Diese Arbeit wurde von der Graduiertenschule &quot;Inflammation und Regeneration&quot; des Sonderforschungsbereich 841 der Deutschen Forschungsgemeinschaft (Alexander Lenz, Valentin Kunick, William Fumey), durch den Sonderforschungsbereich 877 der Deutschen Forschungsgemeinschaft (Friedrich Koch-Nolte) unterstützt , von der Werner Otto Stiftung (Peter Bannas), von der Wilhelm Sander-Stiftung (Peter Bannas, Friedrich Koch-Nolte) und von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (Martin Trepel, Friedrich Haag und Friedrich Koch-Nolte). Wir danken dem Universitäts Krebscentrum Hamburg (UCCH) In-vivo-Optical Imaging Core Facility und das Personal an UKE für die Konsultation und ihre qualitativ hochwertigen Service. Die Core Facility wurde zum Teil durch Zuschüsse von der Deutschen Krebshilfe (Deutsche Krebshilfe) unterstützt.

HINWEIS: Die Experimente wurden in Übereinstimmung mit internationalen Leitlinien für die ethische Nutzung von Tieren durchgeführt und wurden von der lokalen Tierschutzkommission des Universitätsklinikum Hamburg zugelassen. 1. Vorbereitung der Tumorzellen, Mäuse und -Antikörper-Konstrukten <ol><li> Vorbereitung der Lymphomzellen und Aliquotierung Keller Matrix (Matrigel). <ol><li> Am Tag vor der Injektion von Tumorzellen stellen eine sterilisierte Spitze Box (1000 ul Tipps) und die entsprechende Pipette in -20 ° C Tiefkühltruhe. </li><li> Tauen Sie die Flasche mit dem Keller Matrix auf Eis in der 4 ° C Kühlschrank O / N. </li><li> Am Tag der Injektion füllen einen Eiskübel und platzieren Sie den Keller Matrix zusammen mit Pipette, Spitzen und 1 ml Spritzen mit 30 G Nadeln auf Eis. </li><li> Aliquot Lymphomzellen in einem Volumen von 100 ul RPMI-Medium in 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen und sorgfältig mischen mit 100 ul Keller Matrix. Erstellen Sie in vorgekühltSpritzen und auf Eis gelegt, bis der Injektion. HINWEIS: Verwenden Sie gute steriler Technik und auf Eis zu arbeiten die ganze Zeit, um ein Verstopfen der Keller Matrix zu verhindern. </li></ol></li><li> Mäuse Vorbereitung <ol><li> Verwenden Sie 8-10 Wochen alten athymischen Nacktmäusen (NMRI- Foxn1 n u). </li><li> Zur Reduzierung der Autofluoreszenz des Darms zu halten Mäuse auf einem Luzerne-freie Diät für 1 Woche vor der in-vivo-Bildgebung. </li><li> Injektionslymphomzellen anästhesieren Mäuse mit 2% Isofluran in einer Induktionskammer zu bewirken. Pflegen 1-2% Isofluran für die Dauer des Verfahrens unter Verwendung eines Isofluoran vielfältig. </li><li> Spritzen Sie Lymphom-Zellen subkutan in die Schulter Flanken. Für die direkte intraindividuellen Vergleich zu injizieren Antigen-positive und Antigen-negative Zellen auf der rechten und linken Seite verbunden. <ol><li> Verwenden Sie einen Daumen und Zeigefinger, um die Haut der Maus kneifen und ziehen Sie sie aus dem Körper der Maus. Injizieren Sie langsam und gleichmäßig inder Beutel, die durch die Finger, die Schaffung eines einzigen Cluster von Zellen unter der Haut. Der Keller Matrix hilft halten injizierten Zellen vorhanden. </li></ol></li></ol></li><li> Herstellung von Antikörper-Konstrukte <ol><li> Beschriften monoklonalen Antikörpern und Einzeldomänen-Nanobodies mit einem handelsüblichen Protein Labeling Kit zum Fluoreszenzfarbstoff AlexaFluor-680 (AF680) (Anregungswellenlänge = 679 nm, Emissionswellenlänge = 702 nm) nach der Anleitung des Herstellers. Berechnen Sie die Anzahl der Farbstoffe pro Nanokörper und herkömmliche Antikörper mit molaren Extinktionskoeffizienten von 15.720 mol -1 cm -1 und 203.000 mol -1 cm -1. Beurteilen Sie die Reinheit der Antikörperkonstrukte durch SDS-PAGE Größenfraktionierung und Coomassie-Brilliantblau-Färbung. </li><li> Stellen Sie sicher, die Spezifität der markierten Konjugate durch die Durchführung einer Reihe von in-vitro-Experimenten vor den eigentlichen Bildgebungsstudien. Testen Sie die Spezifität der gekennzeichnetentibody Konstrukte in vitro durch blockierende Studien und unspezifische Isotypkontrollen 8,20. HINWEIS: In Schritt 1.2.4 Zellzahlen für Antigen-negative und Antigen-positive Zellen (oder verschiedenen Zelllinien) können nach unterschiedlichen Wachstumsraten angepasst werden. Für diese Experimente wurden 0,5x10 6 DC27.10 ARTC2 negativ und 1,5x10 6 DC27.10 ARTC2 positiven Zellen verwendet werden, um Tumoren ähnlicher Grße zu erhalten. In Schritt 1.3.1 das Verfahren der Kennzeichnung und Kennzeichnung Wirksamkeit von Antikörper-Sonden mit Fluorophoren kann durch die Markierungs-Kits verwendet werden, unterscheiden. </li></ol></li></ol> 2. In Vivo Imaging <ol><li> Nach 7-9 Tagen, wenn die Tumore ~ ​​8 mm Durchmesser zu erreichen, zu injizieren 50 ug AlexaFluor680 markierten Antikörper-Konstrukte in einem Volumen von 200 &amp; mgr; l Kochsalzlösung, intravenös in die Schwanzvene der Maus (mAb-AF680: 50 ug mit 2 Farbstoffe / Molekül ≈ ~ 4 ^ 14 Fluorochrome ≈ ~ 0,8 &amp; mgr; g Fluorochrome; Nanobody-AF680: 50 μg mit 0,3 Farbstoffe / Molekül ≈ ~ 5,6 ^ 14 Fluorochrome ≈ ~ 1,1 &amp; mgr; g Fluorochrome). </li><li> Initialisieren des Abbildungssystems und betäuben Mäusen mit 3% Isofluran Verwendung eines XGI-8 Anästhesiesystem in der Induktionskammer vor der Bilderzeugung zu bewirken. Pflegen 1-2% Isofluran für die Dauer der bildgebenden Verfahren unter Verwendung der Isofluran Verteiler in der Abbildungskammer aufgenommen. <ol><li> Position Mäuse auf beheizten Abbildungsstufe mit Tumoren auf die Kamera gerichtet ist. Überwachen Sie die ordnungsgemäße Betäubung durch Kneifen der Zehe oder Schwanz des Tieres; eine Reaktion des Tieres zeigt an, dass der Anästhesie ist zu hell. </li><li> Überwachen Sie die Atemfrequenz; die Anästhesie ist zu hell, wenn die Atemfrequenz erhöht und zu tief, wenn die Atemfrequenz verringert, tief oder unregelmäßig. Schützen Sie Tier Hornhaut mit einer Augensalbe zur Trockenheit während der Narkose zu verhindern. </li></ol></li><li> Wählen Fluoreszenzfiltersätze von 615 bis 665 nm zur Anregung, 695 bis 770 nm für Emission, und von 580 bis 610 nm Anregung für Hintergrund-Subtraktion mit einem 51 2x 512 Pixel-Matrix-Größe. Stellen Sie die Belichtungszeit, um die automatische, Pixel-Binning für mittlere und F / Stopp, um 2. HINWEIS: Kürzere Belichtungszeiten ermöglichen eine schnellere Bildraten; längere Belichtungszeiten liefern eine höhere Empfindlichkeit. Binning steuert die Pixelgröße auf dem CCD-Kamera. Die Erhöhung der Binning erhöht die Pixelgröße, Empfindlichkeit und Bildrate, sondern reduziert die räumliche Auflösung. F / Stop setzt die Größe der Kamera Blende. Die Blendenöffnung steuert die Lichtmenge festgestellt und die Tiefe der field.Note, die Einstellungen können durch bildgebende Gerät und Versuchsaufbau abweichen. Wenden Sie sich im Handbuch des Herstellers für optimale Ergebnisse. <ol><li> In der Bildverarbeitungssoftware zu optimieren Belichtungszeit, F / Stop und die Pixel-Binning, bezogen auf das Expressionsniveau der Zelllinie. Änderung dieser Einstellungen jederzeit während eines Experiments ohne Einfluss auf den quantitativen Ergebnisses. Alternativ lassen Sie die Imaging-Assistenten Software automatisch ermittelndie Parameter. </li></ol></li><li> Bild Mäuse vor der Injektion und 6 Stunden nach der Injektion des Antikörperkonstrukte. HINWEIS: Die Kennzeichnung Wirksamkeit kann die erforderliche Dosis für optimale Bildergebnisse benötigt