rabbit+model+for+the+study+of+early+brain+injury+after+subarachnoid+hemorrhage.">A new rabbit model for the study of early brain injury after subarachnoid hemorrhage.</a> Journal of neuroscience. 208, 138-145 (2012).</li><li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Outer+skull+landmark-based+coordinates+for+measurement+of+cerebral+blood+flow+and+intracranial+pressure+in+rabbits.">Outer skull landmark-based coordinates for measurement of cerebral blood flow and intracranial pressure in rabbits.</a> Journal of neuroscience methods. 201, 322-326 (2011).</li><li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extra-intracranial+blood+shunt+mimicking+aneurysm+rupture:+intracranial-pressure-controlled+rabbit+subarachnoid+hemorrhage+model.">Extra-intracranial blood shunt mimicking aneurysm rupture: intracranial-pressure-controlled rabbit subarachnoid hemorrhage model.</a> Journal of neuroscience. 191, 227-233 (2010).</li><li>Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+grading+system+evaluating+bleeding+scale+in+filament+perforation+subarachnoid+hemorrhage+rat+model.">A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model.</a> J Neurosci Methods. 167, 327-334 (2008).</li><li>Macdonald, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delayed+neurological+deterioration+after+subarachnoid+haemorrhage.">Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage.</a> Nature reviews. Neurology. 10, 44-58 (2014).</li><li>Zhang, Z. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Platelet-derived+growth+factor-induced+severe+and+chronic+vasoconstriction+of+cerebral+arteries:+proposed+growth+factor+explanation+of+cerebral+vasospasm.">Platelet-derived growth factor-induced severe and chronic vasoconstriction of cerebral arteries: proposed growth factor explanation of cerebral vasospasm.</a> Neurosurgery. 66, 728-735 (2010).</li><li>Laslo, A. M., Eastwood, J. D., Chen, F. X., Lee, T. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+CT+perfusion+imaging+in+subarachnoid+hemorrhage-related+vasospasm.">Dynamic CT perfusion imaging in subarachnoid hemorrhage-related vasospasm.</a> AJNR. American journal of neuroradiology. 27, 624-631 (2006).</li><li>Shao, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+tetramethylpyrazine+on+nitric+oxide/cGMP+signaling+after+cerebral+vasospasm+in+rabbits.">Effects of tetramethylpyrazine on nitric oxide/cGMP signaling after cerebral vasospasm in rabbits.</a> Brain research. 1361, 67-75 (2010).</li><li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat.">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1086-1091 (1995).</li><li>Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats.">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1279-1283 (1995).</li><li>Zakhartchenko, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-mediated+transgenesis+in+rabbits:+chimeric+and+nuclear+transfer+animals.">Cell-mediated transgenesis in rabbits: chimeric and nuclear transfer animals.</a> Biology of reproduction. 84, 229-237 (2011).</li><li>Capecchi, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+targeting+in+mice:+functional+analysis+of+the+mammalian+genome+for+the+twenty-first+century.">Gene targeting in mice: functional analysis of the mammalian genome for the twenty-first century.</a> Nature reviews. Genetics. 6, 507-512 (2005).</li><li>Flisikowska, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+immunoglobulin+gene+disruption+and+targeted+replacement+in+rabbit+using+zinc+finger+nucleases.">Efficient immunoglobulin gene disruption and targeted replacement in rabbit using zinc finger nucleases.</a> PloS one. 6, e21045 (2011).</li><li>Nakajima, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+aging+on+cerebral+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+rabbits.">Effects of aging on cerebral vasospasm after subarachnoid hemorrhage in rabbits.</a> Stroke. 32, 620-628 (2001).</li></ol>

None. The authors have no financial or commercial interest in any of the drugs, materials, or equipment used. No specific funding was received for this work. The authors are solely responsible for the design and conduct of the presented study and report no conflict of interest concerning the materials and methods used in this study or the findings specified in the paper. They confirm the adherence of ethical standards. The study was performed in accordance with the National Institutes of Health guidelines for the care and use of experimental animals and with the approval of the Animal Care Committee of the Canton of Bern, Switzerland (approval #109/07 and #107/09).

