We thank Emily Mace and Malini Mukherjee for imaging and deconvolution analysis. Work in the Liu laboratory was supported in part by the Baylor-UTHouston Center for AIDS Research Core Support Grant number AI36211 from the National Institute of Allergy and Infectious Diseases, the Caroline Wiess Law Fund for Research in Molecular Medicine, Texas Children&#8217;s Hospital Pediatric Pilot Research Fund, and the Lymphoma SPORE Developmental Research Program from Baylor College of Medicine and the Methodist Research Institute.

1. Herstellung von Liposomen <ol><li> Berechnen der Menge an Chloroform suspendiert Stammlösungen aus 1,2-Dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholin (DOPC) und 1,2-Dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamin-N-Biotinyl Kappe (Biotin-PE) zu verdünnter Bestände auf die gewünschte Endkonzentration zu machen. Um Endkonzentrationen von 400 uM und 80 uM DOPC Biotin-PE Phospholipide bei jeder 10 ml machen, starten, indem 629 ul 10 mg / ml DOPC und 88 ul 10 mg / ml Biotin-PE in getrennte Glasröhrchen Chromatographie. HINWEIS: es ist wichtig, Glas Hamilton Spritzen und Glas Chromatographie Rohre reinigen von Reinigungslösung (1 l 95% igem Ethanol und 120 ml Wasser mit 60 g Kaliumhydroxid, KOH), während der Übertragung von Chloroform suspendiert Stammlösung von DOPC und Biotin-PE. </li><li> Man trocknet die Chloroform unter einem Argonstrom in der chemischen Haube. Verschließen Sie die Chromatographierohr von Parafilm. </li><li> Betreff der neu getrocknete Liposomen auf ein Hochvakuum in einem lyophilizer O / N, um restliche Chloroform zu entfernen. Am selben Tag der Fertigstellung trocken für 60 bis 90 min. </li><li> Während der Gefriertrocknungsanlage läuft, bereiten einige Verdünnungspuffer. Für dieses Protokoll, bereiten 25 ml aus 25 mM Tris, pH 8,0; 150 mM NaCl; und 2% (Gewicht) n-Octyl-β-D-glucopyranosid (OG) Detergens. Mischen Sie die ersten beiden Zutaten zusammen, dann verdrängt Sauerstoff mit Argon vor der Zugabe des trockenen Pulver OG. Nach der Herstellung filtern die OG-Lösung mit 0,2 Mikron Celluloseacetat-Membran, und bei 4 ° C. </li><li> Außerdem bereiten zwei Schraubflaschen von 1 l Tris-Saline-Puffer in den gleichen Konzentrationen, jedoch ohne OG. Legen Sie ein destilliertem Wasser gereinigt Magnetrührstab im Boden jeder. Bereiten Sie 6 zusätzliche Liter der Tris-Salzpuffer. Entfernen von Sauerstoff aus allen Flaschen mit Argon und legen Sie sie bei 4 ° C als auch. </li><li> Nach dem Gefriertrocknen, lösen die getrockneten Lipide in der Tris-Saline OG-Puffer, um eine 4 mM Lösung von jedem zu machen. Nach dem VorbildVolumen, 2 ml auf die DOPC Rohr und 0,2 ml auf die Biotin-PE-Schlauch. </li><li> Mischen Sie die Biotin-PE Lipide mit den DOPC Lipide. Dies verbessert die Beweglichkeit des SLB, das gekoppelte Biotin kann die Fluidität der Phosphat-Kopfgruppen beeinträchtigt. Um eine Endkonzentration von 80 &amp; mgr; M Biotin-PE machen, Mischungs 0,2 ml 4 mM Biotin-PE und 1 ml 4 mM DOPC. Dann fügen Sie 8,8 ml des Tris-Saline OG-Puffer. </li><li> Für eine Endkonzentration von 400 uM DOPC einfach mischen 1 ml 4 mM DOPC mit 9 ml Tris-Saline OG. </li><li> Füllen Sie das Ultraschallgerät mit Eiswasser. Setzen Sie das Glasrohr mit der verdünnten Phospholipid in der Mitte des Ultraschallgeräts mit einem Dienstprogramm Klemme. Beschallen die verdünnte Phospholipid für 10 Minuten, bis die Lösung klar wird. HINWEIS: ice In in das Ultraschallgerät Wasserbad, um die Temperatur niedrig zu halten, da Ultraschallbehandlung erzeugt Wärme. </li><li> Füllen der Rohre mit Argon, um den Sauerstoff in der Luft über der Flüssigkeit verdrängt und verschließt diese mit Parafilm. </li></ol&gt; 2. Dialyse von Liposomen <ol><li> Schneiden zwei Abschnitte trockenem Dialyseschlauch (Molekulargewicht cut-off: 12-14,000, Durchmesser: 6,4 mm) mit einer geeigneten Länge (in diesem Beispiel 40 cm), eine für jede Phospholipid Verdünnung von der Rolle. </li><li> Rehydrierung der Schlauchabschnitte, indem sie in einen 200 ml destilliertem Wasser in einem Becherglas für 2 Minuten einweichen. </li><li> Mikrowelle dies für 5 Minuten bei hoher Einstellung oder zumindest, bis das Wasser zum Kochen kommt. </li><li> Binden Sie einen Knoten an einem Ende eines jeden Rohres und spülen Sie das Innere mit einigen Millilitern der Tris-Saline-OG-Puffer. Danach sorgfältig auszupressen wie viel von diesem Waschpuffer wie möglich, um die Menge an Puffer verbleibenden Inneren minimieren. </li><li> In einer Steril, fügen Sie die verdünnte Phospholipide in jedes Röhrchen und klemmen Sie die offenen Enden mit einer kleinen Dialyseschlauch Schließung, um die gesamte Luft aus. Komplette Luftausschluss wird das Opfer ein kleines Volumen der Probe durch Klemmen unterhalb des &amp; benötigen# 8220; Wasser-Linie &quot;. </li><li> Tauchen der Proben in den zuvor hergestellten Flaschen Tris-Kochsalz-Puffer ohne OG. Anschließend verdrängt Sauerstoff in der Flasche mit Argon vor dem erneuten Abdichtung und Ort, um O / N bei 4 ° rühren. </li><li> Übertragen der Schlauch in eine neue Flasche mit Tris-Kochsalz-Puffer ohne OG alle 12 h für mindestens 3 mal. </li><li> Kurz vor der Entfernung der Lipide, dialysiert, bereiten eine Reihe von kleinen Röhren in dem die Lipide durch Füllen jeweils mit Argon auf den Sauerstoff zu verdrängen aliquotieren. </li><li> Nach 36 h nehmen die Dialyse-Flaschen in den Sterilbank und die Dialyseschläuche von den Flaschen zu entfernen. Haben Sie ein Bank Windel oder Becher zur Hand, um die nasse Abfluss zu sammeln. </li><li> Schneiden Sie den Dialyseschlauch über dem Clip, und entfernen Sie den Clip und die dialysiert Lipid-Lösung via Pipette vorsichtig Transfer in 1 ml Aliquots in vorgefertigter Rohre mit Argongas auf Eis gefüllt. </li><li> Aliquot der wässrigen Liposomenlösung, verwenden Sie den Argonstrom Sauerstoff wieder zu verdrängen in jedes Rohr. </li><li> Bewahren Sie die Liposomen bei 4 °. Nicht einfrieren. </li></ol> 3. Bestimmung der Antikörperdichte am Lipid Bilayer <ol><li> Verdünnungsreihe von biotinyliertem, fluoreszenzmarkierte Antikörper, 50 &amp; mgr; l Volumen für jede Verdünnung, bei den folgenden Konzentrationen: 0 nM (blank), 10 nM, 50 nM, 100 nM und 500 nM. (Nachstehend als &quot;Probenserie&quot;). </li><li> 1 ul Siliciumdioxidperlen in 6 Vertiefungen einer 96-Well-V-Bodenplatte. Achten Sie darauf, um die Perlen vor dem Pipettieren gut zu schütteln, wie sie neigen dazu, zu begleichen. HINWEIS: Wenn mit geordneten Trockenperlen