beeinflussen. Deshalb ist die Menge des erforderlichen Antikörper-Konstrukt für eine optimale Bildergebnisse muss empirisch ermittelt werden. Es kann je nach Kennzeichnung Wirksamkeit und Größe des Konstruktes sowie die Tumormodell und dem Soll-Antigen-Expression variieren. </li></ol> 3. Ernte und Herstellung von Tumoren <ol><li> Füllt ein Eisbehälter und Zeit 4% Paraformaldehyd (PFA) phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) / Proteaseinhibitor (AEBSF), und PBS / 0,2% Rinderserumalbumin (BSA) auf Eis. </li><li> Sobald die Abbildungssitzung beendet ist, erhöht die Konzentration von Isofluran zu 4%. Nach dem Tier nicht mehr atmen, nehmen Sie es von der Bildphase und führen Genickbruch. </li><li> Montieren Sie die Maus auf einem Styropor-Block und Spray mit 70% Ethanol. </li><li> Verwenden Scherens und einer Pinzette, um die Außenhaut geschnitten und ziehen Sie sie vorsichtig zurück, um Tumore aus. Tumoren entfernen mit Skalpell, um sicherzustellen, Tumorgewebe erhalten bleibt. </li><li> Cut-Tumoren in der Hälfte mit einem Skalpell. Platzieren Sie die Hälfte in einem Sammelrohr mit PBS / AEBSF für FACS-Analysen und die andere Hälfte in einem 50-ml-Tube mit 4% PFA für die Immunhistochemie. </li><li> Vorbereitung für die Immunhistochemie <ol><li> Halten Tumoren in 4% PFA im Kühlschrank bei 4 ° C für 24 Stunden. Übertragen Tumoren zu einer Röhre mit PBS / 30% Saccharose und in den Kühlschrank bei 4 ° C, bis der Tumor sinkt auf den Boden des Röhrchens. </li><li> Schneiden Sie die Tumoren in geeignete Stücke für die cryomolds. Setzen Sie die Tumoren in cryomolds füllen und mit OCT-Verbindung, so dass die Tumoren sind abgedeckt. </li><li> Setzen Formen auf Trockeneis und warten Sie, bis die Verbindung vollständig gefroren ist. Übertragen gefrorenen Tumoren bis -80 ° C Gefrierschrank und speichern für die Immunhistochemie. </li><li> Cut froren Tumoren in Abschnitte von 8 um mit einem Mikrotom. Verwenden Sie Standard-immunhistochemischeChemie-Protokoll, um mit Antikörper gegen CD31-AF488 Fleck auf Blutgefäße und Diamidino-Phenylindol (DAPI) zu visualisieren, um Kerne zu visualisieren. HINWEIS: Tumorschnitte sind sehr lichtempfindlich sind, wie sie fluoreszierend markierten Antikörper enthalten bereits. Minimieren Exposition so weit wie möglich zu beleuchten. </li></ol></li><li> Vorbereitung für die FACS-Analyse <ol><li> Zeigen Petrischale auf Eis, und entfernen Sie den Kolben aus einer 2,0-ml-Spritze. Setzen Sie den Tumor in der Zellsieb und schneiden Sie sie vorsichtig in 3-4 Stücke mit einem Skalpell. Gießen Sie den ersten PBS in der Petrischale und verwenden Sie das flache Ende des Kolbens, um den Tumor in der Zelle Sieb pürieren. </li><li> Spülen Sie die Zelle Sieb mit der ersten PBS zu waschen alle Zellen mit einer 10 ml Pipette. Übertragen Zellsuspension in ein neues Röhrchen und Schleudern bei 500 × g für 5 min. Überstand verwerfen und die Zellen resuspendieren in 10 ml PBS / 0,2% BSA. Zählen von Zellen. </li><li> Aliquot 1-5 x 10 6 Zellen-Lymphom in einem 5 ml FACS-Röhrchen. Spin-Zellen wieder (500· g), Überstand verwerfen und resuspendieren in 100 ul PBS / 0,2% BSA. </li><li> Optional Block FcR Verwendung eines Anti-CD16 / CD32-mAb (FcgR3 / 2), die an Fc &amp; ggr; für 10 min auf Eis bindet. Wash-Zellen einmal mit PBS / 0,2% BSA. </li><li> Fügen Sie anti-CD45-mAb an Leukozyten von anderen Zellen unterscheiden. Inkubieren für 20 min auf Eis im Dunkeln, gefolgt von zwei Waschschritten mit PBS / 0,2% BSA. </li><li> Kurz vor der FACS-Analyse mit Propidiumiodid-Färbung für 15 Minuten auf Eis, um tote Zellen, gefolgt von zwei Waschschritten mit PBS-Ebene zu erkennen. Resuspendieren in 150 &amp; mgr; l für die FACS-Analyse. HINWEIS: In Schritt 3.7.4 und Schritt 3.7.5 andere Antikörper kann in Abhängigkeit von der Tumorart verwendet werden. </li></ol></li></ol> 4. FACS-Analyse <ol><li> Verwenden Sie eine Reihe von Tools zur Gating Tor der Bevölkerung von Interesse in Form von großen Streuung, Wams Diskriminierung, Ausgrenzung von abgestorbenen Zellen, Gating für CD45-positive Zellen und Gating-Antigen-positiven Zellen. <ol><li> Zunächst Tor aus ZellAblagerungen in einer Vorwärtsstreuung (FSC-A) im Vergleich zu Seitenstreulicht (SSC-A) mit einem Zwei-Parameter-Plot. Nächste Ablagezelle Dubletten. Schließlich Tor aus nicht CD45-Antigen-positiven (CD45) und Toten / sterbenden Zellen (LD - Live / Dead-Färbung). </li></ol></li><li> Nehmen Sie Proben mit der gleichen Vorlage für alle Versuche. HINWEIS: Siehe Protokoll des Herstellers für die anwendungstechnische Beratung über den Einsatz von Hard- und Analysesoftware. </li></ol> 5. Die mikroskopische Analyse <ol><li> Analysieren Bunttumorgefrierschnitten mit einem konfokalen Mikroskop mit einem Öl-Immersionslinse (40X-Objektiv). Verwenden Sie einen He-Neon 633 nm Laseranregung von AF680, einem Argon-Laser für AF488 und eine 405-Diode für DAPI. </li><li> Verarbeiten Sie die RAW-Bilddaten mit einer Software mit dem Mikroskop kompatibel. Führen Sie Hintergrund-Korrektur und Rauschfilterung, wenn nötig. Führen Sie weitere Bildeinstellungen wie zB Schneiden, Beschneiden sowie Helligkeit und Kontrast. <ol><li> Schließlich generate ein einzelnes Bild zusammengesetzte Überlagerung von allen Detektionskanäle. Stellen Sie die Helligkeit und den Kontrast der einzelnen Schichten. Die zusammengesetzten Bilder werden Lokalisierung von Zellen (DAPI-Färbung, blau), die Verteilung der markierten Antikörper-Konstrukte (AF680-Flecken, rot) und Blutgefäße (AF488-fleck, grün) zu zeigen. </li></ol></li></ol> 6. In Vivo Imaging Analysis <ol><li> Öffnen von Bilddateien in Bildbearbeitungssoftware und erstellen Sie ein Overlay-Bild durch die Kombination von Foto-Bilddaten mit Fluoreszenzbilddaten. Zum Optimieren der Bildanzeige, indem Gewebeautofluoreszenz Hintergrundsignal aus der spezifischen Fluoreszenzsignals. Dies kann durch Subtraktion der mit einem Hintergrundfilter aus der mit dem Set, speziell für den Tracer Filter aufgenommenen Bildes eingestellt aufgenommenen Bildes durchgeführt werden. </li><li> Zeichnen identischen kreis Messung interessierenden Bereiche (ROI) um die Antigen-positiven Tumor und Antigen-negative Tumor. Um Hintergrundsignalintensität zu bestimmen, legen Sie eine kreisförmige ROIin einem Bereich des Tieres, wo Fluoreszenzsignal wird voraussichtlich gering sein (zB Hinterbein). <ol><li> Verwenden Sie die gleichen ROIs für alle Tiere zu allen Zeitpunkten. Für die Positionierung mit Hilfe der fotografischen Schwarz-Weiß-Bilder, um Tumorränder zu identifizieren. </li></ol></li><li> Anzeige ROI-Daten in einem Messtisch. Verwenden durchschnittliche Strahlungsleistung Daten, die eine quantitative Vergleich der Fluoreszenzsignale für die weitere statistische Analysen ermöglicht. <ol><li> Anzeige und Daten als absolute Signalintensitäten zu vergleichen oder die Berechnung des Signal-zu-Hintergrund-Verhältnis mit gemessenen ROI Daten von Zielgewebe und Hintergrundgewebe. Berechnen der Tumor-zu-Hintergrund-Verhältnis durch Dividieren der Tumoraufnahme Wert von dem Hintergrundwert von der Hintergliedmaße bestimmt. </li><li> Als Kontrollen wurden auch analysiert Antigen-negative und Antigen-positive Tumoren bei denselben Tieren als auch Tiere mit markiertem Isotypenkontrollen injiziert, um die Spezifität von Signalen in vivo zu beurteilen. </li></ol></li&gt; </ol>