Der Shunt-Modell produziert Pathologie ähnlich wie beim Menschen nach akuter SAH 3,8,10 beobachtet. Es wurde vorgeschlagen, dass EBI kann verschärfen, zu pflegen und sogar auslösen DCVS 12, und als solche kann dieses Modell bei der Untersuchung sowohl die frühen und späten Phasen DCVS, einschließlich EBI und DCVS Wechselwirkungen folgenden SAH unterstützen. Insbesondere, wiederholbare in vivo DCVS Überwachungstechniken einschließlich DSA 13, Computertomographie-Angiogra...

Aneurysmatischen Subarachnoidalblutung (SAB) ist einer der am meisten lebensbedrohlichen neuropathologischen Bedingungen, häufig zu bleibenden neurologischen Schäden oder Tod führen 1. Historische Forschung hat sich auf verzögerte Hirnvasospasmus (DCVS) als primäre Ursache der neurologischen Defizite mit SAH 2 zugeordnet konzentriert. Allerdings hat der allgemein schlechten klinischen Ergebnisse von Patienten mit SAB nach der Behandlung von Vasospasmus zu einer Ausweitung der Forschungsschwerpunkt geführt, um die Auswirkungen der frühen Hirnverletzung (EBI) nach SAB 3 gehören. Mehr Verständnis für die Bedeutung der beiden EBI und DCVS Beitrag zur schlechten klinischen Ergebnisse nach SAB ist wesentlich für die Entwicklung von effektiveren Therapiestrategien. Bis jetzt Einzel-und Doppeleigenblutinjektion in die Cisterna magna ist die Standardmethode für die SAH Induktion für das Studium der DCVS 2-6. Obwohl häufig in früheren Studien verwendet wird,dieses Modell wahrscheinlich nicht die neuropathologischen wichtigsten Änderungen mit SAH verbunden sind, nicht reproduzieren induzierte EBI 7. Im Gegensatz dazu ist die endovaskuläre Perforation bekannt, schweren akuten pathophysiologischen Veränderungen, die die Symptome der EBI 7 teilweise nachahmen. Dieser Bericht beschreibt ein neuartiges Kaninchenmodell von SAH zur Untersuchung sowohl EBI und DCVS ermöglichen, wodurch eine genauere Charakterisierung der SAH-induzierten Pathologie 8-10. Bei dem beschriebenen Verfahren wird die Standard Cisterna magna Modell durch Verbinden des arteriellen Systems angepaßt der A. subclavia und der Cisterna magna über einen extrakorporalen Shunt. Die Durchblutung wird dadurch auf die Physiologie des Kaninchens verbunden und durch das Druckgefälle zwischen dem arteriellen Blut und Hirndruck angetrieben. Die Blutung stoppt, wenn intrazerebrale Druck (ICP) gleich der diastolische Blutdruck und die Blut im Shunt-System koaguliert. Verwendung des Host &amp; #8217; s Physiologie reduziert Prüfer-abhängigen Induktion SAH, was zu einer konsequenteren Modell des SAH, die zuverlässig und produziert sowohl EBI DCVS Phänotypen 3,8-10.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="905">
	<tbody>
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			<td style="width:223px;">forceps medical n&#176;5, vessel sciccors 8cm, microclip 4mm</td>
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		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">respirator</td>
			<td style="width:236px;">Hugo Sachs</td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">hair clipper</td>
			<td style="width:236px;">3M Surgical Clipper&#160;</td>
			<td style="width:223px;">&#160;Starter Kit 9667A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">body warm plate</td>
			<td style="width:236px;">FHC</td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:279px;">blood gas analyzer</td>
			<td style="width:236px;">Radiometer, Copenhagen, Denmark</td>
			<td style="width:223px;">ABL 725</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:279px;">cardiac monitoring</td>
			<td style="width:236px;">Camino Multi-Parameter Monitor, Integra, Plainsboro, NJ, US</td>
			<td style="width:223px;">AP-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;">software analysis</td>
			<td style="width:236px;">BIOPAC Systems, Inc., Goleta, CA, USA</td>
			<td style="width:223px;">Biopac MP100 and acqKnowledge software,version 3.8.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;">software analysis</td>
			<td style="width:236px;">ImagePro Discovery, MediaCybernetics, Silver Spring, MD, USA</td>
			<td style="width:223px;">image-Pro Plus version&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">angiography apparatus</td>
			<td style="width:236px;">DFP 2000 A-Toshiba</td>
			<td style="width:223px;">MIIXR0001EAA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">ICP monitor</td>