statt ausgesetzt, befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers zu verdünnen. </li><li> Um dieser Perlen, fügen Sie 2 ul von gemischten DOPC: Biotinyl Phospholipide in einem Verhältnis 1: 1. Tun Sie dies für jede Vertiefung. </li><li> Impuls der Platte auf einem Vortexer bei mittlerer Stärke 3 mal für jeweils 10 Sekunden, um die Interaktion mit den Kügelchen und der Phospholipide zu fördern. </li><li> Fügen Sie 150 ul 5% casEin in jede Kammer. Gut mischen durch Auf-und Abpipettieren dreimal. </li><li> Lassen Sie die Platte inkubiert in der Casein-Lösung für 10 Minuten, dann waschen Sie es heraus. Zu waschen, füllen Sie jede Vertiefung bis zu einem Gesamtvolumen von 250 ul mit HEPES gepufferter Salzlösung (HBS) mit 1% humanes Serumalbumin (HSA). Zentrifuge bei 1000 × g für 2 min. Pipette heraus und entsorgen Sie die Top 200 ul des Überstandes, und wiederholen Sie zweimal für insgesamt drei Waschzyklen. </li><li> In 50 ul Streptavidin an einer 333 ng / ml-Konzentration. Pulse die Platte wieder 3x 10 s, und lassen Sie es auf einem Schüttler für 15 Minuten sitzen. Jeweils 3x wie in Schritt 6, um ungebundene Streptavidin entfernen. </li><li> Fügen Sie 50 ul der fluoreszenzmarkierten biotinylierten Antikörper aus der zuvor hergestellten Verdünnungsreihen (siehe Schritt 3.1) in jedes Loch, und ersetzen Sie die Platte auf dem Schüttler für 20 bis 30 min. Jeweils 3x wie in Schritt 6, um ungebundene Antikörper zu entfernen. </li><li> Nach dem letzten Waschen, Resuspendieren der Kügelchen in 100 &amp; mgr; l HBS / 1% HSA, dann zu einer FACS-Röhrchen transferieren. Wiederholen Sie diesen Vorgang zweimalsorgen für die effiziente Entfernung von allen Perlen aus dem Brunnen, für insgesamt 300 ul, und tun dies für jede Vertiefung. </li><li> Bringen der resultierenden Rohre mit dem Durchflußzytometer. Es ist Zeit, sie zu lesen. </li><li> 1 Tropfen von der Flasche &quot;B&quot; aus der Fluoreszenzintensität Kalibrierung (FIC) Beadkit zu einer FACS-Röhrchen (im folgenden als &quot;Standard-Reihe&quot; bezeichnet), und mit 300 &amp; mgr; l HBS / 1% HSA verdünnt. </li><li> Lesen Sie dieses Rohr, aber die Daten nicht aufgezeichnet werden nur noch. Denn jetzt, nur sicherstellen, dass die leeren Perlen korrekt geeicht werden. Einen Histogramm, das die Fluoreszenz der Kügelchen in dem entsprechenden Kanal gemessen wird, dann verschiebt die Spannung der Erregungslaser nach unten, bis sich die Spitze an der äußersten linken Seite des Histogramms. </li><li> Entfernen der Röhre und 1 Tropfen jeder der anderen 4 Röhren in der Reihe (1 bis 4 gekennzeichnet), um das gleiche Rohr. Nun stecken Sie den Schlauch in die Maschine wieder, und notieren Sie die resultierenden Daten, die als 5 verschiedene Peaks erscheinen soll. </li&gt; <li> Lesen Sie jede einzelne Röhre von der Probenserie. </li><li> Mit Hilfe der FACS-Analyse-Software, zeichnen ein Gatter, die die gesamte Breite jeder Spitze in der Normenreihe Histogramm an der Hälfte der maximalen Punkt. Das ist ein Tor für jeden Peak. Wiederholen Sie den Vorgang für jede Probe. Beachten Sie die MFI (mittlere Fluoreszenzintensität) für jedes Tor. </li><li> Mit einem Tabellenkalkulationsprogramm Eingangs die gemessenen MFI-Werte an der entsprechenden Stelle. Außerdem geben Sie die MESF (Moleküle Equivalent Lösliche Fluorochrom) Werte (durchschnittliche Anzahl der Fluoreszenzmoleküle Beschichten jeder Wulst) für jede Flasche in der Normenreihe. Diese Informationen können von folgenden die Anweisungen auf dem Kunststoffgefäß in die Rohre kam zu finden. </li><li> Verwenden Sie die Tabelle wird die MFI gegen die MESF Werte zu plotten, die Schaffung eines linearen Zusammenhang zwischen der Anzahl der Fluorophore und der gemessenen Intensität. </li><li> Verwenden Sie das Modul &quot;Proteine ​​und Etiketten&quot; in der Mikro-Volumen Spektralphotometer, das Verhältnis von Farbstoff zu Pro bestimmentein in dem markierten Antikörper. </li><li> Eingabe der Markierungseffizienz des Testproteins, wobei der mittlere Durchmesser der mit Lipiden beschichteten Kügelchen und der MFI-Wert für jeden Eintrag. Die Tabellenkalkulation wird die Formel verwendet automatisch aus dem Liniendiagramm in Schritt 3.16 erzeugt, um die MESF Werte für jede Proteinverdünnung und der Einsaatdichte der Probe Protein bei jeder Konzentration berechnet. </li></ol> 4. Isolierung und Kultivierung Menschen NK Cells <ol><li> Aliquoten 15 ml peripherem Blut oder buffy coat in einen 50 ml konischen Röhrchen. Verdünne dieses Blut mit PBS, das 1% FBS in einem Verhältnis von 1: 1. </li><li> Hinzufügen 13 ml Ficoll sanft auf den Boden des Rohres mit einer serologischen 10 ml-Pipette. </li><li> Zentrifuge dieses Rohr für 20 Minuten bei 1200 xg mit dem Gaspedal und dem Abbruch oder auf dem niedrigsten Einstellungen. </li><li> Nach dem Zentrifugieren mit einem serologischen Pipette, um die schwimmenden bewölkt weißen Mittelschicht peripheren mononukleären Blutzellen (PBMCs) zu sammeln, which sollten sitzen und der Schnittpunkt zwischen einer klaren gelben oberen Schicht und eine trübe blassfarbenen Unterschicht, die beide sitzen oberhalb einer untersten Schicht der roten Blutkörperchen (Erythrozyten). HINWEIS Sie nicht, Erythrozyten bei der Erhebung der PBMCs zu sammeln. </li><li> Platzieren der gesammelten PBMCs in eine neue 50 ml konischen Röhrchen und verdünnte die Kapazität mit PBS, das 1% FBS. Zentrifuge erneut, dieses Mal mit der Bremse und Gaspedal maximal für 5 min bei 300 x g. </li><li> Überstand verwerfen und die Zellen resuspendieren in 10 ml PBS mit 1% FBS. </li><li> Zählen Sie die Zellen, während wieder mit den gleichen Einstellungen wie in Schritt 4.6 Zentrifugieren. </li><li> Verwerfe den Überstand noch einmal, und die Zellen werden in R10-Medium bei einer Dichte von 10 Millionen Zellen / ml. </li><li> Bis zu 30 Millionen Zellen in einem 5 ml-Polystyrolröhrchen und isolieren NK-Zellen unter Verwendung einer magnetischen Trenn Kit nach den Anweisungen des Herstellers. Nach der Isolierung, zählen Sie die Zellen ein weiteres und resuspendieren in einer Dichte von 500,000 Zellen / ml in R10 Vollmedium (88% RPMI, 10% FBS, 1% HEPES, 1% Natriumpyruvat) mit IL-2 (100 U / ml) ergänzt. Kultur bei 37 ° in einem CO 2 -Inkubator, und ersetzen Medium 2-3 mal wöchentlich. </li></ol> 5. Montage der Glas unterstützt Planar Lipiddoppelschicht <ol><li> Bereiten 100 ml Piranha-Lösung durch Mischen von 30% igem Wasserstoffperoxid mit Schwefelsäure in einem Verhältnis von 1: 3 in ein