<ol>
	<li>Koch-Nolte, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+domain+antibodies+from+llama+effectively+and+specifically+block+T+cell+ecto-ADP-ribosyltransferase+ART2.2+in+vivo.">Single domain antibodies from llama effectively and specifically block T cell ecto-ADP-ribosyltransferase ART2.2 in vivo.</a> FASEB J. 21, 3490-3498 (2007).</li><li>Koch-Nolte, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+monoclonal+antibody+detects+a+developmentally+regulated+mouse+ecto-ADP-ribosyltransferase+on+T+cells:+subset+distribution,+inbred+strain+variation,+and+modulation+upon+T+cell+activation.">A new monoclonal antibody detects a developmentally regulated mouse ecto-ADP-ribosyltransferase on T cells: subset distribution, inbred strain variation, and modulation upon T cell activation.</a> J Immunol. 163, 6014-6022 (1999).</li><li>Koch-Nolte, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+genetic+immunization+to+raise+antibodies+recognizing+toxin-related+cell+surface+ADP-ribosyltransferases+in+native+conformation.">Use of genetic immunization to raise antibodies recognizing toxin-related cell surface ADP-ribosyltransferases in native conformation.</a> Cell Immunol. 236, 66-71 (2005).</li><li>Bannas, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activity+and+specificity+of+toxin-related+mouse+T+cell+ecto-ADP-ribosyltransferase+ART2.2+depends+on+its+association+with+lipid+rafts.">Activity and specificity of toxin-related mouse T cell ecto-ADP-ribosyltransferase ART2.2 depends on its association with lipid rafts.</a> Blood. 105, 3663-3670 (2005).</li><li>Bannas, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+magnetic+resonance+imaging+of+enzyme+activity+on+the+cell+surface:+in+vitro+and+in+vivo+monitoring+of+ADP-ribosyltransferase+2+on+T+cells.">Quantitative magnetic resonance imaging of enzyme activity on the cell surface: in vitro and in vivo monitoring of ADP-ribosyltransferase 2 on T cells.</a> Mol Imaging. 9, 211-222 (2010).</li><li>Bannas, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenic+overexpression+of+toxin-related+ecto-ADP-ribosyltransferase+ART2.2+sensitizes+T+cells+but+not+B+cells+to+NAD-induced+cell+death.">Transgenic overexpression of toxin-related ecto-ADP-ribosyltransferase ART2.2 sensitizes T cells but not B cells to NAD-induced cell death.</a> Mol Immunol. 48, 1762-1770 (2011).</li><li>Hottiger, M. O., Hassa, P. O., Luscher, B., Schuler, H., Koch-Nolte, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toward+a+unified+nomenclature+for+mammalian+ADP-ribosyltransferases.">Toward a unified nomenclature for mammalian ADP-ribosyltransferases.</a> Trends Biochem Sci. 35, 208-219 (2010).</li><li>Bannas, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+near-infrared+fluorescence+targeting+of+T+cells:+comparison+of+nanobodies+and+conventional+monoclonal+antibodies.">In vivo near-infrared fluorescence targeting of T cells: comparison of nanobodies and conventional monoclonal antibodies.</a> Contrast Media Mol Imaging. 9, 135-142 (2014).</li><li>Scheuplein, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NAD++and+ATP+released+from+injured+cells+induce+P2X7-dependent+shedding+of+CD62L+and+externalization+of+phosphatidylserine+by+murine+T+cells.">NAD+ and ATP released from injured cells induce P2X7-dependent shedding of CD62L and externalization of phosphatidylserine by murine T cells.</a> J Immunol. 182, 2898-2908 (2009).</li><li>Hamers-Casterman, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Naturally+occurring+antibodies+devoid+of+light+chains.">Naturally occurring antibodies devoid of light chains.</a> Nature. 363, 446-448 (1993).</li><li>Wesolowski, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+domain+antibodies:+promising+experimental+and+therapeutic+tools+in+infection+and+immunity.">Single domain antibodies: promising experimental and therapeutic tools in infection and immunity.</a> Med Microbiol Immunol. 198, 157-174 (2009).</li><li>Vaneycken, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preclinical+screening+of+anti-HER2+nanobodies+for+molecular+imaging+of+breast+cancer.">Preclinical screening of anti-HER2 nanobodies for molecular imaging of breast cancer.</a> FASEB J. 25, 2433-2446 (2011).</li><li>Xavier, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synthesis,+preclinical+validation,+dosimetry,+and+toxicity+of+68Ga-NOTA-anti-HER2+Nanobodies+for+iPET+imaging+of+HER2+receptor+expression+in+cancer.">Synthesis, preclinical validation, dosimetry, and toxicity of 68Ga-NOTA-anti-HER2 Nanobodies for iPET imaging of HER2 receptor expression in cancer.</a> J Nucl Med. 54, 776-784 (2013).</li><li>Tchouate Gainkam, L. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlation+Between+Epidermal+Growth+Factor+Receptor-Specific+Nanobody+Uptake+and+Tumor+Burden:+A+Tool+for+Noninvasive+Monitoring+of+Tumor+Response+to+Therapy.">Correlation Between Epidermal Growth Factor Receptor-Specific Nanobody Uptake and Tumor Burden: A Tool for Noninvasive Monitoring of Tumor Response to Therapy.</a> Mol Imaging Biol. 13 (5), 940-948 (2011).</li><li>Vosjan, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Facile+labelling+of+an+anti-epidermal+growth+factor+receptor+Nanobody+with+68Ga+via+a+novel+bifunctional+desferal+chelate+for+immuno-PET.">Facile labelling of an anti-epidermal growth factor receptor Nanobody with 68Ga via a novel bifunctional desferal chelate for immuno-PET.</a> Eur J Nucl Med Mol Imaging. 38, 753-763 (2011).</li><li>Oliveira, S., Heukers, R., Sornkom, J., Kok, R. J., van Bergen En Henegouwen, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+tumors+with+nanobodies+for+cancer+imaging+and+therapy.">Targeting tumors with nanobodies for cancer imaging and therapy.</a> Journal Of Controlled Release. 172 (3), 607-617 (2013).</li><li>Kijanka, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+optical+imaging+of+human+breast+tumour+xenografts+using+anti-HER2+VHHs+site-directly+conjugated+to+IRDye+800CW+for+image-guided+surgery.">Rapid optical imaging of human breast tumour xenografts using anti-HER2 VHHs site-directly conjugated to IRDye 800CW for image-guided surgery.</a> Eur J Nucl Med Mol Imaging. 40, 1718-1729 (2013).</li><li>Zaman, M. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-domain+antibody+bioconjugated+near-IR+quantum+dots+for+targeted+cellular+imaging+of+pancreatic+cancer.">Single-domain antibody bioconjugated near-IR quantum dots for targeted cellular imaging of pancreatic cancer.</a> J Nanosci Nanotechnol. 11, 3757-3763 (2011).</li><li>Oliveira, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+visualization+of+human+tumor+xenografts+through+optical+imaging+with+a+near-infrared+fluorescent+anti-epidermal+growth+factor+receptor+nanobody.">Rapid visualization of human tumor xenografts through optical imaging with a near-infrared fluorescent anti-epidermal growth factor receptor nanobody.</a> Mol Imaging. 11, 33-46 (2012).</li><li>Gainkam, L. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+biodistribution+and+tumor+targeting+of+two+99mTc-labeled+anti-EGFR+nanobodies+in+mice,+using+pinhole+SPECT/micro-CT.">Comparison of the biodistribution and tumor targeting of two 99mTc-labeled anti-EGFR nanobodies in mice, using pinhole SPECT/micro-CT.</a> J Nucl Med. 49, 788-795 (2008).</li><li>Chakravarty, R., Goel, S., Cai, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanobody:+the+'magic+bullet'+for+molecular+imaging.">Nanobody: the 'magic bullet' for molecular imaging.</a> Theranostics. 4, 386-398 (2014).</li><li>Siontorou, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanobodies+as+novel+agents+for+disease+diagnosis+and+therapy.">Nanobodies as novel agents for disease diagnosis and therapy.</a> International journal of nanomedicine. 8, 4215-4227 (2013).</li><li>Kaur, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+trends+in+antibody-based+oncologic+imaging.">Recent trends in antibody-based oncologic imaging.</a> Cancer Lett. 315, 97-111 (2012).</li><li>Lammers, T., Kiessling, F., Hennink, W. E., Storm, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drug+targeting+to+tumors:+principles,+pitfalls+and+(pre-)+clinical+progress.">Drug targeting to tumors: principles, pitfalls and (pre-) clinical progress.</a> Journal Of Controlled Release. 161, 175-187 (2012).</li><li>Jain, R. K., Stylianopoulos, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivering+nanomedicine+to+solid+tumors.">Delivering nanomedicine to solid tumors.</a> Nature reviews. Clinical Oncology. 7, 653-664 (2010).</li><li>Lisy, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+near-infrared+fluorescence+imaging+of+carcinoembryonic+antigen-expressing+tumor+cells+in+mice.">In vivo near-infrared fluorescence imaging of carcinoembryonic antigen-expressing tumor cells in mice.</a> Radiology. 247, 779-787 (2008).</li><li>Herzog, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+cancer+heterogeneity+with+multispectral+optoacoustic+tomography.">Optical imaging of cancer heterogeneity with multispectral optoacoustic tomography.</a> Radiology. 263, 461-468 (2012).</li></ol>