			<td style="width:236px;">Camino Laboratories, San Diego, CA, USA</td>
			<td style="width:223px;">ICP monitor, Model 110-4B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">blood flow monitor</td>
			<td style="width:236px;">Oxford Optronix Ltd., Oxford, UK</td>
			<td style="width:223px;">CAL KIT microsphere solution</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">laser-Doppler flowmetry fine needle probes&#160;</td>
			<td style="width:236px;">Oxford Optronix Ltd., Oxford, UK</td>
			<td style="width:223px;">MNP110XP, 0.48 mm diameter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">pressure tube</td>
			<td>B. Braun, Germay</td>
			<td style="width:223px;">PE 1.0 mm &#215; 2.0 mm</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:279px;">anesthesia monitor</td>
			<td>GE Medical Systems, Switzerland&#160;</td>
			<td style="width:223px;">Datex S5 Monitor</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:279px;">Material</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">20 G vascular catheter</td>
			<td style="width:236px;">Smiths Medical</td>
			<td style="width:223px;">Jelco i.v. catheter, REF 4057</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">5.5F three-lumen central venous catheter&#160;</td>
			<td style="width:236px;">Connectors, Tagelswangen, Switzerland</td>
			<td>silicone catheter STH-C040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">22Gx40mm needle&#160;</td>
			<td style="width:236px;">Emergo Group Inc., Netherlands</td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">high-speed microdrill</td>
			<td style="width:236px;">Stryker, Solothurn, Switzerland</td>
			<td>5400-15&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">bone wax</td>
			<td style="width:236px;">Ethicon, Johnson &#38; Johnson,NJ, USA</td>
			<td style="width:223px;">ETHW31G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:279px;">bipolar forceps</td>
			<td style="width:236px;">Aesculap, Inc., PA, US</td>
			<td>US349SP&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:279px;">Ketamin</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td>Any generic product</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Xylazine</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td>Any generic product</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:279px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td>Any generic product</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Fentanyl</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td>Any generic product</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">transdermal fentanyl matrix patches&#160;</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td>Any generic product</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Lidocaine 1%&#160;</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td>Any generic product</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">4% papaverin HCl&#160;</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td>Any generic product</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Neomycin sulfate&#160;</td>
			<td style="width:236px;">Research Organics Inc., OH, USA</td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td>Any generic product</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Povidone-iodine&#160;</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td>Any generic product</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">0.9% sodium chloride</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td>Any generic product</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:279px;">Iopamidol&#160;</td>
			<td style="width:236px;">Abott Laboratories, IL, USA</td>
			<td style="width:223px;"></td>
			<td>Any generic product</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:279px;">3-0 resorbable suture</td>
			<td style="width:236px;">Ethicon Inc., USA</td>
			<td>VCP824G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:279px;">5-0 non absorbable suture</td>
			<td style="width:236px;">Ethicon Inc., USA</td>
			<td>8618G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:279px;">4-0 polyfilament sutures</td>
			<td style="width:236px;">Ethicon Inc., USA</td>
			<td style="width:223px;">VCP284G</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the rabbit blood-shunt model for the study of acute and late sequelae of subarachnoid hemorrhage: technical aspects