Becherglas. HINWEIS: Führen Sie immer die Arbeit mit schädlichen Substanzen wie Schwefelsäure in einem einwandfrei bezeichnet Abzug durchführen. </li><li> In diese Lösung tauchen zwei rechteckigen # 1.5 Deckgläser in Piranha-Lösung für 20-30 min. HINWEIS: Es ist wichtig, die Deckgläser mit Piranha-Lösung zu reinigen. </li><li> Während die Deckgläser werden gereinigt, nehmen Sie 1 Tube vorbereiteten 400 uM DOPC Lipide und 1 Tube vorbereitete 80 uM Biotin-PE Lipiden. Transportieren sie auf Eis, um die Argontank. </li><li> Verdrängen Sauerstoff in ein neues Mikroröhre mit Argon,dann addieren Sie die DOPC und Biotin-PE in einem Verhältnis 1: 1. Das spezifische Volumen wird auf experimentellen Bedürfnisse variieren, sollte aber an jedem mindestens 2 ul sein. Anschließend verdrängt Sauerstoff in der Mischung Rohr wieder mit Argongas, und die einzelnen Glasrohre als auch, vor der Rückkehr der letzteren in den Kühlschrank. </li><li> Nachdem sie die Reinigung beendet haben, gründlich die Deckgläser mit destilliertem Wasser spülen. Stellen Sie die Deckgläser aus an der Luft trocknen für ein paar Minuten. </li><li> Zurückzuziehen 1,5 ul der Liposomenmischung in Schritt 5.4 hergestellten und aliquotiert sie in einem einzigen Tropfen in einem der Fahrspur Kammern des Kammerobjekt. Die Verwendung von 2 Tropfen pro Spur ist typisch, aber nicht notwendig. </li><li> Schnell und effizient platzieren Sie den trockenen Deckglas in den Tröpfchen. Sicherzustellen, dass die Tropfen ausreichend beabstandet, so daß sie nicht zusammenführen müssen, sobald das Deckglas platziert. Darüber hinaus stellen Sie sicher, dass die Tropfen bleibt rund und gut definiert, ohne sie zu berühren die Kanten der Kammerwände. Fest andrückenin zwischen und um jede Spur, um eine wasserdichte Abdichtung zwischen dem Deckglas und Objektträger zu gewährleisten. </li><li> Markieren Sie die Position der Tropfen mit einem Filzstift </li><li> Pass 100 ul wässriger 5% Casein durch die Kammer, um die Doppelschicht zu blockieren. Versuchen Sie, stellen Sie sicher, dass sich keine Luftblasen in der Durchflusskammer. </li><li> Injizieren 100 ul Streptavidin in einer Konzentration von 333 ng / ml in jeder Spur. Inkubieren Sie für 10-15 Minuten bei Raumtemperatur. Danach waschen, indem Sie 3 ml HBS / 1% HSA durch jede Spur, um das überschüssige Streptavidin entfernen. </li><li> Füge 100 &amp; mgr; l von biotinyliertem fluoreszenzmarkierten anti-CD16 wie Alexa Fluor 568 bei der Proteinkonzentration zuvor ermittelten am wirksamsten in Abschnitt 3. Inkubieren im Dunkeln für 20-30 min. Dann wird noch einmal, indem Sie 3 ml HBS / 1% HSA durch jede Spur. </li><li> Ablauf 100 ul D-Biotin in einer Konzentration 25 nM durch die Kammer, um überschüssiges Streptavidin zu binden und damit die Möglichkeit einer nicht-spezifischen Bindung von streptavidin zu den Zellen. </li><li> Graf NK Zellen und Resuspendieren in einer Konzentration von 500.000 / ml in HBS / 1% HSA. </li><li> Während Abzentrifugieren der Zellen, waschen Sie die D-Biotin aus der Kammer mit einem weiteren 3 ml HBS / 1% HSA pro Bahn. </li><li> Prüfen Sie die Beweglichkeit des Liganden auf die SLB durch FRAP (FRAP) auf einer Totalreflexions-Fluoreszenz (TIRF) oder konfokalen Mikroskopie vor dem Hinzufügen von NK-Zellen. </li><li> Sobald die Zellen Spinn abgeschlossen und wurden bei der gewünschten Konzentration suspendiert ist, werden 100 &amp; mgr; l zu jeder Bahn. </li><li> Zeigen die Kammer in einem 37 ° mit 5% CO 2 -Inkubator für 30-60 min. </li><li> Nach dieser Inkubationszeit fixieren die Zellen mit 4% Paraformaldehyd bei Raumtemperatur für 10-20 min. Indem 3 ml PBS über jeder Spur, um die Para entfernen waschen. </li><li> Danach fügt man 400 &amp; mgr; l Blockierungspuffer (5% normalem Eselserum und 0,2% Tritron X-100 in PBS). Inkubiere bei Raumtemperatur für 30 min. </li><li> Stain F-Actin und Perforin des Anbietersding 200 ul verdünnt fluoreszenzmarkierten Phalloidin (1 Einheit / ml markiertem Phalloidin) und fluoreszenzmarkierten anti-Perforin mAb (500 ng / ml anti-Perforin mAb). Inkubiere bei Raumtemperatur für 1 Std. </li><li> Indem 3 ml PBS waschen. Die Kammer ist für die Bildgebung. </li></ol> 6. Imaging der NK Synapse auf Lipiddoppelschicht mit STED <ol><li> Schalten Sie alle erforderlichen Hardware-Module. </li><li> Starten Sie die Bildanalyse-Software. Aktivieren Sie beide Resonanz Scannen und STED-Module. Nachdem Sie diese Auswahl, warten Sie etwa 3-5 Minuten für die Software zu starten. </li><li> Klicken Sie auf das Register &quot;Konfiguration&quot; am oberen Rand des Bildschirms. </li><li> Wählen Sie &quot;Laser Config&quot; dann auf dem weißen Licht und STED 592 nm Laser einzuschalten. </li><li> Wählen Sie das 100x-Objektiv, und richten Sie die Anregung Laserstrahls mit dem 592 nm Laser Erschöpfung. </li><li> Wählen Sie den &quot;Laser Config&quot; Modul, schalten Sie die 592 ErschöpfungLaser, und wiederum auf dem 660 nm Laser Erschöpfung. </li><li> Stellen Sie den Schieber auf der Bühne, über die Linse. Bringen Sie die auf der Doppelschicht abgegrenzten Region gebunden in den Fokus Zellen unter Verwendung des Weißlichtlampe und die Okulare. </li><li> Zurück zur Registerkarte &quot;Erwerb&quot;, direkt an der rechten Seite der Registerkarte &quot;Konfiguration&quot;. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Wechseln Sie in den Whitelight&quot;, und schalten Sie das Modul an und ziehen Sie die Anregungslaserlinie auf die entsprechende Wellenlänge. </li><li> Wählen Sie den gewünschten Detektor aus der Liste der verfügbaren, dann setzen Sie den Erfassungsbereich, um den entsprechenden Wellenlängenbereich umfassen. HINWEIS: NIEMALS den Erfassungsbereich direkt unterhalb der Anregungsstrahl. </li><li> Klicken Sie auf die Schaltfläche &quot;Seqential&quot; in der linken &quot;Acquire&quot; Symbolleiste, um das sequentielle Scannen Dialog in der Unterseite der Werkzeugleiste links bringen. Dies ermöglicht es dem Benutzer, mehrere Sequenzen hinzuzufügen, die jeweilsmit einer anderen Anregungsstrahl für eine andere Farbe. Klicken Sie auf &quot;Between Frames&quot;, und stellen Sie die Frequenz, den Detektor und Erfassungsbereich für jede weitere Farbe wie in den Schritten 6.9 und 6.10. </li><li> Sind alle Einstellungen optimiert werden, klicken Sie auf &quot;Start&quot;, um die Übernahme zu beginnen. </li><li> Übernehmen Sie die freie Entfaltung Software (Huygens) mit einem Rahmen für STED Entfaltung entwickelt, wie zuvor 13 beschrieben. </li></ol>

