Dieses Modell der Subarachnoidalblutung hilft uns, die pathophysiologischen Mechanismen und die Folgen besser zu verstehen. Dies wird hoffentlich dazu führen, dass Therapien entwickelt werden, die die Krankheitslast bei betroffenen Patienten verringern. Der Hauptvorteil dieser Technik ist ihre hohe Reproduzierbarkeit, da eine feste Menge Blut injiziert wird.
Darüber hinaus ähnelt es in wichtigen Parametern einer menschlichen Subarachnoidalblutung. Um die ICP-Sonde herzustellen, brennen Sie ein Ende eines 20-Millimeter-Stücks Polyethylenschlauch ab, machen Sie eine kreisförmige Platte und halten Sie das Lumen offen. Schieben Sie dann einen Ein-Millimeter-Silikonschlauchring über den Polyethylenschlauch, bevor Sie ein 10-Millimeter-Stück Silikonschlauch an das Ende des Polyethylenschlauchs anschließen.
Als Nächstes wird eine Sprague-Dawley-Ratte anästhesiert, intubiert und katheterisiert, bevor sie in einen stereotaktischen Rahmen eingesetzt wird. Nach der Verabreichung von Lokalanästhesie wird ein acht Millimeter großer Hautschnitt kaudal vom Nadelstich in der Mittellinie gemacht. Präparieren Sie unter einem Seziermikroskop alle Muskeln stumpf in Schichten, um die Atlantooccipitalmembran zu identifizieren.
Verwenden Sie dann den Armretraktor, um die Nackenmuskulatur zu fixieren, und platzieren Sie den Retraktor bei Bedarf kaudal. Nachdem Sie überprüft haben, ob die sterile ICP-Sonde an den ICP-Schallkopf angeschlossen ist, spülen Sie die ICP-Sonde mit Kochsalzlösung und stellen Sie sicher, dass sich keine Luftblasen in der Sonde befinden. Schneiden Sie mit einer 23-Gauge-Nadel die Atlantooccipitalmembran ein und bohren Sie ein Loch, um die ICP-Sonde vorsichtig durch die Membran zu locken.
Ziehen Sie die Sonde leicht und stellen Sie sicher, dass sie eine pulsierende Kurve zwischen null und fünf Millimetern Quecksilbersäule aufweist. Wenn nicht, entfernen Sie die Sonde, überprüfen Sie erneut die Verbindung zum Schallkopf und bestätigen Sie den Durchfluss durch das Lumen. Tragen Sie in dem Bereich, in dem sich die Atlantooccipitalmembran um die Sonde wickelt, zwei Tropfen Gewebekleber auf.
Bewegen Sie dann den einen Millimeter dicken Silikonschlauch nach vorne in Richtung der Membran, bevor Sie zusätzlichen Kleber auftragen, um das Risiko einer Verschiebung der ICP-Sonde zu minimieren. Sobald die ICP-Sonde verklebt ist, entfernen Sie den Retraktor. Platzieren Sie dann mit einer nicht resorbierbaren monofilen 4-0-Naht eine horizontale Matratzennaht am kaudalen Ende des Schnitts und eine einfache unterbrochene Naht am schädelförmigen Ende.
Um die Laser-Doppler-Sonde zu platzieren, machen Sie einen 15-Millimeter-Schnitt kaudal in der Mittellinie, beginnend direkt vor den Augen. Nachdem Sie das Bindegewebe und die Muskeln mit einer Pinzette entfernt haben, verwenden Sie das Ende eines sterilen Wattestäbchens als Rougine, um das Bregma und die koronalen Nähte zu identifizieren. Nachdem Sie den bewaffneten Retraktor platziert haben, platzieren Sie eine 25-Gauge-Spinalnadel im stereotaktischen Rahmen genau auf dem Bregma und notieren Sie die Position.
Als nächstes entfernst du die Nadel aus dem Bregma. Verschieben Sie den Rahmen um 6,5 Millimeter nach vorne. Setzen Sie dann die Nadel wieder in die Mittellinie, um die Seite des Bohrens zu markieren.
Bohren Sie, bis die Dura mater unter dem Knochen erkennbar ist. Entfernen Sie die Knochenfragmente vorsichtig mit einer geraden Pinzette. Füllen Sie dann den Hohlraum mit Knochenwachs.
Als nächstes bohren Sie drei bis vier Millimeter seitlich rechts vom Bregma und direkt vor der koronalen Naht für den Laserdoppler ein weiteres Loch. Achten Sie darauf, nicht in die Dura mater einzudringen. Suchen Sie nach den Gefäßen, in denen der Laserdoppler den Blutfluss messen kann.