Frühen Hirnverletzung und verzögert zerebralen Vasospasmus beide zur ungünstige Ergebnisse nach Subarachnoidalblutung (SAB). Reproduzierbar und kontrollierbar Tiermodellen, die beide Bedingungen zu simulieren, sind derzeit ungewöhnlich. Daher werden neue Modelle, um die menschliche pathophysiologischen Bedingungen von SAH resultierenden imitieren benötigt. Dieser Bericht beschreibt die technischen Nuancen eines Kaninchenblut-Shunt-Modell, das SAH Kontrolle der intrazerebralen Druck (ICP) ermöglicht. Ein extrakorporalen Shunt zwischen dem arteriellen System und den Subarachnoidalraum, die Prüfer-unabhängige SAH in einem geschlossenen Schädel ermöglicht platziert. Schritt-für-Schritt-Handlungsanweisungen und notwendige Ausrüstung beschrieben werden, sowie technische Überlegungen, um das Modell mit minimaler Morbidität und Mortalität zu produzieren. Wichtige Details für die erfolgreiche chirurgische Schaffung dieses robuste, einfache und konsistente ICP-gesteuerten SAH Kaninchenmodell erforderlich sind, beschrieben.

<html> Die Kaninchenblut Shunt-Modell SAH in diesem Bericht beschriebenen produziert EBI im Hippocampus (Abbildung 2a, b), basale Kortex (Abbildung 2a, b), und zerebrale Gefäßsystem (Abbildung 2C) bereits 24 Stunden nach der Verletzung und zeigt eine charakteristische Blutverteilung (2D) 8. Außerdem löst das Modell moderaten bis schweren Grad der DCVS am dritten Tag nach der SAH Induktion (Figur 3) 10. Die Morta...

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The Rabbit Blood-shunt Model for the Study of Acute and Late Sequelae of Subarachnoid Hemorrhage: Technical Aspects

The experimental intracranial pressure-controlled blood shunt subarachnoid hemorrhage (SAH) model in the rabbit combines the standard procedures &#8212; subclavian artery cannulation and transcutaneous cisterna magna puncture, which enables close mimicking of human pathophysiological conditions after SAH. We present step-by-step instructions and discuss key surgical points for successful experimental SAH creation.

Das Kaninchen Blut-Shunt-Modell für die Untersuchung von akuten und Spätfolgen Subarachnoidalblutung: Technische Aspekte

Early brain injury and delayed cerebral vasospasm both contribute to unfavorable outcomes after subarachnoid hemorrhage (SAH). Reproducible and ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

13.5K Aufrufe.  University and Bern University Hospital (Inselspital). The experimental intracranial pressure-controlled blood shunt subarachnoid hemorrhage (SAH) model in the rabbit combines the standard procedures — subclavian artery cannulation and transcutaneous cisterna magna puncture, which enables close mimicking of human pathophysiological conditions after SAH. We present step-by-step instructions and discuss key surgical points for successful experimental SAH creation.

Serie: The Rabbit Blood-shunt Model for the Study of Acute and Late Sequelae of Subarachnoid Hemorrhage: Technical Aspects

Microsurgical Venous Pouch Arterial-Bifurcation Aneurysms in the Rabbit Model: Technical Aspects

For ruptured human cerebral aneurysms endovascular embolization has become an equivalent alternative to aneurysm clipping.1 However, large clinical trials have shown disappointing long-term results with unacceptable high rates of aneurysm recanalization and delayed aneurysm rupture.2 To overcome these problems, animal experimental studies are crucial for the development of better endovascular devices.3-5
Several animal models in rats, rabbits, canines and swine are available.6-8 Comparisons of the different animal models showed the superiority of the rabbit model with regard to hemodynamics and comparability of the coagulation system and cost-effectiveness.9-11 
The venous pouch arterial bifurcation model in rabbits is formed by a venous pouch sutured into an artificially created true bifurcation of both common carotid arteries (CCA). The main advantage of this model are true bifurcational hemodynamics.12 The major drawbacks are the sofar high microsurgical technical demands and high morbidity and mortality rates of up to 50%.13 These limitations have resulted in less frequent use of this aneurysm model in the recent years. These shortcomings could be overcome with improved surgical procedures and modified peri- and postoperative analgetic management and anticoagulation.14-16 Our techniques reported in this paper demonstrate this optimized technique for microsurgical creation of arterial bifurcation aneurysms.

An optimized technique for the microsurgical creation of arterial bifurcation aneurysms mimicking bifurcation human cerebral aneurysms is described. A venous pouch is sutured into an artificially created true bifurcation of both common carotid arteries. Facilitated microsurgical techniques and aggressive postoperative anticoagulation and analgesia lead to minimized morbidity rates and high aneurysm patency rates.