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O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+adaptor+protein+Crk+controls+activation+and+inhibition+of+natural+killer+cells.">The adaptor protein Crk controls activation and inhibition of natural killer cells.</a> Immunity. 36 (4), 600-611 (2012).</li><li>Wu, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antibody+conjugated+supported+lipid+bilayer+for+capturing+and+purification+of+viable+tumor+cells+in+blood+for+subsequent+cell+culture.">Antibody conjugated supported lipid bilayer for capturing and purification of viable tumor cells in blood for subsequent cell culture.</a> Biomaterials. 34 (21), 5191-5199 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Das Neue an der vorliegenden Studie ist, dass es verbindet die SLB-Technik mit STED auf NK-Zellen Synapsen zu untersuchen. Frühere Studien haben die Lipiddoppelschicht mit TIRF abgebildet, um T-Zell-Synapsenbildung 8 und Signalmolekül Handels auf der Plasmamembran 6 studieren. Andere haben STED Bildgebung von NK-Zellen Synapsen beschrieben mit Antikörper-beschichteten Glasobjektträger 13,14. Die hier weiter beschrieben Hybridmethode baut auf diesen Bemühungen durch Abbildung der NK-Zelle Synapse mit der verbesserten Übersichtlichkeit durch höchstauflösende Bildgebung an der Lipid-Doppelschicht Oberfläche geboten, die bessere Modelle der dynamischen Oberfläche einer APC. Obwohl SLBs sind künstliche Membranen fehlt der Zytoskelett, Lipid Rafts und andere Liganden, dass die tatsächlichen Zielzellen oder APCs besitzen, kann diese Technik wichtige Funktionen wie die Mobilität und Orientierung von Liganden zu rekapitulieren. Dies ermöglicht es dem SLB-System als reduktionistische Ansatz in Sezieren t dienener Beitrag einzelner Rezeptoren und Liganden, um die Bildung des IS und an der Dynamik der IS. Das wichtigste Merkmal der SLBs ist, dass die Forscher diese Technik mit hochauflösenden bildgebenden Methoden, wie die konfokale und TIRF-Mikroskopie zu kombinieren. Die Einführung der STED-Mikroskopie noch weiter erhöht diesen Vorteil und bietet beispiellose Einblicke in die IS-Forschung und ihrer klinischen Anwendungen. Eine mögliche Kritik an diesem System ist, dass der SLB nicht adäquat die komplexe Oberfläche einer APC zu imitieren, wodurch zu einem potenziell nicht-physiologischen anatomische Merkmale in den resultierenden Synapsen. Während es wahr ist, dass die begrenzte Repertoire von Oberflächenmolekülen auf der SLB nicht vollständig die heterogen besiedelte Oberfläche einer APC rekapitulieren kann diese Grenze auch von Vorteil sein, da er die Forscher, den Einfluss der einzelnen Rezeptor und Liganden-Wechselwirkungen auf Synapsenbildung zu bestimmen . Thier sind einige wichtige Schritte im Prozess. Zu den kritischsten ist, dass die Oxidation der Liposomen durch die ständig mit Argon auf den Sauerstoff in der Röhre und Lösung zu verdrängen, wie in den Schritten 1.10, 2.6 und 2.11, verhindert werden. Die Oxidation der Lipide in Lipid verringerte Mobilität führen, und verhindert so die Möglichkeit von Oberflächenproteinen, sich frei zu bewegen und sich an synaptischen Strukturierung. Ebenso ist es auch entscheidend, alle Chloroform in dem Liposom durch Lyophilisierung (Schritt 1.2) zu entfernen. Bei der Bestimmung der Proteindichte in der Lipiddoppelschicht, ist es wichtig, zuerst Dispergieren der Siliziumkörner in eine homogene Suspension frei von Clustern. Falls erforderlich, kann die Beschallung Kügelchen aufgebracht werden. In der Montage der SLB, die frühen Schritte (5,1 bis 5,8), wobei die Deckgläser gereinigt werden, die Tropfen platziert und Deckglas befestigt sind von entscheidender Bedeutung. Ein Fehler in einer dieser Punkte kann erfordern Versuchsbeginn über (ab Anfang Abschnitt 5). Aus diesem Grund ist esgute Praxis, mehr Deckgläser reinigen als benötigt werden, um Zeit im Falle einer Panne zu sparen. Non-Clustering ist die häufigste Problem bei der Arbeit mit diesem System. Falls bei der Visualisierung der Zellen, die in dem letzten Schritt, schlägt man keine Fluoreszenz Synapsen finden, gibt es nur wenige Schritte, die ergriffen werden können. Ein weiterer Fleck für die kognate Zelloberflächenrezeptor kann an der Kammer hinzugefügt, um sicherzustellen, daß die Zelle nicht eine Synapse mit der Doppelschicht gebildet werden, während die Zellen können nicht-spezifisch an das Deckglas oder Bilayer Oberfläche haften, synaptisch-beteiligt Oberflächenproteine ​​sollten erscheinen als unterschiedliche Cluster in der Ebene der Zelle-Doppelschicht-Schnittstelle, während unengaged Oberflächenproteine ​​als diffuse Färbung um den Rand der Zelle erscheinen. Sollte diese Methode nicht, sollte man ihren Zellen über Durchflusszytometrie überprüfen, um sicherzustellen, dass die jeweilige Markierung muss schon zum Studium ist in ausreichender Fülle auf der Zelloberfläche exprimiert. Bestimmte Oberflächen proteIns sind dafür bekannt, über langfristige In-vivo-Kultur herunterreguliert. Während dieses Protokolls Details speziell wie NK-Zellen Synapsenbildung sichtbar zu machen, kann der SLB-System zur Synapsenbildung in jeder erdenklichen Immunozyt einfach durch Substitution der primären Liganden in Schritt 5.11 studieren. Mehrere Liganden können auch gleichzeitig zugegeben werden. Man braucht auch nicht mit einem Streptavidin-Biotin-System zum Kleben der Oberflächenproteine ​​innerhalb der Doppelschicht. Nickel-NTA: Histidin Wechselwirkungen sind auch sinnvoll ist. Aufgrund der hohen Festigkeit und Spezifität des Streptavidin jedoch: Biotin-Wechselwirkung, zieht unserem Labor dieses System. Man kann auch variiert die Konzentration der Zellen auf die Doppelschicht aus der vorbestimmten Dichte in Schritt 5.13 aufgenommen sowie die Dauer des anschließenden Inkubationsperiode um Synapsen in verschiedenen Stadien der Reifung zu beobachten. Dies kann sogar lebende geführt werden, obwohl dies natürlich schließt die Möglichkeit der Visualisierung intrazellulärem structures (soweit sie nicht bereits mit einem kondensierten Fluoreszenzmarkierung markiert, unserem Labor verwendet ein paar solcher veränderter Zelllinien). Aufgrund des hohen Individualisierungsgrad möglich in diesem Protokoll, kann man die Grund SLB Technik zu verwenden, zusammen mit STED-Bildgebung, um eine unglaublich breite Palette von Fragen in den Bereichen Immunologie, Zellbiologie und Biochemie anzugehen, einschließlich der wichtigsten Lipiddynamik 15, Synapsenbildung 16, intrazelluläre Signal 17 und Metastasierung von Tumorzellen 18.