Friedrich Koch-Nolte and Friedrich Haag receive a share of antibody and protein sales via MediGate GmbH, a wholly owned subsidiary of the University Medical Center Hamburg-Eppendorf.

Wir verwendeten im nahen Infrarot-Fluorophor markierten Nanokörper und konventioneller monoklonaler Antikörper gegen das gleiche Ziel auf Lymphomzellen gerichtet für eine multimodale Vergleich von in vivo und ex vivo-Analysen. Wir haben gezeigt, dass Nanokörper sind auch Diagnose-Tools für eine schnelle und spezifische in vivo Detektion von Lymphomen geeignet. In vivo, s + 16a 680 erlaubt einen schnellen und spezifischen Nachweis von ARTC2-positive Fremdtransplantaten. Abgesehen von der unterschiedlichen Kinetik besten Tumor Visualisierung in vivo, ein schwerwiegender Nachteil Nika102 680 war die hohe unspezifische Signal von ARTC2-negative Tumoren und unspezifische Hintergrundsignale. Ex vivo durchflusszytometrischen Analysen von dispergierten Zellen aus sezierten Tumoren zeigten keine spezifische Bindung zu ARTC2-negativen Lymphomzellen injiziert AF680-Konjugate. Ex vivo Fluoreszenz zeigte starke und nahezu homogenschiedenen Färbung von Zellen in ART2C-positive Tumorschnitte im Falle von Nanobody s + 16a, bestätigt, dass die Nanokörper konnte auch abgelegene Gebiete innerhalb des Tumors nach 6 h. Im Gegensatz dazu zeigte der monoklonale Antikörper schwächer und inhomogene Färbung von Zellen in ARTC2-positiven Tumoren nach 6 Std. Bessere Abbildungsergebnisse mit dem herkömmlichen Antikörpers kann nach 24 h oder 48 h erreicht werden (Daten nicht gezeigt). Um eine gründliche Vergleich zweier unterschiedlich großer Konstrukte auszuführen, abbild zu verschiedenen Zeitpunkten (serial-Bildgebung) durchgeführt, um die optimale Bilderzeugungszeitpunkt für jedes Konstrukt zu identifizieren. Wie bei anderen früheren Studien, die hier vorgestellten Ergebnisse unterstreichen, dass in vivo molekulare Bildgebung mit markierten Nanokörper ermöglicht eine schnelle und spezifische selben Tag Tumordarstellung mit hoher Tumor-zu-Hintergrund-Verhältnisse 12-15,17-19. Umgekehrt führen herkömmliche Antikörper in niedrigen Tumor-zu-Hintergrund-Verhältnisse und unspezifische Signale von Antigen-negativen Tumoren früh nach der Injektion aufgrund ihrer langsamen Clearance aus dem Körper. Um eine optimale Bildergebnisse mit konventionellen Antikörpern zu erhalten, bildgebenden Zeitpunkten 24 Stunden oder sogar 48 Stunden nach der Injektion werden häufig benötigt. Diese Ergebnisse stehen im Einklang mit früheren Studien, die vorgeschlagen haben, dass konventionelle Antikörper mit bewährten therapeutischen Nutzen haben Dienstprogramm in der molekularen Bildgebung 17,19,26 begrenzt. Daher konventionellen Antikörpern könnte zu therapeutischen Zwecken nicht geeignet sein, die aufgrund ihrer langen Plasmahalbwertszeit während der Nanokörper sind zur Bildgebung und nicht geeignet, die aufgrund ihrer schnellen Clearance aus dem Kreislauf. Diese Unterschiede sind auf die Tatsache zurückzuführen, dass ein Überschuss der kleineren Nanobodies (15-17 kDa) rasch über die renale Elimination gelöscht, während über größeren konventionellen Antikörpern (150 kDa) in den Kreislauf zurückgehalten. So der große Vorteil von Nanokörpern für die molekulare Bildgebung ist die geringe Hintergrundsignal in frühen Bildzeitpunkten regardless der injizierten Dosis. Auf diese Weise können am gleichen Tag Bildgebung und konnte übersetzbar klinischen Umfeld. Umgekehrt können, müssen herkömmliche Antikörper genau titriert, um die unspezifische Hintergrundsignale zu minimieren, und gleichzeitig genügend spezifische Signal von der Zielgewebe (unveröffentlichte Daten) werden. Eine der Einschränkungen der in vivo NIRF-Bildgebungstechnik ist die geringe Eindringtiefe der Regel erlaubt nur Abbildungs ​​subkutaner aber nicht orthotope Tumormodellen. Allerdings könnte diese Einschränkung in einer experimentellen Einstellung durch die neu entwickelten tomographischen photoakustischen Techniken, die Ganzkörper-Bildgebung von lebenden Mäusen 27 ermöglichen überwunden werden. Eine weitere Einschränkung des NIRF-Bildgebungstechnik ist die Beurteilung des Gewebe Dosis verglichen mit Radionuklid-vermittelte Bildgebung. Jedoch können die Nanokörper für die Positronen-Emissions-Tomographie (PET) Bildgebung des Xenograft-Modellen und genaue quantitative Beurteilung der radioaktiv markiert werdenTracer Bioverteilung. Tatsächlich sind unsere NIRF-Abbildungsergebnisse in Übereinstimmung mit einer neueren Untersuchung, die Nanokörper und herkömmliche Antikörper für die PET-Bildgebung verglichen. Die Autoren kamen zu dem Schluss, dass Nanobodies ermöglichen selben Tag Bildgebung mit hoher Tumor-zu-Hintergrund-Verhältnisse 15. Nur die Markierung von Antikörperkonstrukten mit der Nah-Infrarot fluoreszierenden Farbstoff AF680 erlaubt jedoch uns umfangreiche in vitro, in vivo und ex vivo Nahinfrarot-Fluoreszenzbildgebung Vergleich mittels Durchflusszytometrie, Fluoreszenzmikroskopie und NIRF-Bildgebung. Aus diesem Grund und weil es nicht radioaktives, hochempfindliche, kostengünstig und verwendet vergleichsweise einfach zu produzieren gezielte Sonden treten wir die Verwendung des NIRF-Abbildungsverfahren für die Bewertung der neuen Antikörperkonstrukte in präklinischen molekularen Bildgebung.