Mikrochirurgische venöse Pouch Arterial-Bifurcation Aneurysmen in the Rabbit Modell: Technische Aspekte

For ruptured human cerebral aneurysms endovascular embolization has become an equivalent alternative to aneurysm clipping.1 However, large clinical trials ...

Forschung

Medizin

Biomarkers in an Animal Model for Revealing Neural, Hematologic, and Behavioral Correlates of PTSD

Identification of biomarkers representing the evolution of the pathophysiology of Post Traumatic Stress Disorder (PTSD) is vitally important, not only for objective diagnosis but also for the evaluation of therapeutic efficacy and resilience to trauma. Ongoing research is directed at identifying molecular biomarkers for PTSD, including traumatic stress induced proteins, transcriptomes, genomic variances and genetic modulators, using biologic samples from subjects' blood, saliva, urine, and postmortem brain tissues. However, the correlation of these biomarker molecules in peripheral or postmortem samples to altered brain functions associated with psychiatric symptoms in PTSD remains unresolved. Here, we present an animal model of PTSD in which both peripheral blood and central brain biomarkers, as well as behavioral phenotype, can be collected and measured, thus providing the needed correlation of the central biomarkers of PTSD, which are mechanistic and pathognomonic but cannot be collected from people, with the peripheral biomarkers and behavioral phenotypes, which can.
Our animal model of PTSD employs restraint and tail shocks repeated for three continuous days - the inescapable tail-shock model (ITS) in rats. This ITS model mimics the pathophysiology of PTSD 17, 7, 4, 10. We and others have verified that the ITS model induces behavioral and neurobiological alterations similar to those found in PTSD subjects 17, 7, 10, 9. Specifically, these stressed rats exhibit (1) a delayed and exaggerated startle response appearing several days after stressor cessation, which given the compressed time scale of the rat's life compared to a humans, corresponds to the one to three months delay of symptoms in PTSD patients (DSM-IV-TR PTSD Criterian D/E 13), (2) enhanced plasma corticosterone (CORT) for several days, indicating compromise of the hypothalamopituitary axis (HPA), and (3) retarded body weight gain after stressor cessation, indicating dysfunction of metabolic regulation.
The experimental paradigms employed for this model are: (1) a learned helplessness paradigm in the rat assayed by measurement of acoustic startle response (ASR) and a charting of body mass; (2) microdissection of the rat brain into regions and nuclei; (3) enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for blood levels of CORT; (4) a gene expression microarray plus related bioinformatics tools 18. This microarray, dubbed rMNChip, focuses on mitochondrial and mitochondria-related nuclear genes in the rat so as to specifically address the neuronal bioenergetics hypothesized to be involved in PTSD.

We describe a rat model of post traumatic stress disorder (PTSD) that reveals the persistent alterations in neuroendocrine function and the delayed long-term, exaggerated fear response, characteristic of PTSD patients. The animal model and methods described here are useful for correlating biomarkers in brain nuclei, which are mechanistic but cannot be measured in patients, with biomarkers in peripheral white blood cells, which can.

Biomarker in einem Tiermodell für die Aufdeckung Neural, hämatologischen und Behavioral Korrelate der PTSD

Identification of biomarkers representing the evolution of the pathophysiology of Post Traumatic Stress Disorder (PTSD) is vitally important, not only for ...