Die immunologischen Synapse (IS) liegt an einem kritischen Punkt für die Zell-Aktivierung und Funktion 1. Es ist das primäre Mittel, durch das die Antigenpräsentation und die zellvermittelte Immunität werden ausgeführt. Die früheste mikroskopische Untersuchungen der Synapsenbildung verwendete eine Zell-Zell-Konjugat System 2. Die Hauptbeschränkung bei diesem Ansatz ist, dass die meisten der Konjugate wird &#39;im Profil &quot;angesehen werden, wie es, die Sicht nicht beeinträchtigt der synaptischen Struktur selbst des Beobachters. Im Jahr 1999 richtete die Dustin Labor diese Einschränkung durch die Nutzung der Glas-gestützten Lipiddoppelschicht (SLB) Technik 3, die zuvor von der McConnel Labor 4,5 Pionier war. Dieser Ansatz von Antigen-präsentierenden Zellen (APCs) für eine Glas unterstützt planaren Lipid-Oberfläche, in die Proteine ​​könnten angeschlossen werden und bewegen sich frei in zwei Dimensionen angeordnet sind. Mit dieser Methode wurden Dustin und Kollegen in der Lage, direkt in die t-Peer-er Synapsen mit hochauflösenden Fluoreszenzmikroskopie, und zum ersten Mal erhalten eine &quot;face-to-face&quot; Blick auf die Struktur des IS. Mit der Verwendung von SLB-System hat das Detail, mit dem das IS visualisiert werden kann nur durch die Beschränkungen der gegenwärtigen Abbildungstechniken 6-8 beschränkt. Mit Standard-Beleuchtungstechniken, die minimale Auflösung (dh Mindestabstand zwischen zwei verschiedenen Objekten, wobei sie unterschieden werden können) wurde &lt;200 nm auf der Basis der Rayleigh-Kriterium 9. Diese Begrenzung verhindert die Bildgebung von sehr feinen, im molekularen Maßstab Strukturen, aus denen die Synapse, und bis zur Entwicklung der Superauflösungsabbildungstechniken 10-12, Visualisierung dieser Strukturen Abbildungs ​​fixierter Zellen mittels Elektronenmikroskopie beschränkt. Mit der jüngsten Einführung von einer Vielzahl von Superauflösung Techniken wie SIM (strukturierte Beleuchtung Mikroskopie), PALM (photoaktivierte Lokalisationsmikroskopie), STORM (stochastischen optischen Rekonstruktion Mikroskopie) und STED 10-12, sind jetzt Forscher in der Lage, diese synaptischen Strukturen in bisher unerreichter Genauigkeit, die wiederum zur Verfügung gestellt eine zunehmend geklärt Verständnis der IS zu studieren. Die Vorteile der STED-Mikroskopie haben vor 13 beschrieben. Hier beschreiben wir höchstauflösende Bildgebung mit der STED-Mikroskopie mit der neu entwickelten 660 nm Abbau Laser. Im Vergleich zu dem herkömmlichen 592 nm Verarmungs Lasers von 660 nm Laser ermöglicht eine breitere Auswahl von fluoreszierenden Farbstoffen (siehe http://nanobiophotonics.mpibpc.mpg.de/old/dyes/), insbesondere dieser roten Fluorophoren. Andere Veröffentlichungen haben die STED-Bildgebung von NK-Zellen Synapsen auf Antikörper-beschichteten Glasobjektträger 13,14 beschrieben. Hier wird der SLB-System mit Superauflösung der STED-Mikroskopie kombiniert, um die NK-Zellsynapse studieren. Diese Technik hat den Vorteil gegenüber Antikörper-beschichteten Objektträger des Seins ein Flüssig-Mosaik, in der die eingebetteten Oberflächenproteine ​​können frei in einem flachen zweidimensionalen Fläche (xy-Ebene) zu bewegen. Dies ahmt getreuer die organische und mobile Oberfläche einer Zielzelle und damit besser rekapituliert die Bildung einer physiologisch relevanten Immunsynapse. Ziel dieses Protokolls ist es, die Endbenutzer mit einer detaillierten Beschreibung, wie Bild der immunologischen Synapse von NK-Zellen durch die Kombination der SLB-System und höchstauflösenden STED-Mikroskopie bieten. Es wird dem Endbenutzer mit den notwendigen Schritten zur Verfügung: bereiten die Liposomen, konstruieren Doppelschichten protein eingebettet, bestimmen die Proteindichte auf den Lipid-Doppelschichten, und erwerben Super-Resolution-Bildern mit der STED-Mikroskopie. Diese Techniken sind nicht auf das Gebiet der Immunologie beschränkt und kann allgemein in einer Vielzahl von Disziplinen verwendet werden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1330">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:256px;">Company</td>
			<td style="width:316px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:475px;">Purpose</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:283px;">18:1 (&#916;9-Cis) PC (DOPC) 
			1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine</td>
			<td style="width:256px;">Avanti&#160;</td>
			<td style="width:316px;">850375C</td>
			<td>Liposome preparation</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:283px;">18:1 Biotinyl Cap PE 
			1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-(cap biotinyl) (sodium salt)</td>
			<td style="width:256px;">Avanti&#160;</td>
			<td style="width:316px;">870273C&#160;</td>
			<td>Liposome preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Argon gas, compressed</td>
			<td style="width:256px;">Airgas&#160;</td>
			<td style="width:316px;">UN1006</td>
			<td>Liposome preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">A lyophilizer</td>
			<td style="width:256px;">Labconco&#160;</td>
			<td style="width:316px;">Freezone 7740020</td>
			<td>Liposome preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Lyophilizer tubes</td>
			<td style="width:256px;">Labconco&#160;</td>
			<td style="width:316px;">7540200</td>
			<td>Liposome preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Chromatography Columns</td>
			<td style="width:256px;">Santa Cruz</td>
			<td style="width:316px;">sc-205558</td>
			<td>Liposome preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">1 M Tris pH 8.0</td>
			<td style="width:256px;">Ambion&#160;</td>
			<td style="width:316px;">AM9856</td>
			<td>Liposome preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">5 M NaCl</td>
			<td style="width:256px;">Ambion&#160;</td>
			<td style="width:316px;">AM9759</td>
			<td>Liposome preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Octyl-&#946;-D-glucopyranoside</td>
			<td style="width:256px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td style="width:316px;">O1008</td>
			<td>Liposome preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Dialysis tubing</td>
			<td style="width:256px;"><a href="http://www.spectrumlabs.com/generic/tms.html?LiFrom=%2Fdialysis%2FRCtubing.html;FrName=Spectra%2FPor+RC+Tubing;rtm=Kit;#KIT">Spectrum Labs&#160;</a></td>
			<td style="width:316px;">132676</td>
			<td>Liposome preparation</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:283px;">96-well V-bottom polystyrene plate (untreated)</td>
			<td style="width:256px;">Corning</td>
			<td style="width:316px;">3896</td>
			<td>antibody density determination</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Non-functionalized silica beads</td>
			<td style="width:256px;">Bangs Laboratories&#160;</td>
			<td style="width:316px;">SS06N</td>
			<td>antibody density determination</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">FACS tubes</td>
			<td style="width:256px;">Fisher Scientific&#160;</td>
			<td style="width:316px;">14-959-2A&#160;</td>
			<td>antibody density determination</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">QuantumTM MESF beads</td>
			<td style="width:256px;">Bangs Laboratories</td>
			<td style="width:316px;">Variable</td>
			<td>antibody density determination</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Casein&#160;</td>
			<td style="width:256px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td style="width:316px;">C0875</td>
			<td>Lipid bilayer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">HEPES buffered saline + 1% HSA</td>
			<td style="width:256px;">Homemade</td>
			<td style="width:316px;"></td>
			<td>Lipid bilayer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Streptavidin&#160;</td>
			<td style="width:256px;">Life technologies&#160;</td>
			<td style="width:316px;">434301</td>
			<td>Lipid bilayer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:283px;">Fluorescently-labeled biotinylated protein&#160;</td>
			<td style="width:256px;">Homemade</td>
			<td style="width:316px;"></td>
			<td>Lipid bilayer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">ibidi Sticky-Slide VI 0.4</td>
			<td style="width:256px;">ibidi&#160;</td>
			<td style="width:316px;">80608</td>
			<td>Lipid bilayer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">25x75 mm glass coverslip</td>
			<td style="width:256px;">ibidi&#160;</td>
			<td style="width:316px;">10812</td>
			<td>Lipid bilayer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Hydrogen peroxide (30%)</td>
			<td style="width:256px;">Fisher Scientic&#160;</td>
			<td style="width:316px;">BP2633</td>
			<td>Lipid bilayer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Sulfuric acid</td>
			<td style="width:256px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td style="width:316px;">258105</td>
			<td>Lipid bilayer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">D-Biotin</td>
			<td style="width:256px;">Invitrogen&#160;</td>
			<td style="width:316px;">B20656</td>
			<td>Lipid bilayer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Lens paper</td>
			<td style="width:256px;">VWR&#160;</td>
			<td style="width:316px;">54826-001</td>
			<td>For imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Type F Immersion Oil</td>
			<td style="width:256px;">Leica&#160;</td>
			<td style="width:316px;">11 513 859</td>
			<td>For imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">A Leica TCS STED microscope</td>
			<td style="width:256px;">Leica</td>
			<td style="width:316px;"></td>
			<td>For imaging</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