In diesem Bericht beschreiben wir die Anwendung der im nahen Infrarot-Fluorophor-markierten Sonden für die Validierung der in vivo-Xenotransplantat-Abbildungsexperimente unter Verwendung von ex vivo Durchflußzytometrie und Fluoreszenzmikroskopie der sezierten Xenograft. Vergleicht man eine einzelne Domäne Nanobody (s + 16a, 17 kDa) 1 und einem monoklonalen Antikörper (Nika102, 150 kDa) 2,3 auf den gleichen Zielantigen für bestimmte in vivo gerichtet Nahinfrarot-Fluoreszenzabbildung in einem Lymphom-Xenotransplantat-Modell. Das Zielantigen ADP-ribosyltransferase ARTC2.2 als GPI-verankerten Zelloberfläche Ekto-Enzyms durch Lymphomzellen 4-9 exprimiert. Nanobodies von Kameliden abgeleiteten Schwerketten-Antikörper nur sind die kleinsten verfügbaren antigenbindende Fragmente 10,11. Mit nur ca. 15 kDa, diese kleine Antikörperfragmente löslich, sehr stabil und über die Nieren aus dem Verkehr 8,10 gelöscht. Tiese Eigenschaften machen sie besonders geeignet für die spezifische und effiziente Ausrichtung der Tumorantigene in vivo 12-20. Common Antigen Ziele verfügbaren Nanobodies sind die epidermalen Wachstumsfaktor-Rezeptor (EGFR1 oder HER-1), den humanen epidermalen Wachstumsfaktor-Typ 2 (HER-2 oder CD340), carcinoembryonales Antigen (CEA) und das vaskuläre Zelladhäsionsmolekül-1 (VCAM-1 ) 21. Nanobody Konjugate sind vielversprechende Werkzeuge für die Immuntherapie von Krebs und Behandlung von entzündlichen Erkrankungen 22. Jüngste Studien haben gezeigt, dass Nanobodies ermöglichen höhere Tumor-zu-Hintergrund (T / B) -ratios als herkömmliche Antikörper in in vivo-Anwendungen der molekularen Bildgebung 8,17,19. Dies wird vor allem durch den relativ schlechten und langsamen Gewebepenetration von konventionellen Antikörpern, langsame Clearance aus dem Kreislauf und lange Verweildauer in Nicht-Zielgewebe 23 erläutert. Außerdem Schuß konventionellen Antikörpern führt zu unspezifische Akkumulation in Ziel-Antigen-negativen Tumoren durch die erhöhte Permeabilität und Retention (EPR) hervorgerufen worden ist 24,25. Dies bedeutet, dass höhere Dosen konventioneller Antikörper können nicht nur spezifische Signale, sondern auch nicht-spezifische Signale zu erhöhen, wodurch die maximal erreichbare Tumor-zu-Hintergrund-Verhältnis. Im Gegensatz dazu eine Erhöhung der Dosis von Nano erhöht die Signale von Antigen-positiven Tumoren, aber nicht von normalen Gewebe oder Antigen-negative Tumoren (unveröffentlichte Daten). Über den Vergleich von Nanobodies und konventionellen Antikörpern beschreiben wir eine intraindividuelle Beurteilung der Antigen-positiven und -negativen Xenotransplantaten in derselben Mäuse zum direkten Vergleich der spezifischen und unspezifischen Signale aufgrund der EPR-Effekt. Die Nah-Infrarot-Fluorophor konjugierten Sonden uns erlaubt, eine einzelne Sonde in vivo und ex vivo mit Nah-Infrarot-Fluoreszenz-Imaging auszunutzen, Durchflußzytometrie und Fluoreszenzmikroskopie. Die Anwendung unserer Protokolle ermöglicht nichtradioaktive, hochempfindliche und kostengünstige Optimierung der in vivo molekulare Bildgebung Experimente wie Evaluierung neuer Antikörperkonstrukte für bestimmte Tumor-Targeting. Das Ziel dieses Tutorials Studie ist, die Verwendung von NIRF-Bildgebung zur Beurteilung der neuen Antikörperkonstrukte in präklinischen molekularen Bildgebung zu markieren. In diesem Protokoll wurden alle Versuche mit einem Kleintier-NIRF-Abbildungssystem durchgeführt wird, ein Fluoreszenz-aktivierter Zellsortierer (FACS) Durchflusszytometer und einem konfokalen Mikroskop.

<table><tbody><tr><td>AF680 protein labelling kit</td><td>Invitrogen</td><td>A20172</td><td></td></tr><tr><td>Anti-CD16/CD32-antibody</td><td>BioXCell</td><td>BE0008</td><td></td></tr><tr><td>Anti-CD31-antibody</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-1506</td><td>labeled with secondary antibody with AF488</td></tr><tr><td>Anti-CD45-antibody V450</td><td>BD Biosciences</td><td>560501</td><td></td></tr><tr><td>AxioVision LE software</td><td>Zeiss</td><td>www.zeiss.com</td><td></td></tr><tr><td>Basement membrane matrix</td><td>BD Biosciences</td><td>354234</td><td>Alternative product can be used</td></tr><tr><td>Cell strainer 70 &amp;micro;m</td><td>Corning</td><td>431751</td><td>Alternative product can be used</td></tr><tr><td>Confocal microscope</td><td>Leica&amp;nbsp;</td><td>www.leica-microsystems.com</td><td>Leica SP5 with the following lasers: He-Neon for AF680, Argon Laser for AF488, and a 405-Diode for DAPI</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Molcular Probes</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>DC27.10 cells&amp;nbsp;</td><td>laboratory specific</td><td></td><td>Other cells with different surface targets can be used</td></tr><tr><td>DPBS</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D8662</td><td></td></tr><tr><td>FACS Canto II</td><td>BD Biosciences</td><td>www.bdbiosciences.com</td><td></td></tr><tr><td>Flourescence mircoscope</td><td>Zeiss</td><td>www.zeiss.com</td><td>Zeiss Axiovert 200 with Filter Set #32 for AF680: 000000-1031-354</td></tr><tr><td>ImageJ software</td><td>NIH</td><td>http://imagej.nih.gov/ij/</td><td></td></tr><tr><td>IVIS 200</td><td>Perkin Elmer</td><td>www.perkinelmer.com</td><td>Alternative in vivo imaging system can be used</td></tr><tr><td>Leica LAS software</td><td>Leica</td><td>www.leica-microsystems.com</td><td>Software specific to microscope used</td></tr><tr><td>Living Image software</td><td>Perkin Elmer</td><td>www.perkinelmer.com</td><td>Software specific to imaging system used</td></tr><tr><td>Needles 30 G</td><td>BD Biosciences</td><td>305128</td><td>Alternative product can be used</td></tr><tr><td>Nika102-antibody AF680</td><td>laboratory specific</td><td></td><td>Other antibodies against different surface targets can be used</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P6148</td><td>Potential hazards: carcinogenic, can irritate the eyes and skin, contact may cause drying of the skin and/or allergic dermatitis</td></tr><tr><td>s+16a-nanobody AF680</td><td>laboratory specific</td><td></td><td>Other antibodies against different surface targets can be used</td></tr><tr><td>Syringes 1 ml</td><td>Braun</td><td>916 1406 V</td><td>Alternative product can be used</td></tr></tbody></table>

validation of nanobody and antibody based in vivo tumor xenograft nirf-imaging experiments in mice using ex vivo flow cytometry and microscopy

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.
First we describe how to generate subcutaneous tumors in mice, using antigen-negative cell lines as negative controls and antigen-positive cells as positive controls in the same mice for intraindividual comparison. We outline how to administer intravenously near-infrared fluorophore labelled (AlexaFluor680) antigen-specific nanobodies and conventional antibodies. In vivo imaging was performed with a small-animal NIRF-Imaging system. After the in vivo imaging experiments the mice were sacrificed. We then describe how to prepare the tumors for parallel ex vivo analyses by flow cytometry and fluorescence microscopy to validate in vivo imaging results.
The use of the near-infrared fluorophore labelled nanobodies allows for non-invasive same day imaging in vivo. Our protocols describe the ex vivo quantification of the specific labeling efficiency of tumor cells by flow cytometry and analysis of the distribution of the antibody constructs within the tumors by fluorescence microscopy. Using near-infrared fluorophore labelled probes allows for non-invasive, economical in vivo imaging with the unique ability to exploit the same probe without further secondary labelling for ex vivo validation experiments using flow cytometry and fluorescence microscopy.