NADH Fluorescence Imaging of Isolated Biventricular Working Rabbit Hearts

Since its inception by Langendorff1, the isolated perfused heart remains a prominent tool for studying cardiac physiology2. However, it is not well-suited for studies of cardiac metabolism, which require the heart to perform work within the context of physiologic preload and afterload pressures. Neely introduced modifications to the Langendorff technique to establish appropriate left ventricular (LV) preload and afterload pressures3. The model is known as the isolated LV working heart model and has been used extensively to study LV performance and metabolism4-6. This model, however, does not provide a properly loaded right ventricle (RV). Demmy et al. first reported a biventricular model as a modification of the LV working heart model7, 8. They found that stroke volume, cardiac output, and pressure development improved in hearts converted from working LV mode to biventricular working mode8. A properly loaded RV also diminishes abnormal pressure gradients across the septum to improve septal function. Biventricular working hearts have been shown to maintain aortic output, pulmonary flow, mean aortic pressure, heart rate, and myocardial ATP levels for up to 3 hours8.
When studying the metabolic effects of myocardial injury, such as ischemia, it is often necessary to identify the location of the affected tissue. This can be done by imaging the fluorescence of NADH (the reduced form of nicotinamide adenine dinucleotide)9-11, a coenzyme found in large quantities in the mitochondria. NADH fluorescence (fNADH) displays a near linearly inverse relationship with local oxygen concentration12 and provides a measure of mitochondrial redox state13. fNADH imaging during hypoxic and ischemic conditions has been used as a dye-free method to identify hypoxic regions14, 15 and to monitor the progression of hypoxic conditions over time10.
The objective of the method is to monitor the mitochondrial redox state of biventricular working hearts during protocols that alter the rate of myocyte metabolism or induce hypoxia or create a combination of the two. Hearts from New Zealand white rabbits were connected to a biventricular working heart system (Hugo Sachs Elektronik) and perfused with modified Krebs-Henseleit solution16 at 37 &deg;C. Aortic, LV, pulmonary artery, and left &amp; right atrial pressures were recorded. Electrical activity was measured using a monophasic action potential electrode. To image fNADH, light from a mercury lamp was filtered (350&plusmn;25 nm) and used to illuminate the epicardium. Emitted light was filtered (460&plusmn;20 nm) and imaged using a CCD camera. Changes in the epicardial fNADH of biventricular working hearts during different pacing rates are presented. The combination of the heart model and fNADH imaging provides a new and valuable experimental tool for studying acute cardiac pathologies within the context of realistic physiological conditions.

The objective is to monitor the mitochondrial redox state of isolated hearts within the context of physiologic preload and afterload pressures. A biventricular working rabbit heart model is presented. High spatiotemporal resolution fluorescence imaging of NADH is used to monitor the mitochondrial redox state of epicardial tissue.

NADH Fluoreszenz-Imaging von isolierten biventrikulären Arbeiten Kaninchenherzen

Since its inception by Langendorff1, the isolated perfused heart remains a prominent tool for studying cardiac physiology2. However, it is not well-suited ...

A Low Mortality Rat Model to Assess Delayed Cerebral Vasospasm After Experimental Subarachnoid Hemorrhage

Objective: To characterize and establish a reproducible model that demonstrates delayed cerebral vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage (SAH) in rats, in order to identify the initiating events, pathophysiological changes and potential targets for treatment.
Methods: Twenty-eight male Sprague-Dawley rats (250 - 300 g) were arbitrarily assigned to one of two groups - SAH or saline control. Rat subarachnoid hemorrhage in the SAH group (n=15) was induced by double injection of autologous blood, 48 hr apart, into the cisterna magna. Similarly, normal saline (n=13) was injected into the cisterna magna of the saline control group. Rats were sacrificed on day five after the second blood injection and the brains were preserved for histological analysis. The degree of vasospasm was measured using sections of the basilar artery, by measuring the internal luminal cross sectional area using NIH Image-J software. The significance was tested using Tukey/Kramer's statistical analysis.
Results: After analysis of histological sections, basilar artery luminal cross sectional area were smaller in the SAH than in the saline group, consistent with cerebral vasospasm in the former group. In the SAH group, basilar artery internal area (.056 &mu;m &plusmn; 3) were significantly smaller from vasospasm five days after the second blood injection (seven days after the initial blood injection), compared to the saline control group with internal area (.069 &plusmn; 3; p=0.004). There were no mortalities from cerebral vasospasm.
Conclusion: The rat double SAH model induces a mild, survivable, basilar artery vasospasm that can be used to study the pathophysiological mechanisms of cerebral vasospasm in a small animal model. A low and acceptable mortality rate is a significant criterion to be satisfied for an ideal SAH animal model so that the mechanisms of vasospasm can be elucidated 7, 8. Further modifications of the model can be made to adjust for increased severity of vasospasm and neurological exams.