super-resolution imaging of the natural killer cell immunological synapse on a glass-supported planar lipid bilayer

The glass-supported planar lipid bilayer system has been utilized in a variety of disciplines. One of the most useful applications of this technique has been in the study of immunological synapse formation, due to the ability of the glass-supported planar lipid bilayers to mimic the surface of a target cell while forming a horizontal interface. The recent advances in super-resolution imaging have further allowed scientists to better view the fine details of synapse structure. In this study, one of these advanced techniques, stimulated emission depletion (STED), is utilized to study the structure of natural killer (NK) cell synapses on the supported lipid bilayer. Provided herein is an easy-to-follow protocol detailing: how to prepare raw synthetic phospholipids for use in synthesizing glass-supported bilayers; how to determine how densely protein of a given concentration occupies the bilayer's attachment sites; how to construct a supported lipid bilayer containing antibodies against NK cell activating receptor CD16; and finally, how to image human NK cells on this bilayer using STED super-resolution microscopy, with a focus on distribution of perforin positive lytic granules and filamentous actin at NK synapses. Thus, combining the glass-supported planar lipid bilayer system with STED technique, we demonstrate the feasibility and application of this combined technique, as well as intracellular structures at NK immunological synapse with super-resolution.

Abbildung 1 zeigt das Ergebnis der Antikörper-Dichte auf der Lipiddoppelschicht. Das Prinzip besteht darin, Standardperlen verwenden, um die Standardkurve der MESF gegen MFI über Durchflusszytometrie (A) zu machen. Der MFI der Probenserie wurde mit der Standardkurve in MESF umgewandelt. Die Antikörperdichte auf die Lipiddoppelschicht wird linear mit der Antikörperkonzentration (B) korreliert. 2 zeigen die Dreifach-Farb STED Bild NK Synapse auf Glas-Stütz planaren Lipiddoppelschicht. Anti-CD16-Antikörper auf die Lipiddoppelschicht ansammelt Ansteuerung F-Aktin-Bildung und die Polarisation und das Eindringen von Perforin durch die F-Actin mesh auf der fokalen Gruppe von immunologischen Synapse in NK-Zellen. Mit diesem kombinierten Ansatz kann man sauber beachten Sie die Mikrocluster von fluoreszenz innerhalb der SLB, die direkt spiegelt die Clusterbildung von CD16 auf den NK-Zell-markierten Anti-CD16. Im Vergleich zu dem herkömmlichen konfokalen Bild der Struktur der CD16 Central Cluster wird leichter in dem STED-Bild aufgrund der abgereicherten Umgebungsfluoreszenz unterschieden. Weiterhin wird die Ultrastruktur der Aktin mit deutlich verbesserter Auflösung gesehen. In Übereinstimmung mit früheren Beobachtungen 16,17 werden die Perforin-positiven lytischen Granula gesehen über Bereiche mit niedriger F-Actin Dichte in der STED-Bild, ein entscheidendes Detail, das vor allem in der konfokalen Bild verloren positioniert ist. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52502/52502fig1highres.jpg" /> Abbildung 1. Die Dichte der 3G8-Antikörper auf die Lipiddoppelschicht. (A) lineare Korrelation zwischen MESF und MFI für Standard-Serie. (B) lineare Korrelation zwischen Proteindichte und Konzentration für Testprotein-Verdünnungsreihe, die die Anzahl von fluoreszenzmarkierten Protein Monomeren pro Flächeneinheit als Funktion der zunehmenden Konzentration an lipidbeschichteten silica Perlen. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/52502/52502fig2highres.jpg" /> Abbildung 2. STED Bildgebung von NK Synapse auf planaren Lipiddoppelschicht. Primäre NK-Zellen wurden auf den SLB biotinylierte fluoreszenzmarkierten anti-CD16 (rot) stimuliert, fixiert, permeabilisiert, und anschließend mit Phalloidin (blau) und Anti-F-Aktin-gefärbten (grün). Eine einzelne Zelle wurde zunächst unter der normalen konfokalen Einstellung abgebildet wird, und dann wird die STED-Einstellung. Die konfokale und STED-Bilder wurden mit Huygens Software entfaltet. Maßstabsbalken, 1 um. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52502/52502fig2large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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Super-resolution Imaging of the Natural Killer Cell Immunological Synapse on a Glass-supported Planar Lipid Bilayer

We describe here a combination of the glass-supported lipid bilayer technique of forming immunological synapses with the super-resolution imaging technique of stimulated emission depletion (STED) microscopy. The goal of this protocol is to provide users with the instructions necessary to successfully carry out these two techniques.

Super-Resolution Imaging der natürlichen Killerzell Immunologische Synapse auf einem Glas-gestützten Planar Lipiddoppelschicht

The glass-supported planar lipid bilayer system has been utilized in a variety of disciplines. One of the most useful applications of this technique has ...

super-resolution-imaging-natural-killer-cell-immunological-synapse-on

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

12.2K Aufrufe.  Texas Children's Hospital. We describe here a combination of the glass-supported lipid bilayer technique of forming immunological synapses with the super-resolution imaging technique of stimulated emission depletion (STED) microscopy. The goal of this protocol is to provide users with the instructions necessary to successfully carry out these two techniques.

Serie: Super-resolution Imaging of the Natural Killer Cell Immunological Synapse on a Glass-supported Planar Lipid Bilayer

Facilitating the Analysis of Immunological Data with Visual Analytic Techniques

Visual analytics (VA) has emerged as a new way to analyze large dataset through interactive visual display. We demonstrated the utility and the flexibility of a VA approach in the analysis of biological datasets. Examples of these datasets in immunology include flow cytometry, Luminex data, and genotyping (e.g., single nucleotide polymorphism) data. Contrary to the traditional information visualization approach, VA restores the analysis power in the hands of analyst by allowing the analyst to engage in real-time data exploration process. We selected the VA software called Tableau after evaluating several VA tools. Two types of analysis tasks analysis within and between datasets were demonstrated in the video presentation using an approach called paired analysis. Paired analysis, as defined in VA, is an analysis approach in which a VA tool expert works side-by-side with a domain expert during the analysis. The domain expert is the one who understands the significance of the data, and asks the questions that the collected data might address. The tool expert then creates visualizations to help find patterns in the data that might answer these questions. The short lag-time between the hypothesis generation and the rapid visual display of the data is the main advantage of a VA approach.

Visual analytics (VA) is a new approach of analyzing data interactively. In this video, we discuss the data overload problem brought on by high-throughput biological experiments, and propose VA as a solution to such problem. The video demonstrates analysis within and between immunological datasets using a VA tool called Tableau.