Fluoreszenzmarkierte Sonden ermöglichen die Kombination verschiedener NIRF-Bildgebungsverfahren (1A). Wir sollen, um in vivo NIRF-Abbildungsfluoreszenzmikroskopie sequentiell um fluoreszierend markierten Nanokörper und monoklonale Antikörper für die spezifische in-vivo-Bildgebung (1B) Vergleichen durchzuführen, Durchflusszytometrie und. Mäuse wurden mit 50 ug Nanokörper und monoklonale Antikörper injiziert, um die Spezifität der fluoreszierend markierten Konstrukte für die in vivo-Bildgebung zu bewerten. Die Ergebnisse zeigten, spezifische Markierung von Antigen-positiven Tumoren mit sowohl Nanokörper und monoklonale Antikörper bei 6 Stunden nach der Injektion (Figur 2). ROI-Analysen der Antigen-positiven Tumoren zeigten eine viel höhere T / B-Verhältnis von ~ 12 für die Nanobody Vergleich zu ~ 6 für den monoklonalen Antikörper ist. Darüber hinaus zeigte die Nanokörper keine unspezifische Signal in den Antigen-negativen Tumoren, während diemonoklonale Antikörper zeigte unspezifische confounding Signale in den Antigen-negative Tumoren. Neben dem unspezifischen Signal der negativen Tumoren, der monoklonale Antikörper auch in der gesamten Tier induzierten unspezifische Hintergrundsignale. Dies ist aufgrund übermäßigen freien zirkulierenden Antikörpern, die zu groß sind, um die Nieren ausgeschieden werden, sind wahrscheinlich. Umgekehrt Tiere mit Nanokörper injiziert zeigten unspezifische Signale nur in den Nieren durch die renale Ausscheidung der kleinen Nanokörpern. Durchflusszytometrie Analysen von Tumorzellsuspensionen zeigten spezifische Markierung von Antigen-positiven Tumorzellen sowohl mit AF680-Konjugate 6 Stunden nach der Injektion. Die stärkere Fluoreszenzsignal der Nanobody markierten Zellen gegenüber monoklonalen Antikörper markierte Zellen widerspiegelt, die in vivo NIRF-Abbildungsergebnisse. Wichtig ist, dass die durchflusszytometrische Analysen zeigen, daß es keine unspezifische Markierung von antigennegativen Zellen mit einem der beidenKonstrukte (Abbildung 3). Die Fluoreszenzmikroskopie von Tumorgefrierschnitte zeigten eine starke und fast homogene Kennzeichnung von Antigen-positiven Zellen mit dem Nanobody 6 Stunden nach der Injektion. Umgekehrt zeigte der monoklonale Antikörper eine wesentlich schwächere und recht inhomogene Färbung (4A). Antigen-negative Tumoren zeigen keine Färbung 6 Stunden nach Injektion der Nanobody, während antigen-negativen Tumoren zur herkömmlichen Antikörper zeigen unspezifische Streu Färbung in dem Zwischenraum (4B) eingespritzt. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52462/52462fig1highres.jpg" /> Abbildung 1: Fluoreszenz-Bildgebung und Antikörperkonstrukte. (A) Bilddarstellungsaufbau zur Auswertung AF680-Konjugate: In vivo NIRF-imaging gefolgt von Durchflußzytometrie und Fluoreszenzmikroskopie. (B </strong&gt;) Schematische Darstellung der AlexaFluor680 beschriftet Nanobody s + 16a (rot) und monoklonale Antikörper Nika102 (blau). Orange Sterne zeigen die AlexaFluor680 Fluorochrome. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/52462/52462fig2highres.jpg" /> Abbildung 2: In vivo NIRF-Abbildungsbilder des Fluoreszenzsignals von Antigen-positiven (+) und Antigen-negative (-) Tumoren in Mäusen, die mit Nanobody s + 16a (A) und monoklonale Antikörper Nika102 (B) injiziert wurden. . In-vivo-Bildgebung wurde vor (0 h) und 6 h nach der Injektion durchgeführt. Signalintensitäten werden als Strahlungsleistung (p / sec / cm 2 / sr) / (&amp; mgr; W / cm 2) dargestellt. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52462/52462fig3highres.jpg" /> Abbildung 3:Ex vivo FACS Analysen der Zelle gebundenen Antikörperkonstrukte die aus Tumorzellsuspensionen. (A) Gating Strategie für FACS-Analysen von Tumorzellen. (B) Histogramme zeigen die Menge des intravenös injiziert AF680-konjugierten Nanobody s + 16a und Antikörper Nika102 spezifisch an die Tumorzellen in vivo gebunden. Antigen-negative Tumoren werden als ungefüllte Histogramme und Antigen-positiven Tumoren angezeigt sind als ausgefüllte Histogramme dargestellt. <img alt="4" src="/files/ftp_upload/52462/52462fig4highres.jpg" /> Abb. 4: Ex-vivo-Fluoreszenzmikroskopie (A) Übersicht Fluoreszenzmikroskopie der gesamte Antigen-positiven Tumor Kryoschnitte 6 Stunden nach der Injektion von s + 16a 680 oder Nika102 680. Signalintensitäten des in vivo intravenöszogen AF680-Konjugate ohne Sekundär-Markierungsmittel werden in rot angezeigt. Ex vivo gegengefärbt Kerne sind blau und Behälter grün dargestellt. Punktierte Linien zeigen äußeren Ränder der gesamten Tumoren. (B), Close-up der Fluoreszenzmikroskopie von Antigen-positiven und Antigen-negativen Tumoren.

Watch this Scientific Journal Video about Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy at JoVE.com

Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.

Validierung der Nanobody und Antikörper-basierte<em&gt; In-vivo-</em&gt; Tumorxenotransplantat NIRF-Bildgebung Experimente bei Mäusen verwenden<em&gt; Ex vivo</em&gt; Durchflusszytometrie und Mikroskopie

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice ...

validation-nanobody-antibody-based-vivo-tumor-xenograft-nirf-imaging

Research

JoVE Journal

Medicine

Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

11.6K Aufrufe.  University Medical Center, Hamburg. This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.

Serie: Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

A Comprehensive Procedure to Evaluate the In Vivo Performance of Cancer Nanomedicines

Inspired by the success of previous cancer nanomedicines in the clinic, researchers have generated a large number of novel formulations in the past decade. However, only a small number of nanomedicines have been approved for clinical use, whereas the majority of nanomedicines under clinical development have produced disappointing results. One major obstacle to the successful clinical translation of new cancer nanomedicines is the lack of an accurate understanding of their in vivo performance. This article features a rigorous procedure to characterize the in vivo behavior of nanomedicines in tumor-bearing mice at systemic, tissue, single-cell, and subcellular levels via the integration of positron emission tomography-computed tomography (PET-CT), radioactivity quantification methods, flow cytometry, and fluorescence microscopy. Using this approach, researchers can accurately evaluate novel nanoscale formulations in relevant mouse models of cancer. These protocols may have the ability to identify the most promising cancer nanomedicines with high translational potential or to aid in the optimization of cancer nanomedicines for future translation.

A Comprehensive Procedure to Evaluate the In Vivo Performance of Cancer Nanomedicines

The poor understanding of the in vivo performance of nanomedicines stymies their clinical translation. Procedures to evaluate the in vivo behavior of cancer nanomedicines at systemic, tissue, single-cell, and subcellular levels in tumor-bearing immunocompetent mice are described here. This approach may help researchers to identify promising cancer nanomedicines for clinical translation.

Ein umfassendes Verfahren zur Bewertung der<em&gt; In Vivo</em&gt; Performance von Krebs Nanomedizin

Inspired by the success of previous cancer nanomedicines in the clinic, researchers have generated a large number of novel formulations in the past ...