Aneurysmal subarachnoid hemorrhage (SAH) is bleeding that occurs into the subarachnoid space when an aneurysm ruptures. While the morbidity and mortality from this event has been on a decline due to improved treatment approaches, the risk of vasospasm after subarachnoid hemorrhage continues to be the same as it was several years ago. The importance of establishing a comprehensive and reproducible animal model to identify initiating events of cerebral vasospasm has been the focus of research since the first use of rats in an experimental vasospasm model in 1979 by Barry et al. Early work in rats demonstrated that a single injection of autologous blood into the cisterna magna led to acute (within minutes) but not delayed cerebral vasospasm 3, 6, 14. Here we characterize a low mortality SAH rat model that results in reproducible delayed vasospasm.

Eine niedrige Sterblichkeit Rattenmodell Verzögerte zerebralen Vasospasmus nach experimenteller Subarachnoidalblutung beurteilen

Objective: To characterize and establish a reproducible model that demonstrates delayed cerebral vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage (SAH) ...

Human Neuroendocrine Tumor Cell Lines as a Three-Dimensional Model for the Study of Human Neuroendocrine Tumor Therapy

Neuroendocrine tumors (NETs) are rare tumors, with an incidence of two per 100,&#x200A;000 individuals per year, and they account for 0.5% of all human malignancies.1 Other than surgery for the minority of patients who present with localized disease, there is little or no survival benefit of systemic therapy. Therefore, there is a great need to better understand the biology of NETs, and in particular define new therapeutic targets for patients with nonresectable or metastatic neuroendocrine tumors. 3D cell culture is becoming a popular method for drug screening due to its relevance in modeling the in vivo tumor tissue organization and microenvironment.2,3 The 3D multicellular spheroids could provide valuable information in a more timely and less expensive manner than directly proceeding from 2D cell culture experiments to animal (murine) models.
To facilitate the discovery of new therapeutics for NET patients, we have developed an in vitro 3D multicellular spheroids model using the human NET cell lines. The NET cells are plated in a non-adhesive agarose-coated 24-well plate and incubated under physiological conditions (5% CO2, 37 &deg;C) with a very slow agitation for 16-24 hr after plating. The cells form multicellular spheroids starting on the 3rd or 4th day. The spheroids become more spherical by the 6th day, at which point the drug treatments are initiated. The efficacy of the drug treatments on the NET spheroids is monitored based on the morphology, shape and size of the spheroids with a phase-contrast light microscope. The size of the spheroids is estimated automatically using a custom-developed MATLAB program based on an active contour algorithm. Further, we demonstrate a simple method to process the HistoGel embedding on these 3D spheroids, allowing the use of standard histological and immunohistochemical techniques. 
This is the first report on generating 3D spheroids using NET cell lines to examine the effect of therapeutic drugs. We have also performed histology on these 3D spheroids, and displayed an example of a single drug's effect on growth and proliferation of the NET spheroids. Our results support that the NET spheroids are valuable for further studies of NET biology and drug development.

We present a simple agarose overlay platform to grow 3D multicellular spheroids using neuroendocrine cancer cell lines. This method provides a very convenient way to examine the effect of therapeutic drugs on the neuroendocrine tumor cells. It could also help us establish human neuroendocrine tumor spheroids for cancer therapy.

Menschliche neuroendokrinen Tumor-Zelllinien als dreidimensionales Modell für das Studium der menschlichen neuroendokrinen Tumor-Therapie

Neuroendocrine tumors (NETs) are rare tumors, with an incidence of two per 100,&#x200A;000 individuals per year, and they account for 0.5% of all human ...

Technical Aspects of the Mouse Aortocaval Fistula

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The proximal infrarenal aorta and the distal aorta are dissected for clamp placement and needle puncture, respectively. Special attention is paid to avoid dissection between the aorta and the IVC. After clamping the aorta, a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta into the IVC. The surrounding connective tissue is used for hemostatic compression. Successful creation of the AVF will show pulsatile arterial blood flow in the IVC. Further confirmation of successful AVF can be achieved by post-operative Doppler ultrasound.

The goal is to produce an arteriovenous fistula that is simple and reproducible. This method does not use sutures or glue adhesive. Therefore the samples can be used with the least amount of foreign materials for analysis.