Erleichterung der Analyse der immunologischen Daten mit Visual analytischen Techniken

Visual analytics (VA) has emerged as a new way to analyze large dataset through interactive visual display. We demonstrated the utility and the ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Preparation and Use of HIV-1 Infected Primary CD4+ T-Cells as Target Cells in Natural Killer Cell Cytotoxic Assays

Natural killer (NK) cells are a vital component of the innate immune response to virus-infected cells. It is important to understand the ability of NK cells to recognize and lyse HIV-1 infected cells because identifying any aberrancy in NK cell function against HIV-infected cells could potentially lead to therapies that would enhance their cytolytic activity. There is a need to use HIV-infected primary T-cell blasts as target cells rather then infected-T-cell lines in the cytotoxicity assays. T-cell lines, even without infection, are quite susceptible to NK cell lysis. Furthermore, it is necessary to use autologous primary cells to prevent major histocompatibility complex class I mismatches between the target and effector cell that will result in lysis. Early studies evaluating NK cell cytolytic responses to primary HIV-infected cells failed to show significant killing of the infected cells 1,2. However, using HIV-1 infected primary T-cells as target cells in NK cell functional assays has been difficult due the presence of contaminating uninfected cells 3. This inconsistent infected cell to uninfected cell ratio will result in variation in NK cell killing between samples that may not be due to variability in donor NK cell function. Thus, it would be beneficial to work with a purified infected cell population in order to standardize the effector to target cell ratios between experiments 3,4. Here we demonstrate the isolation of a highly purified population of HIV-1 infected cells by taking advantage of HIV-1's ability to down-modulate CD4 on infected cells and the availability of commercial kits to remove dead or dying cells 3-6. The purified infected primary T-cell blasts can then be used as targets in either a degranulation or cytotoxic assay with purified NK cells as the effector population 5-7. Use of NK cells as effectors in a degranulation assay evaluates the ability of an NK cell to release the lytic contents of specialized lysosomes 8 called "cytolytic granules". By staining with a fluorochrome conjugated antibody against CD107a, a lysosomal membrane protein that becomes expressed on the NK cell surface when the cytolytic granules fuse to the plasma membrane, we can determine what percentage of NK cells degranulate in response to target cell recognition. Alternatively, NK cell lytic activity can be evaluated in a cytotoxic assay that allows for the determination of the percentage of target cells lysed by release of 51Cr from within the target cell in the presence of NK cells.

Cytotoxicity assays to measure natural killer cell lytic responses to HIV-infected cells is limited by the purity of the target cells. We demonstrate here the isolation of a highly purified population of HIV-1 infected primary T-cell blasts by taking advantage of HIV-1 s ability to down-modulate CD4.

Herstellung und Verwendung von HIV-1 infizierten primären CD4 + T-Zellen als Zielzellen in der natürlichen Killerzellen Zytotoxische Assays

 Natural killer (NK) cells are a vital component of the innate immune response to virus-infected cells. It is important to understand the ability of NK ...

Imaging of HIV-1 Envelope-induced Virological Synapse and Signaling on Synthetic Lipid Bilayers

Human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1) infection occurs most efficiently via cell to cell transmission2,10,11. This cell to cell transfer between CD4+ T cells involves the formation of a virological synapse (VS), which is an F-actin-dependent cell-cell junction formed upon the engagement of HIV-1 envelope gp120 on the infected cell with CD4 and the chemokine receptor (CKR) CCR5 or CXCR4 on the target cell 8. In addition to gp120 and its receptors, other membrane proteins, particularly the adhesion molecule LFA-1 and its ligands, the ICAM family, play a major role in VS formation and virus transmission as they are present on the surface of virus-infected donor cells and target cells, as well as on the envelope of HIV-1 virions1,4,5,6,7,13. VS formation is also accompanied by intracellular signaling events that are transduced as a result of gp120-engagement of its receptors. Indeed, we have recently showed that CD4+ T cell interaction with gp120 induces recruitment and phosphorylation of signaling molecules associated with the TCR signalosome including Lck, CD3&zeta;, ZAP70, LAT, SLP-76, Itk, and PLC&gamma;15.
In this article, we present a method to visualize supramolecular arrangement and membrane-proximal signaling events taking place during VS formation. We take advantage of the glass-supported planar bi-layer system as a reductionist model to represent the surface of HIV-infected cells bearing the viral envelope gp120 and the cellular adhesion molecule ICAM-1. The protocol describes general procedures for monitoring HIV-1 gp120-induced VS assembly and signal activation events that include i) bi-layer preparation and assembly in a flow cell, ii) injection of cells and immunofluorescence staining to detect intracellular signaling molecules on cells interacting with HIV-1 gp120 and ICAM-1 on bi-layers, iii) image acquisition by TIRF microscopy, and iv) data analysis. This system generates high-resolution images of VS interface beyond that achieved with the conventional cell-cell system as it allows detection of distinct clusters of individual molecular components of VS along with specific signaling molecules recruited to these sub-domains.

This article describes a method to visualize formation of an HIV-1 envelope-induced virological synapse on glass supported planar bilayers by total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy. The method can also be combined with immunofluorescence staining to detect activation and redistribution of signaling molecules that occur during HIV-1 envelope-induced virological synapse formation.

Imaging von HIV-1 Envelope-induzierte virologische Synapse und Signalisierung auf Synthetic Lipiddoppelschichten

Human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1) infection occurs most efficiently via cell to cell transmission2,10,11. This cell to cell transfer between ...

Artificial Antigen Presenting Cell (aAPC) Mediated Activation and Expansion of Natural Killer T Cells

Natural killer T (NKT) cells are a unique subset of T cells that display markers characteristic of both natural killer (NK) cells and T cells1. Unlike classical T cells, NKT cells recognize lipid antigen in the context of CD1 molecules2. NKT cells express an invariant TCR&alpha; chain rearrangement: V&alpha;14J&alpha;18 in mice and V&alpha;24J&alpha;18 in humans, which is associated with V&beta; chains of limited diversity3-6, and are referred to as canonical or invariant NKT (iNKT) cells. Similar to conventional T cells, NKT cells develop from CD4-CD8- thymic precursor T cells following the appropriate signaling by CD1d 7. The potential to utilize NKT cells for therapeutic purposes has significantly increased with the ability to stimulate and expand human NKT cells with &alpha;-Galactosylceramide (&alpha;-GalCer) and a variety of cytokines8. Importantly, these cells retained their original phenotype, secreted cytokines, and displayed cytotoxic function against tumor cell lines. Thus, ex vivo expanded NKT cells remain functional and can be used for adoptive immunotherapy. However, NKT cell based-immunotherapy has been limited by the use of autologous antigen presenting cells and the quantity and quality of these stimulator cells can vary substantially. Monocyte-derived DC from cancer patients have been reported to express reduced levels of costimulatory molecules and produce less inflammatory cytokines9,10. In fact, murine DC rather than autologous APC have been used to test the function of NKT cells from CML patients11. However, this system can only be used for in vitro testing since NKT cells cannot be expanded by murine DC and then used for adoptive immunotherapy. Thus, a standardized system that relies on artificial Antigen Presenting Cells (aAPC) could produce the stimulating effects of DC without the pitfalls of allo- or xenogeneic cells12, 13. Herein, we describe a method for generating CD1d-based aAPC. Since the engagement of the T cell receptor (TCR) by CD1d-antigen complexes is a fundamental requirement of NKT cell activation, antigen: CD1d-Ig complexes provide a reliable method to isolate, activate, and expand effector NKT cell populations.

Artificial Antigen Presenting Cell aAPC Mediated Activation and Expansion of Natural Killer T Cells

Here we describe a method for activating and expanding human NKT cells from bulk T cell populations using artificial antigen presenting cells (aAPC). The use of CD1d-based aAPC provides a standardized method for generating high numbers of functional NKT cells.

Künstliche Antigen-präsentierenden Zelle (AAPC) vermittelte Aktivierung und Expansion der Natural Killer-T-Zellen

Natural killer T (NKT) cells are a unique subset of T cells that display markers characteristic of both natural killer (NK) cells and T cells1. Unlike ...

Visualization of the Immunological Synapse by Dual Color Time-gated Stimulated Emission Depletion (STED) Nanoscopy

Natural killer cells form tightly regulated, finely tuned immunological synapses (IS) in order to lyse virally infected or tumorigenic cells. Dynamic actin reorganization is critical to the function of NK cells and the formation of the IS. Imaging of F-actin at the synapse has traditionally utilized confocal microscopy, however the diffraction limit of light restricts resolution of fluorescence microscopy, including confocal, to approximately 200 nm. Recent advances in imaging technology have enabled the development of subdiffraction limited super-resolution imaging. In order to visualize F-actin architecture at the IS we recapitulate the NK cell cytotoxic synapse by adhering NK cells to activating receptor on glass. We then image proteins of interest using two-color stimulated emission depletion microscopy (STED). This results in &#60;80 nm resolution at the synapse. Herein we describe the steps of sample preparation and the acquisition of images using dual color STED nanoscopy to visualize F-actin at the NK IS. We also illustrate optimization of sample acquisition using Leica SP8 software and time-gated STED. Finally, we utilize Huygens software for post-processing deconvolution of images.