Setzen Sie den Laserdoppler ein und überprüfen Sie die Werte. Ein Mindestwert von 100 Flussmitteleinheiten ist erforderlich. Wenn die Werte nach dem Entfernen des Mikroskops akzeptabel bleiben, fügen Sie einen Tropfen Klebstoff hinzu, um die Sonde zu fixieren.
Überprüfen Sie erneut, ob der Wert über 80 Flusseinheiten liegt. Um eine Subarachnoidalblutung zu induzieren, führen Sie die Nadel vorsichtig durch den Schädel in der Mittellinie zwischen den Hemisphären ein, bis aufgrund der Schädelbasis ein Widerstand zu spüren ist. Ziehen Sie die Nadel um einen Millimeter zurück, um eine korrekte Platzierung direkt vor dem Chiasma opticus zu gewährleisten.
Um ein möglichst homogenes Ergebnis bei der Blutinjektion zu gewährleisten, drehen Sie die Nadel im Uhrzeigersinn um 90 Grad, so dass die Nadelspitze nach rechts zeigt. Entfernen Sie dann den Stiletto. Passen Sie nach einer 15-minütigen Äquilibrierung die Anästhesiestufe an, um einen mittleren arteriellen Blutdruck im Bereich von 80 bis 100 Millimetern Quecksilbersäule zu erhalten.
Führen Sie dann eine Blutgasanalyse durch, um zu bestätigen, dass der pH-Wert, der Partialdruck von Kohlendioxid und der Partialdruck von Sauerstoff innerhalb der physiologischen Parameter liegen. Als nächstes entnehmen Sie mit einer Ein-Milliliter-Spritze und einer stumpfen 23-Gauge-Nadel 500 Mikroliter Blut aus dem Schwanzkatheter. Um eine Luftinjektion zu vermeiden, füllen Sie den Totraum der spinalen Nadelkammer mit Blut.
Nachdem Sie das Blutvolumen in der Spritze auf 300 Mikroliter eingestellt haben, verbinden Sie die Spritze mit der Spinalnadel. Fassen Sie dann die Spritze fest und injizieren Sie das Blut manuell, um den mittleren arteriellen Druck zu überschreiten. Beobachten Sie einen steilen Anstieg des intrazerebralen Drucks und einen gleichzeitigen steilen Abfall des zerebralen Blutflusses.
30 Minuten nach der Induktion der Subarachnoidalblutung entfernen Sie die Nadel und die Laser-Doppler-Sonde. Und füllen Sie die Hohlräume mit Knochenwachs. Verschließen Sie den Einschnitt mit einer nicht resorbierbaren monofilen 4-0-Naht mit zwei horizontalen Matratzennähten.
Um die ICP-Sonde für Injektionen in die Zisterne zu verwenden, entfernen Sie den Silikonschlauch und setzen Sie einen Stiftadapter in den Polyethylenschlauch ein. Um eine intrathekale Verabreichung durchzuführen, während das Tier wach ist, legen Sie einen Pin-Port-Injektor auf eine Präzisionsspritze. Verabreichen Sie dann die Behandlung über den Pin-Port-Adapter.
Wenn keine intrathekalen Verabreichungen durchgeführt werden müssen, schneiden Sie die einfache unterbrochene Naht ab. Kürzen Sie dann mit einer Schere die ICP-Sonde so weit wie möglich und kleben Sie das Ende, um ein Austreten von Liquor zu verhindern. Verschließen Sie den Schnitt mit einer nicht resorbierbaren monofilen 4-0-Naht.
Bei der Beurteilung der Grobsensomotorik mit dem Roting-Pol-Test schnitten Ratten mit experimentell induzierter Subarachnoidalblutung 24 und 48 Stunden nach der Operation im Vergleich zu Scheintieren signifikant schlechter ab. Die Sensitivität gegenüber Endothelin-1, einem Agonisten für die Endothelin-1-Rezeptorfamilie, stieg bei den Versuchsratten zwei Tage nach Subarachnoidalblutung in den Basilar- und Mittelhirnarterien im Vergleich zu denen der Scheinkontrollen signifikant an. Beide Arterien der Versuchsratten zeigten auch eine ähnliche Erhöhung der Empfindlichkeit gegenüber 5-Carboxamidotryptamin, einem Agonisten für die 5-Hydroxytryptamin-Rezeptorfamilie.
Im Anschluss an den Eingriff können neurobehaviorale Tests sowie Gewebeanalysen einschließlich Immunhistochemie, PCR und Western-Blotting-Analysator durchgeführt werden, um Konsequenzen und Mechanismen zu analysieren.