Technische Aspekte der Maus aortokavaler Fistel

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta ...

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of Willis perforation (CWp) and proven by intracranial pressure (ICP) monitoring. Thereby a homogenous blood distribution in subarachnoid spaces surrounding the arterial circulation and cerebellar fissures is achieved. Animal physiology is maintained by intubation, mechanical ventilation, and continuous on-line monitoring of various physiological and cardiovascular parameters: body temperature, systemic blood pressure, heart rate, and hemoglobin saturation. Thereby the cerebral perfusion pressure can be tightly monitored resulting in a less variable volume of extravasated blood. This allows a better standardization of endovascular filament perforation in mice and makes the whole model highly reproducible. Thus it is readily available for pharmacological and pathophysiological studies in wild type and genetically altered mice.

A standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage by intraluminal Circle of Willis perforation is described. Vessel perforation and subarachnoid bleeding are monitored by intracranial pressure monitoring. In addition various vital parameters are recorded and controlled to maintain physiologic conditions.

Einem Mausmodell der Subarachnoidalblutung

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

A Murine Model of Arterial Restenosis: Technical Aspects of Femoral Wire Injury

Cardiovascular disease caused by atherosclerosis is the leading cause of death in the developed world. Narrowing of the vessel lumen, due to atherosclerotic plaque development or the rupturing of established plaques, interrupts normal blood flow leading to various morbidities such as myocardial infarction and stroke. In the clinic endovascular procedures such as angioplasty are commonly performed to reopen the lumen. However, these treatments inevitably damage the vessel wall as well as the vascular endothelium, triggering an excessive healing response and the development of a neointimal plaque that extends into the lumen causing vessel restenosis (re-narrowing). Restenosis remains a major cause of failure of endovascular treatments for atherosclerosis. Thus, preclinical animal models of restenosis are vitally important for investigating the pathophysiological mechanisms as well as translational approaches to vascular interventions. Among several murine experimental models, femoral artery wire injury is widely accepted as the most suitable for studies of post-angioplasty restenosis because it closely resembles the angioplasty procedure that injures both endothelium and vessel wall. However, many researchers have difficulty utilizing this model due to its high degree of technical difficulty. This is primarily because a metal wire needs to be inserted into the femoral artery, which is approximately three times thinner than the wire, to generate sufficient injury to induce prominent neointima. Here, we describe the essential surgical details to effectively overcome the major technical difficulties of this model. By following the presented procedures, performing the mouse femoral artery wire injury becomes easier. Once familiarized, the whole procedure can be completed within 20 min.

The mouse femoral artery wire injury model of restenosis is technically challenging. In this protocol we show the key technical details essential for successfully performing wire injury to induce consistent&#160;neointima for studies of restenosis.

Ein Mausmodell von arterieller Restenose: Technische Aspekte der Femoral Draht Injury

Cardiovascular disease caused by atherosclerosis is the leading cause of death in the developed world. Narrowing of the vessel lumen, due to ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Transthoracic Echocardiographic Examination in the Rabbit Model

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to that of humans and that of other large animal models such as dogs and pigs. However, the rabbit model has the additional advantage of lower maintenance costs compared to other large animal models. The longitudinal evaluation of cardiac function using echocardiography, when appropriately implemented, is a useful methodology for preclinical assessment of novel therapies for heart failure with reduced ejection fraction (e.g. cardiac regeneration). The correct use of this non-invasive tool requires the implementation of a standardized examination protocol following international guidelines. Here we describe, step by step, a detailed protocol supervised by veterinary cardiologists for performing echocardiography in the rabbit model, and demonstrate how to correctly obtain the different echocardiographic views and imaging planes, as well as the different imaging modes available in a clinical echocardiography system routinely used in human and veterinary patients.

Here we describe, step by step, a detailed protocol for performing echocardiography in the rabbit model. We show how to correctly obtain the different echocardiographic views and imaging planes, as well as the different imaging modes available in a clinical echocardiography system routinely used in human and veterinary patients.

Transthorakale Echokardiographische Untersuchung im Kaninchenmodell

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to ...