Forschung

Krebsforschung

Evaluation of Nanoparticle Uptake in Tumors in Real Time Using Intravital Imaging

Current technologies for tumor imaging, such as ultrasound, MRI, PET and CT, are unable to yield high-resolution images for the assessment of nanoparticle uptake in tumors at the microscopic level1,2,3, highlighting the utility of a suitable xenograft model in which to perform detailed uptake analyses. Here, we use high-resolution intravital imaging to evaluate nanoparticle uptake in human tumor xenografts in a modified, shell-less chicken embryo model. The chicken embryo model is particularly well-suited for these in vivo analyses because it supports the growth of human tumors, is relatively inexpensive and does not require anesthetization or surgery 4,5. Tumor cells form fully vascularized xenografts within 7 days when implanted into the chorioallantoic membrane (CAM) 6. The resulting tumors are visualized by non-invasive real-time, high-resolution imaging that can be maintained for up to 72 hours with little impact on either the host or tumor systems. Nanoparticles with a wide range of sizes and formulations administered distal to the tumor can be visualized and quantified as they flow through the bloodstream, extravasate from leaky tumor vasculature, and accumulate at the tumor site. We describe here the analysis of nanoparticles derived from Cowpea mosaic virus (CPMV) decorated with near-infrared fluorescent dyes and/or polyethylene glycol polymers (PEG) 7, 8, 9,10,11. Upon intravenous administration, these viral nanoparticles are rapidly internalized by endothelial cells, resulting in global labeling of the vasculature both outside and within the tumor7,12. PEGylation of the viral nanoparticles increases their plasma half-life, extends their time in the circulation, and ultimately enhances their accumulation in tumors via the enhanced permeability and retention (EPR) effect 7, 10,11. The rate and extent of accumulation of nanoparticles in a tumor is measured over time using image analysis software. This technique provides a method to both visualize and quantify nanoparticle dynamics in human tumors.

We present a novel approach to quantify nanoparticle localization in the vasculature of human xenografted tumors using dynamic, real-time intravital imaging in an avian embryo model.

Evaluation von Nanopartikel-Aufnahme in Tumoren in Echtzeit über Intravital Imaging

Current technologies for tumor imaging, such as ultrasound, MRI, PET and CT, are unable to yield high-resolution images for the assessment of nanoparticle ...

Medizin

Radionuclide-fluorescence Reporter Gene Imaging to Track Tumor Progression in Rodent Tumor Models

Metastasis is responsible for most cancer deaths. Despite extensive research, the mechanistic understanding of the complex processes governing metastasis remains incomplete. In vivo models are paramount for metastasis research, but require refinement. Tracking spontaneous metastasis by non-invasive in vivo imaging is now possible, but remains challenging as it requires long-time observation and high sensitivity. We describe a longitudinal combined radionuclide and fluorescence whole-body in vivo imaging approach for tracking tumor progression and spontaneous metastasis. This reporter gene methodology employs the sodium iodide symporter (NIS) fused to a fluorescent protein (FP). Cancer cells are engineered to stably express NIS-FP followed by selection based on fluorescence-activated cell sorting. Corresponding tumor models are established in mice. NIS-FP expressing cancer cells are tracked non-invasively in vivo at the whole-body level by positron emission tomography (PET) using the NIS radiotracer [18F]BF4-. PET is currently the most sensitive in vivo imaging technology available at this scale and enables reliable and absolute quantification. Current methods either rely on large cohorts of animals that are euthanized for metastasis assessment at varying time points, or rely on barely quantifiable 2D imaging. The advantages of the described method are: (i) highly sensitive non-invasive in vivo 3D PET imaging and quantification, (ii) automated PET tracer production, (iii) a significant reduction in required animal numbers due to repeat imaging options, (iv) the acquisition of paired data from subsequent imaging sessions providing better statistical data, and (v) the intrinsic option for ex vivo confirmation of cancer cells in tissues by fluorescence microscopy or cytometry. In this protocol, we describe all steps required for routine NIS-FP-afforded non-invasive in vivo cancer cell tracking using PET/CT and ex vivo confirmation of in vivo results. This protocol has applications beyond cancer research whenever in vivo localization, expansion and long-time monitoring of a cell population is of interest.

We describe a protocol for preclinical in vivo tracking of cancer metastasis. It is based on a radionuclide-fluorescence reporter combining the sodium iodide symporter, detected by non-invasive [18F]tetrafluoroborate-PET, and a fluorescent protein for streamlined ex vivo confirmation. The method is applicable for preclinical in vivo cell tracking beyond tumor biology.

Radionuklid-Fluoreszenz-Reporter-Gen Imaging zu Tumorprogression in Nagetier Tumormodellen verfolgen

Metastasis is responsible for most cancer deaths. Despite extensive research, the mechanistic understanding of the complex processes governing metastasis ...

Fluorescence Molecular Tomography for In Vivo Imaging of Glioblastoma Xenografts

Tumorigenicity is the capability of cancer cells to form a tumor mass. A widely used approach to determine if the cells are tumorigenic is by injecting immunodeficient mice subcutaneously with cancer cells and measuring the tumor mass after it becomes visible and palpable. Orthotopic injections of cancer cells aim to introduce the xenograft in the microenvironment that most closely resembles the tissue of origin of the tumor being studied. Brain cancer research requires intracranial injection of cancer cells to allow the tumor formation and analysis in the unique microenvironment of the brain. The in vivo imaging of intracranial xenografts monitors instantaneously the tumor mass of orthotopically engrafted mice. Here we report the use of fluorescence molecular tomography (FMT) of brain tumor xenografts. The cancer cells are first transduced with near infrared fluorescent proteins and then injected in the brain of immunocompromised mice. The animals are then scanned to obtain quantitative information about the tumor mass over an extended period of time. Cell pre-labeling allows for cost effective, reproducible, and reliable quantification of the tumor burden within each mouse. We eliminated the need for injecting imaging substrates, and thus reduced the stress on the animals. A limitation of this approach is represented by the inability to detect very small masses; however, it has better resolution for larger masses than other techniques. It can be applied to evaluate the efficacy of a drug treatment or genetic alterations of glioma cell lines and patient-derived samples.

Fluorescence Molecular Tomography for In Vivo Imaging of Glioblastoma Xenografts

Orthotopic intracranial injection of tumor cells has been used in cancer research to study brain tumor biology, progression, evolution, and therapeutic response. Here we present fluorescence molecular tomography of tumor xenografts, which provides real-time intravital imaging and quantification of a tumor mass in preclinical glioblastoma models.

Fluoreszenz Molekulare Computertomographie für die In-Vivo Bildgebung des Glioblastoms Xenotransplantate

Tumorigenicity is the capability of cancer cells to form a tumor mass. A widely used approach to determine if the cells are tumorigenic is by injecting ...

Viral Nanoparticles for In vivo Tumor Imaging

The use of nanomaterials has the potential to revolutionize materials science and medicine. Currently, a number of different nanoparticles are being investigated for applications in imaging and therapy. Viral nanoparticles (VNPs) derived from plants can be regarded as self-assembled bionanomaterials with defined sizes and shapes. Plant viruses under investigation in the Steinmetz lab include icosahedral particles formed by Cowpea mosaic virus (CPMV) and Brome mosaic virus (BMV), both of which are 30 nm in diameter. We are also developing rod-shaped and filamentous structures derived from the following plant viruses: Tobacco mosaic virus (TMV), which forms rigid rods with dimensions of 300 nm by 18 nm, and Potato virus X (PVX), which form filamentous particles 515 nm in length and 13 nm in width (the reader is referred to refs. 1 and 2 for further information on VNPs).
From a materials scientist's point of view, VNPs are attractive building blocks for several reasons: the particles are monodisperse, can be produced with ease on large scale in planta, are exceptionally stable, and biocompatible. Also, VNPs are "programmable" units, which can be specifically engineered using genetic modification or chemical bioconjugation methods 3. The structure of VNPs is known to atomic resolution, and modifications can be carried out with spatial precision at the atomic level4, a level of control that cannot be achieved using synthetic nanomaterials with current state-of-the-art technologies.
In this paper, we describe the propagation of CPMV, PVX, TMV, and BMV in Vigna ungiuculata and Nicotiana benthamiana plants. Extraction and purification protocols for each VNP are given. Methods for characterization of purified and chemically-labeled VNPs are described. In this study, we focus on chemical labeling of VNPs with fluorophores (e.g. Alexa Fluor 647) and polyethylene glycol (PEG). The dyes facilitate tracking and detection of the VNPs 5-10, and PEG reduces immunogenicity of the proteinaceous nanoparticles while enhancing their pharmacokinetics 8,11. We demonstrate tumor homing of PEGylated VNPs using a mouse xenograft tumor model. A combination of fluorescence imaging of tissues ex vivo using Maestro Imaging System, fluorescence quantification in homogenized tissues, and confocal microscopy is used to study biodistribution. VNPs are cleared via the reticuloendothelial system (RES); tumor homing is achieved passively via the enhanced permeability and retention (EPR) effect12. The VNP nanotechnology is a powerful plug-and-play technology to image and treat sites of disease in vivo. We are further developing VNPs to carry drug cargos and clinically-relevant imaging moieties, as well as tissue-specific ligands to target molecular receptors overexpressed in cancer and cardiovascular disease.