Visualization of the Immunological Synapse by Dual Color Time-gated Stimulated Emission Depletion STED Nanoscopy

Here we illustrate the protocol for imaging by two-color STED nanoscopy the cytotoxic immune synapse of NK cells recapitulated on glass. Using this method we obtain sub-100 nm resolution of synapse proteins and the cytoskeleton.

Visualisierung der immunologischen Synapse von Dual Color Zeitgesteuerte Stimulated Emission Depletion (STED) Nanoskopie

Natural killer cells form tightly regulated, finely tuned immunological synapses (IS) in order to lyse virally infected or tumorigenic cells. Dynamic ...

An Endothelial Planar Cell Model for Imaging Immunological Synapse Dynamics

Adaptive immunity is regulated by dynamic interactions between T cells and antigen presenting cells (&#39;APCs&#39;) referred to as &#39;immunological synapses&#39;. Within these intimate cell-cell interfaces discrete sub-cellular clusters of MHC/Ag-TCR, F-actin, adhesion and signaling molecules form and remodel rapidly. These dynamics are thought to be critical determinants of both the efficiency and quality of the immune responses that develop and therefore of protective versus pathologic immunity. Current understanding of immunological synapses with physiologic APCs is limited by the inadequacy of the obtainable imaging resolution. Though artificial substrate models (e.g., planar lipid bilayers) offer excellent resolution and have been extremely valuable tools, they are inherently non-physiologic and oversimplified. Vascular and lymphatic endothelial cells have emerged as an important peripheral tissue (or stromal) compartment of &#39;semi-professional APCs&#39;. These APCs (which express most of the molecular machinery of professional APCs) have the unique feature of forming virtually planar cell surface and are readily transfectable (e.g., with fluorescent protein reporters). Herein a basic approach to implement endothelial cells as a novel and physiologic &#39;planar cellular APC model&#39; for improved imaging and interrogation of fundamental antigenic signaling processes will be described.

Adaptive immunity is controlled by dynamic 'immunological synapses' formed between T cells and antigen presenting cells. This protocol describes methods for investigating endothelial cells both as understudied physiologic APCs and as a novel type of 'planar cellular APC model'.

Ein Endothelial Planar Zellmodell für Imaging immunologischen Synapse Dynamics

Adaptive immunity is regulated by dynamic interactions between T cells and antigen presenting cells (&#39;APCs&#39;) referred to as &#39;immunological ...

Flow Cytometric Analysis of Natural Killer Cell Lytic Activity in Human Whole Blood

NK cell cytotoxicity is a widely used measure to determine the effect of outside intervention on NK cell function. However, the accuracy and reproducibility of this assay can be considered unstable, either because of user&#39;s errors or because of the sensitivity of NK cells to experimental manipulation. To eliminate these issues, a workflow that reduces them to a minimum was established and is presented here. To illustrate, we obtained blood samples, at various time points, from runners (n = 4) that were submitted to an intense bout of exercise. First, NK cells are simultaneously identified and isolated through CD56 tagging and magnetic-based sorting, directly from whole blood and from as little as one milliliter. The sorted NK cells are removed of any reagent or capping antibodies. They can be counted in order to establish an accurate NK cell count per milliliter of blood. Secondly, the sorted NK cells (effectors cells or E) can be mixed with 3,3&#39;-Diotadecyloxacarbocyanine Perchlorate (DiO) tagged K562 cells (target cells or T) at an assay-optimal 1:5 T:E ratio, and analyzed using an imaging flow-cytometer that allows for the visualization of each event and the elimination of any false positive or false negatives (such as doublets or effector cells). This workflow can be completed in about 4 h, and allows for very stable results even when working with human samples. When available, research teams can test several experimental interventions in human subjects, and compare measurements across several time points without compromising the data&#39;s integrity.

This work describes an advanced workflow for the accurate and fast determination of NK (Natural Killer) cell count and NK cell cytotoxicity in human blood samples.

Durchflusszytometrische Analyse von natürlichen Killerzellen lytische Aktivität in menschlichem Vollblut

NK cell cytotoxicity is a widely used measure to determine the effect of outside intervention on NK cell function. However, the accuracy and ...

Highly Multiplexed, Super-resolution Imaging of T Cells Using madSTORM

Imaging heterogeneous cellular structures using single molecule localization microscopy has been hindered by inadequate localization precision and multiplexing ability. Using fluorescent nano-diamond fiducial markers, we describe the drift correction and alignment procedures required to obtain high precision in single molecule localization microscopy. In addition, a new multiplexing strategy, madSTORM, is described in which multiple molecules are targeted in the same cell using sequential binding and elution of fluorescent antibodies. madSTORM is demonstrated on an activated T cell to visualize the locations of different components within a membrane-bound, multi-protein structure called the T cell receptor microcluster. In addition, application of madSTORM as a general tool for visualization of multi-protein structures is discussed.

We demonstrate a method to image multiple molecules within heterogeneous nano-structures at single molecule accuracy using sequential binding and elution of fluorescently labeled antibodies.

Hochmultiplexed, Super-Auflösung Bildgebung von T-Zellen mit madSTORM

Imaging heterogeneous cellular structures using single molecule localization microscopy has been hindered by inadequate localization precision and ...

A Novel Feeder-free System for Mass Production of Murine Natural Killer Cells In Vitro

Natural killer (NK) cells belong to the innate immune system and are a first-line anti-cancer immune defense; however, they are suppressed in the tumor microenvironment and the underlying mechanism is still largely unknown. The lack of a consistent and reliable source of NK cells limits the research progress of NK cell immunity. Here, we report an in vitro system that can provide high quality and quantity of bone marrow-derived murine NK cells under a feeder-free condition. More importantly, we also demonstrate that siRNA-mediated gene silencing successfully inhibits the E4bp4-dependent NK cell maturation by using this system. Thus, this novel in vitro NK cell differentiating system is a biomaterial solution for immunity research.

A Novel Feeder-free System for Mass Production of Murine Natural Killer Cells In Vitro

Here, we present a protocol to mass-produce gene-silencing murine NK cells by using a feeder-free differentiation system for mechanistic study in vitro and in vivo.

Ein neuartiges Feeder-freie System für die Massenproduktion von murinen Natural Killer Cells In Vitro

Natural killer (NK) cells belong to the innate immune system and are a first-line anti-cancer immune defense; however, they are suppressed in the tumor ...

Photobleaching Enables Super-resolution Imaging of the FtsZ Ring in the Cyanobacterium Prochlorococcus

Super-resolution microscopy has been widely used to study protein interactions and subcellular structures in many organisms. In photosynthetic organisms, however, the lateral resolution of super-resolution imaging is only ~100 nm. The low resolution is mainly due to the high autofluorescence background of photosynthetic cells caused by high-intensity lasers that are required for super-resolution imaging, such as stochastic optical reconstruction microscopy (STORM). Here, we describe a photobleaching-assisted STORM method which was developed recently for imaging the marine picocyanobacterium Prochlorococcus. After photobleaching, the autofluorescence of Prochlorococcus is effectively reduced so that STORM can be performed with a lateral resolution of ~10 nm. Using this method, we acquire the in vivo three-dimensional (3-D) organization of the FtsZ protein and characterize four different FtsZ ring morphologies during the cell cycle of Prochlorococcus. The method we describe here might be adopted for the super-resolution imaging of other photosynthetic organisms.

Photobleaching Enables Super-resolution Imaging of the FtsZ Ring in the Cyanobacterium Prochlorococcus

Here we describe a photobleaching method to reduce the autofluorescence of cyanobacteria. After photobleaching, stochastic optical reconstruction microscopy is used to obtain three-dimensional super-resolution images of the cyanobacterial FtsZ ring.

Immunofluoreszenz ermöglicht Höchstauflösung Bildgebung des FtsZ Ring in Cyanobacterium Prochlorococcus

Super-resolution microscopy has been widely used to study protein interactions and subcellular structures in many organisms. In photosynthetic organisms, ...