Viral Nanoparticles for In vivo Tumor Imaging

Plant viral nanoparticles (VNPs) are promising platforms for applications in biomedicine. Here, we describe the procedures for plant VNP propagation, purification, characterization, and bioconjugation. Finally, we show the application of VNPs for tumor homing and imaging using a mouse xenograft model and fluorescence imaging.

Viral Nanopartikel für<em&gt; In vivo</em&gt; Tumor Imaging

The use of nanomaterials has the potential to revolutionize materials science and medicine. Currently, a number of different nanoparticles are being ...

Biotechnik

In Vivo Immunofluorescence Localization for Assessment of Therapeutic and Diagnostic Antibody Biodistribution in Cancer Research

Monoclonal antibodies (mAbs) are important tools in cancer detection, diagnosis, and treatment. They are used to unravel the role of proteins in tumorigenesis, can be directed to cancer biomarkers enabling tumor detection and characterization, and can be used for cancer therapy as mAbs or antibody-drug conjugates to activate immune effector cells, to inhibit signaling pathways, or directly kill cells carrying the specific antigen. Despite clinical advancements in the development and production of novel and highly specific mAbs, diagnostic and therapeutic applications can be impaired by the complexity and heterogeneity of the tumor microenvironment. Thus, for the development of efficient antibody-based therapies and diagnostics, it is crucial to assess the biodistribution and interaction of the antibody-based conjugate with the living tumor microenvironment. Here, we describe In Vivo Immunofluorescence Localization (IVIL) as a new approach to study interactions of antibody-based therapeutics and diagnostics in the in vivo physiological and pathological conditions. In this technique, a therapeutic or diagnostic antigen-specific antibody is intravenously injected in&#160;vivo and localized ex vivo with a secondary antibody in isolated tumors. IVIL, therefore, reflects the in vivo biodistribution of antibody-based drugs and targeting agents. Two IVIL applications are described assessing the biodistribution and accessibility of antibody-based contrast agents for molecular imaging of breast cancer. This protocol will allow future users to adapt the IVIL method for their own antibody-based research applications.

The in vivo immunofluorescence localization (IVIL) method can be used to examine in vivo biodistribution of antibodies and antibody conjugates for oncological purposes in living organisms using a combination of in vivo tumor targeting and ex vivo immunostaining methods.

In Vivo Immunfluoreszenzlokalisation zur Bewertung der therapeutischen und diagnostischen Antikörperbiodistribution in der Krebsforschung

Monoclonal antibodies (mAbs) are important tools in cancer detection, diagnosis, and treatment. They are used to unravel the role of proteins in ...

<meta charset="utf8"></head><body>Nanodrug, das auf onkogene miRNA-10b zur Behandlung von metastasierendem Brustkrebs abzielt

Monitoring of Nanodrug Accumulation in Murine Breast Cancer Metastases

Metastatic breast cancer is a devastating disease with very limited therapeutic options, calling for new therapeutic strategies. Oncogenic miRNAs have been shown to be associated with the metastatic potential of breast cancer and are implicated in tumor cell migration, invasion, and viability. However, it can be difficult to deliver an inhibitory RNA molecule to the tissue of interest. To overcome this challenge and deliver active antisense oligonucleotides to tumors, we utilized magnetic iron oxide nanoparticles as a delivery platform. These nanoparticles target tissues with increased vascular permeability, such as sites of inflammation or cancer. Delivery of these nanoparticles can be monitored in vivo by magnetic resonance imaging (MRI) due to their magnetic properties. Translation of this therapeutic approach into the clinic will be more accessible because of its compatibility with this relevant imaging modality. They can also be labeled with other imaging reporters such as a Cy5.5 near-infrared optical dye for correlative optical imaging and fluorescence microscopy. Here, we demonstrate that nanoparticles labeled with Cy5.5 and conjugated to therapeutic oligomers targeting oncogenic miRNA-10b (termed MN-anti-miR10b, or &#34;nanodrug&#34;) administered intravenously accumulate in metastatic sites, opening a possibility for therapeutic intervention of metastatic breast cancer.

<meta charset="utf8"></head><body>Überwachung der Akkumulation von Nanomedikamenten in Brustkrebsmetastasen bei Mäusen

Here, we describe the protocol for in vivo delivery of magnetic iron oxide nanoparticles carrying RNA oligomers to metastatic breast cancer in animal models, providing a clinically viable approach for the therapeutic silencing of oncogenic nucleic acids.

Überwachung der Akkumulation von Nanomedikamenten in Brustkrebsmetastasen bei Mäusen

Metastatic breast cancer is a devastating disease with very limited therapeutic options, calling for new therapeutic strategies. Oncogenic miRNAs have ...

<meta charset="utf8"></head><body>Eisenoxid-Nanopartikel für die bildgestützte Therapieverabreichung beim murinen Glioblastom

Nanoparticle Delivery of an Oligonucleotide Payload in a Glioblastoma Multiforme Animal Model

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most common and aggressive form of primary brain malignancy for which there is no cure. The blood-brain barrier is a significant hurdle in the delivery of therapies to GBM. Reported here is an image-guided, iron oxide-based therapeutic delivery nano platform capable of bypassing this physiological barrier by virtue of size and accumulating in the tumor region, delivering its payload. This 25 nm nano platform consists of crosslinked dextran-coated iron oxide nanoparticles labeled with Cy5.5 fluorescent dye and containing antisense oligonucleotide as a payload. The magnetic iron oxide core enables tracking of the nanoparticles through in vivo magnetic resonance imaging, while Cy5.5 dye allows tracking by optical imaging. This report details the monitoring of the accumulation of this nanoparticle platform (termed MN-anti-miR10b) in orthotopically implanted glioblastoma tumors following intravenous injection. In addition, it provides insight into the in vivo delivery of RNA oligonucleotides, a problem that has hampered the translation of RNA therapeutics into the clinic.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Innovative Krebstherapien mit Eisenoxid-Nanopartikeln zur Behandlung von Glioblastomen

The blood-brain barrier is a significant hurdle in the delivery of therapies for glioblastoma, a disease for which there is no cure. Here, we report an in vivo image-guided iron oxide therapeutic nano platform that can bypass this physiological barrier by virtue of size and accumulate in the tumor.

Nanopartikel-Verabreichung einer Oligonukleotid-Nutzlast in einem Glioblastom-Multiforme-Tiermodell

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most common and aggressive form of primary brain malignancy for which there is no cure. The blood-brain barrier is a ...

Validierung der Nanobody und Antikörper-basierte

Zusammenfassung

Weitere Videos entdecken

Kapitel in diesem Video

Ein umfassendes Verfahren zur Bewertung der

Evaluation von Nanopartikel-Aufnahme in Tumoren in Echtzeit über Intravital Imaging

Radionuklid-Fluoreszenz-Reporter-Gen Imaging zu Tumorprogression in Nagetier Tumormodellen verfolgen

Fluoreszenz Molekulare Computertomographie für die In-Vivo Bildgebung des Glioblastoms Xenotransplantate

Viral Nanopartikel für

In Vivo Immunfluoreszenzlokalisation zur Bewertung der therapeutischen und diagnostischen Antikörperbiodistribution in der Krebsforschung

Überwachung der Akkumulation von Nanomedikamenten in Brustkrebsmetastasen bei Mäusen

Überwachung der Akkumulation von Nanomedikamenten in Brustkrebsmetastasen bei Mäusen

Überwachung der Akkumulation von Nanomedikamenten in Brustkrebsmetastasen bei Mäusen

Nanopartikel-Verabreichung einer Oligonukleotid-Nutzlast in einem Glioblastom-Multiforme-Tiermodell